Name: Die Tauchdruck der Zellen auf eine modifizierte Oberfläche mit einem Continuous Flow Microspotter (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 29 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie Fibroblasten mit einem Continuous Flow Microspotter auf serumbeschichtete Oberflächen drucken. Diese Methode ermöglicht präzise Zellarrays für verbesserte Arzneimittelscreenings und Zytotoxizitätsanalysen.

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Die Autoren bedanken sich bei Chris Morrow, um technische Unterstützung zu bestätigen. Die Finanzierung wurde durch die NIH SBIR (R43) zu gewähren 1R43GM101859-01 (MPI) GRANT10940803.

1. Zellkultur Vorbereitung <ol><li> Bewahren NIH/3T3 Zelle Aktien in flüssigem Stickstoff bis zur Verwendung. </li><li> Vorbereitung komplette Medien NIH/3T3-Zellen mit Dulbecco modifiziertem Eagle-Medium (DMEM) mit 10% fötalem Rinderserum, 10 mM HEPES-Puffer, 50 Einheiten / ml Penicillin und 50 &amp;mgr; g / ml Streptomycin ergänzt. </li><li> Auftauen Zellen für 2-3 min in einem Schüttelwasserbad bei 37 ° C </li><li> Die Zellen in 5 ml Vollmedium und Zentrifugation bei 1.500 × g für 3 min. </li><li> Entfernen Sie den Zellüberstand, ohne das Zellpellet zu stören. </li><li> Resuspendieren der Zellen in 5 ml Medium und zählen Zellen mit einer Zählkammer. <ol><li> Entfernen Sie 10 ul der Zellsuspension und in ein 0,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> Werden 10 ul Trypanblau zu der Zellsuspension zugegeben und mit der Spitze der Pipette. </li><li> Je 10 ul der gefärbten Zellen in einer Zählkammer Kammer. </li><li> Zählen von Zellen in Hämozytometers bei 10-facherVergrößerung. <ol><li> Zählen Sie die lebenden Zellen (kleine, weiße Kugeln) für 4 der 9 großen Quadraten. Nur zählen die lebenden Zellen, die dunkelblau von der Trypanblau-Färbung nicht angezeigt. </li><li> Berechnen der Anzahl der Zellen pro Quadrat großen, was die Anzahl der Zellen x 10 4 Zellen / ml in der ursprünglichen Zellsuspension. </li><li> Samenzellen in einer Dichte von 1 × 10 5 Zellen / ml mit insgesamt 5 ml in jeden Kolben T25. </li></ol></li><li> Kulturzellen um 70% bis 80% Konfluenz vor Beginn der Experimente. Aktualisieren Medien alle 2-3 Tage oder nach Bedarf. </li></ol></li></ol> 2. Printing Oberflächenvorbereitung <ol><li> Mark ein Rechteck mit Marker auf dem Boden einer Gewebekultur-behandelt Polystyrol (TCTPS) 12-Well-Platte die Größe der Druckkopf (7 mm x 19 mm). </li><li> Je 50 ul fetales Rinderserum in die rechteckige Fläche und breitete sie über den gesamten Bereich mit der Spitze. </li><li> Verlassen Sie die Petrischalein einem sterilen Biosicherheit Kapuze O / N, damit das Serum vor Ort vollständig trocknen. Diese Platten sollten bereit nicht mehr als 2 Tage vor benutzen können. </li></ol> 3. Tauchdruck <ol><li> Spülen Sie den Druckkopf mit destilliertem Wasser. <ol><li> Füllen Sie eine 60 mm Petrischale mit destilliertem Wasser und docken Sie den Druckkopf auf die Oberfläche. </li><li> Fließen destilliertem Wasser durch jede der Leitungen für 2 min bei 150 ul / min unter Verwendung einer Luftpumpe. </li><li> Entsorgen Sie das Wasser aus der Petrischale und füllen Sie es mit sauberem Wasser. </li><li> Bewegen Sie den Druckkopf nach oben und unten im Wasser 3-mal. </li></ol></li><li> Docken Sie den Druckkopf über das Zentrum Serum beschichteten Stelle in der vorbereiteten 12-Well-Platte. </li><li> Minister der Druckkopf mit vorgewärmter komplette Medien-, 300 ul pro Kanal. </li><li> Druck suspendierten Zellen bei einer Konzentration von 50.000 Zellen / ml auf die Oberfläche und 60 &amp;mgr; l / min, 100 &amp;mgr; l pro Kanal. </li><li> Setzen Sie den Druckkopf, links gegen die angedocktFläche und der Verteiler in einem Zellkulturbrutschrank mit 5% CO 2 und 37 ° C für 2 h eingestellt. </li><li> Nach 2 h Inkubation, entfernen Sie den Druckkopf und legen Sie den Deckel auf der Kulturschale. Der Zeitpunkt, zu dem der Druckkopf entfernt wird als der Zeitpunkt 0 Stunden. </li></ol> 4. Standard-Zellkultur <ol><li> 1 ml vorgewärmtes Medium einem Serum-spotted TCTPS 12-Well-Platte in Schritt 2 hergestellt. </li><li> Nehmen Sie 1 ml der restlichen Zellsuspension aus Schritt 2 und Pipette in einer einzigen Vertiefung einer 12-Well-Platte TCTPS. Dies wird eine Kultur, die 50.000 Zellen in der Schale zu produzieren. </li><li> Platzieren der Zellkulturplatte in einem Inkubator bei 37 ° C für 2 Stunden. </li><li> Nach dem 2-stündigen Inkubation beginnen Timing; Konsistenz zwischen gedruckten und Aussaat Proben, wird dies als der Zeitpunkt 0 Stunden. </li></ol> 5. Kultur Visualisierung <ol><li> Nach 0, 2, 24 und 48 h Aufnahmezellen von jeder der beiden Methoden doben und Bild escribed mit einem Standard-Umkehrmikroskop. <ol><li> Färben die Zellen mit Propidiumiodid, einen roten Fluoreszenzfarbstoff, der nur in den Zellkern von toten Zellen aufgenommen. <ol><li> Vorsichtig spülen die Zellen 3-mal mit 1 ml Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung mit Calcium und Magnesium (PBS + +), um alle Ablagerungen zu entfernen. </li><li> 1 ml vorgewärmtes PBS + + jedem Kulturgefäß. </li><li> 1 &amp;mgr; l Propidiumjodid-Stammlösung (1 mg / ml) zu jeder Kulturgefäß. </li><li> Inkubieren der Zellen mit Propidiumiodid gefärbt bei 37 ° C für 10 min. </li></ol></li><li> Bild die Zellen mit einem inversen Mikroskop mit 10-facher und 40-facher Vergrößerung. </li></ol></li><li> Entsorgen Sie die Zellen in einem geeigneten Behälter für biologischen. </li></ol>

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Die Autoren sind Mitarbeiter und Aktionäre der Wasatch Mikrofluidik, die Reagenzien und / oder Instrumente in dieser Handschrift verwendet wird, erzeugt.

Die hier beschriebene 3D-Mikrofluid-Drucktechnologie ist einzigartig in der Lage, Druck mikrofluidisch Arrays von Zellen in einer Flüssigkeit gut gefüllt, dh ein unter Wasser Oberfläche. Durch Bedrucken untergetauchten Oberflächen können Zellmikroarrays erzeugt werden, die die physiologisch relevanten zellularen Phänotyps von Zellen als auch die Fähigkeit, Zellen in den Boden einer einzelnen Vertiefung 4 multiplexen aufrechtzuerhalten. Die Ergebnisse dieser Studie zeigen, dass mikrofluidisch Dr...

Jüngste Fortschritte in der Pharmaindustrie haben zu einem verstärkten Interesse im Umgang mit zellulären Mikroarrays in der Arzneimittelforschung für Wirkstoff-Screening und Analyse cytotoxicological 1,2,3 geführt. Die Entwicklung von in-vitro-Assays mit hohem Durchsatz und Screening-Methoden unter Verwendung von Zellmikroarrays würde die schnelle und kostengünstige Entwicklung von Wirkstoffkandidaten sowie Voraus die grundlegenden Verständnis der Zelle 1,4 erleichtern. Der traditionelle Ansatz für Screening mit Zellen verwendet herkömmliche Well-Platte-Plattformen; jedoch ist dieser Ansatz aufgrund der hohen Kosten, begrenzte Durchsatz und begrenzte Fähigkeit zur quantitativen Informationen über Zell-Funktion 1,5 begrenzt. Aufgrund dieser Einschränkungen ist die Forschung in der Zell-Microarray-Technologien aufkeimenden für molekularbiologische Charakterisierung, Tissue Engineering und Drug-Screening 1,6. Die Vorteile der zellulären Mikroarrays sind kleinere Proben Nutzung, minimale Effekte vonzellulären Phänotyps Heterogenität Maskierungsinformationen, und vor allem die Fähigkeit, mehr Tests für Anwendungen mit hohem Durchsatz 1,7,8 automatisieren. Die Pharmaindustrie nutzt derzeit Hochdurchsatz-zellbasierten Screening-Assays mit 2D-Zellmonolayer-Kulturen für Wirkstoff-Screening in Mikrotitervertiefung Platten 9. Multiplex-Zellen in die Vertiefungen von Mikrotiterplatten bietet das Potential für höhere Durch mit einzigartigen Experimentiermöglichkeiten. Ferner können die aktuellen Technologien für Mobilmicroarrays um die Zellen zu trocknen, die den Phänotyp der Zellen drastisch verändern können aus in vivo 10,11. Um diese Probleme zu überwinden, die MFCA wurde entwickelt und ist in Fig. 1 gezeigt. Das Design der Fluidik MFCA 3D ermöglicht die Druckkopfspitze in Fig. 1 in ein Bad abgesenkt und gegen die Oberfläche zusammengedrückt, um eine Dichtung zu bilden. Die weiche Silikonspitze des Druckkopfes verhält sich wie einDichtung und einen reversiblen Dichtung bildet. Die MFCA Technologie ist einzigartig geeignet, mit untergetauchten Oberflächen, die für beide Zellkulturen und Gewebeschnitt Systeme erforderlich Schnittstelle, und es ist schwierig oder unmöglich mit den meisten anderen Ansätzen. Pins oder Tintenstrahldruck wird nicht funktionieren, und 2D-Mikrofluid-Geräte sind nicht für die Abscheidung oder Schnittstellen mit großen Arrays von diskreten Stellen geeignet. Ferner werden durch die Miniaturisierung und die Lokalisierung des Experiments - der zellulären Mikroarray - der MFCA windet die große Probleme mit der Hochdurchsatz-zellbasierten Screening-Assays verbunden. Die CFM verwendet 3D-Kanal-Netzwerke zu Zyklus kleines Volumen Flüssigkeitsproben über mikroskopische Ort Stellen auf einer Oberfläche 12,13. Durch das Drucken mit Durchfluss sind Biomoleküle, Zellen und anderen Reagenzien in einer flüssigen Umgebung während des gesamten Druckprozesses beibehalten, so dass der Druck von empfindlichen Biomoleküle und Zellen ohne Kontakt mit Luft, die die aktuelle Zelle Drucktechniken behindert. Es ist auch möglich, direkt aus rohem Material, wie Hybridom-Überständen oder sofern ein Erfassungsmechanismus auf der Array-Oberfläche zu drucken. Das Ziel dieser Handschrift ist es, im Detail die untergetauchten Druck von beiden Zelltypen auf eine Oberfläche zu erklären.

<table><tbody><tr><td>Kontinuierlicher Durchfluss-Microspotter</td><td>Wasatch Microfluidics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NIH/3T3-Zellen</td><td>ATCC</td><td>CRL-1658</td><td></td></tr><tr><td>Dubbleco's Modified Eagle Medium</td><td>Invitrogen</td><td>11965-092</td><td>Basismedien für Zellen</td></tr><tr><td>HEPES-Puffer</td><td>Invitrogen</td><td>15630-080</td><td>Zellmedienadditiv (pH-Wert kontrollieren)</td></tr><tr><td>Natriumpyruvat</td><td>Invitrogen</td><td>11360-070</td><td>Zusatzstoff für Zellmedien</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>Additiv für Zellmedien</td></tr><tr><td>Trypanblau</td><td>Invitrogen</td><td>15250-061</td><td>Färben von Zellen zum Zählen</td></tr><tr><td>Hämozytometer</td><td>Fisher</td><td>267110</td><td>Zellkammer zum Zählen von Zellen</td></tr><tr><td>Nikon Eclipse TS100</td><td>Nikon</td><td></td><td>Zur Überprüfung von Zellen</td></tr><tr><td>Nikon Eclipse TE2000-U</td><td>Nikon</td><td></td><td>Zum Sammeln von Bildern</td></tr><tr><td>Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (mit Calcium und Magnesium)</td><td>Invitrogen</td><td>14040-133</td><td>Spülen der Zellen vor dem Passieren und vor der Färbung mit PI</td></tr><tr><td>TrypLE Express&nbsp;</td><td>Invitrogen</td><td>A12177-01</td><td>Zur Entfernung von Zellen von der Oberfläche</td></tr></tbody></table>

die tauchdruck der zellen auf eine modifizierte oberfläche mit einem continuous flow microspotter

The Submerged Printing of Cells onto a Modified Surface Using a Continuous Flow Microspotter

Das Drucken von Zellen für Microarray-Anwendungen birgt erhebliche Herausforderungen, einschließlich des Problems der Aufrechterhaltung des physiologisch relevanten Zellphänotyps nach dem Drucken, der schlechten Organisation und Verteilung der gewünschten Zellen und der Unfähigkeit, Medikamente und/oder Nährstoffe an die Zielbereiche im Array zu liefern. Unsere mikrofluidische 3D-Drucktechnologie ist in der Lage, Arrays von Zellen automatisiert und gemultiplext auf untergetauchte Oberflächen zu versiegeln und zu drucken. Das Design der 3D-Fluidik des Microfluidic Cell Array (MFCA) ermöglicht es, die Druckkopfspitze in eine mit Flüssigkeit gefüllte Vertiefung oder Schale abzusenken und gegen eine Oberfläche zu drücken, um eine Dichtung zu bilden. Die weiche Silikonspitze des Druckkopfes verhält sich wie eine Dichtung und ist in der Lage, durch Druck oder Rückzug eine reversible Abdichtung zu bilden. Andere Zellendrucktechnologien, wie z. B. Pin- oder Tintenstrahldrucker, sind nicht in der Lage, in getauchten Anwendungen zu drucken. Der Druck unter getauchter Oberfläche ist unerlässlich, um Phänotypen von Zellen zu erhalten und diese Zellen auf einer Oberfläche zu überwachen, ohne die Eigenschaften der Materialoberfläche zu beeinträchtigen. Durch das Bedrucken von Unterwasseroberflächen werden Zell-Microarrays hergestellt, die ein Wirkstoffscreening und eine Bewertung der Zytotoxizität in einer Vielzahl von Bereichen ermöglichen, darunter Krebs, Diabetes, Entzündungen, Infektionen und Herz-Kreislauf-Erkrankungen.

Die Fibroblasten-Zelllinie NIH/3T3-Zellen wurden gedruckt oder auf eine eingetauchte Oberfläche ausgesät. Die Zellen wurden in einer Dichte von 5 × 10 4 Zellen pro ml gezüchtet. Zellen wurden mit herkömmlichen Zellkulturtechniken angeimpft. Zellen wurden unter Verwendung eines großformatigen, zwölf Druckkopf-Durchflusszelle, wo die Kanäle sind größer (~ 500 &amp;mgr; m) als die CFM für Proteine ​​und andere Biomoleküle gedruckt. Die Zellen wurden aufgedruckt oder auf eine beschichtete Oberfläche Serum ausgesä...

Diese 3D-Mikrofluidik-Drucktechnologie druckt Arrays von Zellen auf untergetauchte Oberflächen. Wir beschreiben, wie Arrays von Zellen mikrofluidisch in 3D-Durchflusszellen auf untergetauchte Oberflächen gebracht werden. Durch das Bedrucken von submersen Oberflächen wurden Zell-Microarrays hergestellt, die ein Wirkstoffscreening und die Beurteilung der Zytotoxizität in einer Vielzahl von Bereichen ermöglichen.

Die Tauchdruck der Zellen auf eine modifizierte Oberfläche mit einem Continuous Flow Microspotter

The printing of cells for microarray applications possesses significant challenges including the problem of maintaining physiologically relevant cell ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, drei T drei Fibroblasten auf eine mit Serum beschichtete Oberfläche zu drucken. Dies wird erreicht, indem zunächst Serum auf eine Gewebekultur-Oberfläche präadsorbiert wird. Der zweite Schritt besteht darin, eine Suspension von Fibroblasten mithilfe eines Mikrospotter mit kontinuierlichem Durchfluss auf die Oberfläche aufzutragen, gefolgt von einer Inkubation der Zellen bei 37 Grad Celsius für zwei Stunden. Anschließend werden sowohl gedruckte Zellen als auch über Standardzellkultur ausgesäte Zellen mit Propidiumiodid gefärbt und unter einem umgekehrten Mikroskop zum Vergleich visualisiert. Abschließend wird die Zellviabilität, -dichte und -morphologie zu relevanten Zeitpunkten mittels Fluoreszenzmikroskopie beurteilt. Der Hauptvorteil dieser Technik im Vergleich zu bestehenden Methoden wie Pin-Druck besteht darin, dass der Druckkopf eine Dichtung über der Oberfläche bildet, wodurch Zellen unter Flüssigkeit in Zellkulturmedien gedruckt werden können.Während das untergetauchte Drucken von Zellen nützlich ist, um neue Wirkstoffkandidaten auf Sicherheit und Wirksamkeit zu testen, eignet sich das untergetauchte Drucken im Allgemeinen auch für andere Anwendungen. Beispielsweise können wir neue Wirkstoffkandidaten an Gewebeschnitten analysieren oder es als Modell für Organsysteme verwenden. Ein Beispiel hierfür ist ein Leberperfusionsmodell.Im Allgemeinen haben Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten, da während des Druckeranläufens und des Zellendruckens keine Luft in die Leitungen gelangen darf, da dies zum Absterben der Zellen führen kann. Taue NIH 3T3-Zellen für zwei bis drei Minuten in einem schwingenden Wasserbad bei 37 °C auf. Resuspendiere die Zellen in fünf Milliliter komplettem Medium und zentrifugiere bei 1500 ×g für drei Minuten.Entfernen Sie das Zellüberstand ohne den Zellpellet zu stören. Suspendieren Sie die Zellen anschließend in fünf Milliliter Medium und übertragen Sie 10 Mikroliter der Zellsuspension in ein 0,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen. Geben Sie danach 10 Mikroliter Trypanblau zur Zellsuspension hinzu und mischen Sie mit der Pipettenspitze. Pipettieren Sie 10 Mikroliter der angefärbten Zellen in eine Kammer des Hämozytometers.Vor der Zählung der Zellen bei 10-facher Vergr&ouml;&szlig;erung die lebenden Zellen z&auml;hlen, die kleinen wei&szlig;en Kugeln &auml;hneln, und zwar in vier der neun gro&szlig;en Quadrate. Z&auml;hlen Sie nur die lebenden Zellen, die nicht dunkelblau durch die Trypanblau-F&auml;rbung erscheinen. Berechnen Sie die durchschnittliche Anzahl der Zellen pro gro&szlig;em Quadrat, woraus sich die Anzahl der Zellen mal 10.000 Zellen pro Milliliter in der urspr&uuml;nglichen Zellsuspension ergibt.Ansäen Sie dann die Zellen mit einer Dichte von 100.000 Zellen pro Milliliter und insgesamt fünf Milliliter pro T25-Fläschchen. Kultivieren Sie die Zellen bis zu einer Konfluenz zwischen 70 und 80 %, bevor Sie mit den Experimenten beginnen. Um die Druckoberfläche vorzubereiten, markieren Sie mit einem Stift ein Rechteck in der Größe des Druckkopfs auf dem Boden einer mit Gewebekultur behandelten Polystyrolplatte 12.Pipettieren Sie mit einer Mehrkanalpipette 50 Mikroliter fetalen Kälberserum in den rechteckigen Bereich und verteilen Sie es gleichmäßig über die gesamte Fläche. Lassen Sie die Mehrkanalpipette anschließend über Nacht in einer sterilen Biosicherheitswerkbank, damit der Serumtropfen vollständig trocknen kann. Um mit dem Unterwasser-Druck zu beginnen, spülen Sie den Druckkopf mit destilliertem Wasser aus.Danach eine 60 Millimeter große Petrischale mit destilliertem Wasser füllen und den Druckkopf auf die Oberfläche aufsetzen, um für zwei Minuten bei 150 Mikrolitern pro Minute mithilfe einer pneumatischen Pumpe destilliertes Wasser durch jede der Leitungen fließen zu lassen. Anschließend das Wasser aus der Petrischale entsorgen und diese mit sauberem Wasser auffüllen. Danach den Druckkopf dreimal im Wasser nach oben und unten bewegen.Positionieren Sie die Mitte des Druckkopfs über der mit Serum beschichteten Stelle in der vorbereiteten 12-Loch-Platte. Danach spülen Sie den Druckkopf mit 300 µL vorgewärmtem Komplettmedium pro Kanal. Wenn mehrere Drucke durchgeführt werden, zusätzlich zum Wasserabspülen eine Bleichspülung zwischen den Drucken durchführen. Anschließend mit dem Drucken der suspendierten Zellen in einer Konzentration von 50.000 Zellen pro Milliliter auf die Oberfläche und mit 60 Mikrolitern pro Minute fortsetzen. 100 Mikroliter pro Kanal.Nach dem Zell-Druck stellen Sie den Druckkopf links angedockt an die Oberfläche und das Verteilerrohr in einen Zellkultur-Inkubator. Stellen Sie auf 5 % Kohlendioxid und 37 Grad Celsius für zwei Stunden ein. Nach der zweistündigen Inkubation entfernen Sie den Druckkopf und setzen den Deckel auf die Kulturschale.Der Zeitpunkt, zu dem der Druckkopf entfernt wird, gilt als Zeitpunkt der Nullstunde. Zum Vergleich wird ebenfalls eine Standardzellkultur durchgeführt. Geben Sie ein Milliliter vorgewärmtes Medium in eine der mit Serum bepunkteten 12-Loch-Platten und pipettieren Sie anschließend ein Milliliter der verbleibenden Zellsuspension in ein einzelnes Loch der 12-Loch-Platte.Dies führt zu einer Kultur mit 50.000 Zellen in der Petrischale. Stellen Sie die Zellkulturplatte zwei Stunden lang in einen Inkubator bei 37 °C. Beginnen Sie nach der zweistündigen Inkubation mit der Zeitnahme, um die Vergleichbarkeit zwischen den bedruckten und den ausgesäten Proben sicherzustellen.Dies wird als Zeitpunkt der Nullstunde betrachtet. Nach 0, 2, 24 und 48 Stunden bereiten Sie Zellen aus beiden Methoden zur Bildgebung vor, indem Sie sie mit Propidiumiodid färben, das nur in den Kern toter Zellen eingebaut wird. Spülen Sie die Zellen zunächst vorsichtig dreimal mit je einem Milliliter phosphatgepufferter Salzlösung mit Calcium und Magnesium, um eventuelle Rückstände zu entfernen.Fügen Sie anschließend je ein Milliliter des vorgewärmten Kulturmediums zu jedem Kulturgefäß hinzu und danach einen Mikroliter Propidiumiodid. Inkubieren Sie die mit Propidiumiodid gefärbten Zellen in der Stammlösung 10 Minuten bei 37 Grad Celsius, bevor Sie die Zellen mit einem invertierten Mikroskop bei 10×- und 40×-Vergrößerung abbilden. Entsorgen Sie die Zellen abschließend in einem geeigneten Bioabfallbehälter.Die Fibroblasten-Zelllinie, NIH 3T3-Zellen, wurde auf eine untergetauchte Oberfläche gedruckt oder ausgesät. Nach dem Aufbringen und der Aussaat wurden die Zellen zu geeigneten Zeitpunkten visualisiert, um Dichte und Morphologie zu beurteilen. Die Bilder zeigten, dass die Zellen zu jedem Zeitpunkt und bei jeder Vergrößerung nahezu identische Phänotypen aufweisen.Auf Grundlage dieser Werte wurde festgestellt, dass der effektive Druck minimal war. Die Zellviabilität wurde mittels einer Propidiumiodid-Färbung bewertet und zeigte, dass die Viabilität der gedruckten Zellen zu jedem Zeitpunkt nicht signifikant von der der angesiedelten Zellen abwich. Der wesentliche Unterschied zwischen den beiden Methoden, die Zellen an der Oberfläche zu befestigen, liegt in der Zelldichte.Die gedruckte Zelldichte nimmt bei beiden, den sitzenden und den gedruckten Zellen, zum Zeitpunkt von zwei Stunden um über 50 % ab. Weitere Untersuchungen sind erforderlich, um die Ursache dieser Abnahme zu ermitteln. Im Vergleich zur Ausgangsdichte bleiben die gesamten Dichteverhältnisse der gedruckten Zellen jedoch deutlich höher. Die gedruckte Zelldichte in der Durchflusszelle war zu jedem Zeitpunkt etwa zehnmal so hoch wie die der ausgesäten Zellen, da die Zellen mit derselben Dichte wie beim Aussäen gedruckt wurden, jedoch auf einer kleineren Fläche. Zum abschließenden Zeitpunkt weisen die Zellen dieselbe Dichte auf, was wahrscheinlich auf die Zellmotilität und Grenzen des Ressourcenverbrauchs zurückzuführen ist. Seit ihrer Entwicklung hat diese Technik Forschern auf Gebieten wie der Arzneimittelforschung den Weg geebnet, um die Wirkungen von Arzneimitteltoxizität und -wirksamkeit auf Zellen sowie auf Krebserkrankungen, Herzerkrankungen und andere forschungsintensive Bereiche zu untersuchen.Indem wir die unterwasserbasierte Zellprinttechnik in Kombination mit anderen Technologien wie Adhärenz oder programmierbarer Zelladhäsion nutzen, können wir den Anwendungsbereich dieser Methode auf Schwebezellen ausdehnen, um die Wirkstoffforschung und -entwicklung sowie deren Screening zu erweitern. Nach dem Ansehen dieses Videos sollten Sie ein fundiertes Verständnis dafür haben, wie man Zellen mithilfe unserer unterwasserbasierten Drucktechnik druckt.

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Research

Forschung

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Bioengineering

Biotechnik

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