Name: Messung der Stoffwechselrate in Drosophila Mit Respirationstest (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 31 s
Description: Lernen Sie die Messung der Stoffwechselrate bei Drosophila melanogaster durch CO₂-Produktionsanalyse mit Respirometer-Barometern. Diese Methode ermöglicht den Vergleich metabolischer Raten zwischen verschiedenen Fliegenpopulationen.

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Wir möchten die Max-Planck-Gesellschaft für die Finanzierung unserer Forschung danken.

1. Vorbereitung der Respirometer <ol><li> Schneiden Sie die 1.000 ul Pipettenspitze mit einer Rasierklinge, um die Einführung der 50-ul Kapillar-Mikropipette zu ermöglichen, versuchen, die Pipettenspitze so gerade wie möglich zu erhalten. </li><li> Legen Sie ein Stück Schaumstoff in die Pipette und drücken Sie ihn in der Pipettenspitze. </li><li> Eine kleine Menge des CO 2 absorbierenden und enthalten es durch ein zweites Stück Schaumstoff. </li><li> Leim an der Stelle, wo die Mikropipette in die Pipettenspitze eingelegt. </li><li> Verlassen Sie die Respirometer über Nacht, damit der Leim trocknen. Eine schematische Darstellung eines Spiro ist in 1A gezeigt. </li></ol> 2. Herstellung der Messkammer <ol><li> Bereiten Sie die Kammer-Lösung durch Mischen von Wasser mit Eosin in einem Verhältnis, das im sichtbaren Einfärbung führen wird. </li><li> Gießen Sie die Eosin-/ Wasser-Lösung in die Kammer. </li><li> Beschriften Sie eine der Seiten der Kammer mit einer Zentimeter-Skala. </li></ol><ol><li> Beschriften Sie die einzelnen Respirometer mit einem Marker. </li><li> Anesthetize Fliegen mit einer anderen Methode zu CO 2 und legen 3-5 Fliegen des gewünschten Genotyps in jedem Respirometer. </li><li> Verschließen Sie die Respirometer dicht an der Spitze mit Plastilin Kitt. </li><li> Lassen Sie Fliegen von Betäubung für ca. 15 min zu erholen. </li><li> Bereiten Sie eine Respirometer ohne Fliegen, die als die atmosphärische Steuerung verwendet wird. </li></ol> 4. Durchführung des Experiments <ol><li> Hängen die Respirometer in der Kammer, indem ein 1,5 ml Eppendorf-Röhrchen Halter, der auf der Oberseite und der Unterseite an der Oberseite der Kammer offen ist. </li><li> Legen Respirometer mit der Mikropipette Spitze nach unten in die Kammer so dass die Spitze in die Farblösung eintauchen. </li><li> In Vaseline zwischen dem Deckelabdeckung und der Kammer, um stärkere Isolation von Temperatur-und Druck fluct bietenuations. </li><li> Schließen Sie den Deckel und lassen Sie das System für 15 Minuten ins Gleichgewicht. </li><li> Machen Sie ein Foto von der Kammer darauf achten, dass der Flüssigkeitsstand innerhalb der einzelnen Mikropipette sichtbar ist und so ist die Skala (siehe Beispiel in Abbildung 1B). </li><li> Nach 1-2 Stunden, nehmen Sie ein anderes Bild. </li><li> Als Experiment ist abgeschlossen, entfernen Sie die Fliegen aus Respirometer und wiegen, wenn gewünscht oder übertragen Sie sie zurück in das Fläschchen, wenn weitere benötigt. </li></ol> 5. Analyse der Ergebnisse <ol><li> Offene erfassten Bilder mit ImageJ Software 11. </li><li> Mit der Skala in jedem Bild, stellen Sie die Pixel-Skalierung in der Software. </li><li> Den Abstand (&amp;Dgr; d) daß die Flüssigkeit von einem bestimmten Referenzpunkt in den Bildern am Anfang (d1) aufgenommen und zurück Ende des Experiments (d2). Ein schematisches Beispiel ist in Fig. 1C gezeigt. </li><li> Berechnen der Menge an erzeugtem CO 2 (&amp;mgr; l / hr / Fliege) mit der Formel: </li></ol><img alt="Figur 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/51681/51681eq1.jpg" /> R = Radius der Mikropipette Rohr in cm &amp;Dgr; D = Abstand die Flüssigkeit in der Mikropipette von Testproben in Zentimetern gemessen bewegt &amp;Dgr; C = Abstand die Flüssigkeit in der Mikropipette der negativen Kontrollprobe (ohne entfernt) bewegt n = Anzahl der Fliegen verwendet h = Stunden

<ol><li>Van Voorhies, W. A., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Testing+the+%26%2334%3Brate+of+living%26%2334%3B+model%3A+further+evidence+that+longevity+and+metabolic+rate+are+not+inversely+correlated+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Testing the &#34;rate of living&#34; model: further evidence that longevity and metabolic rate are not inversely correlated in Drosophila melanogaster.</a> J Appl Physiol. 97, 1915-1922 (2004).</li>
<li>Ross, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-specific+decrease+in+aerobic+efficiency+associated+with+increase+in+oxygen+free+radical+production+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Age-specific decrease in aerobic efficiency associated with increase in oxygen free radical production in Drosophila melanogaster.</a> Journal of Insect Physiology. 46, 1477-1480 (2000).</li>
<li>van Voorhies, W. A., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selected+contribution%3A+long-lived+Drosophila+melanogaster.+lines+exhibit+normal+metabolic+rates%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Selected contribution: long-lived Drosophila melanogaster. lines exhibit normal metabolic rates.</a> J Appl Physiol. 95, 2605-2613 (2003).</li>
<li>Hulbert, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+rate+is+not+reduced+by+dietary-restriction+or+by+lowered+insulin%2FIGF-1+signalling+and+is+not+correlated+with+individual+lifespan+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Gerontology%22%5BJournal%5D)">Metabolic rate is not reduced by dietary-restriction or by lowered insulin/IGF-1 signalling and is not correlated with individual lifespan in Drosophila melanogaster.</a> Experimental Gerontology. 39, 1137-1143 (2004).</li>
<li>Ueno, T., Tomita, J., Kume, S., Kume, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dopamine+modulates+metabolic+rate+and+temperature+sensitivity+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Dopamine modulates metabolic rate and temperature sensitivity in Drosophila melanogaster.</a> PLoS ONE. 7, (2012).</li>
<li>Takeuchi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+temperature+preferences+and+energy+homeostasis+in+dystroglycan+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Changes in temperature preferences and energy homeostasis in dystroglycan mutants.</a> Science. 323, 1740-1743 (2009).</li>
<li>Kucherenko, M. M., Marrone, A. K., Rishko, V. M., Magliarelli Hde, F., Shcherbata, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress+and+muscular+dystrophy%3A+a+genetic+screen+for+dystroglycan+and+dystrophin+interactors+in+Drosophila.+identifies+cellular+stress+response+components%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Stress and muscular dystrophy: a genetic screen for dystroglycan and dystrophin interactors in Drosophila. identifies cellular stress response components.</a> Developmental Biology. 352, 228-242 (2011).</li>
<li>Marrone, A. K., Kucherenko, M. M., Wiek, R., Gopfert, M. C., Shcherbata, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperthermic+seizures+and+aberrant+cellular+homeostasis+in+Drosophila+dystrophic.+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Hyperthermic seizures and aberrant cellular homeostasis in Drosophila dystrophic. muscles.</a> Scientific Reports. 1, 47 (2011).</li>
<li>Khazaeli, A. A., Van Voorhies, W., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longevity+and+metabolism+in+Drosophila+melanogaster%3A+genetic+correlations+between+life+span+and+age-specific+metabolic+rate+in+populations+artificially+selected+for+long+life%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Longevity and metabolism in Drosophila melanogaster: genetic correlations between life span and age-specific metabolic rate in populations artificially selected for long life.</a> Genetics. 169, 231-242 (2005).</li>
<li>Elia, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+equivalents+of+CO2+and+their+importance+in+assessing+energy+expenditure+when+using+tracer+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Energy equivalents of CO2 and their importance in assessing energy expenditure when using tracer techniques.</a> The American Journal of Physiology. 260, (1991).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nature Methods. 9, 676-682 (2012).</li>
<li>Bharucha, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+epicurean+fly%3A+using+Drosophila+melanogaster.+to+study+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Research%22%5BJournal%5D)">The epicurean fly: using Drosophila melanogaster. to study metabolism.</a> Pediatric Research. 65, 132-137 (2009).</li>
<li>Rajan, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Of+flies+and+men%3A+insights+on+organismal+metabolism+from+fruit+flies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biology%22%5BJournal%5D)">Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies.</a> BMC Biology. 11, 38 (2013).</li>
</ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

In diesem Protokoll beschreiben wir eine kostengünstige und zuverlässige Methode zur Messung der CO 2-Produktion in Fliegen. Wir fanden, dass dieses Experiment ist einfach, schnell durchzuführen und erzeugt reproduzierbare Daten, die in Übereinstimmung mit anderen Studien, 1, 6, 9 ist. Das hier beschriebene Protokoll kann leicht geändert werden, um Budget und verfügbaren Materialien jedes möglichen Labor passen. Die Konstruktion jedes einzelnen Respirometers kann, solange die Kammer luftdicht bleib...

Die biochemischen Krebs-Zyklus erzeugt ATP durch Oxidation von Acetat aus Kohlenhydraten, Fetten und Proteinen produzieren CO 2 abgeleitet. In Drosophila, O 2-Eingang direkt mit CO 2-Ausstoß korreliert und spiegelt das Niveau des Stoffwechsels ein. So Messung der CO 2-Ausstoß ist erfolgreich in Studien zur Alterung und Stoffwechsel 2-5 Zusammenhang verwendet. Hier unser Labor zuvor entworfen Versuchsaufbauten modifiziert, so dass Messung von CO 2-Produktion in bis zu achtzehn Proben ohne jede Spezialausrüstung erfordern. Andere und wir haben auch bisher diese Methode, um Unterschiede in der Stoffwechselraten in den Fliegen, die einen Mangel in der Muskeldystrophie assoziierten Protein, Dystroglycan (Dg) 6-8 sind zu zeigen. O 2 für oxidativen Stoffwechsel verwendet wird, in CO 2, der als Atemwegs Abfall ausgestoßen wird, umgewandelt wird. Der Baution von Hand hergestellt Respirometer beschrieben, die zur Bestimmung der Rate der O 2-Verbrauch kann. Fliegen werden in einem versiegelten Behälter mit einer Substanz, die CO 2 absorbiert vertrieben werden, mit dem gasförmigen Phase wirksam eliminieren. Die Änderung des Gasvolumens (verminderte Druck) wird durch die Verdrängung des Fluids in einer Glaskapillare mit dem geschlossenen Spiro angebracht war, gemessen. Der Hauptvorteil dieses Verfahrens gegenüber anderen sind die Kosten. Frühere Studien haben CO 2-Produktion durch Drosophila mit Gasanalysatoren und technisch ausgereifte Systeme Respirometrie 1,9 gemessen. Trotz der komplexeren Geräten ist die Empfindlichkeit der hier beschriebenen Verfahren ähnlich berichteten Werten (Tabelle 1). Darüber hinaus haben mehrere andere Gruppen Varianten dieser Technik verwendet, um relative Stoffwechselraten in Drosophila 4-6 bestimmen. Daher kann dieser Assay verwendet werden, um verlässigen erzeugenle, relevant Drosophila Stoffwechsel ohne den Erwerb von Spezialgeräten, die Konfiguration für jedes Labor sein kann und für pädagogische Zwecke verwendet werden reproduzierbare Daten. Im allgemeinen ist die akzeptierten Techniken, um den Stoffwechsel des Organismus zu bestimmen, messen die CO 2 erzeugt, das O 2 verbraucht oder beides 3,4,9. Obwohl, kann angenommen werden, daß ein Äquivalent von O 2 erzeugt ein Äquivalent von CO 2 ist, das genaue Verhältnis von CO 2 erzeugt wird, ist abhängig von der Stoffwechselsubstrat 10 verwendet. So ist es, um die Stoffwechselrate in Energieeinheiten notwendig, genau zu bestimmen, zu messen, sowohl O 2 verbraucht und CO 2 erzeugt. Aus diesem Grund ist das hier beschriebene Verfahren besonders relevant Vergleich Unterschiede in CO 2-Produktion von Tieren und der Absolutwert. Unsere Technik integriert mehrere Tier CO 2-Produktion über einen Zeitraum von time (1-2 Stunden) und damit gibt eine durchschnittliche Aktivität der Tiere. Wenn es einen Grund zu glauben, dass die Versuchstiere weniger aktiv als bei den Kontrolltieren konnten die Mess verschiedenen Ebenen der Aktivität und nicht unbedingt Stoffwechsel widerspiegeln.

<table><tbody><tr><td>BlauBrand IntraMark 50 & micro; l Mikropipetten</td><td>VWR</td><td>612-1413</td><td></td></tr><tr><td>Natron Limette</td><td>Wako</td><td>CDN6847</td><td></td></tr><tr><td>Eosin&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>031M4359</td><td>Jeder Farbstoff, der eine sichtbare Färbung der Flüssigkeit erzeugen kann, kann verwendet werden</td></tr><tr><td>Dünnschicht-Chromatorgaphie (DC) Entwicklungskammer</td><td>VWR</td><td>21432-761</td><td>Jede transparente Glaskammer, die mit dem Deckel verschlossen werden</td></tr><tr><td>kann Anästhesiemittel, Lull-A-Fly Kit</td><td>Flinn</td><td>FB1438</td><td></td></tr><tr><td>Power Gel Glue</td><td>Pritt</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 ml Pipettenspitzen</td><td>Beliebig</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schaum</td><td>beliebiger</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plaestizin Spachtel</td><td>beliebiger</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Skalpell</td><td>beliebiger</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzette</td><td>beliebig</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

messung der stoffwechselrate in<em&gt; drosophila</em&gt; mit respirationstest

Measurement of Metabolic Rate in Drosophila using Respirometry

Stoffwechselstörungen sind ein häufiges Problem, die die menschliche Gesundheit. Daher ist das Verständnis der Mechanismen, die den Stoffwechsel regulieren, ist eine entscheidende wissenschaftliche Aufgabe. Viele krankheitsverursachenden Gene in Menschen haben eine Fliege Homolog, so dass Drosophila ein gutes Modell, um Signalwege in der Entwicklung verschiedener Erkrankungen beteiligt zu studieren. Zusätzlich wird die Lenkbarkeit von Drosophila vereinfacht genetische Screens bei der Identifizierung neuer therapeutischer Targets, die den Stoffwechsel regulieren kann helfen. Um einen solchen Bildschirm führen eine einfache und schnelle Methode, um Änderungen in der Stoffwechselzustand entfernt ist notwendig, zu identifizieren. Im allgemeinen ist die Produktion von Kohlendioxid ein guter Indikator für die Substratoxidation und Energieaufwand die Bereitstellung von Informationen über die Stoffwechsellage. In diesem Protokoll führen wir eine einfache Methode, um CO 2-Ausstoß von Fliegen messen. Diese Technik kann möglicherweise helfen bei der Identifizierung von genetischen Störungen beeinflussen die Stoffwechselrate.

Um zu zeigen, dass die Methode ist empfindlich uns gemessenen CO 2-Produktion aus dem Wildtyp (Oregon R) männlich fliegt bei 18, 25, und 29 ° C und fliegt Mutante für Dg. Die Fliegen wurden bei 25 ° C erhöht und dann verschoben, um die Versuchstemperatur 5 Tage lang vor der Messung. Wie für diese Art ectothermic erwartet, die Menge an CO 2 erzeugt erhöhte Temperatur (Abbildung 2). Wir haben in der Vergangenheit gezeigt, dass eine zuckerfreie Diät reduziert die Sto...

Stoffwechselstörungen gehören zu einer der häufigsten Erkrankungen des Menschen. Die genetisch manipulierbaren Modellorganismus D. melanogaster kann verwendet werden, um neue Gene, die den Stoffwechsel regulieren, zu identifizieren. Dieses Papier beschreibt eine relativ einfache Methode, die die Untersuchung der Stoffwechselrate in Fliegen durch die Messung ihrer CO 2-Produktion ermöglicht.

Messung der Stoffwechselrate in<em&gt; Drosophila</em&gt; Mit Respirationstest

Metabolic disorders are a frequent problem affecting human health. Therefore, understanding the mechanisms that regulate metabolism is a crucial ...

Das Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die relativen Stoffwechselraten von Fliegen durch die Messung ihrer Kohlendioxidproduktion zu bestimmen. Dies wird erreicht, indem die Fliegen zunächst in speziell vorbereitete Respirationsbarometer gegeben werden. Anschließend werden die Fliegen enthaltenden Respirationsbarometer in eine Chromatographiekammer eingeführt, wo sie mit einer farbigen wässrigen Lösung in Kontakt kommen.Im Laufe der Zeit wandert die Flüssigkeit aufgrund des durch die Entfernung des freigesetzten Kohlendioxids aus der Gasumgebung vor und nach dem Versuch verursachten Druckabfalls in das Respirometer. Aufnahmen des Experiments werden verwendet, um die Menge des produzierten Kohlendioxids anhand der Dimensionen der Respirometerkapillare zu berechnen. Letztendlich ermöglichen die in diesem Assay gewonnenen Daten den Vergleich der relativen Stoffwechselraten zwischen experimentellen und Kontrollfliegen.Schneiden Sie zunächst eine 1000-Mikroliter-Pipettenspitze mit einer Rasierklinge so gerade wie möglich ab und setzen Sie die Mikropipette in die 1000-Mikroliter-Pipettenspitze ein. Legen Sie anschließend ein Stück Schaumstoff in die Pipette und drücken Sie es nach unten. Fügen Sie danach eine kleine Menge Sodalime hinzu und sichern Sie diese mit einem zweiten Stück Schaumstoff.Tragen Sie Klebstoff an der Stelle auf, an der die Mikropipette in die Pipettenspitze eingeführt wird, und lassen Sie den Klebstoff über Nacht trocknen. Bereiten Sie die Kammerlösung vor, indem Sie Wasser mit Eosin im Verhältnis eins zu fünf mischen, wodurch eine sichtbare Färbung entsteht. Gießen Sie als Nächstes die Eosin-Wasser-Lösung in die Kammer.Markieren Sie dann die vertikale Seite der Kammer mit der Zentimeterskala und die horizontale Seite mit den Respirometer-Bezeichnungen. Bereiten Sie die Respirometer-Barometer vor, indem Sie sie einzeln mit einem Marker beschriften. Wenn Sie mehrere Genotypen analysieren, vergessen Sie nicht, die Respirometer-Nummer und den entsprechenden Genotypen zu notieren.Befestigen Sie als Nächstes die Fliegen mithilfe einer vorgekühlten Metallplatte und platzieren Sie drei bis fünf Fliegen des gewünschten Genotyps. Versiegeln Sie in jedem Respirometer die Respirometerampullen oben dicht mit Plastilin und lassen Sie die Fliegen 15 Minuten lang von der Betäubung ausruhen. Bereiten Sie ein Respirometer ohne Fliegen als atmosphärische Kontrolle vor.Befestigen Sie anschließend einen 1,5-Milliliter-Einwegröhrchenhalter. Öffnen Sie die Kammer an beiden Seiten oben und hängen Sie die Respirometer in die Kammer, wobei die Spitzen in der gefärbten Lösung eingetaucht sind. Geben Sie Vaseline zwischen den Deckel und die Kammer, um eine bessere Isolation gegenüber Temperatur- und Druckschwankungen zu gewährleisten.Als Nächstes schließen Sie den Deckel und lassen Sie das System 15 Minuten lang equilibrieren. Nehmen Sie dann ein Foto der Kammer auf, wobei Sie sicherstellen, dass der Flüssigkeitsstand in jedem Mikropipettiergerät und die Skala im Bildausschnitt enthalten sind. Nach ein bis zwei Stunden machen Sie ein weiteres Bild, um mit der Analyse zu beginnen.Öffnen Sie die aufgenommenen Bilder mit der Image-J-Software. Anschließend stellen Sie die Pixel-Skalierung in der Software ein. Verwenden Sie jedes Bild als Referenz und messen Sie dann die Distanz oder Delta D, die die Flüssigkeit von einem festgelegten Referenzpunkt aus in Bildern zurückgelegt hat, die zu Beginn und am Ende des Experiments aufgenommen wurden.Berechnen Sie abschließend die Menge des produzierten Kohlendioxids. Mithilfe dieser Methode wurde beobachtet, dass die Kohlendioxidproduktion der Fliegen positiv mit der Haltungstemperatur korreliert. Diese Ergebnisse stehen im Gegensatz zu District Li Ccan- oder DG-Mutanten, deren Kohlendioxidproduktion im Vergleich zu Wildtyp-Fliegen signifikant anstieg.Die oben beschriebene Methode ermöglicht die primäre Identifizierung genetischer Mutationen in Fliegen, die zu Veränderungen des Stoffwechsels führen können.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dieser Artikel beschreibt eine Methode zur Messung der Kraftstoffoxidation in Drosophila melanogaster, bei der Spuren von spezifischen radioaktiv markierten Stoffwechselsubstraten an Fliegen verfüttert werden. Das ausgeatmete radioaktivmarkierte CO 2, das bei der Oxidation von Brennstoffen entsteht, wird gesammelt und gemessen.

Die Messung der Kohlendioxidproduktion von Radiolabeled Substrate in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In diesem Papier wird eine Methode zur Messung von Sauerstoff-Verbrauch mit hochauflösender respirometrie in permeabilized Thoraxes von Drosophila beschrieben. Diese Technik erfordert eine minimale Menge an Gewebe im Vergleich zur klassischen mitochondriale Isolierung-Technik und die erzielten Ergebnisse mehr physiologisch relevant sind.

Messung der mitochondrialen Sauerstoffverbrauch in Permeabilized Fasern von Drosophila mit minimalen Mengen von Gewebe

Die rotierende Bewegung Quantifizierung System (REQS) induzieren können Übung in Drosophila Melanogaster durch Rotation während der Messung gleichzeitig der Höhe der Aktivität von den Tieren durchgeführt. Hier präsentieren wir Ihnen ein Punkt-für-Punkt-Protokoll Details wie Aktivität der Tiere erleben rotatorische Bewegung Behandlungen mit der REQS. zu...

Übung Messhöhen in Drosophila Melanogaster mit der rotierenden Bewegung Quantifizierung System (Anforderung)

Wir präsentieren Ihnen ein Protokoll zur Messung von Sauerstoff-Verbrauch und extrazelluläre Übersäuerung in Drosophila Melanogaster Larven und adulten Gehirn. Eine metabolische Analyzer ist eine angepasste und optimierte Protokoll genutzt. Micro-Gewebe Fesseln waren sind ein wesentlicher Bestandteil dieses Protokolls entworfen und speziell für den Einsatz in dieser Analyse erstellt.

Stoffwechselanalyse von Drosophila Melanogaster Schildzecken und erwachsenen Gehirn

Die coulometrische Respirometrie ist ideal für die Messung der Stoffwechselrate kleiner Organismen. Bei der Adaption für Drosophila melanogaster in der vorliegenden Studie lag der gemesseneO2-Verbrauch innerhalb des Bereichs, der in früheren Studien für Wildtyp D. melanogaster berichtet wurde. DerO2-Verbrauch pro Fliege war bei CASK-Mutanten , die kleiner und weniger aktiv sind, signifikant niedriger als beim Wildtyp.

Messung desO2-Verbrauchs in Drosophila melanogaster mittels coulometrischer Mikrorespirometrie

In dieser Arbeit stellen wir ein hochauflösendes Respirometrie-Protokoll zur Analyse der Bioenergetik in PINK1 B9-Null-mutierten Fruchtfliegen vor. Die Methode verwendet das SUIT-Protokoll (Substrate-Uncoupler-Inhibitor-Titration).

Analyse der Mitochondrienfunktion in einer Drosophila melanogaster PINK1 B9-Null-Mutante mittels hochauflösender Respirometrie

In diesem Video-Beitrag beschreiben wir eine neue Methode erlaubt den Bau von Geruchsrezeptoren Gradienten mit stabilen und kontrollierbaren Geometrien. Wir haben kurz zeigen, wie diese Gradienten zu Bildschirm kann für olfaktorische Mängel (vollständiger oder teilweiser Anosmie) verwendet werden und auf subtilere Funktionen der Chemotaxis Verhalten zu studieren.

Hochauflösende Messung von Odor-Driven Behavior in Drosophila-Larven

Drosophila melanogaster ist ein leistungsfähiges Modell für die Erkundung der molekularen Grundlagen der Langlebigkeit Regulierung. Dieses Protokoll diskutieren die Schritte bei der Erzeugung eines reproduzierbaren, population-based Messung der Lebensdauer sowie potenzielle Fallstricke und wie man sie vermeidet beteiligt.

Messung der Lebensdauer in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Messung der glomerulären Filtrationsrate (GFR) ist der Goldstandard für die Beurteilung der Nierenfunktion. Hier beschreiben wir ein Verfahren mit hohem Durchsatz, die die Bestimmung der GFR bei wachen Mäusen unter Verwendung einer einzigen Bolusinjektion Bestimmung Fluoresceinisothiocyanat (FITC)-Inulin in Plasma und Berechnung der GFR durch eine Zwei-Phasen-exponentiellen Modell ermöglicht.

Ein High-Throughput-Verfahren zur Messung der glomerulären Filtrationsrate in Conscious Mäuse

Hier beschreiben wir ein Verfahren zum schnellen und genauen Messung der Flugleistung in Drosophila, was eine Hochdurchsatz-Screening.

Ein verbessertes Verfahren für genaue und schnelle Messung der Flugleistung in<em&gt; Drosophila</em

Lernen Sie die Messung der Stoffwechselrate bei Drosophila melanogaster durch CO₂-Produktionsanalyse mit Respirometer-Barometern. Diese Methode ermöglicht den Vergleich metabolischer Raten zwischen verschiedenen Fliegenpopulationen.

Messung der Stoffwechselrate in

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