Name: Engineered Vaskularisierte Muskellappen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-11T09:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Erfahren Sie die Herstellung vaskularisierter Muskellappen mit biologisch abbaubaren Scaffolds für die Rekonstruktion von Bauchwanddefekten. Diese Methode nutzt Endothelzellen und Fibroblasten zur Verbesserung der Gefäßversorgung.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Forschung wurde durch den RP7 European Research Council Grant 281501, ENGVASC, unterstützt.

Alle tierexperimentellen Studien wurden vom Ausschuss der Ethik der Tierversuche des Technion genehmigt. Für dieses Verfahren wurden athymischen nackten Mäusen verwendet, um eine immunologische Abstoßung zu vermeiden. Bei Verwendung eines anderen Typs von Maus sollten die Mäuse rasiert vor dem chirurgischen Eingriff und Verabreichung von Cyclosporin (oder eines anderen anti-Abstoßung Ersatz) empfohlen werden. 1. Gerüst Vorbereitung und Handy Einbetten <ol><li> Vorbereitung Gerüste bestehend aus 1: 1-Mischung von Poly-L-Milchsäure (PLLA) und Polymilchsäure-co-Glykolsäure (PLGA), in der folgenden Weise: <ol><li> Auflösen 500 mg PLLA und 500 mg PLGA in 10 ml Chloroform. </li><li> Hinzufügen 0,24 ml Polymerlösung zu 0,4 g Natriumchlorid-Teilchen in einer Teflonformen gesammelt. Verwenden Sie einen Salzmesser von 212 bis 600 &amp; mgr; m. Lassen Sie das Chloroform zu O / N verdampfen. </li><li> Leach das Salz unter Verwendung von destilliertem Wasser führt zu vernetzten porösen 3D-Gerüsten. </li><li> Geschnitten Polymerstückemit einer Schere, dann in 70% Ethanol (v / v) einweichen für 30 Minuten und waschen 3 Mal in PBS für 2 Minuten vor der Verwendung. </li></ol></li><li> Vorbereitung einer tri-Kultur der folgenden Zellen in 1: 1 Endothelzellmedium (EGM-2 mit den Komponenten seiner Kugel Kit und Muskelzellmedium (Dulbeccos minimal essential medium (DMEM) mit 10% fötalem Rinderserum (FBS ), 2,5% HEPES-Puffer, 100 U / ml Penicillin und 0,1 mg / ml Streptomycin (Pen-Strep-Lösung). <ol><li> Verwenden 0,5 x 10 6 C2C12 Myoblasten, 0,9 × 10 6 menschlichen Nabelvenen-Endothelzellen (HUVECs) und 0,2 x 10 6 normale humane Hautfibroblasten (NHDF). </li></ol></li><li> Mischen der Zellen miteinander in einem Mikrozentrifugenröhrchen und Zentrifugieren bei 200 × g für 4 min, saugt den mittleren und Resuspendieren des Pellets in einer Mischung von 4 ul eiskaltem extrazellulären Matrixlösung und 4 ul Zellmedium. </li><li> Schneiden Sie ein Stück von 10 mm x 7 mm x 1 mm (Länge x Breite x Dicke) PLLA / PLGEin Gerüst und Samen der Zellsuspension in einer Platte mit 6 Vertiefungen, lassen die extrazelluläre Matrix-Lösung zu verfestigen (30 min, 37 ° C, 5% CO 2) vor der Zugabe von 4 ml Zellmedium. </li><li> Vor der Implantation die Gerüste für zehn Tage inkubieren, und ersetzen Sie das Medium jeden zweiten Tag. </li></ol> 2. Vor dem Start des chirurgischen Eingriffs <ol><li> Vorzubereiten und zu sterilisieren (Autoklav) folgende chirurgische Instrumente: eine kleine, feine, gerade Schere, eine Feder Schere, gerade, spitzen Pinzette, einer gezahnten Pinzette und einem Nadelhalter. </li><li> Vorbereitung einer Mischung aus Ketamin: Xylazin Lösung in einem Mikrozentrifugen-Röhrchen hergestellt, indem 425 ul Ketamin und Xylazin 75 ul in einer 1 ml-Spritze. </li><li> Verdünnte 0,3 mg / ml Buprenorphin in steriler Kochsalzlösung (1,20). </li></ol> 3. Flap Construction (Graft-Implantation) <ol><li> Verwendung einer Insulinspritze, betäuben die Maus durch eine intraperitoneale Injektion von Ketamin: Xylazin (35 ul pro20 g Körpergewicht). </li><li> Subkutan injizieren Buprenorphin (Endkonzentration von 0,05-0,1 mg / kg) vor dem direkten Betrieb. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf einer Bühne auf 37 ° C erhitzt, auf die normale Körpertemperatur zu gewährleisten, und befestigen Sie dann die Maus mit einem Klebstoff Bandage. </li><li> Verwenden Baumwollspitzen, zu verwalten Schmieraugensalbe, um die Augen der Maus (um Austrocknung zu vermeiden). </li><li> Verwenden Baumwollspitzen, sauber die Einschnittstelle mit Jod und dann mit 70% Ethanol, um eine aseptische Arbeitsfeld zu etablieren. </li><li> Mit Hilfe von kleinen Schere und Pinzette, einen Einschnitt durch die Haut, von der Höhe der Knie bis zum Leistenband, parallel zu den Schenkelgefäße, bis der Arteria und Vena femoralis (AV) Gefäße ausgesetzt sind. </li><li> Halten Sie die Haut nach unten mit einem Aufroller, um einen besseren Zugang zu dem Gewebe zu gewinnen. </li><li> Verwendung von Feder Schere und Pinzette, sorgfältig isolieren die Arteria und Vena femoralis Gefäße aus dem umgebenden Gewebe. Starten Sie von der Ebene des Leisten ligAment zu der Bifurkation der überlegenen epigastrischen Gefäße. Verlassen Sie die profunda unberührt, um den Blutfluss in dem Bein zu erhalten und zu verhindern nachfolgende Ischämie. </li><li> Falten Sie das Transplantat (von Abschnitt 1) ​​um den freiliegenden Schenkel AV, unter dem profunda und oberhalb der Bifurkation in die Tibia und proneal AV, und kommen Sie mit seinen Enden mit 8-0 Seidenfäden. </li><li> Implantatdurchblutung durch die Kapillaren sprießen aus nur den Oberschenkel AV Schiffe zu gewährleisten, wickeln Sie ein Stück sterilisiert Latex um das Transplantat, und Naht mit 6-0 Nähten. </li><li> Schließen Sie die darüber liegende Haut mit 4-0 Seidenfäden. </li><li> Überwachen Sie die Maus, bis eng Erholung von der Anästhesie und jeden Tag danach, bis das Transplantat als Klappe übertragen. Subkutan injizieren Buprenorphin (Endkonzentration von 0,05-0,1 mg / kg) zweimal täglich für 2-3 Tage. HINWEIS: Verwenden Sie Kochsalzlösung in jeder Phase, um eine Austrocknung des freiliegenden Gewebes zu vermeiden. </li></ol> 4. Flap Überweisung <ol><li> An einem oderzwei Wochen nach der Implantation, zu betäuben die Maus durch eine intraperitoneale Injektion von Ketamin: Xylazin (35 ul / 20 g) unter Verwendung einer Insulinspritze. </li><li> Subkutan injizieren Buprenorphin (Endkonzentration von 0,05-0,1 mg / kg) vor dem direkten Betrieb. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf einer Bühne auf 37 ° C erhitzt, auf die normale Körpertemperatur zu gewährleisten, und befestigen Sie dann die Maus mit einem Klebstoff Bandage. </li><li> Verwenden Baumwollspitzen, gelten Schmieraugensalbe, um die Augen der Maus (um Austrocknung zu vermeiden). </li><li> Verwenden Baumwollspitzen, reinigen Sie die Einschnittstelle (von der Kniebereich auf den Bauch) mit Jod und dann mit 70% Ethanol, um eine aseptische Arbeitsfeld zu etablieren. </li><li> Mit einer Schere und Pinzette, öffnen Sie vorsichtig die Fäden in der Haut und, mit einer Schere, einen Einschnitt durch die Haut parallel zum Leistenband, weiter durch die Bauchhaut. </li><li> Das Latex Stück mit einer Pinzette vorsichtig entfernen und setzen die vaskularisierten Lappen. </li><li> Mit Hilfe eines SCISSors und Pinzetten, sezieren die Gewebelappen aus dem umgebenden Gewebe. </li><li> Mit einer Pinzette und einen Nadelhalter, zu ligieren, das distale Ende des Oberschenkel AV mit 8-0 Seidennähten Blutungen aus dem AV zu vermeiden. Dann Kauterisieren des AV auf der Höhe des Knies, distal in die gefaltete implantierte Gewebe und dem 8-0 Nähte. </li><li> Übertragen Sie leicht den Oberschenkel AV durch das Transplantat umgeben, in Richtung des ventralen Abdominalwand, Vermeidung von Schäden an der Arterie, um zu bestimmen, an dem der Abstand der volle Dickenfehler vorgenommen werden sollen. ACHTUNG: Ziehen Sie die Arterie zu weit wird die Arterie beschädigt werden. </li><li> Mit einer feinen Schere, einen Einschnitt in der ventralen Bauchwand. </li><li> Verwendung einer Feder Schere, einen Einschnitt in der Rektusabdominis Muskel. Entfernen Sie eine ca. 1 cm x 0,8 cm Segment der Rektusabdominis Muskeln mit der darüberliegenden Haut. </li><li> Übertragen Sie die Oberschenkel AV, durch die gefäß Graft eingehüllt, als axiale Klappe, in die gesamte Dicke Defekt in der Bauch Abdominal Wand. </li><li> Naht der Klappe zu dem umgebenden Muskelgewebe, mit 8-0 Seidenfäden, um Bruch zu verhindern. </li><li> Um Nähen die inneren Organe zu vermeiden, heben Sie den Muskel mit einer Pinzette, wenn Vernähen der Klappe an der Bauchmuskulatur. Verlassen Sie die Bauchhaut, um den Effekt einer vollständigen Bauchwanddefekt imitieren ausgesetzt. </li><li> Abdeckung der Wunde in der Haut mit iodierten Gaze und einem sterilen Verband, um eine Verunreinigung der freiliegenden Bereich zu verhindern. </li><li> Naht der Haut des Beines mit 4-0 Seidenfäden. </li><li> Überwachen Sie die Maus, bis eng Erholung von der Anästhesie und jeden Tag danach, bis zum Abruf der Klappe. Subkutan injizieren Buprenorphin (Endkonzentration von 0,05-0,1 mg / kg) zweimal täglich für 2-3 Tage. </li><li> HINWEIS: Verwenden Sie Kochsalzlösung in jedem Stadium zur Dehydratisierung der freiliegenden Gewebes zu vermeiden. </li></ol> 5. Ultraschall Bestimmung des Gefäßdurchblutung der Graft HINWEIS: Vor dem Transfer, Gefäßperfusion of das Transplantat bei einer und zwei Wochen nach der Implantation mit Ultraschall gemessen. <ol><li> Betäuben die Maus mit 2% Isofluran. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf einer beweglichen Bühne auf 38 ° C erhitzt, auf die normale Körpertemperatur zu gewährleisten, und befestigen Sie dann die Maus mit einem Klebstoff Bandage. </li><li> Finden Sie die Arteria und Vena femoralis Gefäße mit nicht-linearen Wandler auf dem B-Modus eingestellt. </li><li> Überprüfen Sie die Durchgängigkeit der Femoralgefäße des Transplantats unter Verwendung des Wandlers auf der Farb-Doppler-Modus eingestellt. </li><li> Vorbereitung nicht-spezifischer Kontrastmittel nach den Anweisungen des Herstellers. </li><li> Verbinden einer Schwanzvenenkatheter (12 cm Schlauch mit einer 27 G-Nadel) in eine 1 ml Spritze, die mit Kochsalzlösung gefüllt. Sichern die Spritze neben der Maus auf dem Heiztisch (um eine Bewegung der Spritze zu vermeiden). </li><li> Verbinden Sie den Katheter an die Maus Schwanzvene und sichern Sie die Nadel. </li><li> Spritzen Sie etwas von der Kochsalzlösung, um sowohl sicherzustellen, dass Injektionen werden in die Vene und zu füllen gemachtder Schlauch mit Kochsalzlösung (um Luftblasen zu vermeiden). </li><li> Füllen Sie eine 1 ml Spritze mit 70 ul von Kontrastmittel und ersetzen Sie die Kochsalzlösungsspritze mit dem Kontrastmittel-Spritze. </li><li> Einrichten der Ultraschall zur Bild Injektion des Kontrastmittels. In Eigenschaften des nicht-linearen Modus Einrichten der Anzahl von Rahmen bis 1500 und die Störung Puls bis 30% der Aufnahmen. HINWEIS: Nach der Unterbrechung Impulses die Mikrobläschen erneut füllen die Behälter mit einer Geschwindigkeit, die der Fließgeschwindigkeit der Mikrobläschen in den Kapillaren abhängt und unabhängig von der Einspritzrate der Mikrobläschen. Die Anzahl der Rahmen kann nach der Füllzeit 19,20 verändert werden. </li><li> Spritzen Sie das Kontrastmittel in die Schwanzvene. </li><li> Machen Sie Bilder in der nichtlinearen Kontrastmodus der hochauflösenden Ultraschallsystem. </li><li> Analysieren Sie die Ergebnisse mit Hilfe der Software, wie zuvor beschrieben, 19,20. <ol><li> Zeichnen Sie eine Region of Interest (ROI) auf dem erhaltenen Bild imunmittelbar nach der Unterbrechung Impuls in der Kontrastmodus. Der ROI ist die Fläche nur durch das Kontrastmittel gefüllt zu skizzieren. </li><li> Berechnung der Überhöhungs (PE), welches das Verhältnis der mittleren Intensität des nicht-linearen Signals nach dem Einspritzen der Mikrobläschen gegenüber nach der Unterbrechung Impuls und ist ein Maß für die Durchblutungsvolumens. </li><li> Berechnung der Durchflussmenge, die aus der Zeit (T), die bis zum Peak-Signal (P) verstreicht, bestimmt wird. </li></ol></li></ol> 6. Bestimmung des Ausmaßes der Graft Vaskularisation HINWEIS: Das Ausmaß der Gewebetransplantat Vaskularisation ist ein oder zwei Wochen nach der Implantation bestimmt. <ol><li> Verwendung einer Insulinspritze, betäuben die Maus durch eine intraperitoneale Injektion von Ketamin: Xylazin (35 ul / 20 g). </li><li> Verwendung von 1-ml-Spritze, intravenös zu injizieren 200 ul 10 mg / ml Fluorescein-Isothiocyanat-konjugiertem Dextran (FITC-Dextran, MG = 500.000) in die Schwanzvene. &lt;/ li&gt; <li> Zehn Sekunden nach der Beendigung der Injektion euthanize die Maus durch zervikale Dislokation. </li><li> Öffnen Sie das Bein der Maus und setzen das Transplantat. </li><li> Mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) Waschen Sie die Transplantatbereich und gelten 10% neutral gepuffertem Formalin. </li><li> Bild das Transplantat in der Maus Bein, mit einem konfokalen Mikroskop. </li><li> Quantifizierung funktionellen Gefäßdichte (FVD). <ol><li> Isolieren Sie den grünen Kanal (Anregung = 488 nm) der konfokalen mikroskopischen Bildern. </li><li> Leitet die resultierenden Bilder, die durch ein Hochpassfilter, um die kontrastreiche Strukturen betonen. </li><li> Verwenden ein Filter zum Entfernen von Flecken, um Geräusche, die durch das Hochpassfilter verstärkt worden sind, beseitigt werden. </li><li> Richten Sie den Wert der Schwelle auf dem resultierenden Bild; der Schwellenwert wird so eingestellt, dass die Funktionen und Strukturen in dem Originalbild in dem binären Bild sichtbar sind. </li><li> Tragen Sie eine Größe-Schwelle, so dass nur Gruppen von verbundenen Pixeln größer als der definierte size Schwelle bleiben in dem binären Bild. </li><li> Skizzieren Sie das Skelett der Gefäße im Transplantat mit der Zhang-Suen Algorithmus 21. </li><li> Errechnen FVD durch Summieren der Längen der Mittellinie des Schiffes übereinstimmen, und Dividieren des Ergebnisses durch die Fläche der ROI. </li></ol></li></ol> 7. Immunhistologische und histologischen Färbung des Transplantats <ol><li> Immunhistologische Färbung <ol><li> Nach konfokale Bildgebung, Abrufen des Transplantats mit einem kleinen Schere und Pinzette. Sezieren die AV Gefäße in den beiden Enden des Transplantats und Abrufen des Transplantats. </li><li> Befestigen Sie die Transplantate in 10% neutral gepuffertem Formalin für 30 min - 2 h. </li><li> Legen Sie die Transplantate in der Histologie Kassetten und Store in 70% Ethanol, bis Paraffineinbettung. </li><li> In Paraffin mit einem Standard-Fixierung und Einbettung Protokoll 22 einzubetten und in Scheiben in Paraffin eingebetteten Gewebe in 5 &amp; mgr; m Schnitte mit einem Mikrotom. Schneiden Sie die ganze Gewebe senkrecht zu der AVSchiffe. </li><li> Entparaffinieren in Paraffin eingebetteten Schnitten durch Eintauchen in 100% Xylol zweimal je 10 min. </li><li> Die Objektträger in einem 250 ml Kunststoff Coplin-Gefäß. </li><li> Rehydrieren durch serielle Immersionen in abnehmenden Konzentrationen von Ethanol (100%, 96%, 90%, 80%, 70%, 50%, 30% und doppelt destilliertem Wasser (DDW)) für jede 3 min. </li><li> Vorbereitung Antigendemaskierung durch Verdünnen von 2,35 ml Antigendemaskierung Lösung mit 250 ml DDW. Erhitzen Sie die Antigen-Demaskierung Lösung für 2 Minuten in der Mikrowelle bis 95 ° C eingestellt. </li><li> Legen Sie die Dias in den vorgeheizten Antigen Demaskierung Lösung und Wärme noch einmal für 3 Minuten in der Mikrowelle bis 95 ° C eingestellt. Kühlen Sie die Folien bis 50 ° C. </li><li> Erhitzen Sie erneut 2 Minuten und dann auf RT abkühlen. </li><li> Die Folien inkubieren in 3,3% H 2 O 2 in Methanol für 10 min bei RT, um die Aktivität der endogenen Peroxidase quenchen und dann zweimal in PBS spülen. </li><li> Bereiten Sie eine Inkubationskammer: Ort nassen absorbent Blätter in einem histologischen Box und trocknen Sie die Folien mit heiklen Aufgabe Wischer. </li><li> Kreisen Sie die Slice-Bereich auf dem Objektträger unter Verwendung einer hydrophoben Stift und Inkubation für 30 min bei RT, mit etwa 50 &amp; mgr; l Ziegenserum Blockierungslösung (2%, in PBS) pro Scheibe. </li><li> Verdünnen Sie die Kaninchen-Anti-CD31-Antikörpers 01.50 in Blockierungslösung, gelten etwa 50 &amp; mgr; l Antikörper pro Scheibe und Inkubation O / N, bei 4 ° C. Spülen 3 mal mit PBS, je 5 min. </li><li> Verdünnen Sie die biotinyliertem Ziege-Anti-Kaninchen-Sekundärantikörper 1: 400 in PBS, Platz über Folien etwa 50 &amp; mgr; l Antikörper pro Scheibe und Inkubation für 30 min bei RT. </li><li> Spülen 3 mal mit PBS, je 5 min. </li><li> Verdünnte Streptavidin-Peroxidase-1: 400 in PBS, gelten etwa 50 &amp; mgr; l pro Scheibe und Inkubation mit Rutschen für 30 min bei RT. Spülen 3 mal mit PBS, je 5 min. </li><li> Übernehmen ungefähr 50 &amp; mgr; l Aminoethylcarbazol (AEC) Substrat pro Scheibe, laut Hersteller &amp; #8217; s-Anweisungen. Tauchen Sie die Folien in DDW, um die Reaktion zu stoppen. </li><li> Färben die Kerne in blau durch Eintauchen der Abschnitte in etwa 50 ul Mayers Hämatoxylin-Lösung für 2 min. Sanft in Wasser abspülen und dann bedecken Sie die Abschnitte mit Eindeckmedium. </li><li> Quantifizieren, CD31-positive Färbung mit Hilfe eines doppelblinden Ansatz. CD31-Färbung erscheint als ein brauner Fleck. Wählen Sie 4-5 verschiedene Felder in einem 40-facher Vergrößerung Sichtfeld unter einem Binokular. Zählen Sie die Anzahl der CD31-positiven Lumen. <ol><li> Berechnung der durchschnittlichen Anzahl von CD31-positiven Lumen pro Gerüst durch Dividieren der Gesamtzahl der gezählten Lumen mit der Anzahl der Felder und dem fieldarea (nach den binokularen Daten). HINWEIS: Die aufgebrachte Reagenzienvolumen muss ausreichend sein, um die gesamte umrissen Scheibe decken. </li></ol></li></ol></li><li> Histologischen Färbung <ol><li> Fix Transplantate in 10% neutral gepuffertem Formalin. </li><li> Einbetten Transplantate in Paraffin unter Verwendung von StandardFixierung und Einbettung Verfahren. </li><li> Entfernen des Paraffins aus der in Paraffin eingebetteten Schnitten durch Eintauchen in 100% Xylen zweimal 10 min. </li><li> Schnelle Wäsche zweimal für Rehydrierung in 100% Isopropanol. </li><li> Schnelle Wäsche zweimal 95% Ethanol. </li><li> Dreimal mit Leitungswasser zu waschen. </li><li> Tauchen Sie ein in Hämatoxylin für 10 min. </li><li> Dreimal mit Leitungswasser zu waschen. </li><li> Immere in Eosin für 2 min. </li><li> Schnelle Wasch entwässern in 95% Ethanol zweimal. </li><li> Schnelle Wäsche 100% Isopropanol zweimal. </li><li> Schnelle Wäsche 100% Xylol zweimal. </li><li> Deckel mit DPX Kleber mit Deckglas 1,5 mm dick. </li><li> Bild mit Mikroskop in 40-facher Vergrößerung. </li></ol></li></ol> 8. Mechanische Eigenschaften Beurteilung <ol><li> Abrufen des Transplantats mit einem kleinen Schere und Pinzette. </li><li> Spülen Sie das Transplantat in PBS. </li><li> Die Breite und Dicke des Transplantats und die Berechnung der Querschnittsfläche, wie durch die Dicke multipliziert Breite. </li><li> Unse die Testinstrument, um eine Spannungs-Dehnungskurve von hydratisiertem Transplantate zu generieren. <ol><li> Montieren Sie das Transplantat zwischen den System Zug- Griffe und messen die endgültige Länge zwischen den beiden Griffen (dh Ausgangslänge). </li><li> Tragen Sie eine Verformungsgeschwindigkeit von 0,01 mm / s, bis zum Versagen. </li><li> Notieren Sie sich die entwickelte Kraft und mit dem Protokoll des Herstellers. </li><li> Generieren Sie eine Spannungs-Dehnungskurve in Matlab. <ol><li> Berechnen Stamm nach Verschiebung, dividiert durch die ursprüngliche Länge. Stress als die gemessene Kraft dividiert durch die Querschnittsfläche berechnet. </li><li> Bestimmen Steifigkeit als die Steigung des linearen Bereichs der Spannungs-Dehnungs-Kurve und dem Maximalpunkt der Kurve ist die Zugfestigkeit. </li></ol></li></ol></li></ol>

<ol><li>Engelsman, A. F., van der Mei, H. C., Ploeg, R. J., Busscher, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+phenomenon+of+infection+with+abdominal+wall+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The phenomenon of infection with abdominal wall reconstruction.</a> Biomaterials. 28 (14), 2314-2327 (2007).</li>
<li>De Coppi, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myoblast-acellular+skeletal+muscle+matrix+constructs+guarantee+a+long-term+repair+of+experimental+full-thickness+abdominal+wall+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Myoblast-acellular skeletal muscle matrix constructs guarantee a long-term repair of experimental full-thickness abdominal wall defects.</a> Tissue Eng. 12 (7), 1929-1936 (2006).</li>
<li>Shi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+full-thickness+abdominal+wall+defects+in+rats+using+collagen+scaffolds+loaded+with+collagen-binding+basic+fibroblast+growth+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Regeneration of full-thickness abdominal wall defects in rats using collagen scaffolds loaded with collagen-binding basic fibroblast growth factor.</a> Biomaterials. 32 (3), 753-759 (2011).</li>
<li>Yezhelyev, M. V., Deigni, O., Losken, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Management+of+full-thickness+abdominal+wall+defects+following+tumor+resection%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Management of full-thickness abdominal wall defects following tumor resection.</a> Ann Plast Surg. 69 (2), 186-191 (2012).</li>
<li>Macchiarini, P., Walles, T., Biancosino, C., Mertsching, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+human+transplantation+of+a+bioengineered+airway+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">First human transplantation of a bioengineered airway tissue.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 128 (4), 638-641 (2004).</li>
<li>Macchiarini, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+transplantation+of+a+tissue-engineered+airway%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Clinical transplantation of a tissue-engineered airway.</a> Lancet. 372 (9665), 2023-2030 (2008).</li>
<li>Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+autologous+bladders+for+patients+needing+cystoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty.</a> Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).</li>
<li>Nishida, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corneal+reconstruction+with+tissue-engineered+cell+sheets+composed+of+autologous+oral+mucosal+epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Corneal reconstruction with tissue-engineered cell sheets composed of autologous oral mucosal epithelium.</a> N Engl J Med. 351 (12), 1187-1196 (2004).</li>
<li>Petite, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+bone+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered bone regeneration.</a> Nat Biotechnol. 18 (9), 959-963 (2000).</li>
<li>Banta, M. N., Kirsner, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulating+diseased+skin+with+tissue+engineering%3A+actinic+purpura+treated+with+Apligraf%5BTitle%5D)+AND+%22Dermatol+Surg%22%5BJournal%5D)">Modulating diseased skin with tissue engineering: actinic purpura treated with Apligraf.</a> Dermatol Surg. 28 (12), 1103-1106 (2002).</li>
<li>Vunjak-Novakovic, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+in+cardiac+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering.+Part+B%2C+Reviews%22%5BJournal%5D)">Challenges in cardiac tissue engineering.</a> Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (2), 169-187 (2010).</li>
<li>Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularization+is+the+key+challenge+in+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Drug+Delivery+Reviews%22%5BJournal%5D)">Vascularization is the key challenge in tissue engineering.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 63 (4-5), 300-311 (2011).</li>
<li>Lesman, A., Gepstein, L., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularization+shaping+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Vascularization shaping the heart.</a> Ann N Y Acad Sci. 1188, 46-51 (2010).</li>
<li>Patton Jr, H., Berry, S., Kralovich, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+human+acellular+dermal+matrix+in+complex+and+contaminated+abdominal+wall+reconstructions%5BTitle%5D)+AND+%22The+Am+J+of+Surg%22%5BJournal%5D)">Use of human acellular dermal matrix in complex and contaminated abdominal wall reconstructions.</a> The Am J of Surg. 193 (3), 360-363 (2007).</li>
<li>Menon, N. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revascularization+of+human+acellular+dermis+in+full-thickness+abdominal+wall+reconstruction+in+the+rabbit+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Revascularization of human acellular dermis in full-thickness abdominal wall reconstruction in the rabbit model.</a> Ann Plast Surg. 50 (5), 523-527 (2003).</li>
<li>Buinewicz, B., Rosen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acellular+cadaveric+dermis+%28AlloDerm%29%3A+a+new+alternative+for+abdominal+hernia+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Acellular cadaveric dermis (AlloDerm): a new alternative for abdominal hernia repair.</a> Ann Plast Surg. 52 (2), 188-194 (2004).</li>
<li>Bringman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hernia+repair%3A+the+search+for+ideal+meshes%5BTitle%5D)+AND+%22Hernia%22%5BJournal%5D)">Hernia repair: the search for ideal meshes.</a> Hernia. 14 (1), 81-87 (2010).</li>
<li>Meintjes, J., Yan, S., Zhou, L., Zheng, S., Zheng, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthetic+biological+and+composite+scaffolds+for+abdominal+wall+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+rev+of+med+dev%22%5BJournal%5D)">Synthetic biological and composite scaffolds for abdominal wall reconstruction.</a> Exp rev of med dev. 8 (2), 275-288 (2011).</li>
<li>Cheng, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineered+blood+vessel+networks+connect+to+host+vasculature+via+wrapping-and-tapping+anastomosis%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Engineered blood vessel networks connect to host vasculature via wrapping-and-tapping anastomosis.</a> Blood. 118 (17), 4740-4749 (2011).</li>
<li>Shandalov, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+engineered+muscle+flap+for+reconstruction+of+large+soft+tissue+defects%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS+of+the+USA%22%5BJournal%5D)">An engineered muscle flap for reconstruction of large soft tissue defects.</a> PNAS of the USA. 111 (16), 6010-6015 (2014).</li>
<li>Zhang, T. Y., Suen, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fast+parallel+algorithm+for+thinning+digital+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Commun.+ACM%22%5BJournal%5D)">A fast parallel algorithm for thinning digital patterns.</a> Commun. ACM. 27 (3), 236-239 (1984).</li>
<li>Luna, L. G. AFIo Pathology. Manual of Histo Stain Meth ; of the Arm Forcs Inst of Path. Luna, L. G. , Blakiston Division, McGraw-Hill. (1968).</li>
<li>Choi, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+tissue+engineering+for+soft+tissue+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering.+Part+B%2C+Reviews%22%5BJournal%5D)">Adipose tissue engineering for soft tissue regeneration.</a> Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (4), 413-426 (2010).</li>
<li>Bellows, C. F., Alder, A., Helton, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abdominal+wall+reconstruction+using+biological+tissue+grafts%3A+present+status+and+future+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+rev+of+med+dev%22%5BJournal%5D)">Abdominal wall reconstruction using biological tissue grafts: present status and future opportunities.</a> Exp rev of med dev. 3 (5), 657-675 (2006).</li>
<li>Caspi, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+of+vascularized+cardiac+muscle+from+human+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering of vascularized cardiac muscle from human embryonic stem cells.</a> Circ Res. 100 (2), 263-272 (2007).</li>
<li>Kaufman-Francis, K., Koffler, J., Weinberg, N., Dor, Y., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineered+vascular+beds+provide+key+signals+to+pancreatic+hormone-producing+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Engineered vascular beds provide key signals to pancreatic hormone-producing cells.</a> PloS one. 7 (7), e40741(2012).</li>
<li>Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularization--the+conduit+to+viable+engineered+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Tiss+eng.+Part+B%2C+Reviews%22%5BJournal%5D)">Vascularization--the conduit to viable engineered tissues.</a> Tiss eng. Part B, Reviews. 15 (2), 159-169 (2009).</li>
<li>Koffler, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+vascular+organization+enhances+functional+integration+of+engineered+skeletal+muscle+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS+of+the+USA%22%5BJournal%5D)">Improved vascular organization enhances functional integration of engineered skeletal muscle grafts.</a> PNAS of the USA. 108 (36), 14789-14794 (2011).</li>
<li>Lesman, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+a+tissue-engineered+human+vascularized+cardiac+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Tisseng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Transplantation of a tissue-engineered human vascularized cardiac muscle.</a> Tisseng. Part A. 16 (1), 115-125 (2010).</li>
<li>Levenberg, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+vascularized+skeletal+muscle+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Engineering vascularized skeletal muscle tissue.</a> Nat Biotechnol. 23 (7), 879-884 (2005).</li>
<li>Bearzi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PlGF-MMP9-engineered+iPS+cells+supported+on+a+PEG-fibrinogen+hydrogel+scaffold+possess+an+enhanced+capacity+to+repair+damaged+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+death+%26+disease%22%5BJournal%5D)">PlGF-MMP9-engineered iPS cells supported on a PEG-fibrinogen hydrogel scaffold possess an enhanced capacity to repair damaged myocardium.</a> Cell death & disease. 5, e1053(2014).</li>
<li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SDF-1+expression+by+mesenchymal+stem+cells+results+in+trophic+support+of+cardiac+myocytes+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J+%3A+official+publication+of+the+.Fed+Am+Soc+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">SDF-1 expression by mesenchymal stem cells results in trophic support of cardiac myocytes after myocardial infarction.</a> FASEB J : official publication of the .Fed Am Soc Exp Biol. 21 (12), 3197-3207 (2007).</li>
<li>Dvir, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevascularization+of+cardiac+patch+on+the+omentum+improves+its+therapeutic+outcome%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Prevascularization of cardiac patch on the omentum improves its therapeutic outcome.</a> PNAS. 106 (35), 14990-14995 (2009).</li>
<li>Marsano, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+controlled+expression+of+VEGF+by+transduced+myoblasts+in+a+cardiac+patch+on+vascularization+in+a+mouse+model+of+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The effect of controlled expression of VEGF by transduced myoblasts in a cardiac patch on vascularization in a mouse model of myocardial infarction.</a> Biomaterials. 34 (2), 393-401 (2013).</li>
<li>Rufaihah, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+infarct+stabilization+and+neovascularization+mediated+by+VEGF-loaded+PEGylated+fibrinogen+hydrogel+in+a+rodent+myocardial+infarction+model%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Enhanced infarct stabilization and neovascularization mediated by VEGF-loaded PEGylated fibrinogen hydrogel in a rodent myocardial infarction model.</a> Biomaterials. 34 (33), 8195-8202 (2013).</li>
<li>Nillesen, S. T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+angiogenesis+in+acellular+scaffolds+by+combined+release+of+FGF2+and+VEGF%5BTitle%5D)+AND+%22J+of+Contr+Release%22%5BJournal%5D)">Increased angiogenesis in acellular scaffolds by combined release of FGF2 and VEGF.</a> J of Contr Release. 116 (2), e88-e90 (2006).</li>
<li>Sekine, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+fabrication+of+functional+three-dimensional+tissues+with+perfusable+blood+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels.</a> Nat Commun. 4, 1399(2013).</li>
<li>Tee, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+engineered+cardiac+muscle+flaps+in+syngeneic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Tiss+eng.+Part+A%22%5BJournal%5D)">Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats.</a> Tiss eng. Part A. (19-20), 1992-1999 (2012).</li>
<li>Morritt, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+tissue+engineering+in+an+in+vivo+vascularized+chamber%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber.</a> Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Die Fortschritte im Tissue Engineering haben mit einer wachsenden Nachfrage nach Ersatzgewebe für den Wiederaufbau von verschiedenen Gewebetypen erfüllt. Eine Vielzahl von synthetischen und biologischen 1,17,18 14-16 Materialien sowie Herstellungsverfahren wurden für ihre Fähigkeit, diesen Anforderungen gerecht beurteilt. Trotz der Fortschritte in der klinischen Versorgung und im Tissue Engineering, die Wiederherstellung der vollen Dicke Bauchwanddefekten bleibt jedoch eine Herausforderung. Ein Gew...

Bauchwanddefekte entstehen oft nach schweren Traumata, Krebsbehandlung, Verbrennungen und Entfernung infizierter mesh. Diese Fehler beinhalten häufig erhebliche Gewebeverlust, komplizierte chirurgische Eingriffe und präsentiert eine große Herausforderung für die plastische Wiederherstellung Chirurgen 1-4. Tissue Engineering Forscher der Suche nach neuen Quellen für künstliche Gewebe haben unterschiedliche Materialien, Zellquellen und Wachstumsfaktoren untersucht. Erfolgreiche Restaurationen aus verschiedenen Geweben, wie zum Beispiel 5,6 Trachea, der Blase 7, 8 Kornea, Knochenhaut 9 und 10 durch Implantation von technischen Geweben wurden bereits berichtet. Jedoch die Herstellung einer dicken vaskularisierten technisch hergestellte Gewebe, insbesondere zur Rekonstruktion von großen Defekten, bleibt eine große Herausforderung im Tissue Engineering. Eine der wichtigsten Faktoren, die die Dicke eines lebensfähigen Gewebekonstrukt wird die Steuerung der Sauerstoffversorgung auf seine Nachteiletituent Zellen. Beim Rückgriff auf Diffusion konstruieren Dicke ist auf der von einer sehr dünnen Schicht. Der maximale Abstand zwischen Sauerstoff- und Nährstoff-Zufuhr Kapillaren in vivo etwa 200 um, die mit der Diffusionsgrenzsauerstoff 11,12 korreliert. Unzureichende Vaskularisierung in Gewebeischämie führen und zu eskalieren zu Gewebeabbau oder Nekrose 13. Darüber hinaus müssen die für die Geweberekonstruktion verwendet ideales Material biokompatibel und nicht-immunogen sein. Es muss auch in der Lage, die weitere Integration von Wirtszellen mit dem Biomaterial und die strukturelle Integrität zu gewährleisten. Verschiedene biologische 14-16 und synthetische 1,17,18 Matrizen wurden zuvor zum Wiederaufbau von Gewebe untersucht, aber ihre Verwendung bleibt wegen des Mangels an wirksamen Blutversorgung, Infektionen oder unzureichende Gewebefestigkeit begrenzt. In dieser Studie wurde ein biokompatibles, zell embedded Gerüst der Food and Drug Administration (FDA) -zugelassene Poly-L-Milchsäure (PLLA) / Polymilchsäure-co-Glykolsäure (PLGA) umfasste, wurde um die Arteria und Vena femoralis (AV) Schiffe mit einer nackten Maus implantiert und getrennt von dem umgebenden Gewebe, wodurch Vaskularisierung nur aus den AV Gefäße. Eine Woche nach der Implantation war das Transplantat lebensfähigen, dick und gut vaskularisiert. Diese dicke vaskularisiertes Gewebe mit den AV Gefäße, wurde dann als gestielten Lappen zu einer Bauch voller Dicke Defekt in der gleichen Maus übertragen. Eine Woche nach der Übertragung wurde die Klappe lebensfähigen, vaskularisiert und gut mit dem umgebenden Gewebe integriert, wobei eine ausreichende Festigkeit, um Bauchorgane zu unterstützen. Somit ist die technisch stark, vaskularisierten Gewebelappen, wobei eine autologe Stiel, stellt ein neues Verfahren für die Reparatur von voller Dicke Bauchwanddefekte.

<table><tbody><tr><td>kleine feine gerade Schere</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>Federschere</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>gerade Pinzette mit feiner</td><td>Spitze Fine Science Tools (FST)</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>gezackte Pinzette&nbsp;</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Kauterisierer für kleine Gefäße&nbsp;</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>18000-00</td><td></td></tr><tr><td>Duratears</td><td>Alcon</td><td>5686</td><td></td></tr><tr><td>Sedaxylan</td><td>Euravet</td><td>DJ03</td><td></td></tr><tr><td>Clorketam 1000</td><td>Vetoquinol</td><td>4A0726B</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>vetmarket</td><td>B15100</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Seidennähte</td><td>Assut Nähte</td><td>647</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Polypropylen-Nähte</td><td>Assut Nähte</td><td>9351F</td><td></td></tr><tr><td>8-0 Seidennähte</td><td>Assut Nähte</td><td>684568</td><td></td></tr><tr><td>Insulinspritze (6 mm Nadel)</td><td>BD</td><td>324911</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 hochauflösendes Ultraschallgerät</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MS250 nichtlinearer Wandler</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikromarker nicht zielgerichtetes Kontrastmittel</td><td>VisualSonics inc.</td><td>VS-11694</td><td></td></tr><tr><td>Katheter für Schwanzvenen</td><td>VisualSonics inc.</td><td>VS-11912</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 Software</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluorescein-Isothiocyanat-konjugiertes Dextran</td><td>Sigma</td><td>FD500S</td><td></td></tr><tr><td>Matlab</td><td>Mathworks, MA, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimtech</td><td>34120</td><td></td></tr><tr><td>Antigen-Demaskierungslösung</td><td>Vector laboratories</td><td>H-3300</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD31-Antikörper</td><td>Abcam&nbsp;</td><td>ab28364</td><td></td></tr><tr><td>biotinylierter Ziegen-Anti-Kaninchen-Antikörper (sekundär) Vector</td><td>Laboratories</td><td>BA-1000</td><td></td></tr><tr><td>Streptavidin-Peroxidase</td><td>Jackson&nbsp;</td><td>016-030-084</td><td></td></tr><tr><td>Mayer's Hamatoxylin-Lösung</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MHS-16</td><td></td></tr><tr><td>Aminoethylcarbazol (AEC) Substratkit</td><td>Life technologies, Invitrogen&nbsp;</td><td>00-2007</td><td></td></tr><tr><td>Vectamount</td><td>Vector Laboratorien</td><td>H-5501</td><td></td></tr></tbody></table>

engineered vaskularisierte muskellappen

Engineered Vascularized Muscle Flap

Einer der Hauptfaktoren, der die Dicke eines Gewebekonstrukts und seine daraus resultierende Lebensfähigkeit und Anwendbarkeit in vivo begrenzt, ist die Kontrolle der Sauerstoffversorgung der Zellmikroumgebung, da die passive Diffusion auf eine sehr dünne Schicht beschränkt ist. Obwohl verschiedene Materialien beschrieben wurden, um die Integrität von Defekten der Bauchdecke in voller Dicke wiederherzustellen, hat sich bisher kein Material als optimal erwiesen, was auf eine geringe Vaskularisierung des Transplantats, eine Gewebeabstoßung, eine Infektion oder unzureichende mechanische Eigenschaften zurückzuführen ist. Dieses Protokoll beschreibt ein Mittel zur Herstellung eines vollständig vaskularisierten Lappens mit einer Dicke, die für die Rekonstruktion des Muskelgewebes relevant ist. Zelleingebettete Poly-L-Milchsäure/Polymilchsäure-Co-Glykolsäure-Konstrukte werden um die Oberschenkelarterie und -vene der Maus implantiert und in vivo für einen Zeitraum von ein bis zwei Wochen aufrechterhalten. Das vaskularisierte Transplantat wird dann als Lappen auf einen Defekt in voller Dicke im Bauch übertragen. Diese Technik ersetzt die Notwendigkeit von autologen Gewebekotalierungen und kann die Verwendung von in vitro manipulierten vaskularisierten Lappen in vielen chirurgischen Anwendungen ermöglichen.

Graft Vaskularisation und Perfusion in vivo Die Transplantate wurden ein oder zwei Wochen vor ihrer Übertragung als axiale Klappen implantiert. Bei einer und zwei Wochen nach der Implantation, der groben Beobachtung des Transplantatbereich enthüllt lebensfähig und vaskularisierten Gewebetransplantate. Diese Transplantate nachgewiesen gefäß zu sein, wie durch positive Immunfärbung CD31 (1A) bestimmt ist, und stark durchbluteten, wie von FITC-Dextran-Injektion in die ...

Bisher werden dicke Gewebedefekte typischerweise durch das Auftragen von autologen Gewebelappen oder manipuliertem Gewebe rekonstruiert. In diesem Protokoll stellen wir eine neue Methode zur Konstruktion von vaskularisierten Gewebelappen vor, die einen autologen Stiel tragen und als Ersatz für autologe Lappen dienen sollen.

Engineered Vaskularisierte Muskellappen

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine gut vascularisierte Gewebeklappe zu erzeugen, die zur Rekonstruktion von Defekten der vollen Dicke der Bauchwand genutzt werden kann. Dies wird erreicht, indem zunächst ein biologisch abbaubares Polylactid-Poly(lactid-co-glycolid)-Scaffold präpariert wird. Anschließend werden Endothelzellen, Muskelzellen und Fibroblasten aufgebracht, und das Transplantat wird in vitro kultiviert, um den Zellen die Möglichkeit zu geben, sich selbst zu organisieren.Dann wird das engineered Gewebe um die Arteria femoralis und Vene femoralis der Maus implantiert, wo es eine Anastomose mit den Gefäßen des Wirts ausbildet und stark vascularisiert wird. Schließlich wird das Gewebe als gestielter Lappen in einen Defekt der Bauchwand voller Dicke transplantiert. Letztendlich wird die Vascularisierung des Transplantats mittels Ultraschall, der T-Dextran-Injektion und Immunfärbung für CD31 nachgewiesen, und die Steifigkeit des Lappens wird mithilfe eines biodynamischen Prüfgeräts untersucht.Die Hauptvorteile dieser Methode gegenüber bestehenden Verfahren sind eine geringere Mobilität der Spenderstelle und eine hohe Vitalität des konstruierten Lappens, der zur Herstellung von Weichgewebe voller Dicke verwendet werden kann. Diese Methode kann bei Patienten mit Defekten der Bauchwand voller Dicke hilfreich sein. Die Demonstration des Verfahrens wird von Dr. Dana Egozi, einer plastischen Chirurgin, in Zusammenarbeit mit meinem Labor durchgeführt, und Anina Freimann wird ihr assistieren.Nach der Herstellung der Scaffolds und der Einbettung der Zellen gemäß dem Textprotokoll folgende chirurgische Instrumente autoklavieren: eine kleine feine gerade Schere, eine Feder-Schere, eine gerade feine Pinzette, eine gezahnte Pinzette, Hudson-Pinzette, eine Nadelhalter und ein Skalpell mit Klingennummer 15. Bereiten Sie eine Mischung aus 425 µL Ketamin und 75 µL Silodsin in einem Mikrozentrifugenröhrchen vor und überführen Sie diese in eine Spritze. Verdünnen Sie anschließend Buprenorphin in einer Konzentration von 0,3 mg/mL im Verhältnis 1 zu 20 in steriler Kochsalzlösung.Nach der Anästhesie der Maus gemäß dem Textprotokoll legen Sie sie auf einen Präsentiertisch, erwärmen Sie sie auf 37 Grad Celsius, um die normale Körpertemperatur aufrechtzuerhalten, und befestigen Sie sie mit einem adhäsiven Verband am Tisch. Mit Wattestäbchen reinigen Sie die Operationsstelle zunächst mit Jod und anschließend mit 70 %igem Ethanol, um ein aseptisches Arbeitsfeld zu schaffen. Nach Überprüfung der Sedierungstiefe führen Sie mit einem Skalpell einen Schnitt durch die Haut von der Kniegegend bis zum Leistenband parallel zu den femoralen Gefäßen durch, bis die Arteria femoralis und Vena femoralis freigelegt sind.Verwenden Sie Klammern oder Nadeln, um die Haut festzuhalten. Isolieren Sie dann mit Feder-Scalpell und Pinzette, beginnend an der femoralen Arteria und Vena unterhalb der A. profunda und oberhalb der Gabelung in die tibiale und peronäale Arteria und Vena, vorsichtig die femorale Arterie und Vene aus dem umgebenden Gewebe. Lassen Sie die A. profunda unberührt, um den Blutfluss zum Bein zu erhalten und eine anschließende Ischämie zu verhindern.Als Nächstes wird das zuvor präparierte Transplantat um die freigelegte femorale AV unterhalb der Profunda und oberhalb der Bifurkation in tibiale und proneale AV gefaltet und dessen Enden mit 8-0-Seidennähten verbunden. Um eine Implantatvaskularisierung ausschließlich durch aus den Gefäßen der femoralen AV entspringende Kapillaren sicherzustellen, wird ein Stück sterilisiertes Latex unter das Transplantat gelegt, anschließend um Transplantat und Naht herumgewickelt und mit 6-0-Seidennähten fixiert. Danach wird die überlagernde Haut mit 4-0-Seidennähten verschlossen.Spritzen Sie Buprenorphin zwei- bis dreimal täglich subkutan ein. Überwachen Sie die Maus sorgfältig bis zur Erholung von der Anästhesie und danach täglich, bis das Transplantat als Lappen verpflanzt wird. Eine bis zwei Wochen nach der Implantation legen Sie das Tier nach erneuter Anästhesie auf den beheizten Prüftisch und sichern es fest. Nach der Reinigung der Schnittstelle, wie zuvor in diesem Video gezeigt, verwenden Sie eine Schere und eine Pinzette, um die Hautnaht vorsichtig zu öffnen, und führen mit einem Skalpell einen Schnitt in die Haut senkrecht zum Leistenband durch, der sich durch die ventrale Haut fortsetzt. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen Schnitt in die ventrale Bauchwand vorzunehmen. Entfernen Sie das Latexstück vorsichtig und legen Sie den vascularisierten Lappen frei.Danach mit einer Schere und einer Pinzette den Gewebelappen vom umgebenden Gewebe ablösen. Mit einer 8-0-Seidennaht das distale Ende der femoralen AV abbinden, um Blutungen aus der AV zu verhindern. Anschließend die AV am Knie kauterisieren, distal zum gefalteten implantierten Gewebe und den 8-0-Nähten. Vorsichtig die vom Transplantat umhüllte femorale AV zur ventralen Bauchwand hin übertragen, wobei die Arterie nicht beschädigt werden darf, um den Abstand festzulegen, in dem der defekt in voller Dicke angelegt werden soll.Mit einer chirurgischen Schere einen Einschnitt in den Musculus rectus abdominis machen und ein etwa einen Zentimeter mal 0,8 Zentimeter großes Segment des Muskels zusammen mit der darüberliegenden Haut entfernen. Den femoralen AV-Strang, der von dem vaskularisierten Transplantat als axialer Lappen umhüllt ist, mittels 8-0-Seidennähten zur Verhinderung einer Hernie in den Defekt der vollen Dicke der ventralen Bauchwand transferieren. Den Lappen mit dem umgebenden Muskelgewebe vernähen.Anschließend mit 4-0-Seide die Haut des Beins nähen. Die ventrale Haut freilassen, um den Effekt eines vollständigen Bauchwanddefekts nachzuahmen. Mit jodhaltiger Gaze und einem sterilen Verband die Wunde in der Haut abdecken, um eine Kontamination des exponierten Bereichs zu verhindern.Verabreichen Sie Buprenorphin wie zuvor in diesem Video beschrieben. Überwachen Sie das Tier engmaschig bis zur Erholung von der Anästhesie und danach täglich, bis die Wiederherstellung des Lappens für die im Textprotokoll beschriebenen Studien erfolgt ist. Bei makroskopischer Beurteilung des Transplantatbereichs eine und zwei Wochen nach der Implantation zeigten sich lebensfähige und stark durchblutete Gewebetransplantate, wie durch positives CD31-Immunfärbungsergebnis bestätigt wurde.Die Gewebetransplantate waren ebenfalls stark durchblutet, wie durch die Injektion von FITC-Dextran in die Schwanzvene und Ultraschallmessungen sichtbar wurde. Dieses Diagramm zeigt, dass bereits nach einer Woche viele Gefäße beobachtet wurden, eine Zahl, die nach einer weiteren Woche in der Nähe der AV-Gefäße signifikant anstieg. Wie hier zu sehen ist, wurde die Durchgängigkeit und Integrität hinter der Arteria femoralis nach der Transplantation mittels Ultraschallbildgebung im Farb-Doppler-Modus bestätigt.Blau und Rot stellen die Durchblutung im Transplantat dar. Außerdem zeigte die ultraschallbildliche Untersuchung eine Perfusion im Bereich des Transplantats, die leicht höher war nach der Implantation im Vergleich zu einer Woche danach. Die makroskopische Untersuchung der Lappen eine Woche nach der Transplantation ergab, dass sie eine feste Anheftung an ihre Umgebung durchlaufen hatten.Beim Vergleich der prävaskularisierten, zellbesiedelten Lappen mit den kontrollierten azellulären, nicht vaskularisierten Transplantaten zeigten erstere überlegene mechanische Eigenschaften, einschließlich Steifigkeit und Festigkeit, was zudem zu weniger Dehiszenzen und Herniationen führte. Sobald die Technik beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchführung in etwa 30 Minuten durchgeführt werden. Nach ihrer Entwicklung ebnet diese Technik plastischen Chirurgen den Weg, Patienten mit einem Defekt der Bauchwand in voller Dicke sowie anderen komplizierten und erheblichen Weichteildefekten zu behandeln.

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Vaskularisierte Verbund Allotransplantations (VCA) haben eine klinische Realität werden. Allerdings ist eine breite klinische Anwendung des VCA durch chronische Multi-Drug-Immunsuppression begrenzt. Die Autoren stellen eine zuverlässige und reproduzierbare Großtiermodell, um neue immunmodulatorische Strategien, die Minimierung oder Beseitigung potenziell die Notwendigkeit der Immunsuppression in VCA übersetzen kann.

Eine modifizierte Heterotope Schweine Hind Gliedmaßen-Transplantation Modell für Translationale Vaskularisierte Composite-Allotransplantation (VCA) Forschung

Hier zur Gewebezüchtung Gefäßimplantate, die zum Pfropfen in Mäusen durch Impfen Doppel partiell pluripotenten Stammzellen funktional erzeugen präsentieren wir ein Protokoll (PiPSC) - abgeleiteten glatten Muskelzellen und PiPSC - abgeleitete Endothelzellen auf einer dezellularisierten Gefäßgerüst Bioreaktor.

Generierung und Pfropfen von Tissue Engineering Gefäße in einem Maus-Modell

Dies ist eine Richtlinie für die Konstruktion von in vivo vaskularisiertem Gewebe unter Verwendung einer mikrochirurgischen arteriovenösen Schleife oder einer Durchfluss-Pedikel-Konfiguration in einer Tissue-Engineering-Kammer. Die erzeugten vaskularisierten Gewebe können für die Organregeneration und den Ersatz von Gewebedefekten sowie für Arzneimitteltests und Krankheitsmodellierung verwendet werden.

Tissue Engineering von Intrinsic Vaskularisation in ein<em&gt; In Vivo</em&gt; Tissue Engineering Chamber

Dieser Artikel beschreibt die Schritte, die erforderlich sind, um einen fasziokutanen epigastrischen freien Lappen anzuheben und ihn in den Hals der Ratte zu übertragen.

Ein Modell der freien Gewebetransfer: Die Ratte Epigastrische Freie Flap

Hier präsentieren wir ein Protokoll für die Verwendung von dem Schwein überlegene epigastrischen Arterie Perforatorlappen als ein Lernmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau.

Schweine als ein Trainingsmodul für Kopf und Nacken mikrovaskuläre Wiederaufbau

Vaskularisierte Verbundlegierung bietet den Transplantationsempfängern lebensverändernde Vorteile, aber die biologischen Ursachen für die Abstoßung von Transplantationen und die Vaskulopathie bleiben schlecht verstanden. Das hier vorgestellte Nagetier bietet ein reproduzierbares, klinisch relevantes Transplantationsmodell, das es Forschern ermöglicht, Abstoßungsereignisse und mögliche therapeutische Strategien zu bewerten, um deren Auftreten zu verhindern.

Modifiziertes Heterotopisches Hindlimb Osteomyoskan Flap Model im Rat für translational Vasculariisierte Composite Allotransplantation Research

Das vorliegende Protokoll beschreibt das schweinische Modell des faszio-kutanen Lappens und seine mögliche Verwendung in der vaskularisierten Kompositgewebeforschung.

Ein zuverlässiges schweinisches Faszien-Hautlappenmodell für vaskularisierte Komposit-Allografts Bioengineering-Studien

Konstruierte Klappen erfordern ein integriertes funktionelles Gefäßnetzwerk. In diesem Protokoll stellen wir eine Methode zur Herstellung einer 3D-gedruckten Gewebeklappe vor, die ein hierarchisches Gefäßnetzwerk und seine direkten mikrochirurgischen Anastomosen an der Oberschenkelarterie der Ratte enthält.

Herstellung von technischen Gefäßklappen mit 3D-Drucktechnologien

Das Protokoll beschreibt die chirurgische Beschaffung und anschließende Dezellularisierung von vaskularisierten Schweinelappen durch die Perfusion von Natriumdodecylsulfat-Waschmittel durch das Lappengefäßsystem in einem maßgeschneiderten Perfusionsbioreaktor.

Beschaffung und Perfusions-Dezellularisierung von porcinen vaskularisierten Klappen in einem maßgeschneiderten Perfusionsbioreaktor

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgische Technik zur Entnahme eines menschlichen Perforatorlappenmodells basierend auf dem tiefen unteren epigastrischen Arteriepedikel, der für experimentelle Forschung vorgesehen ist.

Ein experimentelles humanes DIEP-Flap-Modell zur Untersuchung von Erhaltungsstrategien für vaskularisierte Verbundallografts und freie Lappen

Erfahren Sie die Herstellung vaskularisierter Muskellappen mit biologisch abbaubaren Scaffolds für die Rekonstruktion von Bauchwanddefekten. Diese Methode nutzt Endothelzellen und Fibroblasten zur Verbesserung der Gefäßversorgung.

Engineered Vaskularisierte Muskellappen

Weitere Videos entdecken