Name: Implementieren der Patch-Clamp und Live-Fluoreszenzmikroskopie, um funktionelle Eigenschaften von frisch isolierten PKD Epithel-Monitor (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-01T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Erfahren Sie Patch-Clamp und Live-Fluoreszenzmikroskopie zur Untersuchung funktioneller Eigenschaften von frisch isolierten PKD-Epithel-Monolayern. Diese Methode ermöglicht die Analyse von Ionenkanalaktivität und Calciumdynamik bei polyzystischer Nierenerkrankung.

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Die Autoren bedanken sich bei Glen Slocum (Medical College of Wisconsin) und Colleen A. Lavin (Nikon Instruments Inc.) für hervorragende technische Unterstützung bei der Mikroskopieexperimente bedanken. Diese Studie wurde von der National Institutes of Health gewährt R01 HL108880 (AS), R01 DK095029 (nach OPO) und K99 HL116603 (TSP), National Kidney Foundation IG1724 (TSP), American Heart Association 13GRNT16220002 (nach OPO) und der Ben J. Lipps-Forschungsstipendium von der American Society of Nephrology (auf DVI).

Die nachfolgend beschriebenen experimentellen Verfahren wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee am Medical College of Wisconsin und der University of Texas Health Science Center in Houston genehmigt und wurden in Übereinstimmung mit den National Institutes of Health Guide für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Figur 1 zeigt wesentliche Schritte des Gewebes Isolierung und Verarbeitungsverfahren. Kurz gesagt, werden Nieren von PCK oder SD-Ratten für die manuelle Isolierung von Epithelzellen Monoschichten von Sammelkanäle entweder von gesunden nicht-gewählten Tubuli oder Zysten verwendet. Hier untersuchten wir die Nieren 4-16 Wochen alt PCK Ratten 10,13. 1. Isolierung von Nierenzysten und Anschließen Röhrchen (CNT) / Sammelrohr (CD) Segmente <ol><li> Anesthetize Versuchstier mit Isofluran (5% Induktion, 1,5 bis 2,5% Wartung) / Klasse O 2 medizinische oder einer anderen zugelassenen Methode. Die Tiere müssen ständig überwacht, um eine angemessene le zu gewährleistenvel der Anästhesie. Stabile Atemfrequenz und toe Prise Reaktion verwendet werden, um angemessene Betäubung bestätigen. </li><li> Zuführen Laparotomie und bündig die Nieren mit phosphatgepufferter Salzlösung (PBS) durch die abdominale Aorta 17. <ol><li> Bereiten Sie einen Polyethylenschlauch Katheter (PE50) und verbinden Sie es mit einer Spritzenpumpe mit PBS gefüllt. Schneiden Sie die Haut und Bauchwand entlang der Linea alba, dann machen Sie einen transversalen Bauchschnitt über den Bauch von Seite zu Seite und verschieben Sie die Bauchorgane mit Wattestäbchen, um Zugang zu der absteigenden Aorta mit Verzweigungen mesenterialen und Zöliakie Arterien zu erhalten. Befeuchten Sie die inneren Organe mit warmer Kochsalzlösung während der weiteren Verfahren auf ihre Trockenheit zu verhindern. </li><li> Legen Sie eine Ligatur (# 1) um die mesenterialen und Zöliakie Arterien und andere Blattschraube (# 2) um die Aorta unter der Membran (nicht binden). Vorsichtig trennen ein. abdominalis von stumpf sezieren Bindegewebe um ihn herum mit dünnen Pinzette und legen Sie zwei Ligaturen ~ 3mm unterhalb der linken Nierenarterie (# 3) und oberhalb der Darmbeinarterien Bifurkation (# 4). </li><li> Binden Sie Ligatur # 4 und fügen Sie eine Gefäßklemme um die Aorta zwischen dem linken Nierenarterie und Unterbindung # 3. Einen Einschnitt zwischen der Klemme und Unterbindung # 4, um die Aorta katheterisieren, verwenden Sie Unterbindung # 3 in die fest zu fixieren, den Katheter. </li><li> Lösen Sie die Klemme und stellen Sie sicher, dass das Blut Puls ist in dem Katheter sichtbar, um eine ordnungsgemäße Installation sicherzustellen. Starten Perfusion mit einer Rate von 6 ml / min, binden Ligaturen # 1 und # 2, und schneiden Sie die linke Nierenvene. Weiter spülen 1-2 Minuten, bis die Organe vollständig blanchiert. </li><li> Schneiden Sie renalen Blutgefäße, der Harnröhre und der umgebenden Binde- und Fettgewebe mit einer Schere, um die Nieren zu sammeln. Dann machen Sie eine kurze Riss in Nierenkapsel und ziehen die Nieren, um sie decapsulate. Legen Sie die Nieren in eiskaltem PBS. Sterbehilfe wird durch eine Thorakotomie bestätigt. </li></ol></li><li> Bereiten Sie 5 x 5 mm Deckglas-Chips mit Poly-L-Lysin beschichtet. Schneiden Sie ein Deckgläsernss mit einem Diamantstift und Ort etwa 20 &amp; mgr; l 0,01% steril filtriert Poly-L-Lysin-Lösung auf jedes Glas-Chip. Bereiten Kochsalzlösung und zwei Paare von Uhrmacher Zangen für die Präparation. </li><li> Schneiden die Nieren mit einer Rasierklinge entlang der Frontalebene in Scheiben von ~ 1-2 mm Dicke. Legen Sie eine der Scheiben unter einem Stereomikroskop. Isolierung von Gewebe sind in eiskalter Kochsalzlösung durchgeführt werden. </li><li> Finde Zysten unter einem Stereomikroskop als Rundform Hohlräume (2A); ihre Wände enthalten oft prominente Netzwerk von vermehrten Blutgefäße. Verwenden von spitzen Pinzette sezieren die interne Epithelschicht einer Zyste so dünn wie möglich, um eine Monoschicht-Bereich zu erhalten. Verbinden Sie es mit einem Glas-Chip mit Poly-L-Lysin bedeckt. Sticky Poly-L-Lysin-Oberfläche ermöglicht dem Forscher fest positionieren Sie den internen Zyste Schicht auf Glas. Setzen Sie die Zyste mit der apikalen Seite nach oben, um den Zugang für die Pipetten (2B) bereitzustellen. </li><li> Verwenden PCK oder SD-Ratten kidney zentralen Scheiben Papille zur Isolierung von nicht-dilatierten CNT / CCDsegments 18-21 enthalten. HINWEIS: Papillary Geweben sind haltbarer als Kortex und durch Halten papillären Rohrbänder mit einer Pinzette und Reißen entlang radialen Achse der Scheibe zu dünnen Bereichen abgespalten werden. Einzelne Tubuli sind sichtbar und können herausgezogen, um auf Deckglas-Chips platziert werden kann. </li><li> Identifizieren Sie die CNT / CCD-Segmente durch Gabelungen, höhere Transparenz als proximalen Tubuli und große deutlich sichtbare Zellen (2C). Legen Sie die Abdeckung Glas-Chip mit angeschlossenem Tubuli unter einem Mikroskop mit Mikromanipulatoren für den Antrieb von Mikropipetten ausgestattet. Mit scharfen Mikropipetten Split offenen Tubuli und befestigen ihre Ränder auf das Glas der apikalen Oberfläche zugänglich zu machen (2D). </li></ol> 2. Einzelkanal-Patch-Clamp-Elektrophysiologie <ol><li> Füllen Sie den Patch-Clamp-Kammer mit Bad-Lösung und übertragen Sie das Deckglas-Chipmit isolierten Geweben in die Kammer. Stellen Sie sicher, dass die Patch-Clamp-Mikropipetten haben Widerstand von 7-10 MOhm für die zuverlässige On-Zelle (Cell-Attached) Messungen. </li><li> Für die Cell-Attached-Messungen, stellen Sie den Verstärkungsfaktor-Verhältnis auf 20-fach und Tiefpass die Ströme bei 300 Hz durch einen achtpoligen Bessel-Filter. ENaC-Kanäle für die Überwachung, mit einem Badlösung in mM: 150 NaCl, 1 CaCl 2, 2 MgCl 2, 10 HEPES (pH 7,4); Pipette 140 LiCl, MgCl 2 2 und 10 HEPES (pH 7,4). </li><li> Durchführung einer konventionellen Patch-Clamp-Experiment in einem Cell-Attached-Modus 10. Eine Zelle in der Monoschicht epithelialer und nähern sich der Pipette in der apikalen Membran. Bilden einen hochohmigen Abdichtung zwischen einer Pipette und Zellmembran durch leichten Sog. Sobald eine high resistant Gigaohm Dichtung gebildet wird, sollte eine lückenlose Protokoll bei einem Haltepotential für die Überwachung der Aktivität des interessierenden Kanal gestartet werden. </li><li> Shop spaltfreie Einzelkanal aktuellen Daten von gigaOhm-Dichtungen für die spätere Analyse. Analysieren Sie die Kanal-Ereignisse mit Hilfe eines Software-Paket in der Regel mit Patch-Clamp-Setups 18 zugeführt. Berechnung der Kanalaktivität als NPO, wo N die Anzahl der aktiven Kanäle in der Patch und P o ist durchschnittlich Öffnungswahrscheinlichkeit der Kanäle. HINWEIS: Verwenden Sie isolierte Zysten oder Tubuli in Patch-Clamp-Experimenten für nicht mehr als 30 Minuten. </li></ol> 3. Ratiometrisch Epifluoreszenz Messungen der intrazellulären Calciumkonzentration in den Epithelzellen <ol><li> Verwenden 5 mM Fura-2AM in DMSO gelöst. Aliquot Stammlösung in einzelne 500 ul konische Röhrchen (etwa 10 &amp; mgr; l). Vor Licht und lagern in der Tiefkühltruhe bei -20 ° C für bis zu sechs Monate. </li><li> Inkubieren isolierten Zysten und Split-offenen Tubuli 30-40 min in PSS (in mM: 145 NaCl, KCl 4,5, 2 MgCl 2, 2 CaCl 2 und 10 HEPES bei pH 7,35), das 5 uM Fura-2 AM Farbstoff und 0,05% Pluronsäure um die Dispersion der Acetoxymethylester. Dafür Ort Gewebe in der 3,5 cm Schale mit Ladecocktail, vor Licht schützen und Inkubation auf einem langsamen Schüttler bei Raumtemperatur. </li><li> Ändern Fura-2 AM haltigen Medien, um nach der Inkubation reinigen PSS und legen Sie das Gewebe unter dem Mikroskop zu Epifluoreszenz-Bildgebung weiter durchzuführen. </li><li> Schalten Sie CCD-Kamera und stabile Lichtquelle (Monochromator-System) mit Filterscheibe ausgestattet (jede Filterposition kann mit einer eigenen Dämpfungspegel, jedes Mal, wenn der Filter aufgerufen wird ausgewählt in Verbindung gebracht werden). </li><li> Finden Sie das Gewebe im Hellfeld. Wechseln Sie zur Detektion des Fluoreszenzsignals und stellen Sie die Intensität der Lichtquelle mit Neutralfilter und Lampenleistung, um die Sättigung des Signals zu vermeiden. </li><li> Überwachen Fura-2 AM-Fluoreszenz in der Gewebeprobe mit ratiometrische Anregung bei 340/380 nm mit einer Frequenz von 0.125 Hz oder höher. Verwenden Sie eine 40 × / NA 1.3 oder ähnliche Objektivlinse zum richtigen Resolution Bild. </li><li> Für die Bildverarbeitung und Berechnungen importieren Sie die Bildfolge. Stellen Sie sicher, um die Kanäle aufgeteilt und mit einem Hyperstack-Graustufen-Modus. Wählen Sie mehrere Bereiche von Interesse (Einzelzystenzellen oder ausgewählte Bereiche der zystischen Gewebe) und berechnen Sie Intensitätswerte für jeden Kanal (340 und 380 nm) in die bevorzugten Datenanalyse-Software; subtrahieren Hintergrund Intensitätswerte von jedem Datenpunkt. </li><li> Für jeden Zeitpunkt wird das Verhältnis der Intensitäten der Fura-2 AM 340-380 Kanälen. Plot Scatter / Linienpunkt-Zeitänderungen von Ca 2+ Transienten für jede Region und berechnen Mittelwert / SE-Werte. </li></ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Wir hier beschriebenen Anwendungen von herkömmlichen Patch-Clamp-Technik und Epifluoreszenz Calcium Imaging, um zystische Epithelzellen-Monoschichten aus einem Maus-Modell der genetischen ARPKD abgeleitet. Das Protokoll besteht aus drei Schritten, von denen die meisten Aufmerksamkeit ist auf die Isolierung der Zysten (Schritt 1.5 der Protokolle Abschnitt) und an die elektrophysiologische Studien bezahlt werden. Diese Schlüssel Verfahren erfordern umfangreiche Schulungen und Geduld, und der Leser sollte nicht enttäuscht ...

Ionenkanäle spielen eine wichtige Rolle bei vielen physiologischen Funktionen, einschließlich Zellwachstum und Differenzierung. Autosomal dominante und rezessive polyzystische Nierenerkrankung (ADPKD und ARPKD bezeichnet) sind genetische Störungen, die durch die Entwicklung von Nierenflüssigkeitsgefüllten Zysten des Rohr Epithelzelltumoren. ADPKD Mutationen von PKD1 oder PKD2 Gene Polyzystinen 1 und 2, Membranproteine ​​in der Regulation der Zellproliferation und -differenzierung beteiligt kodiert verursacht. PKD2 allein oder als Komplex mit PKD1 fungieren auch als Ca 2+ durchlässige Kationenkanals 1. Mutationen des PKHD1 kodierende Gen Fibrocystin (a Zilien-assoziierten Rezeptor-ähnlichen Proteins in der Tubulogenese und / oder Wartung Polarität Epithel beteiligt sind) sind die genetischen Anstoß ARPKD 2. Zystenwachstum ist ein komplexes Phänomen mit gestörter Proliferation 3,4, Angiogenese 5, Dedifferenzierung und Verlust der polaren begleitetkeit von röhrenförmigen Zellen 6-8. Defekten Reabsorption und Sekretion in Augmented Zystenepithel tragen zu einer Flüssigkeitsansammlung in dem Lumen und Zystenexpansions 9,10. Impaired strömungsabhängige [Ca 2+] i-Signalisierung wurde auch cystogenesis während PKD 11-15 verbunden. Hier beschreiben wir eine für Patch-Clamp-Messungen von Einzelkanal-Aktivität und der intrazellulären Ca 2+ -Spiegel bei zystischer epithelialen Monoschichten von PCK Ratten isoliert Methode. Dieses Verfahren wurde von uns erfolgreich angewendet, um der Aktivität des epithelialen Na + -Kanal (ENaC) 10 charakterisieren und [Ca 2+] i -abhängigen Prozesse durch Ca 2+ durchlässige TRPV4 und purinergen Signalkaskade 13 induziert. In diesen Studien verwendeten wir PCK Ratten ein Modell ARPKD durch eine spontane Mutation in dem PKHD1 Gen verursacht. Die PCK-Stamm war originally von Sprague-Dawley (SD) Ratten 16 dadurch SD-Ratten werden als eine geeignete Kontrolle zum Vergleich mit dem PCK verwendete Stamm abgeleitet ist. Als Ergebnis können beide SD-Ratte nephron Segmenten und nicht-erweiterten Sammelkanäle vom selben PCK Ratten isoliert, wie zwei unterschiedliche Vergleichsgruppen für Versuche zur Zystenepithel dienen.

<table><tbody><tr><td>Fura-2 AM</td><td>Life Technologies</td><td>F-14185</td><td></td></tr><tr><td>Fluo-8</td><td>AAT Bioquest</td><td>21091</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-Lysin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4707</td><td></td></tr><tr><td>Pluronsäure</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F-68&nbsp;</td><td>Lösung</td></tr><tr><td>Shaker</td><td>Boekel Scientific</td><td>260350</td><td></td></tr><tr><td>Lichtquelle</td><td>Sutter Instrument Co</td><td>Lambda XL</td><td>mit integriertem Shutter-/Filterradtreiber</td></tr><tr><td>Neutraldichtefilter</td><td>Nikon</td><td></td><td>ND4, ND8</td></tr><tr><td>Objektiv</td><td>Nikon</td><td>SFluo&nbsp;</td><td>40/1,3 DIC WD 0,22&nbsp; &nbsp; Öl</td></tr><tr><td>Kamera</td><td>Andor Technologies</td><td>Zyla sCMOS</td><td></td></tr><tr><td>Nikon&nbsp; Mikroskop (invert)</td><td>Nikon</td><td>Nikon Eclipse TE2000-S</td> Cover Glass <td></td></tr><tr><td></td><td>Thermo Scientific</td><td>6661B52</td><td></td></tr><tr><td>Diamond pencil</td><td>Fisher Scientific</td><td>22268912</td><td></td></tr><tr><td>Bilderfassungssoftware</td><td>Nikon</td><td>Nikon NIS-Elements&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Bildanalysesoftware</td><td>ImageJ</td><td>http://imagej.nih.gov/</td> <td>ND Utility Plugin ermöglicht den Import von Bildern im nativen Nikon Instruments .nd2-Format</td></tr> Aufnahme<tr><td>-/Perfusionskammer</td><td>Warner Instruments</td><td>RC-26</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Patch Clamp Verstärker</td><td>Molecular Devices</td><td>MultiClamp 700B</td><td></td></tr><tr><td>Datenerfassungssystem</td><td>Molekulare Bauelemente</td><td>Digidata 1440A</td><td>Axon Digidata&reg; System</td></tr><tr><td>Tiefpassfilter</td><td>Warner</td><td>Instruments LPF-8</td><td>8-polige Bessel-Kapillaren</td></tr><tr><td>aus Borosilikatglas</td><td>World Precision Instruments</td><td>1B150F-4</td><td></td></tr><tr><td>Mikropipettenabzieher</td><td>Sutter Instrument Co</td><td>P-97</td><td>Flammender/Brauner Mikropipettenabzieher</td></tr><tr><td>Microforge</td><td>Narishige</td><td>MF-830</td><td>Japan</td></tr><tr><td>Motorisierter Mikromanipulator</td><td>Sutter Instrument Co</td><td>MP-225</td><td></td></tr><tr><td>Inverses Mikroskop</td><td>Nikon</td><td>Eclipse Ti</td><td></td></tr><tr><td>Mikrovibrations-Isolationstisch</td><td>TMC</td><td></td><td>ausgestattet mit Faradayscher Käfig</td></tr><tr><td>Mehrkanal-Ventilperfusionssystem</td><td>AutoMake Scientific</td><td>Valve Bank II</td><td></td></tr><tr><td>Aufnahme-/Perfusionskammer</td><td>Warner Instruments</td><td>RC-26</td><td></td></tr><tr><td>Software</td><td>Molecular Devices</td><td>pClamp 10 . 2</td><td></td></tr><tr><td>Temperierter Operationstisch&nbsp;</td><td>MCW-Kern</td><td></td><td>für Nagetiere</td></tr><tr><td>Binokulares Stereomikroskop</td><td>Nikon</td><td>SMZ745</td><td></td></tr><tr><td>Spritzenpumpenbasiertes Perfusionssystem</td><td>Harvard Apparatus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Polyethylenschlauch</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>PE50</td><td></td></tr><tr><td>Isofluoran-Anästhesie</td><td><a href="http://www.vetequip.com/">http://www.vetequip.com/</a>911103</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Andere Basisreagenzien</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

implementieren der patch-clamp und live-fluoreszenzmikroskopie, um funktionelle eigenschaften von frisch isolierten pkd epithel-monitor

Implementing Patch Clamp and Live Fluorescence Microscopy to Monitor Functional Properties of Freshly Isolated PKD Epithelium

Zysten Initiierung und Ausdehnung während polyzystische Nierenerkrankung ist ein komplexer Prozess, gekennzeichnet durch Abnormalitäten in Rohrzellproliferation, luminale Flüssigkeitsansammlung und die extrazelluläre Matrixbildung. Aktivität von Ionenkanälen und der intrazellulären Calcium-Signalgebung sind wichtige physiologische Parameter die Funktionen der Tubulusepithel bestimmen. Wir entwickelten ein für Echtzeit-Beobachtung von Ionenkanälen Aktivität mit Patch-Clamp-Technik, und die Registrierung der intrazellulären Ca 2+ Pegel in epithelialen Mono frisch aus Nierenzysten isoliert Methode. PCK-Ratten, ein genetisches Modell der autosomal rezessive polyzystische Nierenerkrankung (ARPKD), wurden für die ex vivo Analyse der Ionenkanäle und Calciumfluss verwendet. Beschrieben wird hier eine detaillierte Schritt-für-Schritt-Verfahren entwickelt, um zystische Monoschichten und nicht-dilatierten Tubuli von PCK oder normaler Sprague Dawley (SD) Ratten, zu isolieren und zu überwachen Einzelkanalaktivität und intrazelluläre Ca 2+ Dynamik.Dieses Verfahren erfordert keine enzymatische Verarbeitung und ermöglicht die Analyse in einer nativen Einstellung der frisch isolierten Epithelzellen-Monoschicht. Darüber hinaus ist diese Technik sehr empfindlich gegenüber intrazellulären Calciumänderungen und erzeugt Bilder mit hoher Auflösung für präzise Messungen. Schließlich kann isoliert Zystenepithel weiter zum Anfärben mit Antikörpern oder Farbstoffe, wurden primäre Kulturen und Reinigung für verschiedene biochemische Assays verwendet werden.

Potential ENaC Beteiligung cystogenesis durch mehrere Studien, die gestört epidermalen Wachstumsfaktor (EGF) beobachtet Signalisierung in PKD Progression 22-25 und abnorme Natriumreabsorption in ARPKD Mausmodellen und Gewebekulturen 26-28 nachgewiesen. B. Veizis et al. Zeigten, dass Amilorid-sensitive Na + -Absorption in CD-Zellen aus dem nicht-ortho BPK Mausmodell ARPKD 29 verringert. Wir haben kürzlich gezeigt, dass beeinträchtigte Natrium und Wasser Rückresorption ...

Ionenkanäle in renale tubuläre Epithel ausgedrückt spielen eine bedeutende Rolle in der Pathologie der polyzystischen Nierenerkrankung. Hier beschreiben wir experimentelle Protokolle verwendet, um Patch-Clamp-Analyse und intrazellulären Calcium-Pegelmessungen in Zystenepithel frisch aus Nagetier Nieren getrennt durchzuführen.

Implementieren der Patch-Clamp und Live-Fluoreszenzmikroskopie, um funktionelle Eigenschaften von frisch isolierten PKD Epithel-Monitor

Cyst initiation and expansion during polycystic kidney disease is a complex process characterized by abnormalities in tubular cell proliferation, luminal ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Aktivität einzelner Kanäle zu registrieren und Änderungen der intrazellulären Kalziumkonzentration in frisch aus Nagetiermodellen der polyzystischen Nierenerkrankung isolierten zystischen Monolagen zu messen. Dies wird erreicht, indem zunächst die PCK rec-Nieren über die Aorta abdominalis gespült werden, um Blut aus dem Nierengewebe zu entfernen. Der zweite Schritt besteht darin, das epitheliale Monolayer der Zysten zu isolieren. Anschließend kann die isolierte Einzelschicht für herkömmliche Patch-Clamp-Aufzeichnungen von Ionenkanälen in den apikalen Membranen epithelialer Zellen verwendet werden. Das isolierte Gewebe kann außerdem zum Beladen mit Kalziumfarbstoffen genutzt werden, um Änderungen der intrazellulären Kalziumkonzentration in den epithelialen Zellen zu quantifizieren.Diese in der nativen Umgebung von Zysten gemessenen Parameter können mit gesunden Tubuli verglichen werden, um den Prozess der Zystenagenese zu untersuchen. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie die Untersuchung der Chi-Kanalaktivität und des Kalziumflusses in den Nierenzysten ermöglicht. Diese Analyse liefert physiologisch irrelevante Daten, die aus frisch isolierten Geweben gewonnen wurden.Mithilfe dieses Ansatzes können wir die Aktivität einzelner Kanäle in frisch isolierten Epithelien überwachen. Es handelt sich um eine einzigartige Methode, da sie zur genauen Charakterisierung des Verhaltens von Eisenkanälen unter Verwendung verschiedener Modifikationen der Patch-Technik eingesetzt werden kann. Wir sind in der Lage, die Reaktion der Kanäle auf verschiedene Wirkstoffe in zystischen und gesunden Tubuli zu testen.Die frisch isolierte Zysten-Monolayer kann für die intrazelluläre Kalzium-Bildgebung verwendet werden. Diese Technik ermöglicht die pharmakologische Untersuchung und funktionelle Analysen der intrazellulären Kalziumhomöostase in zystischen Zellen, die wichtige Ansatzpunkte zur Entdeckung neuer Therapien zur Verhinderung der polyzystischen Nierenerkrankung darstellen. Blutleerungssorgfalt zeigt den chirurgischen Zugangsweg, der verwendet wird, um die Nieren von Blut zu befreien.Die Isolationsverfahren für die Niere und Zysten werden zuerst gezeigt. Beginnen Sie dieses Verfahren mit einer Laparotomie und spülen Sie die Nieren über die Aorta abdominalis einer anesthetisierten Ratte mit PBS aus. Verbinden Sie hierzu einen Katheter aus Polyethylenschlauch mit einer Spritzenpumpe, die mit PBS gefüllt ist.Schneiden Sie die Haut und die Bauchdecke entlang der Bauchmittel­linie auf und schieben Sie die Bauchorgane mit Wattestäbchen beiseite, um Zugang zur absteigenden Aorta mit ihren abzweigenden mesenterischen und zöliakalen Arterien zu erhalten. Bringen Sie anschließend die erste Ligatur um die mesenterischen und zöliakalen Arterien und die zweite Ligatur um die Aorta unterhalb des Zwerchfells an.Trennen Sie die Aorta ADOS vorsichtig durch stumpfe Präparation der umgebenden Bindegewebsstrukturen mit einer Pinzette. Bringen Sie dann die dritte Ligatur etwa drei Millimeter unterhalb der linken Nierenarterie und die vierte Ligatur oberhalb der Bifurkation der Beckenarterien an. Knoten Sie die vierte Ligatur und befestigen Sie eine Gefäßklemme um die Aorta zwischen der linken Nierenarterie und der dritten Ligatur.Schneiden Sie zwischen der Klemme und der vierten Ligatur ein, um die Aorta zu katheterisieren. Befestigen Sie dann den Katheter mithilfe der dritten Ligatur fest. Lösen Sie nun die Klemme.Stellen Sie sicher, dass der Blutpuls im Katheter sichtbar ist, um eine korrekte Platzierung zu überprüfen. Danach beginnen Sie die Perfusion und binden die erste und zweite Ligatur. Anschließend durchtrennen Sie schnell die linke Nierenvene, um den Druck zu entlasten.Spülen Sie weitere ein bis zwei Minuten lang fort, bis die Organe vollständig entfärbt sind. Anschließend schneiden Sie die Nierenblutgefäße, die Harnröhre sowie das umgebende Bindegewebe und Fettgewebe durch. Um die Nieren zu entfernen, schlagen Sie eine kurze Öffnung in die Nierenkapsel und ziehen Sie die Nieren vorsichtig aus der Kapsel heraus.Dann legen Sie die Nieren in eiskaltes PBS. Bereiten Sie anschließend fünf mal fünf Millimeter und 25 mal 25 Millimeter große Deckgläser vor, die mit poly-L-Lysin beschichtet sind.Schneiden Sie die Nieren mit einem Rasiermesser entlang der Frontalebene in ein bis zwei Millimeter dicke Schnitte. Legen Sie dann einen der Schnitte unter ein Stereomikroskop. Suchen Sie die Zysten, die als runde Hohlräume erscheinen, mit fein-spitzigen Pinzetten. Dissezieren Sie die innere epitheliale Schicht einer Zyste so dünn wie möglich, um einen einlagigen Bereich zu erhalten. Danach befestigen Sie sie auf einem mit Polylysin beschichteten Glasstück und positionieren die Zyste mit der apikalen Seite nach oben. Um den Pipetten Zugang für die Elektrophysiologie zu ermöglichen, füllen Sie die Patch-Clamp-Kammer mit Badlösung. Anschließend übertragen Sie das Deckglasstück mit den isolierten Geweben in die Kammer.Wählen Sie eine Zelle in der epithelialen Monolage aus und nähern Sie sich mit einer Patch-Pipette einer typischen Membran. Führen Sie danach ein konventionelles Patch-Clamp-Experiment im Zell-angehefteten Modus durch. Platzierten Sie in diesem Verfahren die isolierten Zysten und aufgespaltenen Tubuli in einer 3,5 cm großen Petrischale, die PSS enthält, und geben Sie 5 µM Flu, 8 HD und 0,05 % ursodeoxycholsäure hinzu, um die Dispersion der Acetoxymethylester zu unterstützen.Danach die Probe vor Licht schützen und 30 bis 40 Minuten bei Raumtemperatur auf einem langsamen Schüttler inkubieren. Nach der Inkubation das Inkubationsmedium mit sauberer PSS ausspülen. Anschließend das Gewebe unter ein konfokales Mikroskop legen, um die Fluoreszenzbildgebung weiter durchzuführen.Schalten Sie die Software für die konfokale Bildaufnahme ein. Schalten Sie anschließend den Argonlaser auf eine Anregung von 488 Nanometern ein und stellen Sie die Emission auf 520 über 25 Nanometer ein. Suchen Sie danach das Gewebe im Hellfeld.Überwachen Sie die Fluoreszenz von Flu oh acht H in der Gewebeprobe mit einer Frequenz von 0,25 Hertz oder höher. Wenden Sie TP oder andere pharmakologische Modulatoren an, um eine Erhöhung der intrazellulären Kalziumkonzentration auszulösen. Dargestellt sind hier repräsentative Stromspuren für die Aktivität des epithelialen Natriumkanals, gemessen in an Zellen angehefteten Patches frisch isolierter Zysten von 16 Wochen alten PCK-Ratten nach der Behandlung mit Benzoyl und Trinkwasser für 12 Wochen.Gestrichelte Linien zeigen den jeweiligen Zustand an, wobei C und op n die geschlossenen und offenen Zustände bezeichnen. Dieses Diagramm fasst die beobachtete Aktivität des epithelialen Natriumkanals zusammen, bei der Benzoyl, ein selektiver Inhibitor des epithelialen Natriumkanals, die Aktivität des epithelialen Natriumkanals signifikant verringerte. Dieses Video zeigt die mit Fluo-8H beladene zystische Monoschicht vor und nach der Gabe von 10 Mikromolar ATP. Die Zunahme der grünen Fluoreszenzsignalintensität ist sichtbar, wenn die intrazelluläre Kalziumkonzentration als Reaktion auf ATP ansteigt. Dieses Diagramm fasst die Wirkung von ATP auf die Kalziumkonzentration in der Zelle zusammen.Eine Monolayer von PCK-Ratten zeigt nach Applikation eines TP eine rasche Zunahme des intrazellulären Kalziumspiegels, der innerhalb von zwei oder drei Minuten auf den Ausgangswert zurückkehrt. Diese Technik bietet eine einzigartige Möglichkeit, Veränderungen des Kalziumflusses und der Eisenkanalaktivität in den zystischen Nieren zu überwachen. Neben der Charakterisierung der Aktivität des zellulären Natriumkanals und des Kalziumeinstroms in PCK-Ratten kann dieser Ansatz auch zur Analyse weiterer Eisenkanäle in verschiedenen AR- und ADPKD-Modellen verwendet werden.

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Forschung

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Biology

Biologie

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