Name: Mit Hilfe der Sleeve-Technik in einem Mausmodell der Aorta Transplantation - ein Lehr-Video (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: Lernen Sie die Sleeve-Technik für orthotope Aortentransplantationen bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht schnelle Anastomosen und dient der Erforschung von Gefäßerkrankungen in genetisch veränderten Tieren.

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Wir möchten Roma Wieczorek, Peter Kurdybacha für ihre hervorragende Bearbeitung Unterstützung und Leon Decker und Uli Heuter für ihre hervorragenden technischen Betreuung danken.

Verfahren im Zusammenhang mit tierischen Probanden wurden genehmigt durch das institutionelle Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) an der RWTH Aachen University, AZ 84-02.04.2012.A234.
 Hinweis: die Prozedur zeigt sich mit erwachsenen männlichen Wildtyp-Mäusen mit CD1 Hintergrund. Halten Sie die Mäuse in ein spezialisiertes Labor-Einheit, vor und nach der Operation, angemessenen Zugang zu Nahrungsmitteln, spezialisierte tierärztliche Kontrolle und Behandlung zu gewährleisten. Wenn die Tiere gekauft werden im Außenbereich erlauben Akklimatisation eine Woche vor der Operation.
 1. Vorbereitung des Spenders <ol><li>benutzen sterile Materialien und Instrumente zu sterilen Bedingungen während der Operation um Infektionen zu vermeiden.</li>
	<li>Betäuben jede Maus mit einer Mischung von 1,5 % vom Volumen Isoflurane und 100 % Sauerstoff über eine Gesichtsmaske. Legen Sie der Maus auf einer Plattform in die Rückenlage und Band ihre Beine auf dem OP-Tisch. Überprüfen Sie ihre Reflexe durch Kneifen die Hinterfüße um sicherzustellen, dass die Maus ausreichend betäubt ist. Legen Sie ophthalmologischen Salbe auf die Augen, um zu verhindern, dass während des Verfahrens Trocknung.</li>
	<li>Entfernen Sie alle Haare aus dem Bauch mit einer Enthaarungscreme Gel oder verwenden Sie einen Rasierer. Führen Sie den Vorgang unter sterilen Bedingungen. Den Bauch mit abwechselnden Peelings von Chlorhexidin und sterilem Wasser zu desinfizieren.</li>
	<li>Die Aorta Spender über eine Mittellinie Bauchschnitt mit Schere oder Skalpell entfernen. Ziehen Sie den Darm manuell auf der rechten Seite. Den Darm über sanft manuell zu reflektieren, zu der Seite mit Pulver Handschuhe.
	<ol><li>Legen Sie den Darm auf ein Stück Gaze benetzt mit Kochsalzlösung um es feucht zu halten.</li>
		<li>Sezieren der Bauchschlagader sehr sorgfältig aus dem umgebenden Gewebe mit einem stumpfen Dissektion mit einer Pinzette entfernt.</li>
		<li>Segment der Aorta zwischen der Nierenarterien und seiner Gabelung aus der Vena Cava mit einer Pinzette zu trennen.</li>
		<li>Sichern die kleinen Zweige dieses Segments sehr vorsichtig mit 11: 0 Monofile einzelne Naht.</li>
		<li>Vor dem Entfernen der Aorta, injizieren 0,5 Milliliter (mL) Kochsalzlösung mit 50 U von Heparin in die minderwertige Vena Cava.</li>
		<li>Lassen Sie die Spendertieres aussaugen nachdem das Segment der Aorta entfernt ist.</li>
		<li>Die Prothese voll mit Kochsalzlösung spülen und dann sofort auf einen Container mit eiskalter Kochsalzlösung übertragen.</li>
	</ol></li></ol> 2. Vorbereitung des Empfängers <ol><li>Empfänger Tier mit einer Mischung von 1,5 % vom Volumen Isoflurane und 100 % Sauerstoff über eine Gesichtsmaske zu betäuben dann Haare entfernen und desinfizieren (Abschnitt 1). Eine Mittellinie Einschnitt aus dem Xiphoid, das Becken mit einem Skalpell aus- und Einfahren der Bauch-Wände. Legen Sie ophthalmologischen Salbe auf die Augen, Trockenheit während des Verfahrens zu verhindern.</li>
	<li>Wickeln der Darm in Salzlösung befeuchtet Gaze und verdrängen sehr schonend für das Tier &#39; rechts s.</li>
	<li>Dissect Infrarenal Aorta frei zwischen den Nierenarterien proximal und der Bifurkation nach distal mit einer Pinzette.</li>
	<li>Sichern die kleinen Zweige dieses Segments sehr vorsichtig mit 11: 0 Monofile einzelne Naht.</li>
	<li>Klemmen Sie die proximalen und distalen Teile der Aorta mit einer einzigen Seide Naht 6-0.</li>
	<li>Die Aorta in der Mitte zwischen den Klemmen zu teilen und die abgeschnittenen Enden mit heparinisierten Kochsalzlösung zu spülen Sie das Lumen offen zu bewässern.</li>
	<li>Stellen Sie das Transplantat mit der Fütterung Schiff Ende eingefügt in das empfangende Gefäß gefolgt von Nähen mit 11: 0 Monofile kümmert sich um jede Torsion der Aorta zu vermeiden, indem Sie richtig ausrichten der Spender und Empfänger (auf orthotopen Abbildung 1) 10.</li> <li>lösen Sie vorsichtig die Ligaturen nach Durchführung einer Inspektiondes der Anastomose. Lassen Sie zuerst die distalen Klammer. Dies führt zu niedrigen Druck halten die Wände zusammen vor dem Freigeben der proximalen Hochdruckseite.</li>
	<li>Durchspülen die Prothese sofort und auf einen sichtbaren Puls überprüfen. Entfernen Sie vorsichtig die Reste der Seide. Die optimale Überlappung zwischen Spender und Empfänger Aorta beträgt 1-2 mm.</li>
	<li>Der Abdominal-Inhalt in den Bauchraum zurück und schließen Sie das ganze mit einer laufenden 3-0 Polyglycolic Säure Naht gewickelt.</li>
	<li>Geben die Maus Buprenorphin (0,05 mg/kg Körpergewicht subkutan (SC)) vor dem Beenden Anästhesie.</li>
	<li>Ein Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es vollständig bewusst ist. Verwalten von Schmerz-Therapie mit Buprenophine 0,05 mg/kg Körpergewicht verabreicht SC dreimal täglich für drei Tage nach der Operation, wie von der institutionellen Aufsichtsbehörde genehmigt.</li>
	<li>Für Gewebe, die Ernte, betäuben die Empfänger Mäuse als oben beschrieben und bündig die Schiffe mit Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) gefolgt von 4 % Formaldehyd/PBS (pH = 7,4) durch Herzpunktion. Entfernen Sie die Transplantate vorsichtig. Nach der Übernachtung Fixierung in 4 % Formaldehyd/PBS, Prozess Proben weiter und Einbettung in Paraffin.</li>
</ol>

<ol><li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-+invasive+in+vivo+analysis+of+a+murine+aortic+graft+using+high+resolution+ultrasound+microimaging%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Radiol%22%5BJournal%5D)">Non- invasive in vivo analysis of a murine aortic graft using high resolution ultrasound microimaging.</a> Eur J Radiol. 81 (2), 244-249 (2012).</li>
<li>Daugherty, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Med+Sci%22%5BJournal%5D)">Mouse models of atherosclerosis.</a> Am J Med Sci. 323 (1), 3-10 (2002).</li>
<li>Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+arteriosclerosis%3A+from+arterial+injuries+to+vascular+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of arteriosclerosis: from arterial injuries to vascular grafts.</a> Am J Pathol. 165 (1), 1-10 (2004).</li>
<li>Daugherty, A., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+abdominal+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+.Biol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of abdominal aortic aneurysms.</a> Arterioscler Thromb Vasc .Biol. 24 (3), 429-434 (2004).</li>
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<li>Koulack, J., McAlister, V. C., Giacomantonio, C. A., Bitter-Suermann, H., MacDonald, A. S., Lee, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li>
<li>Engelbrecht, G., Kahn, D., Duminy, F., Hickman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+rapid+technique+for+renal+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">New rapid technique for renal transplantation in the rat.</a> Microsurgery. 13 (6), 340-344 (1992).</li>
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<li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice%3A+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J Heart Lung Transplant. 18 (10), 946-951 (1999).</li>
<li>Siemionow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathology+of+microarterial+anastomoses%3A+end-to-end+versus+end-in-end+%28sleeve%29+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hand+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Histopathology of microarterial anastomoses: end-to-end versus end-in-end (sleeve) technique.</a> J Hand Surg Am. 15, 619-625 (1990).</li>
<li>Charo, I. F., Ransohoff, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+many+roles+of+chemokines+and+chemokine+receptors+in+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The many roles of chemokines and chemokine receptors in inflammation.</a> N Engl J Med. 354 (6), 610-621 (2006).</li>
<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18 (6), 368-371 (1998).</li>
<li>Guo, L., Agarwal, A., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice+for+the+study+of+vascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease.</a> J Vis Exp. (69), e4338(2012).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessenkonflikte.

Vor dieser Studie wurden verschiedene Transplantation Modelle bei Mäusen gründlich analysierten3,6,7,10,13,14. Das Modell der Aorta Transplantation mit der Sleeve-Technik mit Modifikationen von Dambrin Et Al. wurde ausgewählt, da sie unsere Kriterien abgestimmt und eine hohe Zuverlässigkeit der Hülse Anastomose im Vergleich zu herkömmlichen End-to-End-Naht-Methoden zeigte 1 , 10.
Diese Technik ist in vielerlei Hinsicht günstig mit Kreuz-Klemme Zeit erheblich reduziert die Schäden an der Aorta während der Operation zu minimieren. Eine geringe Inzidenz von Thrombosen beobachtet zusätzlich eine mögliche Diskrepanz im Schiff Kaliber zwischen Spender und Empfänger zu vermeiden. Die obigen Beobachtungen machen diese Technik sehr gut geeignet für die Untersuchung von Gefäßerkrankungen in der Aorta Transplantationen bei Mäusen.
In einer Folgestudie, in der eine Ultraschalluntersuchung 8 Wochen nach der Transplantation durchgeführt wurde, wurden keine signifikanten Veränderungen festgestellt. Dies bestätigte Annahmen, dass Schäden an der Aorta während der Operation minimal1wäre.
Das Pfropfen Verfahren in diesem Artikel vorgestellten garantiert keine Beeinträchtigung in der Graft-Integrität und seine Funktion. Daher kann geschlossen werden, dass dieses experimentelle Transplantation-Modell als ein wertvolles Werkzeug für künftige molekulare und pharmakologische Untersuchungen der degenerativen Schiff Krankheit genetisch veränderter Mäuse dienen kann.
Wir glauben, dass die video-Guide als Unterrichtsmaterial zur Veranschaulichung der Verwendung dieses einfachen Modells Arterio-arterielle funktionieren kann und es zu weiteren fruchtbaren Diskussion über viele wichtige Themen im vaskulären Erkrankungen beitragen. Diese sehr schnelle Anastomose-Methode kann verwendet werden, arterielle Verschlusskrankheit in gentechnisch veränderten Mäusen zu studieren. Es kann auch als eine Änderung in das Aneurysma-Modell kombiniert mit Transplantation verwendet werden.
Während des Verfahrens gibt es kritische Punkte. Die Platzierung des Nahtmaterials selbst ist der wichtigste Schritt. Der Chirurg muss darauf achten, um Torsion der Aorta durch korrekte Ausrichtung von Spender und Empfänger zu vermeiden. Die Klammern werden sorgfältig nach Inspektion der Anastomose entfernt. Die distalen Klammer sollte immer zuerst was zu niedrigem Druck halten die Wände zusammen vor der proximalen Hochdruckseite Veröffentlichung freigegeben werden. Die Folge einer nicht richtig befolgt die Reihenfolge der Veröffentlichung würde bluten.

In einer früheren Studie hingewiesen, wurde großer Aufmerksamkeit auf murinen Aorten Transplantation Modelle gelegt die Unterscheidung zwischen bestimmten vaskuläre Reaktionen durch das Transplantat selbst verursacht und bestimmte systemische Faktoren, verbunden mit einer Arteriogenic Umgebung zu ermöglichen 1 , 2 , 3. der Hauptfaktor, der hier eine entscheidende Rolle spielt ist die Verfügbarkeit von Knockout und transgenen Mäusen. Ihre Beteiligung in einem solchen Modell bietet die Möglichkeit der Identifizierung und Bestimmung neue pathophysiologischen Wege im Zusammenhang mit der Entwicklung der degenerative Gefäßerkrankungen, wie Arteriosklerose und Aneurysma Bildung4, 5.
Es ist erwähnenswert, dass während der Transplantation eine intrinsische Ischämie/Reperfusion Verletzungen der Gefäße für die Transplantation bestimmt auftreten kann. Daher kann nicht das Auftreten von spezifischen Problemen mit Transplantat Integrität oder eine unerwartete Entzündungsreaktion während der postoperativen Phase ausgeschlossen werden möglicherweise entgegensteht pathophysiologische Veränderungen der degenerative Gefäßerkrankungen3 ,4,5,6,7. Hülse Anastomose ist die alternative in einem Ende für arteriellen Anastomose von Schiffen mit einem Durchmesser von weniger als einem Millimeter und in Nieren- und Herz-Transplantation in Ratten die nachträglich angepasst wurde erfolgreich auf Aorten-angewendet wurde Transplantation bei Mäusen durch Dambrin Et al. 8 , 9 , 10 , 11.
Aortenklappe Schaden mit der Hülse-Transplantation-Technik wird mit einer sehr niedrigen technischen Ausfallrate, weil es im Durchschnitt nur 20 Minuten dauerten minimiert. Unsere bisherigen Ergebnisse zeigten hervorragende funktionelle und strukturelle Eigenschaften einer Isograft in Vivo nach der Transplantation mit der Sleeve-Technik-1. Dambrin Et Al. beschreiben, die nach eine kurze Lernkurve die Erfolgsquote über 78 %10. Komplikationen wie Thrombose sind selten, z. B. Engelbrecht Et Al. Thrombose mit der Sleeve-Technik in Nierentransplantation in der Ratte8nicht beobachten.
Das murine Aorten Transplantation Modell mit Hülse Anastomosen ist ein schnelles und einfaches Werkzeug Iso/Allograft Reaktionen im transplantierten Behälter zu studieren. Dieses Video veranschaulicht die Aorta Transplantationsverfahren in unserem Labor durchgeführt. Diese Transplantation Modell möglicherweise hilfreich bei der Festlegung der zugrunde liegenden pathologischen Mechanismen der degenerative Gefäßerkrankungen und kann zur weiteren Auswertung molekularer und pharmakologischen Interventionen12beitragen.

<table><tbody><tr><td>Halsey Nadelhalter</td><td>Fine Science Tools</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzette -</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Lexer-Baby Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Nadelhalter</td><td>Fine Science Tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Schere</td><td>Aesculap, Deutschland</td><td>Typ OC498R</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Nahtzange</td><td>Geuder, Deutschland</td><td>19015</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Seide schwarz (Seide)</td><td>Deknatel, Research Triangle Park NC, USA</td><td>18020-60- FST</td><td></td></tr><tr><td>11-0 monofil (Ethilon)</td><td>Ethicon, Norderstedt, Deutschland</td><td>EH7438G</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Polyglykolsäure-Naht (Serafit)</td><td>Serag-Wiessner, Naila, Deutschland</td><td>60203214</td><td></td></tr><tr><td>Isofluoran</td><td>Jedes Genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Jedes Genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,9% Kochsalzlösung</td><td>Jedes Genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Jedes Genericon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bepanthene Augen- und Nasencreme</td><td>Bayer, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Zeiss</td><td>Opmi MDO/S5</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizer</td><td>Eickemeyer</td><td>TEC3</td><td></td></tr><tr><td>Ultraschall</td><td>Vevo, Kanada</td><td>770,2100</td><td></td></tr></tbody></table>

mit hilfe der sleeve-technik in einem mausmodell der aorta transplantation - ein lehr-video

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopen Aorten Transplantation mit der Sleeve-Technik reduziert Verletzungen der Aorta mit Ausfallrate von nur 10-20 %. Die Zeit, um die Aorta bei Mäusen mit der Hülse Methode anastomosieren war kurz und einfach durchschnittlich 20 min, schönem Studien von Iso/allo Transplantaten. Der folgende Artikel beschreibt die Aorta Transplantationsverfahren in unserem Labor verwendet. Die Mäuse wurden mit einer Mischung aus 1,5 % Volumen Isoflurane und 100 % Sauerstoff über eine Gesichtsmaske betäubt. An dieser Stelle wurde das Segment der Aorta zwischen der Nierenarterien und der Bifurkation von Vena Cava, frei vorbereitet und Clampedat getrennt die proximalen und distalen Segmente mit einer einzigen Seide Naht. Vor dem Entfernen der Aorta wurde eine Kochsalzlösung mit Heparin in der minderwertigen Vena Cava injiziert. Dann zwischen den Klemmen die Aorta geschnitten wurde und eine Kochsalzlösung Heparin-Lösung wurde verwendet, um das Lumen zu spülen. Der Sleeve-Technik mit monofile Fäden wurde verwendet, um die Bauchaorta im orthotopen Standpunkt zu verpflanzen.

Die Mäuse erholt aus der Narkose innerhalb von 15-30 min ohne beobachteten körperlichen Beeinträchtigung, obwohl gab es ein erhöhtes Risiko von Thrombosen. Ultraschall-Analyse wurde in postoperativen Folgen aufgebraucht. Der Wildtyp-Mäusen, die in der Studie verwendeten stellte keine Veränderungen in den Dimensionen ihrer Lumen. Dementsprechend wurden weder Stenosen noch aneurysmal Formationen beobachtet. Die Transplantation Tiere gegen Plaque Entwicklung der Gefäßwände (Abbildung 2) aufweisen.
Konventionelle befleckenden Verfahren wie Immunhistologie können verwendet werden, um festzustellen, die Plaque, Muster von glatten Muskelzellen und die Ansammlung von Makrophagen. In unserer Studie die histologische und immunhistochemische Färbung erfolgte 6 Wochen nach der Transplantation um die Integrität des Transplantats zu testen. Histologische Färbung (Hämatoxylin und Eosin (HE) und immunhistochemische Färbung (Aktin glatte Muskulatur (SMA) und Makrophagen (MAC2)) (Abbildung 3) zeigte uns unverändert Verteilungsmuster der glatten Muskelzellen, intakt Endothelzellen Futter und keine Ansammlung von Zellen in der Intima. Diese Ergebnisse zeigen, dass keine signifikanten Läsion oder Zelle Aktivierung in den transplantierten Gefäßen (Abbildung 3) erkannt wurde.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig1.jpg"> 
Abbildung 1 : Hülse Technik. Die Bauchaorta wurde mit Hilfe der Sleeve-Technik transplantiert. In diesem Verfahren wurde des Spenders Aorta der orthotopen Position mit oberflächlichen Bissen in der Fütterung Schiff vorhanden. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig2.jpg"> 
Abbildung 2 : Intraoperative und Ultraschallbilder. Beispiele für die intraoperative (Autopsie) Ansicht der Grafts 6 Wochen nach der Transplantation (A), der dreidimensionale Ultraschall (B) und B-Modus Ansicht (C). Die postoperative Follow-up wurde mit Ultraschall durchgeführt. Die Bilder zeigen die Durchgängigkeit des Transplantats bei unveränderter in Lumen Abmessungen. Darüber hinaus wurden keine Stenosen oder aneurysmal Formationen beobachtet. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/54915/54915fig3.jpg"> 
Abbildung 3 : Histologische und immunhistochemische Bilder. Die histologische und immunhistochemische repräsentative Bilder von transplantierten Tiere 6 Wochen nach der Transplantation. Keine signifikanten Läsionen wurden in transplantierten Hauptschlagadern von Histologie beobachtet (Hämatoxylin und Eosin, 100 X Vergrößerung, Maßstabsleiste = 50 µm), immunhistochemische Färbung (glatte Muskulatur Aktin SMA (rot) oder Makrophagen MAC2 (grün), 200 X Vergrößerung, Skala Bar = 25 µm). Kerne wurden durch DAPI (blau) gegen gefärbt. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54915/54915fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

Wir präsentieren eine Orthotopic Aorten-Transplantation-Modell mit der Sleeve-Technik bei Mäusen. Es ist eine sehr schnelle Anastomose-Methode, die in Studien von Gefäßerkrankungen eingesetzt werden können.

Mit Hilfe der Sleeve-Technik in einem Mausmodell der Aorta Transplantation - ein Lehr-Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Bei diesem Verfahren wird die Aorta des Spenders in die orthopnoische Position gebracht und oberflächliche Bisse in das Ernährungsgefäß gelegt. Betäuben Sie die Mäuse mit einer Mischung aus 1,5 Volumenprozent Isofluran und 100% Sauerstoff durch eine Gesichtsmaske. Legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine Plattform und kleben Sie alle Beine an den Operationstisch.Tragen Sie eine Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während des Eingriffs zu vermeiden. Überprüfen Sie die Reflexe und kneifen Sie die Hinterfüße ein, um sicherzustellen, dass die Maus ausreichend betäubt ist. Entferne alle Haare vom Bauch.Tragen Sie eine Enthaarungscreme auf oder verwenden Sie einen Rasierer. Führen Sie den Vorgang unter sterilen Bedingungen durch. Desinfizieren Sie den Bauch.Um die Spenderaorta zu entfernen, machen Sie einen Bauchschnitt in der Mittellinie und ziehen Sie den Darm manuell nach rechts zurück. Reflektieren Sie den Darm vorsichtig manuell zur Seite und verwenden Sie puderfreie Handschuhe. Legen Sie den Darm auf ein mit Kochsalzlösung angefeuchtetes Stück Gaze, um ihn feucht zu halten.Präparieren Sie die Bauchschlagader sehr vorsichtig vom umgebenden Gewebe mit einer stumpfen Dissektion mit einer Pinzette. Präparieren Sie das Segment der Aorta zwischen der Nierenarterie und der Gabelung von der Hohlvene mit der Pinzette. Sichern Sie alle kleinen Äste dieses Segments mit einer 11-0 monofilen Einzelnaht.Vor der Entfernung der Aorta injizieren Sie 0,5 Milliliter Kochsalzlösung mit 50 Einheiten Heparin in die untere Hohlvene. Lassen Sie das Spendertier ausbluten, bevor das Segment der Aorta entfernt wurde. Spülen Sie das Transplantat vollständig mit Kochsalzlösung ab und legen Sie es danach sofort in einen Behälter mit eiskalter Kochsalzlösung.Um den Empfänger vorzubereiten, betäuben Sie das Tier durch eine Gesichtsmaske, entfernen Sie die Haare und desinfizieren Sie wie oben beschrieben, und machen Sie mit einem Skalpell einen Mittellinienschnitt vom Xiphoid zum Becken. Ziehen Sie die Bauchwände mit Retraktoren zurück. Wickeln Sie den Darm in mit Kochsalzlösung angefeuchtete Gaze und schieben Sie ihn sehr vorsichtig nach rechts vom Tier.Präparieren Sie mit der Pinzette die infrarenale Aorta frei zwischen den Nierenarterien proximal und die Bifurkation distal. Sichern Sie alle kleinen Äste dieses Segments mit einer 11-0 monofilen Einzelnaht. Klemmen Sie den proximalen und distalen Teil der Aorta mit einer 6-0 Einzelseidennaht ein.Teilen Sie die Aorta in der Mitte zwischen den Klammern und spülen Sie die abgeschnittenen Enden mit heparinisierter Kochsalzlösung, um das Lumen aufzuspülen. Platzieren Sie das Transplantat in der orthopnoischen Position. Die Anastomose wird in der Sleeve-Technik mit Nähten aus 11-0 Monofilament durchgeführt.Bei dieser Methode wird das Ende des Zuführgefäßes in das Auffanggefäß eingelegt. Platzieren Sie das Ende der infrarenalen Empfängeraorta innerhalb des proximalen Endes der Spenderaorta. Führen Sie die distale Anastomose auf die gleiche Weise durch.Platzieren Sie das distale Ende der Spenderaorta innerhalb des distalen Endes der Empfängeraorta. Achten Sie darauf, eine Torsion der Aorta zu vermeiden, indem Sie auf eine perfekte Ausrichtung von Spender- und Empfängeraorta achten. Der Moment des Lösens der Klemme ist ein sehr wichtiger Schritt des Eingriffs und muss sehr sorgfältig durchgeführt werden.Nachdem Sie überprüft haben, ob die Anastomose in Ordnung ist, lösen Sie die Klemmen. Lösen Sie zuerst vorsichtig die distale Klemme, gefolgt von der proximalen Klemme. Auf diese Weise entsteht ein geringer Druck, um die Wände zusammenzuhalten, bevor die Hochdruckseite freigegeben wird.Das Transplantat wird sofort perfundiert und ein Puls ist sichtbar. Entfernen Sie vorsichtig die Reste der Seide. Setzen Sie den Bauchinhalt wieder in die Bauchhöhle ein und verschließen Sie die Wunde mit einer laufenden 3-0 Polyglykolsäurenaht.Verabreichen Sie der Maus Buprenorphin 0,05 Milligramm pro Kilogramm, bevor Sie die Anästhesie beenden. Wir präsentieren die Beispiele der Autopsiebilder des Transplantats sechs Wochen nach der Transplantation und seiner Ultraschall-Dreidimensionalität und B-Mode-Ansicht. Die Bilder zeigen die Durchgängigkeit des Transplantats.Es gibt keine Veränderungen der Lumenabmessungen, die durch das Transplantat angezeigt werden. Darüber hinaus haben wir keine Stenosen oder aneurysmatischen Formationen festgestellt. Wir haben keine signifikanten Läsionen in transplantierten Aorten durch histologische und immunhistochemische Färbung beobachtet.Die Zellkerne wurden mit DAPI gegengefärbt. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass diese sehr schnelle Anastomosenmethode zur Untersuchung von Gefäßerkrankungen bei gentechnisch veränderten Mäusen eingesetzt werden könnte.

using-sleeve-technique-mouse-model-aortic-transplantation-an

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Wir beschreiben ein Verfahren, bei dem ein Abschnitt der Bauchaorta von einer Maus transplantiert orthotopisch wird knapp unterhalb der Nierenarterien in einer allogenen oder syngenen Empfänger. Diese Technik kann in Untersuchungen, bei denen die Transplantation von grossen Arterien von einheitlicher Größe als vorteilhaft erachtet wird nützlich.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Wir beschreiben Protokolle für unseren Maus Transplantat arteriosclerois (GA)-Modelle, die unter Zwischenschaltung einer Maus Gefäßsegmentes beinhalten in einen Empfänger des gleichen Inzuchtstammes. Durch Rückkreuzen zusätzliche genetische Veränderungen in den Behälter Spender kann das Modell beurteilen die Wirkung bestimmter Gene auf GA.

Mausmodelle für Graft Arteriosklerose

Die murine Gebärmutterhalskrebs Herztransplantation Modell ist für immunologische sowie Ischämie Reperfusionsschaden Studien gut geeignet. Wir modifizierten das Verfahren mit einem nicht-Nahttechnik und Manschette durchgeführt mehr als 1.000 erfolgreiche Transplantationen mit diesem Ansatz.  Hier stellen wir weitere Einzelheiten dieser Technik, um das Video zu ergänzen.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Das Manuskript beschreibt die erforderlich sind, um die heterotopen Herztransplantation in der Maus führen Sie die Schritte.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

Wir beschreiben ein Protokoll für die Aorteninterpositionstransplantation bei Mäusen. Ziel des Protokolls ist es, ein Modell zur Verfügung zu stellen, mit dem pathologische Prozesse und therapeutische Strategien, die für alloimmune Reaktionen in den Arterien relevant sind, und die daraus resultierenden arteriellen Veränderungen, die zum Versagen von Organtransplantaten beitragen, untersucht werden können.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

Die Manschettentechnik verkürzt und erleichtert das Modell der heterotopen zervikalen Herztransplantation bei Mäusen, indem technisch anspruchsvolle Nahtanastomosen kleiner Gefäße vermieden werden. Die technischen Details, die in diesem Videopapier gezeigt werden, sollten es Forschern ermöglichen, dieses Modell in ihren Labors zu etablieren.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

Dieses neuartige Modell für orthotoper hinteren Gliedmaßen Transplantation in der Maus, eine nicht-Naht Manschette Technik für supermikrovaskulären Anastomose Anwendung bietet ein leistungsstarkes Werkzeug für die in-vivo-mechanistisch zu vaskularisiert Verbund Allotransplantationen bezogene immunologische Forschung (VCA).

Orthotopische Hind Gliedmaßen Transplantation in der Maus

Hier stellen wir ein Protokoll der heterotopischen Aortentransplantation bei Mäusen mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik in einem zervikalen Murin-Modell vor. Dieses Modell kann verwendet werden, um die zugrunde liegende Pathologie der chronischen Allograft-Vaskulopathie (CAV) zu untersuchen und kann helfen, neue therapeutische Wirkstoffe zu bewerten, um ihre Bildung zu verhindern.

Murine Cervical Aortic Transplantation Modell mit einer modifizierten Non-Suture Manschettentechnik

Wir führen einen inneren Röhrenansatz zur Manschettentechnik für die heterotopische Herztransplantation der Maus ein, um das Gefäß über die Manschette zu bringen. Wir stellten fest, dass die Zusammenarbeit zwischen zwei erfahrenen Chirurgen die Operationszeit deutlich verkürzt.

Optimierung der Manschettentechnik für DieMurine Heart Transplantation

Im vorliegenden Protokoll wird ein Maus-Herztransplantationsmodell verwendet, um den Mechanismus der kardialen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. In diesem heterotopen Herztransplantationsmodell wird die Operationseffizienz verbessert und das Überleben von Herztransplantaten durch eine zervikale End-to-End-Anastomose der Herzimplantation unter Verwendung einer modifizierten Manschettentechnik sichergestellt.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Lernen Sie die Sleeve-Technik für orthotope Aortentransplantationen bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht schnelle Anastomosen und dient der Erforschung von Gefäßerkrankungen in genetisch veränderten Tieren.

Mit Hilfe der Sleeve-Technik in einem Mausmodell der Aorta Transplantation - ein Lehr-Video

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