Mit Hilfe der Sleeve-Technik in einem Mausmodell der Aorta Transplantation - ein Lehr-Video
22. Oktober 2017
Wir präsentieren eine Orthotopic Aorten-Transplantation-Modell mit der Sleeve-Technik bei Mäusen. Es ist eine sehr schnelle Anastomose-Methode, die in Studien von Gefäßerkrankungen eingesetzt werden können.
Bei diesem Verfahren wird die Aorta des Spenders in die orthopnoische Position gebracht und oberflächliche Bisse in das Ernährungsgefäß gelegt. Betäuben Sie die Mäuse mit einer Mischung aus 1,5 Volumenprozent Isofluran und 100% Sauerstoff durch eine Gesichtsmaske. Legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine Plattform und kleben Sie alle Beine an den Operationstisch.
Tragen Sie eine Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während des Eingriffs zu vermeiden. Überprüfen Sie die Reflexe und kneifen Sie die Hinterfüße ein, um sicherzustellen, dass die Maus ausreichend betäubt ist. Entferne alle Haare vom Bauch.
Tragen Sie eine Enthaarungscreme auf oder verwenden Sie einen Rasierer. Führen Sie den Vorgang unter sterilen Bedingungen durch. Desinfizieren Sie den Bauch.
Um die Spenderaorta zu entfernen, machen Sie einen Bauchschnitt in der Mittellinie und ziehen Sie den Darm manuell nach rechts zurück. Reflektieren Sie den Darm vorsichtig manuell zur Seite und verwenden Sie puderfreie Handschuhe. Legen Sie den Darm auf ein mit Kochsalzlösung angefeuchtetes Stück Gaze, um ihn feucht zu halten.
Präparieren Sie die Bauchschlagader sehr vorsichtig vom umgebenden Gewebe mit einer stumpfen Dissektion mit einer Pinzette. Präparieren Sie das Segment der Aorta zwischen der Nierenarterie und der Gabelung von der Hohlvene mit der Pinzette. Sichern Sie alle kleinen Äste dieses Segments mit einer 11-0 monofilen Einzelnaht.
Vor der Entfernung der Aorta injizieren Sie 0,5 Milliliter Kochsalzlösung mit 50 Einheiten Heparin in die untere Hohlvene. Lassen Sie das Spendertier ausbluten, bevor das Segment der Aorta entfernt wurde. Spülen Sie das Transplantat vollständig mit Kochsalzlösung ab und legen Sie es danach sofort in einen Behälter mit eiskalter Kochsalzlösung.
Um den Empfänger vorzubereiten, betäuben Sie das Tier durch eine Gesichtsmaske, entfernen Sie die Haare und desinfizieren Sie wie oben beschrieben, und machen Sie mit einem Skalpell einen Mittellinienschnitt vom Xiphoid zum Becken. Ziehen Sie die Bauchwände mit Retraktoren zurück. Wickeln Sie den Darm in mit Kochsalzlösung angefeuchtete Gaze und schieben Sie ihn sehr vorsichtig nach rechts vom Tier.
Präparieren Sie mit der Pinzette die infrarenale Aorta frei zwischen den Nierenarterien proximal und die Bifurkation distal. Sichern Sie alle kleinen Äste dieses Segments mit einer 11-0 monofilen Einzelnaht. Klemmen Sie den proximalen und distalen Teil der Aorta mit einer 6-0 Einzelseidennaht ein.
Teilen Sie die Aorta in der Mitte zwischen den Klammern und spülen Sie die abgeschnittenen Enden mit heparinisierter Kochsalzlösung, um das Lumen aufzuspülen. Platzieren Sie das Transplantat in der orthopnoischen Position. Die Anastomose wird in der Sleeve-Technik mit Nähten aus 11-0 Monofilament durchgeführt.
Bei dieser Methode wird das Ende des Zuführgefäßes in das Auffanggefäß eingelegt. Platzieren Sie das Ende der infrarenalen Empfängeraorta innerhalb des proximalen Endes der Spenderaorta. Führen Sie die distale Anastomose auf die gleiche Weise durch.
Platzieren Sie das distale Ende der Spenderaorta innerhalb des distalen Endes der Empfängeraorta. Achten Sie darauf, eine Torsion der Aorta zu vermeiden, indem Sie auf eine perfekte Ausrichtung von Spender- und Empfängeraorta achten. Der Moment des Lösens der Klemme ist ein sehr wichtiger Schritt des Eingriffs und muss sehr sorgfältig durchgeführt werden.
Nachdem Sie überprüft haben, ob die Anastomose in Ordnung ist, lösen Sie die Klemmen. Lösen Sie zuerst vorsichtig die distale Klemme, gefolgt von der proximalen Klemme. Auf diese Weise entsteht ein geringer Druck, um die Wände zusammenzuhalten, bevor die Hochdruckseite freigegeben wird.
Das Transplantat wird sofort perfundiert und ein Puls ist sichtbar. Entfernen Sie vorsichtig die Reste der Seide. Setzen Sie den Bauchinhalt wieder in die Bauchhöhle ein und verschließen Sie die Wunde mit einer laufenden 3-0 Polyglykolsäurenaht.
Verabreichen Sie der Maus Buprenorphin 0,05 Milligramm pro Kilogramm, bevor Sie die Anästhesie beenden. Wir präsentieren die Beispiele der Autopsiebilder des Transplantats sechs Wochen nach der Transplantation und seiner Ultraschall-Dreidimensionalität und B-Mode-Ansicht. Die Bilder zeigen die Durchgängigkeit des Transplantats.
Es gibt keine Veränderungen der Lumenabmessungen, die durch das Transplantat angezeigt werden. Darüber hinaus haben wir keine Stenosen oder aneurysmatischen Formationen festgestellt. Wir haben keine signifikanten Läsionen in transplantierten Aorten durch histologische und immunhistochemische Färbung beobachtet.
Die Zellkerne wurden mit DAPI gegengefärbt. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass diese sehr schnelle Anastomosenmethode zur Untersuchung von Gefäßerkrankungen bei gentechnisch veränderten Mäusen eingesetzt werden könnte.
Überblick
Dieser Artikel präsentiert ein orthotopes Aortentransplantationsmodell unter Verwendung der Sleeve-Technik bei Mäusen, das eine schnelle Anastomose ermöglicht. Diese Methode kann in Studien zu Gefäßerkrankungen verwendet werden.
Wichtige Studienkomponenten
Wissenschaftsbereich
- Gefäßchirurgie
- Transplantationstechniken
- Mausmodelle von Krankheiten
Hintergrund
- Orthotope Aortentransplantation ist wesentlich für die Untersuchung von Gefäßerkrankungen.
- Die Sleeve-Technik bietet eine schnelle Methode für die Anastomose.
- Mausmodelle werden häufig in der biomedizinischen Forschung verwendet.
- Das Verständnis der Patenz von Gefäßtransplantaten ist entscheidend für die Verbesserung der chirurgischen Ergebnisse.
Zweck der Studie
- Entwicklung einer schnellen Anastomose-Technik für die Aortentransplantation.
- Beurteilung der Lebensfähigkeit des Transplantats nach der Transplantation.
- Bereitstellung eines Modells zur Untersuchung von Gefäßerkrankungen bei gentechnisch veränderten Mäusen.
Verwendete Methoden
- Die Spenderaorta wird unter sterilen Bedingungen entnommen und vorbereitet.
- Die Empfängermäuse werden anästhesiert und auf die Operation vorbereitet.
- Die Anastomose wird mit der Sleeve-Technik und feinen Nähten durchgeführt.
- Die postoperative Beurteilung umfasst Ultraschall und histologische Analyse.
Hauptergebnisse
- Das Transplantat zeigte sechs Wochen nach der Transplantation Patenz.
- Keine signifikanten Veränderungen der Lumendimensionen wurden beobachtet.
- Die histologische Analyse ergab keine Stenosen oder aneurysmatischen Formationen.
- Die Immunhistochemische Färbung zeigte keine signifikanten Läsionen in transplantierten Aorten.
Schlussfolgerungen
- Die schnelle Anastomose-Methode ist effektiv für die Aortentransplantation.
- Dieses Modell kann die Forschung zu Gefäßerkrankungen erleichtern.
- Zukünftige Studien können diese Technik für weitere Untersuchungen nutzen.
Häufig gestellte Fragen
Executive Industry Relevance
The sleeve technique for orthotopic aortic transplantation in mice enables rapid, reproducible vascular grafting with low failure rates, supporting high-throughput studies of vascular biology. This model facilitates mechanistic de-risking and target validation in preclinical vascular disease research, providing a robust platform for evaluating genetic and pharmacological interventions. Its operational simplicity and reliability make it valuable for portfolio triage and translational continuity in cardiovascular R&D.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables interrogation of vascular disease mechanisms in genetically-engineered mouse models.
- Supports functional validation of candidate targets affecting vascular remodeling and graft patency.
- Facilitates predictive confidence in preclinical efficacy studies for vascular therapeutics.
Screening & Assay Development
- Provides a standardized, reproducible model for evaluating vascular graft outcomes.
- Delivers quantitative outputs such as graft patency, lumen dimensions, and histological integrity.
- Enables reliable assessment of compound or genetic intervention effects on vascular repair.
Translational & Preclinical Research
- Aligns with disease-relevant endpoints including stenosis, aneurysm formation, and vascular lesion development.
- Supports continuity from discovery through preclinical validation of vascular targets and interventions.
- Reduces biological risk by modeling clinically relevant vascular injury and repair processes.
Pipeline & Workflow Integration
This mouse aortic transplantation model integrates into the discovery-to-preclinical continuum for vascular disease research, bridging mechanistic studies and translational validation.
- Discovery Biology: Enables hypothesis testing on vascular injury, repair, and remodeling pathways.
- Screening: Provides assay readiness with reproducible surgical and analytical endpoints.
- Analytics: Supports quantitative measurement of graft patency, lumen size, and histopathology.
- Translational Research: Models disease-relevant vascular outcomes for preclinical evaluation.
- Enterprise Reuse: Offers a reusable, standardized platform for diverse vascular research programs.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in vascular target validation.
- Operational Value: Delivers standardized, scalable, and reproducible transplantation procedures.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision-making and capital efficiency in vascular R&D portfolios.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of vascular targets and therapeutic candidates.
Implementation Considerations
- Requires surgical expertise in microsurgical vascular anastomosis in mice.
- Needs access to anesthesia, sterile surgical suites, and imaging infrastructure for post-transplant assessment.
- Demands cross-team standardization of surgical and analytical protocols for reproducibility.
- Adaptation may be needed for different mouse strains or genetic backgrounds.
- Potential limitations include technical variability and the need for specialized training.
