Name: Bildgebung der Wurzelhaare Morphologie der Arabidopsis Sämlinge in einer zweischichtigen mikrofluidischen Plattform (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Erfahren Sie eine mikrofluidische Methode zur hochauflösenden Bildgebung der Wurzelmorphologie von Arabidopsis thaliana-Sämlingen. Diese Plattform ermöglicht Echtzeitbeobachtungen und kontrollierte Behandlungen in der Pflanzenbiologie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Handschrift hat von UT-Battelle, LLC unter Vertrag Nr. verfasst worden DE-AC05-00OR22725 mit dem US-Department of Energy. Behält sich die Regierung der Vereinigten Staaten und der Verlag durch die Annahme des Artikels zur Veröffentlichung, räumt ein, dass die US-Regierung eine nichtausschließliche eingezahlte, unwiderrufliche, weltweite Lizenz behält zu veröffentlichen oder zu reproduzieren das veröffentlichte Formular der Diese Handschrift, oder andere zu tun, für die Zwecke der US-Regierung zu ermöglichen. Das Department of Energy wird den Zugang der Öffentlichkeit zu diesen Ergebnissen der vom Bund geförderten Forschung gemäß dem DOE den Zugang der Öffentlichkeit Plan (http://energy.gov/downloads/doe-public-access-plan) zur Verfügung stellen.
Diese Arbeit wurde zum Teil von Genomic Science Program, U.S. Department of Energy, Office of Science, biologische und Umweltforschung, als Teil der Mikrobe Schnittstellen wissenschaftlicher Fokus Betriebsfläche (http://pmi.ornl.gov) unterstützt. Die Herstellung von mikrofluidischen Plattformen Nanofabrikation Research Laboratory in der Mitte für Anwendungspotential Materialwissenschaften erfolgte in eine Damhirschkuh Büro der Wissenschaft Benutzer Anlage. JAA ist durch eine NSF graduate Research Fellowship DGE-1452154 unterstützt.

(1) Zweischicht-Plattform Fertigung
<ol>
	<li>Herstellung von mehrschichtigen Meister
	<ol>
		<li>Spin Beschichtung Epoxy-basierte negativer Photoresist (~63.45% Feststoffe, 1.250 cSt) nach den Vorgaben des Herstellers (2.000 u/min für 45 s) auf einen 4-Zoll-Durchmesser Siliziumwafer, die gewünschte Höhe von 20 µm für die erste Design-Schicht zu erhalten.</li>
		<li>Soft-Backen der Fotolack beschichtete Wafer für 4 min bei 95 ° C. Erlauben Wafer Abkühlen für 5 min. aussetzen den Wafer mit UV-Licht für 15 s (~ 150 mJ/cm2 bei 365 nm) über einer Fotomaske in einer UV kontaktieren Aligner um die Geometrie der untersten Ebene zu definieren.</li>
		<li>Nach Exposition den Wafer für 5 min bei 95 ° c Backen Ohne zu entwickeln, die Wafer zu Spin Coater und Spin auf eine zweite Schicht Epoxy-basierte negativer Photoresist zurück (~76.75% Feststoffe, 80.000 cSt) bei 3.000 u/min, eine zweite Schichthöhe von 150-200 µm zu erreichen.</li>
		<li>Lassen Sie die Wafer vor der Übertragung an eine Herdplatte 95 ° C für 45 min. 5 min ruhen. Nach dem Backen auf der Herdplatte entfernen des Wafers und der Resist abkühlen und härtet bei Raumtemperatur für weitere 5 Minuten auf einer flachen, Ebenen Oberfläche. Ausrichten und aussetzen den Wafer, die zweite Schicht Fotomaske für 30 s in einer UV-Kontakt-Aligner (Dosis von etwa 300 mJ/cm2).</li>
		<li>Führen Sie eine Post-Exposition Backen indem der Wafer auf eine Herdplatte für 15 min bei 95 ° C, und lassen Sie die Wafer auf einer flachen, Ebenen Oberfläche für 5 min abkühlen, bevor Sie zu entwickeln.</li>
		<li>Beide Resist-Schichten gleichzeitig zu entwickeln, indem der Wafer in einer Plastikschale und Eintauchen des Wafers in die entsprechenden Entwickler (siehe Materialtabelle). Schütteln Sie das Gericht gelegentlich um frische Entwickler über den Wafer zu waschen.</li>
		<li>Nach 17 min Spülen des Wafers mit Isopropanol (IPA). Wenn ein weißer Film angezeigt wird, weiterhin durchlaufen zwischen den Wafer mit Entwickler und IPA spülen, bis der Film verschwindet. Trocknen Sie die gemusterten Silizium-Wafer mit Stickstoff.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Polydimethylsiloxan Soft-Lithographie
	<ol>
		<li>Aussetzen der Silizium-Wafer, ein Luft-Plasma für 30 s in einem Plasma Reiniger hoch angesetzt (siehe Materialtabelle) zu reinigen. Silanize der Wafer mit Silan Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-Perfluoro-n-Octyl) in einem chemischen Haube auf einer Heizplatte unter dem Flammpunkt von Silan (85 ° C) für 2 h.</li>
		<li>Gießen Sie ein 10:1-Verhältnis von Polydimethylsiloxan (PDMS), Härtemittel auf master Siliziumwafer. Entgasen Sie der gemischten PDMS in einer Vakuumkammer und dann heilen Sie das Polymer in einem 70 ° C Ofen für 1 h oder bis die PDMS vollständig ausgehärtet ist.</li>
		<li>Mit einem Skalpell schneiden die PDMS-Geräte und schälen von Meister Siliziumwafer. Verwenden Sie einen 1,5 mm-Biopsie-Punch um Saatgut und Behandlung Buchten, Stanzen Samen Einlauf im 45° Winkel zum Wurzelwachstum in den Hauptkanal fördern erstellen.</li>
		<li>Verwenden Sie klare Klebeband zu entfernen Fremdkörper aus dem PDMS-Gerät und der Gerät-Design-Seite nach unten auf ein Glas Deckglas. Autoklaven der montierten Geräte.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Anbau Geräte
<ol>
	<li>Arabidopsis Thaliana Saatgutvorbereitung
	<ol>
		<li>Oberfläche zu sterilisieren A. Thaliana Samen in einem Microfuge Rohr mit einer Lösung aus 30 % handelsübliche Bleichmittel in deionisiertes Wasser und 0,1 % Triton X-Reinigungsmittel für 7 min. Waschen Samen 4 Mal mit sterilem Wasser verdünnt.</li>
		<li>Samen von Microfuge Röhre kühl, über Nacht oder bis zu einer Woche bei 4 ° c zu Schichten</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gerät-Vorbereitung
	<ol>
		<li>Stellen Sie sterilisierte Geräte in einem Vakuum-Entgasung Kammer um Luft aus dem Gas zu entfernen durchlässig PDMS und fluidische Kanäle, einfache Füllung zu verbessern.</li>
		<li>Entfernen Sie die Geräte aus der Vakuumkammer und sofort Tauchen Sie die Geräte in einer Petrischale gefüllt mit ¼ Kraft pflanzlicher Basis Flüssigmedien bei pH 5,7.</li>
		<li>Durchziehen Sie Flüssigkeit mit einer Pipette, die Buchten um das Gerät zu füllen. Stellen Sie sicher, dass keine Luftblasen in Kanälen durch Sichtkontrolle bleiben.</li>
		<li>Übertragen Sie einzelne Geräte auf neue trockene Petrischalen. Gießen oder Pipette heißen Agar rund um das Gerät bis die Agar-Ebene ist fast bündig mit der Oberseite des Geräts PDMS. Lassen Sie Agar, erstarren. Hinweis: Geräte sind nun bereit für die Saat oder bei 4 ° C bis benötigt gespeichert werden können.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Saat in Geräten
	<ol>
		<li>Übertragen Sie in einer sterilen Umgebung einen sterilisierte Samen auf den Einlass von jedem Gerät mit einer kleinen Pipette.</li>
		<li>Abdeckung der Petrischale mit Wachs (siehe Materialtabelle) und legen Sie in eine hell/dunkel Radfahren Wachstum Kammer oder Fensterbank bei Raumtemperatur. Ausrichten der Petrischale, sodass die Geräte senkrecht sind und Schwerkraft die Wurzeln fördert wachsen durch den Kanal.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Behandlung
<ol>
	<li>Experimentelle Behandlungen
	<ol>
		<li>Zum gewünschten Zeitpunkt in der Entwicklung der Keimling fügen Sie die experimentelle Behandlung des Keimlings indem eine vorgeschriebene Menge der Behandlung zu jedem der 8 Seite Ports per Pipette hinzu.</li>
		<li>Versiegeln der Petrischale und Rückkehr zum Wachstum Kammer oder Fensterbank.</li>
		<li>Fahren Sie fort mit imaging-Proben zum gewünschten Zeitpunkt zu einzelnen Zeitpunkten zu erfassen oder Zeit verfallen Bildgebung zu beginnen.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. optische Bildgebung
<ol>
	<li>Niedriger Auflösung (4-20 X)
	<ol>
		<li>Legen Sie die gesamte Petrischale mit dem Gerät und der Keimling unter einem invertierten Hellfeld-Mikroskop für niedrigere Auflösung (4-20 X) Hellfeld oder differential Interferenz Kontrast (DIC) Bildgebung. Optimierung der Lichtverhältnisse zu morphologischen Merkmale von Interesse zu erhellen, Belichtungszeiten, Lampenhelligkeit, Blende und die Polarität des Lichts anpassen. Fahren Sie die Etappe auf den gewünschten Bereich des Root "und" Fokus im Stamm oder der Root hair(s) von Interesse.</li>
		<li>Erwerben Sie einen einzigen Zeitpunkt oder einer Zeitreihe von Bildern. Um das Wachstum der Wurzelhaare visualisieren, Bild wachsenden Wurzelhaare einmal pro Minute. Visualisieren Sie das Wachstum der Hauptwurzel, erwerben ein Bild alle 30 min. Rückkehr der Petrischale und die Sämlinge zu Wachstum Kammer oder Fensterbank in senkrechter Position nach dem Imaging ist abgeschlossen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Höhere Auflösung (20-63 X) Bildgebung
	<ol>
		<li>Der Keimling für eine gewünschte Zeit geworden ist, verwenden Sie Zange, um Deckglas und Gerät aus dem Agar zu entfernen. Reinigen Sie den unteren Rand des Deckglases mit einem Ethanol benetzt Labor Gewebe.</li>
		<li>Gelten Sie die empfohlene eintauchen-Medien für das Ziel entsprechend dem Vorschlag der Mikroskop-Objektiv-Hersteller. Legen Sie das Deckglas auf den Mikroskoptisch und erhöhen Sie die Bühne, um auf das Ziel der Immersion Medienkontakt. Optimieren Sie die Lichtverhältnisse, Belichtungszeiten, Lampenhelligkeit, Blende und die Polarität des Lichts anpassen. Fahren Sie der Bühne auf das gewünschte Gebiet und Fokus auf Root hair(s) von Interesse. Hinweis: DIC musste zytoplasmatischen streaming zu visualisieren, und Fluoreszenz Markierungen sind erforderlich, um Organelle Bewegung sichtbar zu machen.</li>
		<li>Quantifizierung der Wurzelhaare Wachstum im Laufe der Zeit ein Bild pro min zu erwerben. Um Organelle Bewegung zu visualisieren, minimieren Sie die Fluoreszenz Belichtungszeit Beibehaltung einer identifizierbaren Fluoreszenzsignal aus der Organellen. Erwerben Sie so schnell wie die Belichtungszeit erlaubt Bilder von den Organellen. Verwenden Sie für mehr Zeitraffer Aufnahmen einen live-Cell imaging Bühne Inkubator, um Umgebungstemperatur und Feuchtigkeit zu erhalten. Hinweis: Ein 63 X Öl Ziel empfiehlt sich für bildgebende Wurzelhaare Organellen.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. nicht-optische Bildgebung
<ol>
	<li>Gerät-Vorbereitung
	<ol>
		<li>Sämling zur gewünschten Zeit geworden ist,</li></ol></li></ol>Entfernen Sie das Gerät und Deckglas der Petrischale.
		<li>Umdrehen Sie Gerät und ziehen Sie sanft das Deckglas, so dass die Wurzel in der PDMS-Kanal bleibt.</li>
		<li>Fahren Sie mit das PDMS-Gerät als Substrat für die Wurzel in höherer Auflösung Rasterkraftmikroskop oder Rasterelektronenmikroskopie verwenden.</li>
	
	
	<li>Rasterelektronenmikroskopie
	<ol>
		<li>Hinterlegung einer dünnen (~ 20 nm) Schicht aus Chrom auf die Wurzel und die umliegenden PDMS mit einer Dual Pistole Electron Beam Verdunstungskammer.</li>
		<li>Übertragen Sie die Wurzel und PDMS-Gerät zu einer Raster-Elektronenmikroskop Kammer. Hinweis: Imaging-Bedingungen, d.h. Spannung, aktuelle und Arbeitsbedingungen Abstand müssen optimiert werden, um die gewünschte Auflösung für eine bestimmte Anwendung zu erreichen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rasterkraftmikroskopie (AFM)
	<ol>
		<li>Die Wurzelseite PDMS Gerät oben auf ein AFM Probenhalter anbringen. Kontrast in der Kamera zu erhöhen und leichter unterscheiden die Wurzel aus dem PDMS, platzieren Sie das PDMS-Gerät auf einem flachen reflektierenden Untergrund (z. B. Glimmer in Gold beschichtet) vor der Montage des Gerätes auf die AFM-Probenhalter.</li>
		<li>Sichern Sie eine flüssige gut Befestigung auf der Oberseite der PDMS-Gerätes zu und füllen Sie es mit Wasser, die Wurzeln während der Bildgebung hydratisiert zu halten.</li>
		<li>Laden Sie in der AFM Probenhalter. Einstellen Sie Z-Regler für die Dicke der PDMS-Gerät und befahren Sie die Wurzel mit einer Kamera zur Orientierung der Cantilever in die Region von Interesse.</li>
		<li>Richten Sie den Laser mit der Spitze des Nadelträgers. Verwenden Sie für optimale Ergebnisse mit Kontakt-Modus Bildgebung Kragarme mit Federkonstanten von 0,01 bis 0,03 N/m, minimale Kraft auf die Wurzel während des Scannens ausüben.</li>
		<li>Senken Sie langsam die Scannen-Mechanismus bis der Cantilever nur nimmt Kontakt mit der Probe. Passen Sie die Scangröße für die gewünschte Region und wählen Sie eine Scangeschwindigkeit von 1 Zeile/s mit 256 Spannung Punkte pro Zeile. Den Scan zu erwerben.</li>
	</ol>
	</li>

<ol><li>Pritchard, S. G. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/profile/Seth_Pritchard/publication/229773581_Soil_organisms_and_global_climate_change/links/53ee8d000cf26b9b7dccbff1.pdf">Soil organisms and global climate change.</a> Plant Pathol. 60 (1), 82-99 (2011).</li>
<li>Norby, R. J., Ledford, J., Reilly, C. D., Miller, N. E., O'Neill, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fine-root+production+dominates+response+of+a+deciduous+forest+to+atmospheric+CO2+enrichment%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natll.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Fine-root production dominates response of a deciduous forest to atmospheric CO2 enrichment.</a> Proc. Natll. Acad. Sci. USA. 101 (26), 9689-9693 (2004).</li>
<li>McCormack, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redefining+fine+roots+improves+understanding+of+below-ground+contributions+to+terrestrial+biosphere+processes%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytol%22%5BJournal%5D)">Redefining fine roots improves understanding of below-ground contributions to terrestrial biosphere processes.</a> New Phytol. 207 (3), 505-518 (2015).</li>
<li>Mangano, S., Juarez, S. P. D., Estevez, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ROS+regulation+of+polar-growth+in+plant+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">ROS regulation of polar-growth in plant cells.</a> Plant Physiol. 171 (3), 1593-1605 (2016).</li>
<li>Ketelaar, T., Emons, A. M. The Actin Cytoskeleton in Root Hairs: A Cell Elongation Device. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/chapter/10.1007%2F978-3-540-79405-9_8">Root Hairs</a>. , 211-232 (2009).</li>
<li>Grossmann, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+RootChip%3A+an+integrated+microfluidic+chip+for+plant+science%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">The RootChip: an integrated microfluidic chip for plant science.</a> Plant Cell. 23 (12), 4234-4240 (2011).</li>
<li>Grossmann, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-lapse+fluorescence+imaging+of+Arabidopsis+root+growth+with+rapid+manipulation+of+the+root+environment+using+the+RootChip%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Time-lapse fluorescence imaging of Arabidopsis root growth with rapid manipulation of the root environment using the RootChip.</a> J. Vis. Exp. (65), (2012).</li>
<li>Jiang, H., Xu, Z., Aluru, M. R., Dong, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant+chip+for+high-throughput+phenotyping+of+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Plant chip for high-throughput phenotyping of Arabidopsis.</a> Lab Chip. 14 (7), 1281(2014).</li>
<li>Busch, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+device+and+computational+platform+for+high-throughput+live+imaging+of+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">A microfluidic device and computational platform for high-throughput live imaging of gene expression.</a> Nat. Methods. 9 (11), (2012).</li>
<li>Meier, M., Lucchettta, E., Ismagilov, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+Stimulation+of+the+Arabidopsis+thaliana+Root+using+Multi-Laminar+Flow+on+a+Microfluidic+Chip%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Chemical Stimulation of the Arabidopsis thaliana Root using Multi-Laminar Flow on a Microfluidic Chip.</a> Lab Chip. 10 (16), 2147-2153 (2010).</li>
<li>Ozoe, K., Hida, H., Kanno, I., Higashiyama, T., Notaguchi, M. <a target="_blank" href="http://ieeexplore.ieee.org/document/7051054/">Early characterization method of plant root adaptability to soil environments.</a> Proc. of 28th IEEE Interntl. Conf. Micro. Electro Mech. Syst. , (2015).</li>
<li>Sanati Nezhad, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+platforms+for+plant+cells+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Microfluidic platforms for plant cells studies.</a> Lab on a chip. , 3262-3274 (2014).</li>
<li>Parashar, A., Pandey, S. <a target="_blank" href="http://aip.scitation.org/doi/abs/10.1063/1.3604788">Plant-in-chip: Microfluidic system for studying root growth and pathogenic interactions in Arabidopsis.</a> App. Phys. Lett. 98 (26), 2009-2012 (2011).</li>
<li>Rigas, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Root+gravitropism+and+root+hair+development+constitute+coupled+developmental+responses+regulated+by+auxin+homeostasis+in+the+Arabidopsis+root+apex%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytolol%22%5BJournal%5D)">Root gravitropism and root hair development constitute coupled developmental responses regulated by auxin homeostasis in the Arabidopsis root apex.</a> New Phytolol. 197 (4), 1130-1141 (2013).</li>
<li>Bengough, A. G., McKenzie, B. M., Hallett, P. D., Valentine, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Root+elongation%2C+water+stress%2C+and+mechanical+impedance%3A+A+review+of+limiting+stresses+and+beneficial+root+tip+traits%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Bot%22%5BJournal%5D)">Root elongation, water stress, and mechanical impedance: A review of limiting stresses and beneficial root tip traits.</a> J. Exp. Bot. 62 (1), 59-68 (2011).</li>
<li>Sia, S. K., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+devices+fabricated+in+poly%28dimethylsiloxane%29+for+biological+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Electrophor%22%5BJournal%5D)">Microfluidic devices fabricated in poly(dimethylsiloxane) for biological studies.</a> Electrophor. 24 (21), 3563-3576 (2003).</li>
<li>Millet, L. J., Stewart, M. E., Sweedler, J. V., Nuzzo, R. G., Gillette, M. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+devices+for+culturing+primary+mammalian+neurons+at+low+densities%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+chip%22%5BJournal%5D)">Microfluidic devices for culturing primary mammalian neurons at low densities.</a> Lab chip. 7 (8), 987-994 (2007).</li>
<li>Nelson, B. K., Cai, X., Nebenführ, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multicolored+set+of+in+vivo+organelle+markers+for+co-localization+studies+in+Arabidopsis+and+other+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+J%22%5BJournal%5D)">A multicolored set of in vivo organelle markers for co-localization studies in Arabidopsis and other plants.</a> Plant J. 51 (6), 1126-1136 (2007).</li>
<li>Talbot, M. J., White, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+surface+and+cell+outline+imaging+in+plant+tissues+using+the+backscattered+electron+detector+in+a+variable+pressure+scanning+electron+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Methods%22%5BJournal%5D)">Cell surface and cell outline imaging in plant tissues using the backscattered electron detector in a variable pressure scanning electron microscope.</a> Plant Methods. 9 (1), 40(2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Schaffung einer Pflanze-on-a-Chip-Plattform in diesem Artikel beschriebene Verfahren ist einzigartig, da die Zweischicht-design Grenzen der Wurzelhaare zum einzigen Abbildungsebene und der Plattform dekonstruiert und als Substrat für nichtoptische hochauflösende Bildgebung verwendet werden . Mit hoher Auflösung nicht optische Bildgebung bieten wertvolle Informationen über das Pflanzengewebe, die aus optischen Bildgebung allein nicht erreicht werden konnten. Zum Beispiel bieten AFM Bildgebung Kraftmessungen um die Elastiz...

Feine Wurzel Funktionen erhöhen Wasser und Nährstoff Erwerb für die Pflanze neue Erde Räume zu erforschen und Vergrößerung der Oberfläche total Wurzel. Der Umsatz dieser feinen Wurzel Funktionen spielt eine wichtige Rolle bei der Stimulierung der unterirdischen Nahrungskette1 und die Anzahl der Feinwurzeln in bestimmten Pflanzenarten ist unter erhöhten atmosphärischen Kohlendioxyd verdoppeln2. Feinwurzeln sind in der Regel als jene kleiner als 2 mm im Durchmesser, definiert, obwohl neue Definitionen für die Charakterisierung von Feinwurzeln durch ihre Funktion3befürworten. Wie viele Feinwurzeln Wurzelhaare erfüllen die Funktion der Aufnahme und Absorption aber einen viel kleineren Raum mit Durchmessern in der Größenordnung von Mikrometern zu besetzen. Aufgrund ihrer geringen Größe Wurzelhaare sind schwer zu Bild in Situ und werden oft als Teil der Gesamtarchitektur der Wurzel im Feld Skalierung Experimente und Modelle übersehen.
Ex-Terra Wurzelhaare Studien, z. B. Sämlinge auf Agarplatten gewachsen, haben hat die wissenschaftliche Gemeinschaft mit wertvollen Informationen auf Zellwachstum und Transport4,5. Während Agarplatten Wurzelsysteme, zerstörungsfrei und in Echtzeit abgebildet werden können, bieten sie nicht hohe Umweltkontrolle für den Zusatz von experimentellen Behandlungen wie Nährstoffe, Pflanzenhormone oder Bakterien. Eine neue Lösung für hochauflösende Bildgebung, wobei jedoch auch dynamische Umwelt Kontrolle erleichtern seit dem Aufkommen von mikrofluidischen Plattformen für Pflanze Studien. Diese Plattformen haben die nicht-destruktive Wachstum und Visualisierung von mehreren Pflanzenarten für hohen Durchsatz Phänotypisierung6,7,8,9, isolierte chemische Behandlungen ermöglicht. 10, Force Messungen11,12, und die Zugabe von Mikroorganismen13. Mikrofluidischen Plattform Entwürfe konzentrierten sich auf die Verwendung von einzelnen Freifläche fluidische Schichten, in denen die Wurzeln ausbreiten können, erlaubt die Wurzelhaare, ein-und optischen Schwerpunkt während des Wachstums oder Behandlung zu treiben.
Hier präsentieren wir ein Verfahren zur Entwicklung einer zweischichtigen mikrofluidischen Plattform mit Foto und Soft-Lithografie-Methoden, die auf früheren Pflanze-on-a-Chip-Designs durch die Beschränkung der Sämling Wurzelhaare, die gleichen Abbildungsebene als die Hauptwurzel aufbaut. Dies ermöglicht es uns, Wurzelhaare Entwicklung in Echtzeit, mit hoher Auflösung und Verlauf der experimentellen Behandlung zu verfolgen. Unsere Kultivierung Methoden ermöglichen Arabidopsis Thaliana Sämlinge gekeimt werden aus Samen innerhalb der Plattform und kultivierten für bis zu einer Woche in einer hydratisiert und sterile Umgebung, die nicht die Verwendung von Spritze Pumpe Ausrüstung erfordert. Einmal das Zeitraffer Image Experiment abgeschlossen hat, kann die hier vorgestellten Plattform geöffnet werden, ohne zu stören die Position der feineren Wurzel Merkmale. Dies ermöglicht die Verwendung von anderen hochauflösenden bildgebenden Verfahren. Hier bieten wir repräsentative Ergebnisse für die Quantifizierung und Visualisierung der Wurzelhaare Morphologie in dieser Plattform durch optische, Scan-Elektronen-Mikroskopie (SEM) und Rasterkraftmikroskop Mikroskopiertechniken (AFM).

<table><tbody><tr><td>Siliziumwafer</td><td>WRS-Materialien</td><td>100 mm Durchmesser, 500-550 μm Dicke, Prime, 10-20 Widerstand, N/Phos< 100></td><td></td></tr><tr><td>Quintel Contact Aligner</td><td>Neutronix Quintel Corp</td><td>NXQ 7500 Mask Aligner</td><td></td></tr><tr><td>Fluoreszierendes Mikroskop</td><td>Nikon</td><td>Eclipse Ti-U</td><td></td></tr><tr><td>Laborgewebe</td><td>Kimberly Clark</td><td>Kimwipe KIMTECH SCIENCE Marke, 34155</td><td></td></tr><tr><td>Negative Photoresist Epoxy</td><td>Microchem</td><td>SU-8 2000er Jahre Serie</td><td></td></tr><tr><td>Photoresist Entwickler</td><td>Microchem</td><td>Su-8 Entwickler</td><td></td></tr><tr><td>Trichlor(1H,1H,2H,2H-perfluoroctyl)silan</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td>Verwendung in der chemischen Haube</td></tr><tr><td>Luftplasmareiniger</td><td>Harrick Plasma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDMS</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard 184 PDMS-Härter auf Silikonelastomerbasis</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard 184 Silikonelastomer-Härter</td><td></td></tr><tr><td>Exsikkator</td><td>Bel-Art</td><td>F42010-000</td><td></td></tr><tr><td>Skalpell</td><td>X-acto Messer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biopsie</td><td>Stanze Ted Pella</td><td>15110-15</td><td></td></tr><tr><td>Klebeband</td><td>Heftklammern</td><td>Unsichtbares Klebeband</td><td></td></tr><tr><td>Mikrofuge</td><td>Tube Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triton X</td><td>J.T.Baker XI98-07</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bleiche</td><td>Chlorox</td><td>konzentrierte</td><td></td></tr><tr><td>pflanzliche Medien</td><td>Phyto Technology Laboratories</td><td>M524</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Teknova</td><td>A7777</td><td></td></tr><tr>Wachsfilm-Parafilm-Mikroskop<td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Olympus</td><td>IX51</td><td></td></tr><tr><td>Rasterkraftmikroskop</td><td>Keysight Technologies</td><td>5500 PicoPlus AFM</td><td></td></tr><tr><td>Petrischale</td><td>VWR</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rasterelektronenmikroskop</td><td>JEOL</td><td>7400</td><td></td></tr><tr><td>Dual-Gun-Elektronenstrahlverdampfer</td><td>Thermionics</td><td>Kundenspezifisches Dual-Elektronen-Gun-Verdampfungssystem</td><td></td></tr></tbody></table>

bildgebung der wurzelhaare morphologie der arabidopsis sämlinge in einer zweischichtigen mikrofluidischen plattform

Imaging the Root Hair Morphology of Arabidopsis Seedlings in a Two-layer Microfluidic Platform

Wurzelhaare erhöhen Wurzel Oberfläche für bessere Wasseraufnahme und Nährstoffaufnahme durch die Pflanzen. Weil sie klein und oft verdeckt von ihrer natürlichen Umgebung sind, sind Wurzelhaare Morphologie und Funktion schwer zu studieren und Pflanzenforschung oft ausgeschlossen. In den letzten Jahren haben mikrofluidischen Plattformen eine Möglichkeit, Wurzelsysteme mit hoher Auflösung sichtbar zu machen, ohne die Wurzeln zu stören, während der Übertragung um ein bildgebendes System angeboten. Mikrofluidischen Plattform präsentiert hier baut auf bisherigen Anlage-on-a-Chip-Forschung, durch den Einbau einer Zweischicht-Gerät um die Arabidopsis Thaliana Hauptwurzel, die gleichen optischen Ebene als die Wurzelhaare beschränken. Dieses Design ermöglicht die Quantifizierung der Wurzelhaare auf ein Handy und Organelle Ebene und auch verhindert, dass z-Achse treiben während der Zugabe von experimentellen Behandlungen. Wir beschreiben, wie die Geräte in einer geschlossenen und hydratisiert Umgebung, ohne die Notwendigkeit für fluidische Pumpen, unter Beibehaltung einer gnotobiotischen Umgebung für den Keimling zu speichern. Nach dem optischen Bildgebung Experiment werden das Gerät zerlegt und als Substrat für Rasterkraftmikroskop oder Rasterelektronenmikroskopie während feine Wurzel Strukturen intakt zu halten verwendet.

Die hier beschriebenen Zweischicht-PDMS mikrofluidischen Geräte haben einen 200 µm hohen Kanal für die Hauptwurzel Arabidopsis und einer 20 µm hohe Kammer, seitlich wachsenden Wurzelhaare (Abbildung 1A) zu beschränken. Dieses Design darf für Pflanzenarten mit ähnlicher Wurzel Durchmessern wie Arabidopsis Thaliana und kann leicht geändert werden, um Platz für Arten in verschiedenen Größen. Das Design beinhaltet einen Einlass für die ...

Dieser Artikel veranschaulicht, wie Arabidopsis Thaliana Sämlinge in einer zweischichtigen mikrofluidischen Plattform Kultur, die die Hauptwurzel und Wurzelhaare zu einer optischen Ebene beschränkt. Diese Plattform kann für Echtzeit-optische Bildgebung der feinen Wurzel Morphologie als auch für hochauflösende Bildgebung mit anderen Mitteln verwendet werden.

Bildgebung der Wurzelhaare Morphologie der Arabidopsis Sämlinge in einer zweischichtigen mikrofluidischen Plattform

Root hairs increase root surface area for better water uptake and nutrient absorption by the plant. Because they are small in size and often obscured by ...

Das übergeordnete Ziel dieser mikrofluidischen, räumlich getrennten Kultivierungsmethode besteht darin, Pflanzen direkt aus Samen in einer strukturierten Umgebung zu ziehen, die auch für kontrollierte Behandlungen und hochauflösende Abbildung der Wurzeln der Keimlinge verwendet werden kann. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Pflanzenbiologie zu beantworten, beispielsweise wie das Wachstum von Pflanzenwurzeln auf physikalische und chemische Reize auf mehreren Längenskalen reagiert. Der Hauptvorteil dieser Plattform liegt darin, dass die Wurzeln auf eine einzige Ebene beschränkt sind, wodurch sichergestellt wird, dass sie behandelt und abgebildet werden können, ohne den optischen Fokus zu verlieren.Heute wird mich Dr. Sahar Hasim unterstützen, eine wissenschaftliche Mitarbeiterin an der University of Tennessee. Gießen Sie zunächst ein 10:1-Verhältnis von PDMS zu Härter auf ein vorgefertigtes und silanisiertes Master-Wafer. Entgasen Sie das PDMS in einer Vakuumkammer und härten Sie das Polymer dann eine Stunde lang bei 70 Grad Celsius im Ofen aus.Verwenden Sie anschließend ein Skalpell, um die PDMS-Geräte zu schneiden und vom Master abzulösen. Benutzen Sie dann eine 1,5-Milliliter-Biopsie, um den Samenzulauf in einem Winkel von 45 Grad auszustanzen, um das Wurzelwachstum in den Hauptkanal zu fördern. Verwenden Sie denselben Stanzapparat außerdem, um die Behandlungszuläufe freizulegen.Verwenden Sie Klebeband, um jeglichen Schmutz von dem Gerät zu entfernen, und legen Sie es mit der Designseite nach unten auf einen Glasdeckel. Nach dem Zusammenbau die Geräte im Autoklaven sterilisieren. Die Samen von Arabidopsis thaliana in ein Mikrozentrifugenröhrchen geben und eine Mischung aus Bleichmittel und Reinigungsmittel hinzufügen, um die Samen zu sterilisieren.Danach die Samen viermal mit steriler Wasser waschen. Anschließend die Samen durch Kühlung im Mikrozentrifugenröhrchen über Nacht stratifizieren oder bis zu einer Woche bei vier Grad Celsius lagern. Vor der Verwendung der sterilen Vorrichtungen diese in eine Vakuum-Entgasungskammer geben, um Luft aus den gasdurchlässigen PDMS- und fluidischen Kanälen zu entfernen.Dies verbessert die anschließende Befüllung der Geräte. Entfernen Sie die Geräte aus der Vakuumkammer und tauchen Sie sie sofort in eine Petrischale, die mit flüssigem, auf ein Viertel verdünntem, pflanzenbasiertem Medium mit einem pH-Wert von 5,7 gefüllt ist. Ziehen Sie mithilfe einer Pipette Flüssigkeit durch die Zulauföffnungen, um das Gerät zu füllen.Stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen in den Kanälen befinden, indem Sie diese visuell überprüfen, bevor Sie sie in einzelne frische, trockene Petrischalen überführen. Gießen Sie anschließend heißen Agar um das Gerät, bis der Agarspiegel nahezu bündig mit der Oberseite des Geräts ist. Übertragen Sie in einer sterilen Umgebung mit einer kleinen Pipette jeweils einen sterilisierten Samen in den Eingang jedes Geräts.Dann jede Petrischale mit Wachsfolie abdecken und in eine Wachstumskammer mit Licht-Dunkel-Wechsel bei Raumtemperatur stellen. Die Petrischale in der Wachstumskammer bei Raumtemperatur vertikal ausrichten, damit die Schwerkraft das Wurzelwachstum durch den Kanal fördert. Zum gewünschten Zeitpunkt und Entwicklungsstadium der Keimlinge mit einer Pipette eine vorgeschriebene Menge der experimentellen Behandlung in jede der acht Seitenöffnungen der Vorrichtungen geben.Wenn fertig, die Petrischalen erneut mit Wachsfilm verschließen und in die Wachstumskammer zurückstellen. Die Vergr&ouml;&szlig;erung eines invertierten Hellfeldmikroskops zwischen 4x und 20x einstellen.Platzieren Sie die gesamte Petrischale mit dem Gerät und dem Keimling unter dem Mikroskop für die Hellfeld- oder Differentialinterferenzkontrast-Aufnahme. Optimieren Sie die Beleuchtungsbedingungen, indem Sie Belichtungszeiten, Lampenhelligkeit, Blende und die Polarität des Lichts anpassen, um die interessierenden morphologischen Merkmale sichtbar zu machen. Fahren Sie anschließend den Objekttisch in den gewünschten Bereich der Wurzel und fokussieren Sie auf die Wurzel oder die gewünschte Wurzelhaare.Erfassen Sie einen einzelnen Zeitpunkt oder eine Zeitreihe von Bildern, um das Wachstum der Wurzelhaare zu visualisieren. Für die Zeitreihe bilden Sie die wachsenden Wurzelhaare einmal pro Minute ab. Um das Wachstum der Hauptwurzel zu visualisieren, erfassen Sie alle 30 Minuten ein Bild.Wenn fertig, kehren Sie die Petrischale und die Sämlinge in senkrechter Position in die Wachstumskammer zurück. Sobald der Sämling die gewünschte Zeit gewachsen ist, verwenden Sie eine Pinzette, um die Deckglasplatte und die Vorrichtung vom Agar zu entfernen. Befeuchten Sie dann ein Labor-Taschentuch mit Ethanol und reinigen Sie damit die Unterseite der Deckglasplatte.Tragen Sie das geeignete Öl auf ein 63x-Ölimmersionsobjektiv auf und legen Sie die Deckglaspräparation mit der Deckglasseite nach unten auf den Mikroskoptisch. Heben Sie dann den Tisch an, um den Kontakt zwischen dem Immersionsmedium am Objektiv und dem Präparat herzustellen. Optimieren Sie die Beleuchtungsbedingungen, indem Sie Belichtungszeiten, Lampenhelligkeit, Blende und die Polarität des Lichts anpassen.Danach fahren Sie den Objekttisch in den gewünschten Bereich der Wurzel und fokussieren auf die interessierenden Wurzelhaare. Um das Wachstum der Wurzelhaare über die Zeit zu quantifizieren, richten Sie die Software so ein, dass sie pro Minute ein Bild am Ort des Interesses aufnimmt. Um die Autofluoreszenz der Pflanze oder Fluoreszenzmarker sichtbar zu machen, minimieren Sie die Belichtungszeit für die Fluoreszenz, behalten jedoch ein erkennbares Fluoreszenzsignal bei.Nehmen Sie Bilder der Organellen so schnell auf, wie es die Belichtungszeit zulässt. Sobald die Pflanzenkeimlinge die gewünschte Zeit lang gewachsen sind, entfernen Sie die Vorrichtung und die Deckglasplatte aus der Petrischale. Drehen Sie die Vorrichtung um und lösen Sie vorsichtig die Deckglasplatte, sodass die Wurzel im PDMS-Kanal verbleibt.Platzieren Sie das PDMS-Gerät auf einem flachen reflektierenden Substrat, beispielsweise mikrobeschichtet mit Gold, und montieren Sie das Gerät dann mit der Wurzelseite nach oben auf dem AFM-Probenhalter. Nachdem eine Flüssigkeitskammer auf dem PDMS-Gerät befestigt wurde, füllen Sie diese mit Wasser, um die Wurzeln während der Bildaufnahme hydratisiert zu halten. Sobald die Probe in das AFM eingebracht wurde, stellen Sie die Z-Steuerung entsprechend der Dicke des PDMS-Geräts ein und fahren Sie den Cantilever in den gewünschten Bereich an der Wurzel.Unter Verwendung einer Kamera zur Orientierung richten Sie den Laser mit der Spitze des Cantilevers aus und nutzen Sie die Abbildung im Kontaktmodus, um während des Scannens eine minimale Kraft auf die Wurzel auszuüben. Senken Sie langsam den Scanning-Mechanismus ab, bis der Cantilever gerade mit der Probe in Kontakt kommt. Anschließend stellen Sie die Scan-Größe für den gewünschten Bereich ein und wählen eine Scan-Geschwindigkeit von einer Zeile pro Sekunde mit 256 Spannungspunkten pro Zeile.Erwerben Sie abschließend den Scan. Die hier beschriebenen zweischichtigen PDMS-Mikrofluidikgeräte weisen einen 200 Mikrometer hohen mittleren Kanal für die Hauptwurzel von Arabidopsis sowie zwei 20 Mikrometer hohe Seitenkammern auf, um die seitlich wachsenden Wurzelhaare einzuschränken. Dies gewährleistet, dass sich die Wurzelhaare in derselben Fokusebene befinden wie die Hauptwurzel.Auf der mikrofluidischen Plattform können Wurzelhaare auf zellulärer Ebene hinsichtlich ihrer Länge, Dichte und Wachstumsrichtung von der Wurzel aus quantifiziert werden. Einer der größten Vorteile der Verwendung einer mikrofluidischen Plattform ist die Möglichkeit, den Organismen einheitliche und exakt definierte Konzentrationen chemischer Behandlungen zuzuführen. Hier wird ein Keimling vor und nach der Zugabe fluoreszierender carboxylierter Polystyrolkügelchen abgebildet.Die Zugabe dieser abiotischen Behandlung störte die Ausrichtung des optischen Fokus der Wurzelhaare der Keimlinge nicht. Mithilfe fluoreszierender Marker kann der zytoplasmatische Strom in einem Wurzelhaar beobachtet werden. Die Bewegung dieser drei Organellen ist in diesem kumulativen Verteilungsdiagramm dargestellt.Neben der optischen Bildgebung ermöglicht diese Plattform aufgrund ihrer Zerlegbarkeit ohne Störung der Wurzel auch die AFM- und REM-Bildgebung. Mit diesem Verfahren können anschließend weitere Methoden wie die chemische Bildgebung angewendet werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, beispielsweise wie die chemischen Profile um die Wurzel aussehen.

imaging-root-hair-morphology-arabidopsis-seedlings-two-layer

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Wir beschreiben die Verwendung von Perfluordecalin als infiltrative Eindeckmedium. Dies ist eine einfache Methode zur Verbesserung der Tiefe der Bildgebung...

Eine einfache Methode zur Bildgebung Arabidopsis Leaves Mit Perfluordecalin als Infiltrative Imaging Medium

Dieser Artikel enthält ein Protokoll für die Kultivierung von Arabidopsis-Keimlinge in der RootChip, ein Mikrofluidik-Imaging-Plattform, die eine automatisierte Kontrolle der Wachstumsbedingungen kombiniert mit mikroskopischen Wurzel Überwachungs-und FRET-basierten Messung der intrazellulären Metaboliten.

Zeitraffer-Fluoreszenz-Imaging von Arabidopsis Wurzelwachstum mit Rapid Manipulation der Root-Umgebung mit dem RootChip

Wir beschreiben ein Protokoll mit Kammer-Objektträgern und Medien zu pflanzen Keimblätter für die konfokale Bildgebung der Epidermis über mehrere Tage der Entwicklung immobilisieren, zu dokumentieren stomatal Differenzierung. Fluorophor-markierte Proteine ​​können dynamisch durch Expression und subzelluläre Lokalisation verfolgt werden, das Verständnis ihrer möglichen Rollen bei der Zellteilung und Zelltyp-Differenzierung.

Langfristige, High-Resolution Konfokale Zeitraffer Bildgebung<em&gt; Arabidopsis Cotyledon</em&gt; Epidermis während der Keimung

Dieses Protokoll beschreibt ein Verfahren zur raschen Sammlung von Bildern von Arabidopsis Keimlingen Reaktion auf einen Reiz der Schwerkraft unter Verwendung von handelsüblichen Flachbettscanner. Die Methode ermöglicht kostengünstige, High-Volume-Erfassung von hochauflösenden Bildern zugänglich für Downstream-Analyse-Algorithmen.

Mit Flachbett-Scanner mit hoher Auflösung zeitversetzt Bilder von der Arabidopsis-Wurzel gravitropen Antwort sammeln

Ca2 + Signalweg reguliert verschiedene biologische Prozesse in Pflanzen. Hier präsentieren wir Ansätze zur Überwachung abiotischen Stress induziert räumliche und zeitliche Ca 2 +-Signale in Arabidopsis Zellen und Geweben unter Verwendung der genetisch codierten Ca2 +-Indikatoren Aequorin oder Case12.

Mess räumliche und zeitliche Ca 2 + Signale in Arabidopsis-Pflanzen

Dieses Protokoll zeigt eine Methode zur Vorbereitung von Pflanzenproben für die Lichtblattmikroskopie. Der Aufbau zeichnet sich dadurch aus, dass die Pflanze vertikal auf der Oberfläche eines Gels montiert und unter kontrollierten hellen Bedingungen wachsen gelassen wird. Dies ermöglicht eine langfristige Beobachtung der Entwicklung pflanzlicher Organe unter standardisierten Bedingungen.

Lichtblatt Fluoreszenzmikroskopie von Pflanzenwurzeln wachsen auf der Oberfläche eines Gel

Live-konfokale Abbildung stellt Biologen ein leistungsfähiges Werkzeug zum Studium der Entwicklung. Hier präsentieren wir ein detailliertes Protokoll für die Live - konfokale Abbildung von Arabidopsis Blumen zu entwickeln.

Live-konfokale Bildgebung Entwicklung Arabidopsis Blumen

Hier präsentiert sich eine einfache Technik für hochauflösende konfokale Zeitraffer-Bildgebung der Wurzel- und Hypokotyl-Entwicklung für bis zu 3 Tage mit hohen Ziffernblende und Perfluordecalin als Immersionsmedium.

Eine einfache Kammer für die langfristige konfokale Bildgebung der Wurzel- und Hypocotyl-Entwicklung

Wir beschreiben eine Methode, um die Fähigkeit der Spitze wachsenden Pflanzenzellen, einschließlich der pollenschläuche, Wurzelhaare, untersuchen und Moos Protonemata, zu verlängern, durch extrem schmale Lücken (~ 1 µm) in einem mikrofluidischen Gerät.

Entwicklung von mikrofluidischen Geräten um die Dehnung Fähigkeit der Spitze wachsenden Pflanzenzellen in sehr kleinen Räumen zu studieren

Hier bieten wir einen mikrofluidischen Chip und ein automatisch gesteuertes, hocheffizientes Kreislauf-Mikrofluidsystem, das die anfängliche Mikroumgebung der Neovaskularisation rekapituliert und es ermöglicht, Endothelzellen (ECs) durch hohe Luminalscherspannung, physiologischen Transendothelfluss und verschiedene vaskuläre endotheliale Wachstumsfaktor (VEGF) gleichzeitig zu stimulieren.

Mikrofluidisches Modell zur Nachahmung des ersten Ereignisses der Neovaskularisation

Das Rasterkraftmikroskopie-Eindringprotokoll bietet die Möglichkeit, die Rolle der physikalischen Eigenschaften der Zellwand einer bestimmten Zelle eines Gewebes oder Organs während des normalen oder eingeschränkten Wachstums (d.h. unter Wasserdefizit) zu analysieren.

Rasterkraftmikroskopie zur Untersuchung der physikalischen Eigenschaften epidermaler Zellen lebender Arabidopsiswurzeln

Erfahren Sie eine mikrofluidische Methode zur hochauflösenden Bildgebung der Wurzelmorphologie von Arabidopsis thaliana-Sämlingen. Diese Plattform ermöglicht Echtzeitbeobachtungen und kontrollierte Behandlungen in der Pflanzenbiologie.

Bildgebung der Wurzelhaare Morphologie der Arabidopsis Sämlinge in einer zweischichtigen mikrofluidischen Plattform

Weitere Videos entdecken