Name: Bildgebung und Quantifizierung des Bereichs der schnelllebigen Mikroblasen mit einer Hochgeschwindigkeitskamera und Bildanalyse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-09-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 31 s
Description: Erfahren Sie eine Hochgeschwindigkeitsbildgebungsmethode zur Quantifizierung von Kavitationsmikroblasen mit Bildanalyse. Diese Technik ermöglicht die Berechnung von Blasenbereichen für vergleichende Studien in der biomedizinischen Forschung.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren sind dankbar für die Förderung durch den Engineering and Physical Sciences Research Council EP/P015743/1.

1. Instrumentenaufbau
<ol><li>Wählen Sie das Instrument oder Objekt aus, das abgebildet werden soll. In diesem Experiment wurde ein Ultraschall-Skalierer abgebildet. Kavitationsblasen treten um die Spitzen von Ultraschall-Skalen im Wasser auf.</li>
	<li>Wählen Sie eine Mikropositionierstufe für das Instrument aus, das mit XYZ-Übersetzung und -Drehung abgebildet werden soll. Auf eine Laborbuchse legen. Befestigen Sie den Instrumentengriff an der Mikropositionierstufe</li>
	<li>Wählen Sie einen optisch transparenten Wasserbehälter für die Bildgebung aus. Der in diesen Experimenten verwendete Behälter wurde mit Glasmikroskopdias erstellt.</li>
	<li>Wählen Sie eine XY-Stufe mit einer Rotationsplattform aus. Auf eine Laborbuchse legen. Den Wasserbehälter auf die Bühne stellen und mit gefiltertem Wasser (Umkehrosmose oder destilliert) füllen.</li>
</ol>2. High-Speed-Kamera-Setup
<ol><li>Wählen Sie eine Hochgeschwindigkeitskamera mit der gewünschten Bildrate und Auflösung und einer hochintensiven Lichtquelle mit einer Faserlichtführung.</li>
	<li>Befestigen Sie eine mikropositionierende Schiebeplatte am Hochgeschwindigkeitskamerakörper und schließen Sie sie an einen Stativständer an.</li>
	<li>Wählen Sie ein Objektiv mit der gewünschten Auflösung und Brennweite und befestigen Sie es an der Kamera. Für dieses Experiment wurde ein Zoomobjektiv mit einer Auflösung von 8,4 mm/Pixel verwendet.</li>
	<li>Füllen Sie den Bildgebungsbehälter mit Wasser und positionieren Sie die Spitze des Zufeiners des Instruments im Wassertank in der gewünschten Ausrichtung.</li>
	<li>Nachdem Sie die Kamera angeschlossen und die Live-Ansicht in der Software geladen haben, verwenden Sie eine geringe Vergrößerung, um sich auf die Spitze des Ultraschall-Skalierers zu konzentrieren, und positionieren Sie die Lichtquelle bei Bedarf neu. Positionieren Sie das Instrument und die Lichtquelle vor der Kamera und fokussieren Sie sie. Passen Sie sich der gewünschten Bildrate und Helligkeit an. HINWEIS: Für die Bildgebung bei hohen Rahmenraten, kurzen Verschlusszeiten und/oder hohen Vergrößerungen ist eine höhere Lichtintensität erforderlich. Die Beleuchtung kann im Reflexionsmodus oder Übertragungsmodus erfolgen. In diesem Protokoll wird die Beleuchtung im Übertragungsmodus (helles Feld) mit einem hochintensiven Kaltbeleuchtungsgerät bereitgestellt.</li>
	<li>Stellen Sie eine optimale Bildrate und Verschlusszeit für die Hochgeschwindigkeitskamera ein. In diesem Experiment betrug die Bildrate 6400 fps mit einer Verschlusszeit von 262 Nanosekunden. Eine kurze Verschlusszeit ist für sich schnell bewegende Blasen wie Kavitationsblasen erforderlich, um sicherzustellen, dass sie im Fokus stehen.</li>
	<li>Passen Sie die Vergrößerung des Zoomobjektivs und die Intensität der Lichtquelle so an, dass der Hintergrund weiß ist, ohne überbelichtet zu werden.</li>
</ol>3. Kalibrierung
<ol><li>Nehmen Sie die Position der Spitze auf (Drehung in x-y-Stufe, Drehwinkel des Instruments für Reproduzierbarkeit).</li>
	<li>Um sicherzustellen, dass das Sichtfeld für jede Wiederholung konsistent ist, wählen Sie einen Referenzpunkt aus, und notieren Sie sich die Koordinaten. In diesem Fall war der Bezugspunkt die Spitze des Ultraschall-Skalierers. Es kann dann in zukünftigen Experimenten an der gleichen Stelle innerhalb des Sichtfeldes neu positioniert werden.</li>
	<li>Wenn die Pixelgröße unbekannt ist, stellen Sie ein Gitter mit 10 m Markierungen an der eingestellten Vergrößerung ab und verwenden Sie Bildanalysesoftware wie Fidschi, um die Auflösung zu berechnen.</li>
</ol>4. Hochgeschwindigkeits-Videoaufzeichnung
<ol><li>Bild des Instruments ohne Kavitation. Dies wird bei der Berechnung der Fläche der Kavitationsblasen von den Kavitationsbildern in der Bildanalyse subtrahiert. Speichern Sie die Videos in einem Format wie TIFF, damit keine Bildqualität verloren geht.</li>
	<li>Bild des Instruments, das mit Kavitation arbeitet. Stellen Sie sicher, dass genügend Rahmen für eine genaue Analyse vorhanden sind, z. B. 5 Wiederholungen mit je 500 Frames.</li>
</ol>5. Bildverarbeitung
<ol><li>Laden Sie Fiji19 von der ImageJ-Website (https://imagej.net/Fiji herunter). Es wurde ein ImageJ-Makrocode bereitgestellt, der automatisch die unten beschriebenen Bildanalyseschritte ausführt und auch an die Anwendung angepasst werden kann. Die einzelnen Schritte des Makros werden in den Schritten 5.3-5.5 beschrieben.</li>
	<li>Schneiden Sie das Bild zu, um bei Bedarf dunklere Bereiche zu entfernen, die aus ungleichmäßiger Beleuchtung resultieren. Stellen Sie sicher, dass alle Bilder auf die gleiche Größe und an der gleichen Stelle im Bild zugeschnitten sind.</li>
	<li>Konvertieren Sie die Bilder in binäre Bilder, indem Sie automatisch schwellenwertdeckend einen der automatischen Schwellenwerte verwenden. In diesem Beispiel wird der minimale automatische Schwellenwert verwendet.</li>
	<li>Führen Sie den Befehl Fülllöcher aus, um alle schwarzen Pixel aus den Blasen zu entfernen, die falsch segmentiert wurden.</li>
	<li>Berechnen Sie das Histogramm des Stapels, um die Anzahl der Pixel anzuzeigen, die dem Scaler und der Kavitation in jedem Frame entsprechen.</li>
	<li>In diesem Fall sind die Pixel, die den Blasen entsprechen, weiß und haben den Wert 255. Speichern Sie diese Messungen.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 5.3-5.6 für das Video des Instruments, das ohne blasen funktioniert.</li>
	<li>Berechnen Sie die mittlere Fläche der Ultraschall-Skalarspitze nur aus den Ergebnissen des Histogramms.</li>
	<li>Subtrahieren Sie die mittlere Fläche des Instruments von jedem der Bereiche, die aus den Videos der Blasen um den Scaler berechnet werden. Der Bereich der Blasen wird nach Maß gelassen.</li>
	<li>Visualisieren Sie, indem Sie das binäre Bild des Scalers vom binären Bild des Scalers mit Blasen mit dem Bildrechner in Fidschi subtrahieren.</li>
	<li>Berechnen Sie den Mittelwert und die Standardabweichung der Fläche der Blasen.</li>
	<li>Konvertieren Sie die Werte von der Anzahl der Pixel in den Bereich (in diesem Fall m2), indem Sie mit der Pixelgröße multipliziert werden. Berechnen Sie die Größe jedes Pixels, indem Sie ein Gitter mit der Hochgeschwindigkeitskamera bei der gleichen Vergrößerung wie für die Bildgebung abbilden und ImageJ verwenden, um die Skalierung einzustellen.</li>
	<li>Plotten Sie die Daten. Es ist auch möglich, statistische Analysen durchzuführen, um signifikante Unterschiede im Bereich der Blasen zu zeigen, wenn verschiedene Bedingungen verglichen werden.</li>
</ol>6. ImageJ-Makro
<ol><li>Gehen Sie im Menü ImageJ/Fiji zu Plugins > Neu > Makro. Stellen Sie sicher, dass IJ1 Macro unter dem Sprachmenü aktiviert ist, und kopieren und fügen Sie den folgenden Code ein. Klicken Sie auf Ausführen, um das Makro (Supplementary File) auszuführen.</li>
</ol>

<ol><li>Asegehegn, T. W., Schreiber, M., Krautz, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+of+bubble+behavior+in+fluidized+beds+with+and+without+immersed+horizontal+tubes+using+a+digital+image+analysis+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Power+Technologies%22%5BJournal%5D)">Investigation of bubble behavior in fluidized beds with and without immersed horizontal tubes using a digital image analysis technique.</a> Journal of Power Technologies. 210 (3), 248-260 (2011).</li>
<li>Busciglio, A., Vella, G., Micale, G., Rizzuti, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+the+bubbling+behaviour+of+2D+gas+solid+fluidized+beds%3A+Part+I.+Digital+image+analysis+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Engineering+Journal%22%5BJournal%5D)">Analysis of the bubbling behaviour of 2D gas solid fluidized beds: Part I. Digital image analysis technique.</a> Chemical Engineering Journal. 140 (1), 398-413 (2008).</li>
<li>Versluis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+imaging+in+fluids%5BTitle%5D)+AND+%22Experiments+in+Fluids%22%5BJournal%5D)">High-speed imaging in fluids.</a> Experiments in Fluids. 54 (2), 1-35 (2013).</li>
<li>Matsumoto, H., Yoshimine, Y., Akamine, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+irrigant+flow+and+cavitation+induced+by+Er%3A+YAG+laser+within+a+root+canal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Endodontics%22%5BJournal%5D)">Visualization of irrigant flow and cavitation induced by Er: YAG laser within a root canal model.</a> Journal of Endodontics. 37 (6), 839-843 (2011).</li>
<li>Young, F. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYoung%2C+FR+%22Cavitation%22">Cavitation</a>. , World Scientific. (1999).</li>
<li>Brennen, C. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBrennen%2C+CE+%22Cavitation+and+Bubble+Dynamics%22">Cavitation and Bubble Dynamics</a>. , Cambridge University Press. (2013).</li>
<li>Leighton, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLeighton%2C+T+%22The+acoustic+bubble%22">The acoustic bubble</a>. , Academic Press. (2012).</li>
<li>Verhaagen, B., Rivas, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+cavitation+and+its+cleaning+effect%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Measuring cavitation and its cleaning effect.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 29, 619-628 (2016).</li>
<li>Oulahal-Lagsir, N., Martial-Gros, A., Boistier, E., Blum, L., Bonneau, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+an+ultrasonic+apparatus+for+the+non-invasive+and+repeatable+removal+of+fouling+in+food+processing+equipment%5BTitle%5D)+AND+%22Letters+in+Applied+Microbiology%22%5BJournal%5D)">The development of an ultrasonic apparatus for the non-invasive and repeatable removal of fouling in food processing equipment.</a> Letters in Applied Microbiology. 30 (1), 47-52 (2000).</li>
<li>Gale, G. W., Busnaina, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+of+cavitation+and+acoustic+streaming+in+megasonic+cleaning%5BTitle%5D)+AND+%22Particulate+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Roles of cavitation and acoustic streaming in megasonic cleaning.</a> Particulate Science and Technology. 17 (3), 229-238 (1999).</li>
<li>Erriu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbial+biofilm+modulation+by+ultrasound%3A+Current+concepts+and+controversies%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Microbial biofilm modulation by ultrasound: Current concepts and controversies.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 21, 15-22 (2014).</li>
<li>Van der Sluis, L., Versluis, M., Wu, M., Wesselink, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+ultrasonic+irrigation+of+the+root+canal%3A+a+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22International+Endodontic+Journal%22%5BJournal%5D)">Passive ultrasonic irrigation of the root canal: a review of the literature.</a> International Endodontic Journal. 40 (6), 415-426 (2007).</li>
<li>Vyas, N., Sammons, R. L., Addison, O., Dehghani, H., Walmsley, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+method+to+measure+biofilm+removal+efficiency+from+complex+biomaterial+surfaces+using+SEM+and+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A quantitative method to measure biofilm removal efficiency from complex biomaterial surfaces using SEM and image analysis.</a> Scientific Reports. 6, 32694(2016).</li>
<li>Walmsley, A. D., Lea, S. C., Felver, B., King, D. C., Price, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+cavitation+activity+around+dental+ultrasonic+tips%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Oral+Investigations%22%5BJournal%5D)">Mapping cavitation activity around dental ultrasonic tips.</a> Clinical Oral Investigations. 17 (4), 1227-1234 (2013).</li>
<li>Price, G. J., Tiong, T. J., King, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonochemical+characterisation+of+ultrasonic+dental+descalers%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Sonochemical characterisation of ultrasonic dental descalers.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 21, 2052-2060 (2014).</li>
<li>Felver, B., King, D. C., Lea, S. C., Price, G. J., Damien Walmsley, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cavitation+occurrence+around+ultrasonic+dental+scalers%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Cavitation occurrence around ultrasonic dental scalers.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 16, 692-697 (2009).</li>
<li>Macedo, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonochemical+and+high-speed+optical+characterization+of+cavitation+generated+by+an+ultrasonically+oscillating+dental+file+in+root+canal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Sonochemical and high-speed optical characterization of cavitation generated by an ultrasonically oscillating dental file in root canal models.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 21, 324-335 (2014).</li>
<li>Reuter, F., Lauterborn, S., Mettin, R., Lauterborn, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+cleaning+with+ultrasonically+driven+bubbles%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">Membrane cleaning with ultrasonically driven bubbles.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 37, 542-560 (2017).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Vyas, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+Imaging+of+Cavitation+around+Dental+Ultrasonic+Scaler+Tips%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">High-speed Imaging of Cavitation around Dental Ultrasonic Scaler Tips.</a> PLoS One. 11 (3), 0149804(2016).</li>
<li>Ahmed, F. S., Sensenich, B. A., Gheni, S. A., Znerdstrovic, D., Al Dahhan, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bubble+dynamics+in+2D+bubble+column%3A+comparison+between+high-speed+camera+imaging+analysis+and+4-point+optical+probe%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Engineering+Communications%22%5BJournal%5D)">Bubble dynamics in 2D bubble column: comparison between high-speed camera imaging analysis and 4-point optical probe.</a> Chemical Engineering Communications. 202 (1), 85-95 (2015).</li>
<li>Honkanen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reconstruction+of+three-dimensional+bubble+surface+from+high-speed+orthogonal+imaging+of+dilute+bubbly+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+Computational+Methods+in+Multiphase+Flow+V%2C+New+Forest%2C+UK%22%5BJournal%5D)">Reconstruction of three-dimensional bubble surface from high-speed orthogonal imaging of dilute bubbly flow.</a> Proceedings of Computational Methods in Multiphase Flow V, New Forest, UK. , 469-480 (2009).</li>
<li>do Amaral, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image+processing+techniques+for+high-speed+videometry+in+horizontal+two-phase+slug+flows%5BTitle%5D)+AND+%22Flow+Measurement+and+Instrumentation%22%5BJournal%5D)">Image processing techniques for high-speed videometry in horizontal two-phase slug flows.</a> Flow Measurement and Instrumentation. 33, 257-264 (2013).</li>
<li>Lau, Y., Deen, N., Kuipers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+an+image+measurement+technique+for+size+distribution+in+dense+bubbly+flows%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Engineering+Science%22%5BJournal%5D)">Development of an image measurement technique for size distribution in dense bubbly flows.</a> Chemical Engineering Science. 94, 20-29 (2013).</li>
<li>Matsumoto, Y., Yoshizawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behaviour+of+a+bubble+cluster+in+an+ultrasound+field%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Numerical+Methods+in+Fluids%22%5BJournal%5D)">Behaviour of a bubble cluster in an ultrasound field.</a> International Journal for Numerical Methods in Fluids. 47 (6-7), 591-601 (2005).</li>
<li>Peeters, H. H., Iskandar, B., Suardita, K., Suharto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+removal+of+trapped+air+from+the+apical+region+of+the+straight+root+canal+models+generating+2-phase+intermittent+counter+flow+during+ultrasonically+activated+irrigation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Endodontics%22%5BJournal%5D)">Visualization of removal of trapped air from the apical region of the straight root canal models generating 2-phase intermittent counter flow during ultrasonically activated irrigation.</a> Journal of Endodontics. 40 (6), 857-861 (2014).</li>
<li>Halford, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synergistic+effect+of+microbubble+emulsion+and+sonic+or+ultrasonic+agitation+on+endodontic+biofilm+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Endodontics%22%5BJournal%5D)">Synergistic effect of microbubble emulsion and sonic or ultrasonic agitation on endodontic biofilm in vitro.</a> Journal of Endodontics. 38 (11), 1530-1534 (2012).</li>
<li>Kauer, M., Belova-Magri, V., Cairós, C., Linka, G., Mettin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+imaging+of+ultrasound+driven+cavitation+bubbles+in+blind+and+through+holes%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasonics+Sonochemistry%22%5BJournal%5D)">High-speed imaging of ultrasound driven cavitation bubbles in blind and through holes.</a> Ultrasonics Sonochemistry. 48, 39-50 (2018).</li>
<li>Rivas, D. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localized+removal+of+layers+of+metal%2C+polymer%2C+or+biomaterial+by+ultrasound+cavitation+bubbles%5BTitle%5D)+AND+%22Biomicrofluidics%22%5BJournal%5D)">Localized removal of layers of metal, polymer, or biomaterial by ultrasound cavitation bubbles.</a> Biomicrofluidics. 6 (3), 034114(2012).</li>
<li>Pishchalnikov, Y. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cavitation+Bubble+Cluster+Activity+in+the+Breakage+of+Kidney+Stones+by+Lithotripter+Shockwaves%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Endourology%22%5BJournal%5D)">Cavitation Bubble Cluster Activity in the Breakage of Kidney Stones by Lithotripter Shockwaves.</a> Journal of Endourology. 17 (7), 435-446 (2003).</li>
<li>Sternberg, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomedical+image+processing%5BTitle%5D)+AND+%22Computer%22%5BJournal%5D)">Biomedical image processing.</a> Computer. (1), 22-34 (1983).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Die in diesem Papier beschriebene Technik ermöglicht die Abbildung schnell leiser Mikroblasen mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung. Es kann potenziell eine breite Palette von wissenschaftlichen Disziplinen wie Chemietechnik, Zahnmedizin und Medizin profitieren. Technische Anwendungen umfassen bildgebende Kavitationsblasen für die Reinigung von Oberflächen oder für die Abbildung von Blasen in Wirbelschichtreaktoren. Zu den biomedizinischen Anwendungen gehören bildgebende Kavitation rund um medizinische und zahnmedizinische Instrumente und bildgebende Biofilm-Debridement aus Hart- und Weichgewebe mit Kavitationsblasen. In dieser Studie demonstrierten wir die Technik durch bildgebende Kavitation um zwei verschiedene zahnärztliche Ultraschall-Skalarspitzen. Die Kavitationsmenge variiert zwischen den beiden in dieser Studie getesteten Spitzen, wobei mehr Kavitationswolken um das freie Ende der Spitze 10P beobachtet werden. Dies wurde bisher mit der Schwingungsamplitude20in Verbindung gebracht. Die Hochgeschwindigkeitsvideos zeigen, dass die FSI 1000 Spitze weniger Vibrationen hat, was wahrscheinlich der Grund dafür ist, dass es um diese Spitze weniger Kavitation gibt.
Eine Einschränkung der Bildanalysemethode besteht darin, dass die Bildsubtraktionstechnik zum Entfernen des Bereichs des Scalers nicht vollständig genau ist, da der Scaler oszilliert und daher die Subtraktion einige Bereiche des Scalers fälschlicherweise als Blasen segmentiert lässt. Dies wurde jedoch durch die Mittelung der Fläche aus einer großen Anzahl von Frames (n=2000) berücksichtigt. Dies wäre kein Problem für Anwendungen, bei denen das zu subtrahierende Objekt stationär ist. Für Studien, bei denen das zu subtrahierende bewegliche Objekt eine viel höhere Varianz hat, empfehlen wir, die Bewegungen in beiden Videos zu synchronisieren, bevor es für genaue Ergebnisse subtrahiert wird. In der aktuellen Studie haben wir die Schwingungen nicht synchronisiert, aber da die Schwingung niedrig war, können wir davon ausgehen, dass die Schwingungen in diesen beiden Messungen gut zueinander übereinstimmen.
Die Bildschwelle ist genau, da die Hellfeldbeleuchtung einen gleichmäßigen Hintergrund mit gutem Kontrast bietet. Es ist wichtig sicherzustellen, dass der Hintergrund einheitlich ist und keine anderen Objekte enthält, die falsch segmentiert werden könnten. Die Schwellenwertmethode kann geändert werden, indem andere automatische Schwellenwerte verwendet werden, die der Anwendung entsprechen. Eine manuelle Schwellenwertierung, bei der der Benutzer den Schwellenwert festlegt, ist ebenfalls möglich, wird jedoch nicht empfohlen, da sie die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse verringert, da verschiedene Benutzer unterschiedliche Schwellenwerte auswählen.
Die Bildanalyse wurde für viele andere Blasenbildgebungsstudien verwendet. Diese verwenden auch eine ähnliche Methode der Hintergrundbeleuchtung, um einen optimalen Kontrast zwischen den Blasen und dem Hintergrund zu erhalten, und Schwellen, um die Blasen zu segmentieren21,22,23,24. Die in der aktuellen Studie gezeigte Methode kann auch verallgemeinert werden, um für viele verschiedene Blasenbildanwendungen verwendet zu werden, die nicht nur auf Hochgeschwindigkeits-Bildgebung beschränkt sind. High-Speed-Bildgebung wurde für Kavitationsblasen in Wasser und auch um Instrumente wie endodontische Dateien und Ultraschall-Skalen12,25,26,27,28. Zum Beispiel Rivas et al. und Macedo et al. verwendeten eine High-Speed-Kamera, die an einem Mikroskop befestigt war, mit Beleuchtung durch eine Kaltlichtquelle zur Bildreinigung mit Kavitation und zur Bildkavitation um eine endodontische Datei17,29. Helle Feldbeleuchtung bietet mehr Kontrast zwischen dem Hintergrund und den Blasen, so dass es möglich ist, einfache Segmentierungstechniken wie Schwellenwerte zu verwenden, wie von Rivas et al. demonstriert. für die Bildgebung und Quantifizierung kavitationserosion und Reinigung im Laufe der Zeit29. Die Dunkelfeldbeleuchtung erschwert die Schwellenbeleuchtung aufgrund der höheren Streuung in grausinten Skalen4,30. Die Bildanalyse wurde in anderen Studien verwendet, um mehr Informationen über Blasen zu sammeln1,2. Vyas et al. verwendeten einen Machine Learning-Ansatz, um Kavitationsblasen um einen Ultraschall-Scaler20zu segmentieren. Die im aktuellen Papier beschriebene Methode ist schneller, da sie einfache Schwellenwerte verwendet, sodass sie weniger rechenintensiv ist und Blasen, die oberhalb und unterhalb des Scalers auftreten, analysiert werden können. Die im aktuellen Papier verwendete Schwellenwertmethode ist jedoch nur dann genau, wenn der Hintergrund einheitlich ist. Wenn es nicht möglich ist, während der Bildgebung einen einheitlichen Hintergrund zu erhalten, können andere Bildverarbeitungstechniken verwendet werden, wie z. B. die Verwendung von Hintergrundsubtraktion mit einem rollenden Kugelradius zur Korrektur für ungleichmäßige Beleuchtung, Filtern mit Median- oder Gaußschen Filtern zur Entfernung von Rauschen oder auch die Verwendung maschineller Lerntechniken20,31.
Abschließend stellen wir ein Hochgeschwindigkeits-Bildgebungs- und Analyseprotokoll zur Abbildung und Berechnung der Fläche eines mikroskopisch verschiebbaren Objekts vor. Wir haben diese Methode demonstriert, indem wir Kavitationsblasen um einen Ultraschall-Scaler herum gebildt haben. Es kann für bildgebende Kavitation um andere zahnärztliche Instrumente wie endodontische Dateien verwendet werden und es kann leicht für andere nicht-dentale Blasenbildgebung Anwendungen angepasst werden.

Die Bildgebung der Bewegung von Blasen ist für verschiedene Anwendungen wichtig, da sie die Hydrodynamik eines Systems steuert. Es gibt viele Anwendungen, bei denen dies nützlich sein kann: in Wirbelschichtreaktoren1,2, oder zur Reinigung mit Kavitationsblasen3,4. Der Zweck der Abbildung von Blasen ist es, mehr über die Blasendynamik oder über die Richtung und Bewegung einer Wolke von Blasen zu verstehen. Dies kann durch die Beobachtung von abgebildeten Strukturen und auch durch die Verwendung von Bildanalyse erfolgen, um quantitative Informationen zu erhalten, wie z. B. die Größe der Blasen.
Kavitationsblasen sind Gas- oder Dampfeinheiten, die in einer Flüssigkeit auftreten, wenn der Druck unter den gesättigten Druckwert5fällt. Sie können auftreten, wenn ein akustisches Feld bei Ultraschallfrequenzen auf eine Flüssigkeit aufgebracht wird. Sie wachsen und kollabieren, und nach dem Zusammenbruch kann Energie in Form von Hochgeschwindigkeits-Mikro-Jets und Stoßwellen6,7freisetzen. Diese können Partikel durch Scherkräfte auf einer Oberfläche vertreiben und eine Oberflächenreinigung verursachen8. Kavitationsblasen werden für die Oberflächenreinigung in verschiedenen Branchen untersucht, z. B. für Halbleiter, Lebensmittel und Wundreinigung9,10,11,12. Sie könnten auch verwendet werden, um Zahnbelag von Zähnen und Biomaterialien wie Zahnimplantate12,13zu reinigen. Kavitation tritt um derzeit verwendete zahnärztliche Instrumente wie Ultraschall-Skalierer und endodontische Dateien und zeigt Potenzial als zusätzlicher Reinigungsprozess mit diesen Instrumenten14.
Die Schwingung von Kavitationsblasen tritt über wenige Mikrosekunden auf und daher ist eine Hochgeschwindigkeitskamera erforderlich, um ihre Bewegung durch Bildgebung mit Tausenden von Bildern pro Sekunde8zu erfassen. Wir zeigen eine Methode der Bildgebung der Mikroblasenkavitation um zahnärztliche Ultraschall-Scaler. Ziel ist es zu verstehen, wie Kavitation um verschiedene Ultraschall-Skalener variiert, so dass sie als eine neue Möglichkeit zur Reinigung von Zahnbelag optimiert werden kann.
Frühere Methoden zur Untersuchung der Kavitation umfassen Sonochemiluminesenz, die Luminol verwendet, um zu erkennen, wo Kavitation aufgetreten ist15,16. Dies ist jedoch eine indirekte Technik und es ist nicht in der Lage, die Kavitationsblasen in Echtzeit zu visualisieren. Daher ist es nicht in der Lage, genau zu bestimmen, wo es auf dem Instrument passiert, und keine Informationen über die Blasendynamik gewonnen werden können, es sei denn, es wird mit anderen bildgebenden Verfahren kombiniert17. High-Speed-Bildgebung kann nicht nur die Kavitationsblasen wachsen und kollabieren, sondern auch die Art der Kavitation auftreten: Kavitationswolken, Mikrostreamer und Mikro-Jets6,7,18. Diese geben mehr Informationen darüber, wie die Kavitation Oberflächen reinigen kann.
Wir präsentieren eine Methode zur Abbildung von Kavitationsmikroblasen mit einer Hochgeschwindigkeitskamera und berechnen den mittleren Kavitationsbereich, der auftritt. Diese Methode wird anhand eines Beispiels für Kavitation demonstriert, die um verschiedene zahnärztliche Ultraschall-Skalarspitzen herum auftritt, obwohl die experimentellen und Bildanalyseschritte für andere Anwendungen verwendet werden können, z. B. für die Abbildung anderer Makro- und Mikroblasen.

<table><tbody><tr><td>0,25x Aufsatz</td><td>Navitar</td><td>1-50011</td><td></td></tr><tr><td>12x mit 12mm Feinfokus Fernmikroskop Zoomobjektiv</td><td>Navitar</td><td>1-50486</td><td></td></tr><tr><td>2x Adapter mit f-Mount</td><td>Navitar</td><td>1-62922</td><td></td></tr><tr><td>Cavitron Plus Ultraschall Scaler</td><td>Dentsply Sirona</td><td>8184003</td><td></td></tr><tr><td>Cavitron Ultraschalleinsatz FSI 1000FSI 1000</td><td>Dentsply Sirona</td><td>UCAFTHD</td><td></td></tr><tr><td>Faser Lichtleiter. 8mm Faserbündel 1500mm Länge. Fokussierobjektiv für Hayashi Leuchte, 1/4"-20 Stativ Gewinde zur Montage.</td><td>Hayashi</td><td>LGC1- 8L1500</td><td></td></tr><tr><td>Getriebekopf</td><td>Manfrotto</td><td>MN405</td><td>7,5 kg Tragfähigkeit</td></tr><tr><td>HDF7010 High-Power LED Endoskop Lichtquelle . 150W LED bietet eine Kälteleistung, die 250 W Xenon entspricht.</td><td>Hayashi</td><td>LA-HDF710</td><td></td></tr><tr><td>Schweres Stativ</td><td>Manfrotto</td><td>MN475B</td><td>Mittelsäule mit Getriebe, 12kg Tragfähigkeit</td></tr><tr><td>Hochgeschwindigkeitskamera</td><td>Photron</td><td>103526</td><td>FASTCAM Mini AX200 900K M3 (16GB Speicher)</td></tr><tr><td>Hochpräzise Drehung&nbsp; Tisch</td><td>Thorlabs</td><td>PR01/M</td><td></td></tr><tr><td>Laborbuchsen</td><td>Camlab</td><td>1194083</td><td></td></tr><tr><td>Mikropositionierplatte</td><td>Manfrotto</td><td>SKU 454</td><td></td></tr><tr><td>Mikropositioniertisch 3D</td><td>Thorlabs</td><td>PT3/M</td><td></td></tr><tr><td>Mikropositioniertisch Rotation</td><td>Thorlabs</td><td>OCT-XYR1/M</td><td>OCT-XYR1/M - XY Tisch mit massiver Deckplatte</td></tr><tr><td>NEWTRON P5 XS Ultraschall-Scaler&nbsp;</td><td>Acteon</td><td>F62118</td><td></td></tr><tr><td>Ultraschall-Einsatz 10P</td><td>Acteon</td><td>F00253</td><td></td></tr></tbody></table>

bildgebung und quantifizierung des bereichs der schnelllebigen mikroblasen mit einer hochgeschwindigkeitskamera und bildanalyse

Imaging and Quantification of the Area of Fast-Moving Microbubbles Using a High-Speed Camera and Image Analysis

Zur Abbildung von Kavitationsblasen und zur Berechnung ihrer Fläche wird eine experimentelle und Bildanalysetechnik vorgestellt. Die hier vorgestellte Hochgeschwindigkeits-Bildgebungs-Experimentaltechnik und das Bildanalyseprotokoll können auch für die Abbildung mikroskopischer Blasen in anderen Forschungsbereichen eingesetzt werden; daher hat es eine breite Palette von Anwendungen. Wir wenden dies auf Bildkavitation um zahnärztliche Ultraschall-Scaler an. Es ist wichtig, Kavitation abzubilden, um sie zu charakterisieren und zu verstehen, wie sie für verschiedene Anwendungen genutzt werden kann. Kavitation, die um zahnärztliche Ultraschall-Skalenfänger herum auftritt, kann als eine neuartige Methode der Zahnbelagentfernung verwendet werden, die effektiver wäre und weniger Schäden verursachen würde als aktuelle parodontale Therapietechniken. Wir präsentieren eine Methode zur Abbildung der Kavitationsblasenwolken, die um Zahnultraschall-Skalarspitzen mit einer Hochgeschwindigkeitskamera und einem Zoomobjektiv auftreten. Wir berechnen auch den Bereich der Kavitation mit Hilfe der Bildanalyse des maschinellen Lernens. Für die Bildanalyse wird Open-Source-Software verwendet. Die dargestellte Bildanalyse ist einfach zu replizieren, erfordert keine Programmiererfahrung und kann leicht an die Anwendung des Benutzers angepasst werden.

Die Bildanalyseschritte sind in Abbildung 1 für eine der getesteten Ultraschall-Skalarspitzen zu sehen. Eine FSI 1000-Spitze und eine 10P-Spitze wurden in einem Wassertank abgebildet, wobei das Kühlwasser ausgeschaltet war (Abbildung 2). Kavitation trat in der Nähe der Biegung der Spitze FSI 1000 bei maximaler Leistung, und in der Nähe des freien Endes in Spitze 10P (Abbildung 3 und Abbildung 4). Die mittlere Kavitationsfläche betrug 0,1 x 0,07 mm2 für die FSI 1000-Spitze und 0,50 x 0,25 mm2 für die 10P-Spitze(Abbildung 5).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig1.jpg"> Abbildung 1: Hochgeschwindigkeits-Bildgebungs-Setup und Bildanalyseschritte (a) Schematic des in der Studie verwendeten Hochgeschwindigkeits-Imaging-Setups. (b) Schematische Der in der Studie verwendeten Bildanalyseschritte, die die Rohbilder nur auf der linken Seite der Schuppenspitze und mit Kavitation zeigen, die dann binarisiert und von einander subtrahiert wurden, um die Fläche der Kavitationswolken zu berechnen. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig2.jpg"> Abbildung 2: Vergleich zwischen verschiedenen Spitzen Hochgeschwindigkeits-Bildstände, die Kavitation um die beiden getesteten Ultraschall-Skalarspitzen (a) FSI 1000 (b) 10P <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig2large.jpg" target="_blank">zeigen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig3.jpg"> Abbildung 3: Tipp 10P-Hochgeschwindigkeitsbilder: Hochgeschwindigkeits-Bildstände von Spitze 10P, aus einem Video, das mit 6400 Bildern pro Sekunde aufgenommen wurde. Kavitation kann um das freie Ende der Spitze gesehen werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig4.jpg"> Abbildung 4: Tipp FSI1000 High-Speed-Bilder: High-Speed-Bild-Standbilder von Spitze FSI 1000, aus einem Video mit 6400 Bildern pro Sekunde aufgenommen. Kavitation kann um die Mitte der Spitze gesehen werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61509/61509fig5.jpg"> Abbildung 5: Ergebnisse der Kavitationsbereichsbildanalyse. Der mittlere Kavitationsbereich um die Ultraschall-Skalarspitzen FSI 1000 und 10P wird mit der beschriebenen Bildanalysetechnik berechnet. Die Fehlerbalken stellen die Standardabweichung dar. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/61509fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Ergänzende Datei. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61509/Jove_macro.ijm" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a>

Kavitationsmikroblasen werden mit einer Hochgeschwindigkeitskamera an einem Zoomobjektiv abgebildet. Der Versuchsaufbau wird erklärt, und die Bildanalyse wird verwendet, um die Fläche der Kavitation zu berechnen. Die Bildanalyse erfolgt mit ImageJ.

Bildgebung und Quantifizierung des Bereichs der schnelllebigen Mikroblasen mit einer Hochgeschwindigkeitskamera und Bildanalyse

An experimental and image analysis technique is presented for imaging cavitation bubbles and calculating their area. The high-speed imaging experimental ...

Hochgeschwindigkeits-Bildgebung kann verwendet werden, um schnelle Prozesse abzubilden, wie z. B. Kavitationsblasendynamik. Wir zeigen eine Methode der Bildgebung Kavitationsblasen um eine zahnärztliche Ultraschall-Skalaspitze. Kavitation um Ultraschall-Skalierer wird für die Reinigung von Zahnbelag erforscht, aber die hier gezeigte Methode könnte für viele verschiedene Anwendungen verwendet werden.Wir haben auch ein Bildanalyseprotokoll mit Open-Source-Software entwickelt, die es dem Benutzer ermöglicht, den Bereich der Kavitationsblasen zu berechnen, um Vergleiche zwischen verschiedenen Experimenten zu ermöglichen. Um den Versuchsaufbau zu erstellen, benötigen Sie eine Hochgeschwindigkeitskamera, eine hochintensive Kaltlichtquelle, zwei Laborbuchsen, eine Mikropositionierungsstufe mit Rotation, eine 3D-Mikropositionierungsstufe, ein Mikroskop-Zoomobjektiv und einen Ultraschall-Skalierer, um Kavitationsmikroblasen zu erzeugen, oder das Objekt, das Sie abbilden möchten. Um das Verfahren zu beginnen, befestigen Sie eine Mikropositionierungsstufe mit XYZ-Übersetzung und -Rotation an einer Laborbuchse.Fixieren Sie das Handstück des Ultraschall-Skalierers in der Mikropositionierungsstufe. Verwenden Sie eine Hochgeschwindigkeitskamera mit der gewünschten Bildrate und Auflösung. Befestigen Sie eine mikropositionierende Schiebeplatte am Hochgeschwindigkeitskamerakörper und schließen Sie sie an ein Stativ an.Verwenden Sie ein Objektiv mit der gewünschten Auflösung und Brennlinse und befestigen Sie es am Highspeed-Kamerakörper. Befestigen Sie eine XY-Mikropositionierungsstufe mit Drehung an einer anderen Laborbuchse und legen Sie einen optisch transparenten Bildgebungsbehälter darauf. Sie benötigen auch eine hochintensive kaltlichtquelle mit einer Faserlichtführung.Füllen Sie den Bildgebungsbehälter mit Wasser und tauchen Sie die Spitze des Instruments in den Tank ein. Schließen Sie die Kamera an und laden Sie die Live-Ansicht in die Bildverarbeitungssoftware. Verwenden Sie eine geringe Vergrößerung, um sich auf die Spitze des Ultraschall-Skalierers zu konzentrieren, und positionieren Sie die Lichtquelle bei Bedarf neu.In dieser Studie wurde die Beleuchtung im hellen Feldmodus bereitgestellt. Wählen Sie die optimale Bildrate und Verschlusszeit für die Hochgeschwindigkeitskamera aus. In diesem Fall wurde eine kurze Verschlusszeit von 262 Nanosekunden gewählt, um sicherzustellen, dass die sich schnell bewegenden Kavitationsblasen im Fokus standen.Passen Sie die Vergrößerung des Zoomobjektivs und die Intensität der Lichtquelle an, sodass der Hintergrund weiß ist, ohne überbelichtet zu werden. Zeichnen Sie den Drehwinkel der Spitze für die Reproduzierbarkeit auf. Um sicherzustellen, dass das Sichtfeld für jede Wiederholung konsistent ist, wählen Sie einen Referenzpunkt aus, und notieren Sie sich die Koordinaten.In diesem Fall war der Bezugspunkt die Spitze des Ultraschall-Skalierers. Wenn eine Bildanalyse durchgeführt wird, nehmen Sie ein Bild des Instruments ohne Kavitation. Dies wird verwendet, um die Fläche des Instruments zu subtrahieren, um die Fläche der Blasen zu berechnen.Dann bilden Sie die Kavitation um das Instrument. Dies sind Hochgeschwindigkeitsvideos von Kavitation, die um verschiedene Ultraschall-Skalarspitzen auftreten. In dieser Studie wurde die Bildanalyse verwendet, um den mittleren Kavitationsbereich zu berechnen, der auftritt, und diese Diagramme zeigen den Vergleich zwischen verschiedenen Spitzen.Diese Technik ist nützlich für die Abbildung von Blasenmustern und deren genauen Positionen, was nützlich ist, um zu verstehen, wie Kavitationsblasen für verschiedene Anwendungen wie die Reinigung verwendet werden können. Diese Hochgeschwindigkeits-Bildgebungsexperimente können auch mit neuen medizinischen Simulationen validiert werden. Wir haben Artikel verwendet, die auf finite Elementmodellierung basieren, um die dreidimensionale, nichtlineare und transiente Wechselwirkung zwischen der Schwingung und der Bildung der Skalenspitze zu simulieren.Wir simulierten auch den Wasserfluss um den Scaler, die Kavitationsbildung und ihre Dynamik. Dieses Protokoll zeigt die relativ einfache Möglichkeit, ein Hochgeschwindigkeits-Bildgebungs-Setup zu erstellen, das, wenn es richtig gemastert wird, für bildgebende Kavitationsblasen um zahnärztliche Ultraschall-Skalenfänger nützlich sein kann, und auch für die Abbildung anderer Arten von Instrumenten, die Kavitationsmikroblasen herstellen. Nachdem Sie sich dieses Video angeschaut haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie eine Hochgeschwindigkeits-Bildgebung erstellen, die auf schnell lebbereite Mikroblasen eingestellt ist.Der Hauptvorteil dieser Methode ist einfach einzurichten, und die schnelle Bildanalyse kann leicht auf Hunderte von Bildern angewendet werden. Diese Technik wird Forschern helfen, High-Speed-Bildgebung zu verwenden, um schnell bewegliche Mikroblasen abzubilden, und es kann leicht für verschiedene Blasenbildanwendungen angepasst werden.

imaging-quantification-area-fast-moving-microbubbles-using-high-speed

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Eine Technik zum Durchführen quantitativer dreidimensionale (3D)-Bildgebung für einen Bereich von Fluidströmungen wird vorgestellt. Mit Konzepten aus dem Bereich der Light Field Imaging, rekonstruieren wir 3D-Volumen aus Arrays von Bildern. Unsere 3D-Ergebnisse umfassen ein breites Spektrum, einschließlich Geschwindigkeit Felder und Mehrphasen-Blasengröße-Distributionen.

Ermittlung 3D Flow Felder via Multi-Kamera-Light Field Imaging

Micro-Particle Image Velocimetry (μPIV) wird verwendet, um gepaart Bilder von Mikro-Partikel im Blut fließt die kreuzkorrelierten um eine genaue Geschwindigkeitsprofil geben sind ausgesät visualisieren. Schergeschwindigkeit, maximale Geschwindigkeit, Geschwindigkeit Profilform und Strömungsgeschwindigkeit, von denen jede klinische Anwendungen hat, können aus diesen Messungen abgeleitet werden.

Micro-Particle Image Velocimetry für Velocity Micro Profil Messungen der Blut fließt

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Ultraschall Mikrobläschenkontrastmittel in Wohn-, isoliert späten Schwangerschaftsphase murine Embryonen zu injizieren. Dieses Verfahren ermöglicht die Untersuchung der Perfusion Parameter und vaskulärer molekularer Marker innerhalb des Embryos mit kontrastverstärkten hochfrequenten Ultraschall-Bildgebung.

Contrast Imaging in Maus Embryonen Verwendung von Hochfrequenz-Ultraschall

Ein mikrofluidischer Chip wurde hergestellt, um Paare von Goldpunkten für die Tandem-Blasenerzeugung und Fibronektin-beschichtete Inseln für die Einzelzellstrukturierung in der Nähe herzustellen. Das resultierende Strömungsfeld wurde durch Particle Image Velocimetry charakterisiert und zur Untersuchung verschiedener Bioeffekte eingesetzt, einschließlich der Zellmembranporation, der Membranverformung und der intrazellulären Calciumreaktion.

Einem mikrofluidischen System mit Oberflächenstrukturierung zur Untersuchung Kavitationsblase (e) -Cell Interaktion und die Resultierende Bioeffects auf der Ebene einzelner Zellen

Die Blut-Hirn-Schranke (BBB) kann vorübergehend mit mikrobubble-vermitteltem fokussiertem Ultraschall (FUS) gestört werden. Hier beschreiben wir ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für bBB-Hochdurchsatzöffnung envivo mit einem modularen FUS-System, das für Nicht-Ultraschall-Experten zugänglich ist.

Ein hochdurchsatzgesteuertes, stereotaktisches Neuronavigations- und fokussiertes Ultraschallsystem für die Öffnung der Blut-Hirn-Barriere bei Nagetieren

Es wird eine schnelle und zuverlässige Technik vorgeschlagen, um die Formschwingungen einer einzelnen, gefangenen akustischen Blase zu kontrollieren, die auf der Koaleszenztechnik zwischen zwei Blasen basiert. Die stationären, symmetriegesteuerten Blasenformoszillationen ermöglichen die Analyse der Fluidströmung, die in der Nähe der Blasengrenzfläche erzeugt wird.

Induktion von Mikroströmungen durch nichtsphärische Blasenschwingungen in einem akustischen Levitationssystem

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgischen und technischen Verfahren, die eine Echtzeit-In-vivo-Multiphotonen-Fluoreszenzbildgebung des Nagetiergehirns während fokussierter Ultraschall- und Mikroblasenbehandlungen ermöglichen, um die Durchlässigkeit der Blut-Hirn-Schranke zu erhöhen.

Intravitale Multiphotonenmikroskopie in Echtzeit zur Visualisierung fokussierter Ultraschall- und Mikroblasenbehandlungen zur Erhöhung der Durchlässigkeit der Blut-Hirn-Schranke

Die vorgestellten Protokolle können verwendet werden, um die Reaktion von fluoreszenzmarkierten Mikrobläschen zu charakterisieren, die für ultraschallgesteuerte Arzneimittelabgabeanwendungen entwickelt wurden, einschließlich ihrer Aktivierungsmechanismen sowie ihrer Bioeffekte. Dieser Artikel behandelt eine Reihe von In-vitro- und In-vivo-Mikroskopietechniken , die durchgeführt werden, um die relevanten Längen- und Zeitskalen zu erfassen.

Multi-Timescale-Mikroskopie-Methoden zur Charakterisierung fluoreszenzmarkierter Mikroblasen für die ultraschallgesteuerte Wirkstofffreisetzung

Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung von Lipid-Mikrobläschen und eine kompatible Ein-Topf-Mikroblasen-Radiomarkierungsmethode mit einer aufreinigungsfreien Markierungseffizienz von &gt;95 %, die die physikalisch-chemischen Eigenschaften der Mikroblase bewahrt. Diese Methode ist bei verschiedenen Lipid-Mikrobläschen-Formulierungen wirksam und kann auf die Erzeugung radioaktiver und/oder fluoreszierender Mikrobläschen zugeschnitten werden.

Herstellung und Markierung von Mikrobläschen mit fluoreszierenden und radioaktiven Tracern

Die Ultraschall-Lokalisationsmikroskopie (ULM) ist eine neu entwickelte Technik, die eine noch nie dagewesene Auflösung bei der Bildgebung der Mikrogefäße in vivo ermöglicht. In dieser Arbeit beschreiben wir im Detail, wie man mit Hilfe einer standardisierten funktionellen Ultraschall-Bildgebungsplattform, die für die präklinische Forschung entwickelt wurde, superaufgelöste Bilder der Mikrovaskulatur des Gehirns bei Nagetieren erhalten kann.

Ultraschall-Lokalisationsmikroskopie zur hochauflösenden Kartierung der Mikrogefäße des Nagetiergehirns

Erfahren Sie eine Hochgeschwindigkeitsbildgebungsmethode zur Quantifizierung von Kavitationsmikroblasen mit Bildanalyse. Diese Technik ermöglicht die Berechnung von Blasenbereichen für vergleichende Studien in der biomedizinischen Forschung.

Bildgebung und Quantifizierung des Bereichs der schnelllebigen Mikroblasen mit einer Hochgeschwindigkeitskamera und Bildanalyse

Weitere Videos entdecken