Name: Partielles heterotopes Hinterbeinein Transplantationsmodell bei Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-09T14:45:00.000+00:00
Duration: 6 min 19 s
Description: Lernen Sie ein zuverlässiges Modell der heterotopen Hinterbeintransplantation bei Ratten für Kurzzeitstudien zur Gewebeerhaltung und Immunabstoßung. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Ergebnisse in der vaskularisierten Kompositallotransplantation.

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Diese Arbeit wurde vom Büro des stellvertretenden Verteidigungsministers für Gesundheitsangelegenheiten durch das Congressionally Directed Medical Research Program unter der Award-Nr. W81XWH-17-1-0680. Meinungen, Interpretationen, Schlussfolgerungen und Empfehlungen sind die der Autoren und werden nicht unbedingt vom Verteidigungsministerium unterstützt.

Alle Tiere erhielten eine humane Pflege gemäß dem NIH-Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Das Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC-Protokoll 2017N000184) und das Animal Care and Use Review Office (ACURO) genehmigten alle Tierprotokolle. Inzucht männliche Lewis-Ratten (250-400 g) wurden für alle Experimente verwendet.
1. Chirurgie
<ol><li>Betäuben Sie die Lewis-Ratten mit Isofluran-Inhalation. Induzieren Sie die Anästhesie mit 5% Isofluran in der Induktionskammer und halten Sie die Anästhesie mit 1,5-3% Isofluran-Inhalation durch einen Atemkegel aufrecht.</li>
	<li>Tragen Sie Augengleitmittel vor der Operation bei Überlebensverfahren auf. Rasieren Sie die Operationsstelle, behandeln Sie mit Enthaarungscreme, Peeling und drapieren Sie mit sterilen Vorhängen.</li>
	<li>Bestätigen Sie die Totalanästhesie mit einem Zehenquetschtest vor dem Schnitt und regelmäßig während des Eingriffs. Überwachen Sie die Herz- und Atemraten während des gesamten Eingriffs. Halten Sie bei allen Operationen sterile Bedingungen aufrecht, indem Sie sterile Instrumente, Vorräte, Vorhänge und Handschuhe verwenden. Die Liste der für die Verfahren verwendeten Instrumente finden Sie in der Materialtabelle.</li>
</ol>2. Spenderrecht Teilbeschaffung
<ol><li>Machen Sie einen umlaufenden Schnitt der Haut über dem Knöchel am distalen Drittel des Beines.</li>
	<li>Skelettieren und kauterisieren Sie die Arteria saphenöses arterie und den terminalen Ast der Arteria poplitea mit einer bipolaren Pinzette. Kauterisieren und schneiden Sie die Muskeln Gastrocnemius, Soleus, Tibialis anterior und Bizeps femoris ab, bis der Tibiaknochen freigelegt ist.</li>
	<li>Machen Sie einen 2,5 cm großen Schnitt an der rechten Leistenfalte. Sezieren Sie das Leistenfettpolster und ziehen Sie es distal zurück, um die Oberschenkelgefäße freizulegen. Verwenden Sie einen Angelhakenretraktor, um das Leistenband zu greifen, und klemmen Sie eine Zange, um das Leistenfettpolster distaell zu halten. HINWEIS: Das Leistenfettpolster ist in der Ernte der Teilgliedmaße enthalten.</li>
	<li>Sezieren Sie die Oberschenkelgefäße, individualisieren Sie Murphy-Äste (tiefe muskuläre Kollateraläste, die sich normalerweise auf halbem Weg zwischen dem Leistenband und dem Epigastriezweig befinden) und ligatieren Sie mit 8-0 Nylon krawatten.</li>
	<li>Heparinisieren Sie die Spenderratte mit 100 IE/ kg Heparin, das mit einer 27,5 G-Nadel in die Penisvene injiziert wird.</li>
	<li>Vervollständigen Sie den Hautschnitt um die Hüfte.</li>
	<li>Kauterisieren Sie die Muskeln Bizeps femoris und Gluteus superficialis mit einer bipolaren Pinzette. Kauterisieren und schneiden Sie den Ischiasnerv bei mittlerer Femurlänge. Legen Sie den Femur proximal auf Höhe des hinteren Oberschenkelkamms frei. HINWEIS: Adduktor- und Quadrizepsmuskeln bleiben bei der Beschaffung außen vor. Der innominate Pedikel bleibt erhalten.</li>
	<li>Ligaten Sie Femurgefäße mit 8/0 Nylonbindern auf Höhe des Leistenbandes. Führen Sie eine Arteriotomie an der Oberschenkelarterie direkt unterhalb der Ligatur durch und erweitern Sie sich, um das Einsetzen eines 24-G-Angiokatheters zu ermöglichen.</li>
	<li>Kauterisieren und schneiden Sie den verbleibenden Muskel unter dem Pedikel und setzen Sie die vordere Seite des Femurs frei.</li>
	<li>Schneiden Sie Tibia und Femur mit einem Knochenschneider so proximal und distal wie möglich (mittellang).</li>
	<li>Spülen Sie die partielle Hinterbeine mit 2 ml Heparinsalzlösung (100 IE / ml), um einen klaren venösen Abfluss zu erhalten. Auf Eis in einer sterilen Gaze bis zum mikrovaskulären Transfer lagern (Abbildung 1).</li>
	<li>Während das Tier unter Vollnarkose steht, führen Sie die Euthanasie durch Exsanguination durch, bis das Tier kein Lebenszeichen zeigt (keine Atembewegung und kein Herzschlag).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62586/62586fig01.jpg"> Abbildung 1: Ernte der partiellen Hinterbeine der Ratte. Ein 24 G Angiokath wird in die Oberschenkelarterie eingeführt, bereit für den heterotopen mikrovaskulären Transfer. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62586/62586fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
3. Empfängeroperation
<ol><li>Rasieren Sie vor dem Schnitt den Nacken und verabreichen Sie Buprenorphin 0,01-0,05 mg/kg subkutan. Legen Sie die Ratte in Rückenlage auf ein Heizkissen.</li>
	<li>Machen Sie einen 2,5 cm großen Schnitt in der rechten Leistenfalte. Sezieren Sie das Leistenfettpolster und lehnen Sie es distal zurück, um die Femurgefäße freizulegen. Verwenden Sie einen Haken, um das Leistenband und eine Klemmzange zurückzuziehen, um das Leistenfettpolster distal zu halten.</li>
	<li>Sezieren Sie die Oberschenkelgefäße, individualisieren Sie die Murphy-Äste und ligatieren Sie mit 8/0 Nylonbindern.</li>
	<li>Ligatieren Sie beide Gefäße über den Epigastrischen Gefäßen mit 8/0 Nylonbindern. Platzieren Sie Approximatorklemmen proximal und erweitern Sie die Gefäßenden; mit Heparin-Kochsalzlösung abspülen.</li>
	<li>Machen Sie einen Schnitt an der linken Flanke über der Hüfte und erstellen Sie eine subkutane Tasche mit einem subkutanen Tunnel zur Leistenfalte. HINWEIS: Der Einschnitt erfolgt oberhalb des Bewegungsbereichs der Hüfte, um sicherzustellen, dass das Tier eine normale Hinterbeinebebewegung beibehält. Darüber hinaus ermöglicht die Aufrechterhaltung einer Kutanbrücke zwischen dem Transplantateinschub und der mikrovaskulären Transferstelle eine bessere Fixierung des Transplantats (Abbildung 2).</li>
	<li>Legen Sie den proximalen Teil der partiellen Extremität und das Leistenfettpolster durch den subkutanen Tunnel für den mikrovaskulären Transfer. Führen Sie venöse und arterielle Anastomosen mit 10/0 Nylonnähten durch. Entfernen Sie beide Approximatorklemmen und beobachten Sie die Revaskularisation der Extremität. Führen Sie einen "Melktest" an beiden Gefäßen durch, um die Durchgängigkeit jeder Anastomose zu beurteilen. HINWEIS: Acht bis neun Nähte sind in der Regel für venöse Anastomose notwendig, 6 Nähte im Durchschnitt für arterielle Anastomose.</li>
	<li>Machen Sie einen Längsschnitt auf der medialen Seite der transplantierten Extremität und führen Sie das Transplantat ein. Entfernen Sie überschüssige Haut des Transplantats und schließen Sie die Wunde mit separaten Nähten und einer laufenden Naht mit resorbierbaren 4/0-Nähten.</li>
	<li>Nähen Sie die Leistenfettpolster der transplantierten Extremität und des Empfängers mit zwei separaten resorbierbaren Nähten zusammen und schließen Sie die Leistenfalte ganz am Ende nach einer letzten Untersuchung der mikrovaskulären Anastomosen. HINWEIS: Leistenfettpolster werden fest vernäht, um eine Schützenschicht aus Fett über den Anastomosen hinzuzufügen und eine gesicherte Position des Transplantats und seines Pedikels zu gewährleisten. Ein sorgfältiger Verschluss ist besser für die Wundheilung; Es verhindert auch Restblutungen aus der Wunde und verringert das Risiko einer Selbstverstümmelung.</li>
	<li>Kompensieren Sie den Flüssigkeitsverlust subkutan mit 1-3 ml Kochsalzlösung entsprechend der Menge der perioperativen Blutungen.</li>
	<li>Legen Sie ein elisabethanisches Halsband um den Hals des Tieres und tragen Sie 2 lose Nähte auf die Haut auf, um sie in der richtigen Position zu halten.</li>
	<li>Stoppen Sie die Isofluran-Inhalation und überwachen Sie das Tier kontinuierlich auf einem Wärmekissen, bis es vollständig bei Bewusstsein und ambulant ist.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62586/62586fig02.jpg"> Abbildung 2: Perioperatives Bild vor dem Einsetzen der osteomyoktanen Extremität. Zwischen dem Leistenschnitt und dem Einsetzen des Transplantats über der Hüfte bleibt eine Hautbrücke von ca. 1 cm erhalten. Das Transplantat wird unter die Brücke gelegt und hält es für den mikrovaskulären Transfer stabil. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62586/62586fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
4. Nachsorge
<ol><li>Überwachen Sie das Tier zweimal täglich für 72 Stunden, dann einmal täglich bis zum postoperativen Tag (POD) 7 und dann zweimal pro Woche. HINWEIS: Die Überwachung muss an den Zustand des Tieres und des Transplantats angepasst werden (blasse Augen benötigen möglicherweise zusätzliche Flüssigkeiten, Porphyrinfärbung als Indikator für Tierschmerzen, abnormale Transplantatfarbe / -temperatur), und weitere Pflege sollte mit dem Tierarzt besprochen werden. Für die Empfängerratten ist während des gesamten Untersuchungszeitraums eine Einzelunterkunft erforderlich, um Schäden am Transplantat zu vermeiden.</li>
	<li>Führen Sie eine Analgesie mit subkutaner Injektion von Buprenorphin und / oder nichtsteroidalem entzündungshemmendem Medikament gemäß den IACUC-Richtlinien durch.</li>
	<li>Bewerten Sie das Transplantat und führen Sie täglich eine körperliche Untersuchung mit Bildern mit demselben Gerät durch. HINWEIS: Die Verwendung von Haarentfernungscreme auf der Haut des Transplantats ist hilfreich, um die Hautfarbe der Transplantation besser beurteilen zu können.</li>
</ol>

<ol><li>Lanteiri, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feasibility%2C+reproducibility%2C+risks+and+benefits+of+face+transplantation%3A+a+prospective+study+of+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Feasibility, reproducibility, risks and benefits of face transplantation: a prospective study of outcomes.</a> American Journal of Transplantation. 11 (2), 367-378 (2011).</li>
<li>Park, S. H., Eun, S. C., Kwon, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hand+transplantation%3A+current+status+and+immunologic+obstacles%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Clinical+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Hand transplantation: current status and immunologic obstacles.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 17 (1), 97-104 (2019).</li>
<li>Cetrulo, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Penis+transplantation%3A+first+US+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Penis transplantation: first US experience.</a> Annals of Surgery. 267 (5), 983-988 (2018).</li>
<li>Grajek, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+complex+allotransplantation+of+neck+organs%3A+larynx%2C+trachea%2C+pharynx%2C+esophagus%2C+thyroid%2C+parathyroid+glands%2C+and+anterior+cervical+wall%3A+a+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">First complex allotransplantation of neck organs: larynx, trachea, pharynx, esophagus, thyroid, parathyroid glands, and anterior cervical wall: a case report.</a> Annals of Surgery. 266 (2), 19-24 (2017).</li>
<li>Pribaz, J. J., Caterson, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+and+limitations+of+conventional+autologous+reconstruction+of+the+head+and+neck%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Craniofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Evolution and limitations of conventional autologous reconstruction of the head and neck.</a> Journal of Craniofacial Surgery. 24 (1), 99-107 (2013).</li>
<li>Lipson, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+limb+transplantation+in+the+rat.+I.+Results+with+syngeneic+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Vascularized limb transplantation in the rat. I. Results with syngeneic grafts.</a> Transplantation. 35 (4), 293-299 (1983).</li>
<li>Lipson, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularized+limb+transplantation+in+the+rat.+II.+Results+with+allogeneic+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Vascularized limb transplantation in the rat. II. Results with allogeneic grafts.</a> Transplantation. 35 (4), 300-304 (1983).</li>
<li>Adamson, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+model+of+hindlimb+osteomyocutaneous+flap+for+the+study+of+tolerance+to+composite+tissue+allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">A modified model of hindlimb osteomyocutaneous flap for the study of tolerance to composite tissue allografts.</a> Microsurgery. 27 (7), 630-636 (2007).</li>
<li>Arav, A., Friedman, O., Natan, Y., Gur, E., Shani, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+hindlimb+cryopreservation+and+transplantation%3A+a+step+toward+%22organ+banking%22%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Rat hindlimb cryopreservation and transplantation: a step toward "organ banking".</a> American Journal of Transplantation. 17 (11), 2820-2828 (2017).</li>
<li>Gok, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+an+ex-situ+limb+perfusion+system+for+a+rodent+model%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+Journal%22%5BJournal%5D)">Development of an ex-situ limb perfusion system for a rodent model.</a> ASAIO Journal. 65 (2), 167-172 (2019).</li>
<li>Gok, E., Rojas-Pena, A., Bartlett, R. H., Ozer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+skeletal+muscle+metabolomic+changes+associated+with+static+cold+storage%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Rodent skeletal muscle metabolomic changes associated with static cold storage.</a> Transplantation Proceedings. 51 (3), 979-986 (2019).</li>
<li>Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+basic+and+translational+research+in+reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Research.+Part+C%2C+Embryo+Today%22%5BJournal%5D)">Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation.</a> Birth Defects Research. Part C, Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).</li>
<li>Fleissig, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+heterotopic+hindlimb+osteomyocutaneous+flap+model+in+the+rat+for+translational+vascularized+composite+allotransplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Modified heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap model in the rat for translational vascularized composite allotransplantation research.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (146), e59458(2019).</li>
<li>Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+hindlimb+allotransplantation+in+rats%3A+an+alternative+model+for+immunological+research+in+composite-tissue+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation.</a> Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).</li>
<li>Jang, Y., Park, Y. E., Yun, C. W., Kim, D. H., Chung, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+vest-collar+as+a+rodent+collar+to+prevent+licking+and+scratching+during+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">The vest-collar as a rodent collar to prevent licking and scratching during experiments.</a> Lab Anim. 50 (4), 296-304 (2016).</li>
<li>Kern, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+rodent+orthotopic+forelimb+transplantation+model+that+allows+for+reliable+assessment+of+functional+recovery+resulting+from+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">A novel rodent orthotopic forelimb transplantation model that allows for reliable assessment of functional recovery resulting from nerve regeneration.</a> American Journal of Transplantation. 17 (3), 622-634 (2017).</li>
<li>Perez-Abadia, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-dose+immunosuppression+in+a+rat+hind-limb+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+International%22%5BJournal%5D)">Low-dose immunosuppression in a rat hind-limb transplantation model.</a> Transplant International. 16 (12), 835-842 (2003).</li>
<li>Sucher, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+hind-limb+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Orthotopic hind-limb transplantation in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (41), e2022(2010).</li>
<li>Fleissig, Y. Y., Beare, J. E., LeBlanc, A. J., Kaufman, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+the+rat+hind+limb+transplant+as+an+experimental+model+of+vascularized+composite+allotransplantation%3A+Approaches+and+advantages%5BTitle%5D)+AND+%22SAGE+Open+Medicine%22%5BJournal%5D)">Evolution of the rat hind limb transplant as an experimental model of vascularized composite allotransplantation: Approaches and advantages.</a> SAGE Open Medicine. 8, 2050312120968721(2020).</li>
<li>Lindboe, C. F., Presthus, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+denervation%2C+immobilization+and+cachexia+on+fibre+size+in+the+anterior+tibial+muscle+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Effects of denervation, immobilization and cachexia on fibre size in the anterior tibial muscle of the rat.</a> Acta Neuropathologica. 66 (1), 42-51 (1985).</li>
<li>Nazzal, J. A., Johnson, T. S., Gordon, C. R., Randolph, M. A., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+limb+allotransplantation+model+to+study+skin+rejection+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic limb allotransplantation model to study skin rejection in the rat.</a> Microsurgery. 24 (6), 448-453 (2004).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine Angaben.

Orthotopische Gliedmaßentransplantationsmodelle bei Nagetieren wurden in der Literatur15,16,17beschrieben ; Sie erfordern jedoch eine Nervenreparatur, Muskelanhaftung und eine perfekte Osteosynthese des Femurs, was ein sehr schwieriger Schritt sein kann. Diese Modelle sind auch mit einer höheren Morbiditäts- und Mortalitätsrate bei Nagetierenverbunden 14,insbesondere in der kurzfristigen Nachbeobachtung, ...

In den letzten zwei Jahrzehnten hat sich VCA zu einer revolutionären Behandlung für Patienten entwickelt, die schwere Entstellungen erleiden, einschließlichGesichts-1-und Oberschenkelamputationen2,Penis3und anderer komplexer Gewebedefekte4,5. Die Folgen einer lebenslangen Immunsuppression behindern jedoch immer noch eine breitere Anwendung dieser komplexen rekonstruktiven Operationen. Grundlagenforschung ist entscheidend, um Anti-Ablehnungsstrategien zu verbessern. Die Erhöhung der VCA-Konservierungszeit ist auch wichtig, um die Transplantationslogistik zu verbessern und den Spenderpool zu vergrößern (da VCA-Spender mehr Kriterien erfüllen müssen als feste Organspender, einschließlich Hautton, anatomische Größe, Geschlecht). In diesem Zusammenhang werden Gliedmaßentransplantationen bei Ratten häufig in Studien zur Immunabstoßung von Allotransplantaten6,7, neuartigen Toleranzinduktionsprotokollen8und Konservierungsstudien9,10,11verwendet. Daher sind diese VCA-Modelle ein Schlüsselelement, das es für die translationale VCA-Forschung zu beherrschen gilt.
Osteomyokutane Klappen wurden in der Literatur als zuverlässige Modelle zur Untersuchung von VCA bei Ratten8,12,13,14beschrieben. Obwohl orthotope Ganzgliedmaßentransplantationen eine langfristige Beurteilung der Transplantatfunktion ermöglichen, ist dies ein zeitaufwendiges Verfahren, das mit höheren postoperativen Morbiditäts- und Mortalitätsraten verbunden ist14. Im Gegensatz dazu sind heterotope Gliedmaßentransplantationsmodelle nicht funktionsfähig, ermöglichen aber reproduzierbare Studien zu VCA. Postoperative Ergebnisse können vor Beginn einer VCA-Transplantationsstudie an Ratten zuverlässig antizipiert werden. Diese Studie berichtet über ein partielles heterotopes osteomykutanes Lappentransplantationsmodell bei der Ratte, das häufige mögliche Ergebnisse und Komplikationen beinhaltet, die intraoperativ und postoperativ während einer Nachbeobachtungszeit von drei Wochen auftreten können.

<table><tbody><tr><td>24 GA Angiokatheter</td><td>BD Insyte Autoguard</td><td>381412</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Naht Schwarzes monofiles, nicht resorbierbares Nahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>1667</td><td>Wird verwendet, um das E-Halsband an den Nacken zu nähen</td></tr><tr><td>4-0 Nahtmaterial Coated Vicryl Plus Antibacterial</td><td>Ethicon</td><td>VCP496</td><td></td></tr><tr><td>Adson Gewebezange, 11 cm, 1 x 2 Zähne mit Bindeplattform</td><td>ASSI</td><td>ASSI. </td><td></td>ATK26426</tr><tr><td>Bipolare Schnüre</td><td>ASSI</td><td>228000C</td><td></td></tr><tr><td>Schwarz Polyamid Monofilament USP 10-0, 4 mm 3/8c</td><td>AROSurgical</td><td>T04A10N07-13</td><td>Wird verwendet, um die mikrovaskulären Anastomosen</td></tr><tr><td>Buprenorphin HCl</td><td>Pharmaceutical, Inc</td><td>durchzuführen 42023-179-01</td><td></td></tr><tr><td>Dilatationszange</td><td>Feinwissenschaftliche Werkzeuge (FST)</td><td>18131-12</td><td></td></tr><tr><td>Präparierschere 15 cm, runder Griff 8 mm Durchmesser, gerade schlanke konische Klinge 7 mm, Lipshultz Muster</td><td>ASSI</td><td>ASSI. </td><td></td>SAS15RVL</tr><tr><td>Doppelte Mikroklemmen 5,5 x 1,5 mm</td><td>Feinwerkzeuge (FST)</td><td>18040-22</td><td></td></tr><tr><td>Elizabethanischer Kragen</td><td>Braintree Scientific</td><td>EC-R1</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette 13,5 cm lang, flacher Griff, 9 mm breit Gerade Spitzen 0,1 mm Durchmesser (x2)</td><td>ASSI</td><td>ASSI. JFL31</td><td></td></tr><tr><td>Halsey Micro Needle Holder</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Lock Flush Solution, USP, 100 Einheiten/mL</td><td>BD PosiFlush</td><td>306424</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Patterson Veterinary</td><td>14043-704-06</td><td></td></tr><tr><td>Juweliere Bipolare Pinzette Antihaft 11 cm, gerade spitze Spitze, 0,25 mm Spitzendurchmesser</td><td>ASSI</td><td>ASSI. </td><td></td>BPNS11223</tr><tr><td>Lone Star Elastic Stays</td><td>CooperSurgical</td><td>3314-8G</td><td>Wird verwendet, um das Leistenband für die Dissektion von Femurgefäßen zurückzuziehen</td></tr><tr><td>Lone Star Selbsthaltende Retraktoren</td><td>CooperSurgical</td><td>3301G</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Mosquito Hemostats</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>13010-12</td><td>Wird verwendet, um das Leistenfettpolster distal</td></tr> <tr><td>zurückzuziehenNadelhalter, 15 cm runder Griff, 8 mm Durchmesser, superfein gebogene Backe 0,2 mm Spitzendurchmesser, ohne Verschluss</td><td>ASSI</td><td>ASSI. B1582</td><td></td></tr><tr><td>Nylon-Nahtmaterial Schwarz Monofilament 8-0, 6,5 mm 3/8c</td><td>Ethilon</td><td>2808G</td><td>Wird zur Ligatur von Kollateralästen an den Femurgefäßen</td></tr><tr><td>verwendet Offset Bone Nippers</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>16101-10</td><td></td></tr><tr><td>S& T Gefäßklemmen 5,5 x 1,5 mm</td><td>Fine-Science-Werkzeuge (FST)</td><td>00398-02</td><td></td></tr><tr><td>Walton-Schere</td><td>Fine-Science-Werkzeuge (FST)</td><td>14077-09</td><td></td></tr></tbody></table>

partielles heterotopes hinterbeinein transplantationsmodell bei ratten

Partial Heterotopic Hindlimb Transplantation Model in Rats

Vaskularisierte kompositative Allotransplantationen (VCA) stellen die fortschrittlichste Rekonstruktionsoption für Patienten ohne autologe Operationsmöglichkeiten nach einem komplexen Gewebedefekt dar. Gesichts- und Handtransplantationen haben das Leben entstellter Patienten verändert und ihnen ein neues ästhetisches und funktionelles soziales Organ gegeben. Trotz vielversprechender Ergebnisse ist VCA aufgrund lebenslanger Immunsuppressionskomorbiditäten und infektiöser Komplikationen immer noch unterdurchschnittlich. Die Ratte ist ein ideales Tiermodell für In-vivo-Studien, die immunologische Wege und Transplantatabstoßungsmechanismen untersuchen. Ratten werden auch häufig in neuartigen Techniken zur Konservierung von Kompositgewebetransplantaten eingesetzt, einschließlich Perfusions- und Kryokonservierungsstudien. Modelle, die für VCA bei Ratten verwendet werden, müssen reproduzierbar, zuverlässig und effizient mit geringer postoperativer Morbidität und Mortalität sein. Heterotope Gliedmaßentransplantationsverfahren erfüllen diese Kriterien und sind einfacher durchzuführen als orthotope Gliedmaßentransplantationen. Die Beherrschung mikrochirurgischer Nagetiermodelle erfordert solide Erfahrung in der Mikrochirurgie und Tierpflege. Hierin wird ein zuverlässiges und reproduzierbares Modell der partiellen heterotopen osteomyokutanen Lappentransplantation bei Ratten, die postoperativen Ergebnisse und die Mittel zur Vorbeugung potenzieller Komplikationen berichtet.

In dieser Einzeloperatorenstudie wurden 30 syngene heterotope partielle Gliedmaßentransplantationen durchgeführt. Erfolg wurde am postoperativen Tag 21 als das Fehlen von VCA-Versagen oder Komplikationen, die Eine Euthanasie erfordern, definiert. Die normale Entwicklung des Transplantats ist in Abbildung 3 dargestellt. Die mittlere Dauer für die partielle Gliedmaßenbeschaffung und den Transplantateintritt beim Empfänger beträgt 35 bzw. 105 Minuten; die mittlere Ischämiezeit betrug 105 min. W...

Dieser Artikel stellt ein partielles heterotopes osteomyokutanes Lappentransplantationsprotokoll bei Ratten und seine möglichen Ergebnisse in der mittelfristigen Nachbeobachtung vor.

Partielles heterotopes Hinterbeinein Transplantationsmodell bei Ratten

Vascularized composite allotransplantations (VCA) represent the most advanced reconstruction option for patients without autologous surgical possibilities ...

Wir präsentieren ein zuverlässiges und reproduzierbares operationsmodell der heterotopen Hinterbeinemtransplantation bei Ratten. Diese Technik ist ideal für Kurzzeitstudien zur Konservierung oder Immunabstoßung bei VCA. Die Schritt-für-Schritt-Beschreibung ermöglicht es den Auszubildenden, die Operation schnell zu meistern.Machen Sie zunächst einen umlaufenden Schnitt auf der Haut oberhalb des Knöchels am distalen Drittel des Beins. Skelettieren und kauterisieren Sie die Arteria saphenöses arterie und den terminalen Ast der Arteria poplitea mit einer bipolaren Pinzette. Kauterisieren und schneiden Sie die Muskeln Gastrocnemius, Soleus, Tibialis anterior und Bizeps femoris, bis der Tibiaknochen freigelegt ist.Machen Sie einen 2,5 Zentimeter einschnitt an der rechten Leistenfalte und sezieren Sie das Leistenfettpolster. Verwenden Sie einen Angelhakenretraktor, um das Leistenband zu greifen. Halten Sie das Leistenfettpolster distal mit einer Klemmzange und ziehen Sie das Fettpolster zurück, um die Oberschenkelgefäße freizulegen.Sezieren Sie die Oberschenkelgefäße, individualisieren Sie die Murphy-Äste und ligatieren Sie mit 8/0 Nylonbindern. Heparinisieren Sie die Spenderratte, indem

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Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Hier beschreiben wir die orthotopen Ratten-Hinterteil des Körpers Transplantation Verfahren, das an den Goldstandard zu sein...

Orthotopen Hind-Limb Transplantation in Ratten

Wir beschreiben eine neuartige Technik für die heterotope abdominale Herz-Lungen-Transplantation (HAHLT) bei Ratten. Die Transplantatkonfiguration führt zu einer teilweise beladenen Transplantatzirkulation, die eine direkte funktionelle Beurteilung ermöglicht. Dieses Modell kann für akute oder chronische Studien der Funktion und des immunologischen Status des transplantierten Transplantats verwendet werden.

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Vaskularisierte Verbundlegierung bietet den Transplantationsempfängern lebensverändernde Vorteile, aber die biologischen Ursachen für die Abstoßung von Transplantationen und die Vaskulopathie bleiben schlecht verstanden. Das hier vorgestellte Nagetier bietet ein reproduzierbares, klinisch relevantes Transplantationsmodell, das es Forschern ermöglicht, Abstoßungsereignisse und mögliche therapeutische Strategien zu bewerten, um deren Auftreten zu verhindern.

Modifiziertes Heterotopisches Hindlimb Osteomyoskan Flap Model im Rat für translational Vasculariisierte Composite Allotransplantation Research

Dieses Protokoll stellt ein robustes, reproduzierbares Modell des vaskularisierten Kompositallotransplantats (VCA) dar, das auf die gleichzeitige Untersuchung der Immunologie und funktionellen Erholung ausgerichtet ist. Die In akribische Technik investierte Zeit in eine orthotopische Transplantation mit handgenähten Gefäßanastomosen und neuronaler Koaptation in eine orthotopische Transplantation mit dem rechten Mittelschenkel der Hinterbeine.

Der nächste Schritt: eine neuronale Koaptation Orthotopic Hind Limb Transplantation Modell, um die funktionelle Erholung in Derratzulande zu maximieren

Wir beschreiben ein Modell der heterotopischen Bauchherztransplantation bei Ratten, was Veränderungen der aktuellen Strategien impliziert, die zu einem vereinfachten chirurgischen Ansatz führen. Zusätzlich beschreiben wir ein neuartiges Abstoßungsmodell durch In-Ear-Injektion lebenswichtiger Herzmuskelzellen, das weitere transplantierte immunologische Analysen bei Ratten ermöglicht.

Ein immunologisches Modell für heterotopische Herz- und Herzmuskelzelltransplantation bei Ratten

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Transplantation von Aortenklappenblättchen unter die Nierenkapsel, um die Alloreaktivität von Herzklappen untersuchen zu können.

Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren

Die vorliegende Arbeit beschreibt eine modifizierte Technik für die heterotope vaskularisierte Herztransplantation mit aktualisierter aseptischer Technik, Analgesie und Anästhesie.

Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht

Diese Studie demonstriert eine reproduzierbare heterotope abdominale Herztransplantationstechnik bei Ratten, die Anfänger erlernen und durchführen können. Darüber hinaus wird ein neuartiges Aorteninsuffizienzmodell bei Ratten generiert, indem eine heterotope abdominale Herztransplantation durchgeführt und die Aortenklappe des Spenders nach der Entnahme mit einem Führungsdraht geschädigt wird.

Modifizierte heterotope abdominale Herztransplantation und ein neuartiges Aorteninsuffizienzmodell bei Ratten

Das hier beschriebene heterotope Hilfslebertransplantationsprotokoll der Ratte bietet ein praktisches Untersuchungswerkzeug zur Erforschung der Mechanismen der Abstoßung von Lebertransplantaten. Dieses Modell trägt dazu bei, die chirurgischen Hürden und den Stress der orthotopen Lebertransplantation bei Ratten zu verringern.

Heterotopes Hilfstransplantationsmodell für die ganze Leber von Ratten unter Verwendung einer Hepaticoureterostomie für Studien zur Abstoßung von Allotransplantaten

Wir präsentieren ein reproduzierbares Mausmodell der heterotopischen Becken-zu-Hals-vaskularisierten Komposit-Allotransplantation. Dieses supermikrochirurgische Protokoll, das 0,3–0,5 mm Gefäßanastomosen umfasst, integriert Nylon-Filamentführung und venöse Manschetten. Es bietet eine verlässliche Plattform für translationale Studien zu Toleranz, Ischämie-Reperfusionsverletzungen und immunologischen Mechanismen bei der vaskularisierten Kompositenallotransplantation.

Heterotopische Hintergliedmaßen-zu-Hals-Transplantation bei der Maus: Ein supermikrochirurgisches Modell der vaskularisierten zusammengesetzten Allotransplantation

Lernen Sie ein zuverlässiges Modell der heterotopen Hinterbeintransplantation bei Ratten für Kurzzeitstudien zur Gewebeerhaltung und Immunabstoßung. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Ergebnisse in der vaskularisierten Kompositallotransplantation.

Partielles heterotopes Hinterbeinein Transplantationsmodell bei Ratten

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