Name: Die Kultivierung, das Wachstum und die Lebensfähigkeit von Milchsäurebakterien: Eine Qualitätskontrollperspektive (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-16T12:40:00.000+00:00
Duration: 4 min 40 s
Description: Erfahren Sie ein benutzerfreundliches Protokoll zur Aktivierung und Kultivierung von Milchsäurebakterien unter kontrollierten Bedingungen. Diese Methode verbessert die Fermentationsleistung durch Qualitätskontrolle.

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Diese Veröffentlichung wurde durch die Fördernummer NC ermöglicht. X-267-5-12-170-1 vom National Institute of Food and Agriculture (NIFA) und teilweise von NIZO Food Research BV, Niederlande, Jarrow Formulas, USA, und dem Department of Family and Consumer Sciences und der Agriculture Research Station der North Carolina Agriculture and Technical State University (Greensboro, NC, USA 27411). Diese Arbeit wurde teilweise auch durch das 1890 Capacity Building Program Grant Nr. (2020-38821-31113 / Project Accession No. 021765) unterstützt. Diese Arbeit wurde auch teilweise vom bulgarischen Ministerium für Bildung und Wissenschaft im Rahmen des Nationalen Forschungsprogramms "Gesunde Lebensmittel für eine starke Bioökonomie und Lebensqualität" unterstützt, das von DCM # 577 / 17.08.2018 genehmigt wurde.

1. Allgemeine Materialien und Methoden
<ol><li>Quelle von Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus
	<ol><li>Beziehen Sie L. bulgaricus-Stämme aus zuverlässigen Quellen. HINWEIS: In dieser Studie wurden insgesamt fünf (5) L. bulgaricus-Stämme in der Qualitätskontrollstudie verwendet (Tabelle 1). Zwei Stämme von gefriergetrocknetem L. bulgaricus für die industrielle Herstellung von fermentierten Milchprodukten wurden von Dr. Albert Krastanov, Abteilung für Biotechnologie an der Universität für Lebensmitteltechnologien, Plovdiv, Bulgarien, zur Verfügung gestellt. Zwei Stämme, die aus kommerziellen Joghurtprodukten isoliert wurden, die auf dem US-Markt erhältlich sind, wurden aus dem -80 °C-Bestand des Labors für Lebensmittelmikrobiologie und Biotechnologie an der North Carolina A &amp; T State University gewonnen, und ein gefriergetrockneter Stamm wurde von einem Anbieter C geliefert. Alle LAB-Stämme wurden bis zur weiteren Verwendung bei -80 °C gehalten. Ein weiterer Bakterienstamm (Limosilactobacillus reuteri) wurde aus dem -80 °C-Bestand des Labors für Lebensmittelmikrobiologie und Biotechnologie an der North Carolina A&amp;T State University gewonnen.</li>
	</ol></li>
	<li>Standard L. MRS Fermentationsbrühe Medium<ol><li>Bereiten Sie deMan, Rogosa Sharpe (MRS) -Medium vor, indem Sie 55 g MRS und 0,5 g L-Cystein in 1 l entionisiertem Wasser (DW) vollständig auflösen.</li>
		<li>7 ml bzw. 2 ml der vorbereiteten MRS-Lösung in Reagenzgläser geben, 15 min lang bei 121 °C autoklavieren und anschließend bei Raumtemperatur (RT) abkühlen.</li>
	</ol></li>
	<li>MRS Agar mittel<ol><li>Bereiten Sie MRS-Agarmedium vor, indem Sie 55 g MRS und 0,5 g L-Cystein in 1 l DW vollständig auflösen. Agarpulver (15 g) zugeben, das Agarmedium bei 121 °C 15 min sterilisieren und anschließend im Wasserbad abkühlen lassen.</li>
		<li>Gießen Sie alle frisch zubereiteten Medien in sterile Petrischalen und lagern Sie sie bei 4 °C, bis sie weiter benötigt werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Modifiziertes verstärktes Clostridien-Medium-Pyruvat (mRCM-PYR)<ol><li>Optimierung eines verstärkten Clostridienmediums gemäß Oyeniran et al.13 und Nwamaioha und Ibrahim18 für Selektivität und genaue Zählung von L. bulgaricus durch Auflösen von 10 g Pepton #3, 10 g Rindfleischextrakt, 5 g Hefeextrakt, 5 g Natriumchlorid, 3 g Natriumacetat, 2 g Kaliumphosphat dibasisch, 0,1 g Uracil, 0,25 g Calciumchlorid, 5 g Dextrose, 5 g Fructose, 10 g Maltose, 2 g Natriumpyruvat, 0,2% Tween 80 und 0,5 g L-Cystein in 1 l DW.</li>
		<li>Der endgültige pH-Wert (6,0 ± 0,2) der Lösung wird mit 6 N HCl eingestellt, bevor 0,008% Anilinblau und 15 g Agar hinzugefügt werden. Das Medium bei 121 °C 15 min autoklavieren, im Wasserbad abkühlen und in sterile Petrischalen gießen. Lagern Sie alle frisch zubereiteten Medien in sterilen Petrischalen bei 4 °C bis zum Bedarf.</li>
	</ol></li>
	<li>Glycerin-Vorrat von LAB-Kulturen<ol><li>Glycerinbrühen (50% Glycerin) durch Verdünnen von 100% Glycerin im gleichen Volumen DW zubereiten und bei 100 °C für 30 min mit einem trockenen Sterilisationszyklus sterilisieren. Kühlen Sie die Glycerinvorräte auf RT ab und lagern Sie sie für die weitere Verwendung aseptisch.</li>
		<li>Verwenden Sie Bakterienwachstum (eine einzelne Kolonie von L. bulgaricus , die mit dem entwickelten QC-Protokoll erhalten wurde) aus Nachtkulturen.</li>
		<li>500 μL der Nachtkulturen in einem 2-ml-Zentrifugenröhrchen zu 50% Glycerin pipettieren und vorsichtig miteinander vermischen. Gefrieren und lagern Sie den Glycerinvorrat mit den LAB-Kulturen bei einer extrem niedrigen Temperatur von -80 °C, bis er benötigt wird. HINWEIS: Ein grafisches Schema des Protokolls für die Qualitätskontrolle und Aktivierung von LAB-Kulturen ist in Abbildung 1 dargestellt.</li>
	</ol></li>
</ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Nein</td>
			<td>Produktcode</td>
			<td>Probe</td>
			<td>Quelle</td>
			<td>Bakterielle Zusammensetzung wie markiert1</td>
		</tr><tr><td>1</td>
			<td>S9</td>
			<td>Reine Industriebelastung</td>
			<td>Bulgarien</td>
			<td>Lb. bulgaricus</td>
		</tr><tr><td>2</td>
			<td>LB6</td>
			<td>Reine Industriebelastung</td>
			<td>Bulgarien</td>
			<td>Lb. bulgaricus,</td>
		</tr><tr><td>3</td>
			<td>ATCC 11842</td>
			<td>Reine Industriebelastung</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>Lb. bulgaricus</td>
		</tr><tr><td>4</td>
			<td>DOHLE</td>
			<td>Joghurt</td>
			<td>USA</td>
			<td>Lb. bulgaricus, andere lebende Kultur</td>
		</tr><tr><td>5</td>
			<td>E22</td>
			<td>Joghurt</td>
			<td>USA</td>
			<td>Lb. bulgaricus, andere lebende Kultur</td>
		</tr><tr><td>6</td>
			<td>Reuteri</td>
			<td>Joghurt</td>
			<td>USA</td>
			<td>Limosilactobacillus reuteri</td>
		</tr><tr><td colspan="5">1Pfund = Lactobacillus</td>
		</tr></tbody></table>Tabelle 1: Probiotische Stämme. Die Tabelle listet die in dieser Studie verwendeten probiotischen Stämme auf.
2. Protokoll zur Aktivierung und Qualitätskontrolle von LAB-Kulturen
<ol><li>Nehmen Sie den vorbereiteten Glycerinvorrat der LAB-Stämme (in 2-ml-Zentrifugenröhrchen) aus dem -80 °C Ultra-Low-Gefrierschrank und lassen Sie sie vor Gebrauch nicht auftauen.</li>
	<li>Reinigen und desinfizieren Sie die Öffnung der Zentrifugenröhrchen mit 70% Alkohol und wirbeln Sie sie vor Gebrauch sanft an.</li>
	<li>Pipettieren Sie ca. 250 μL (0,25 ml) der LAB-Stammkultur aus den Zentrifugenröhrchen in frische 2 mL MRS-Reagenzgläser.</li>
	<li>Die Reagenzgläser vorsichtig antexen, parafilmen und anaerob über Nacht bei 42 °C für 12-16 h inkubieren.</li>
	<li>Nehmen Sie etwa 500 μL (0,5 ml) aus den über Nacht gewachsenen Kulturen aus den 2 mL MRS-Reagenzgläsern in frische 7 mL MRS-Reagenzgläser, wirbeln Sie sie und inkubieren Sie sie anaerob über Nacht bei 42 °C für 12-16 h.</li>
	<li>Beurteilen Sie das mikrobielle Wachstum, indem Sie die optische Dichte (OD) oder das Wachstum der Kulturen bei 610 nm mit einem UV-sichtbaren Spektralphotometer messen und akzeptable Ergebnisse zwischen 0,7 und 0,9 aufzeichnen.</li>
	<li>Die Nachtkulturen aus den 7-ml-MRS-Röhrchen auf MRS- und MRCM-PYR-Agarplatten streifen und 72 h bei 42 °C anaerob inkubieren.</li>
	<li>Nehmen Sie isolierte Kolonien von den Agarplatten, geben Sie sie in frische 7-ml-MRS-Reagenzgläser, wirbeln Sie sie sanft vor und inkubieren Sie sie anaerob über Nacht bei 42 ° C für 12-16 h.</li>
	<li>Lagern Sie die Agarplatten mit den isolierten Stämmen eine Woche lang bei 4 °C im Kühlschrank.</li>
	<li>Messen und bestätigen Sie den OD (zwischen 0,7 und 0,9) aus den 7 ml MRS-Reagenzgläsern der LAB-Kulturen, die aus den gestreiften Platten bei 610 nm isoliert wurden, und verwenden Sie sie als Arbeitskulturen für alle verwandten Experimente.</li>
	<li>Führen Sie zehnfache Verdünnungen (seriell verdünnen) der gewachsenen LAB-Kulturen aus den endgültigen 7-ml-MRS-Reagenzgläsern unter Verwendung von 9 ml Peptonwasser (einem physiologischen Puffer) durch, um ein Verhältnis von 1:10 zu erhalten.</li>
	<li>Schließlich nehmen Sie etwa 250 μL (0,25 ml) aus geeigneten seriellen Verdünnungen für alle Fermentationsexperimente.</li>
	<li>Aktivieren Sie die brühehaltigen Stämme (250 μL) aus Schritt 2.12, indem Sie sie in frische 7 mL MRS-Brühe geben und anaerob bei 42 °C für 16 h inkubieren.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 2.6-2.12, um ein lebensfähiges und überlegenes Zellwachstum aus LAB-Kulturen sicherzustellen. HINWEIS: Alle L. bulgaricus-Stämme wurden in der frisch zubereiteten MRS-Brühe aktiviert und dann anaerob bei 42 °C für 16 h inkubiert, um eine optische Dichte (OD610 nm) des Bakterienwachstums zwischen 0,7 und 0,9 zu erreichen. Das Bakterienwachstum wurde mit einem UV-sichtbaren Spektralphotometer bei 610 nm gemessen. Die pH-Werte der Nachtkulturen lagen im Bereich von 3,5 bis 5,3 infolge der Produktion von Milchsäure, einem organischen Endprodukt der LAB-Fermentation. Sicherheitsverfahren wie eine ordnungsgemäße Luftzirkulation in der Biosicherheitshaube und die Vermeidung von Verbrennungen während der Verwendung des Bunsenbrenners wurden eingehalten und eingehalten.</li>
</ol><img alt="LAB-Kulturprozessdiagramm; MRS-Brühevorbereitung, Inkubation, Messung der optischen Dichte." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63314/63314fig01.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Abbildung 1: Ein grafisches Schema des Protokolls zur Aktivierung von Milchsäurebakterien (LAB)-Kulturen. Das Programm enthält Details und die grundlegenden Instrumente, die für die Handhabung und Aktivierung von LAB-Kulturstämmen erforderlich sind. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63314/63314fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>

<ol><li>Karakas-Sen, A., Karakas, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation%2C+identification+and+technological+properties+of+lactic+acid+bacteria+from+raw+cow+milk%5BTitle%5D)+AND+%22Bioscience+Journal%22%5BJournal%5D)">Isolation, identification and technological properties of lactic acid bacteria from raw cow milk.</a> Bioscience Journal. 34 (2), 385-399 (2018).</li>
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<li>Kandil, S., El Soda, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+freezing+and+freeze-drying+on+intracellular+enzymatic+activity+and+autolytic+properties+of+some+lactic+acid+bacterial+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Influence of freezing and freeze-drying on intracellular enzymatic activity and autolytic properties of some lactic acid bacterial strains.</a> Advances in Microbiology. 5 (6), 371-382 (2015).</li>
<li>Malairuang, K., Krajang, M., Sukna, J., Rattanapradit, K., Chamsart, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+cell+density+cultivation+of+Saccharomyces+cerevisiae+with+intensive+multiple+sequential+batches+together+with+a+novel+technique+of+fed-batch+at+cell+level+%28FBC%29%5BTitle%5D)+AND+%22Processes%22%5BJournal%5D)">High cell density cultivation of Saccharomyces cerevisiae with intensive multiple sequential batches together with a novel technique of fed-batch at cell level (FBC).</a> Processes. 8 (10), 1321(2020).</li>
<li>Jeanson, S., Floury, J., Gagnaire, V., Lortal, S., Thierry, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+colonies+in+solid+media+and+foods%3A+A+review+on+their+growth+and+interactions+with+the+micro-environment%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Bacterial colonies in solid media and foods: A review on their growth and interactions with the micro-environment.</a> Frontiers in Microbiology. 6, 1284(2015).</li>
<li>Oyeniran, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+reinforced+clostridial+medium+for+the+isolation+and+enumeration+of+Lactobacillus+delbrueckii+ssp.+bulgaricus+in+a+mixed+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">A modified reinforced clostridial medium for the isolation and enumeration of Lactobacillus delbrueckii ssp. bulgaricus in a mixed culture.</a> Journal of Dairy Science. 103, 5030-5042 (2020).</li>
<li>Iguchi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+repeated+subculturing+and+prolonged+storage+at+room+temperature+of+Enterohemorrhagic+Escherichia+coli+O157%3A+H7+on+pulsed-field+gel+electrophoresis+profiles%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Effects of repeated subculturing and prolonged storage at room temperature of Enterohemorrhagic Escherichia coli O157: H7 on pulsed-field gel electrophoresis profiles.</a> Journal of Clinical Microbiology. 40 (8), 3079-3081 (2002).</li>
<li>Hayek, S. A., Ibrahim, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+limitations+and+challenges+with+lactic+acid+bacteria%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Food+and+Nutrition+Sciences%22%5BJournal%5D)">Current limitations and challenges with lactic acid bacteria: a review.</a> Food and Nutrition Sciences. 4 (11), 73-87 (2013).</li>
<li>Ahmed, S. A., Ibrahim, S. A., Kim, C., Shahbazi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Significance+of+bile+salt+tolerant+Lactobacillus+reuteri%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+2007+National+Conference+on+Environmental+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Significance of bile salt tolerant Lactobacillus reuteri.</a> Proceedings of the 2007 National Conference on Environmental Science and Technology. , Springr, NY. 17-23 (2009).</li>
<li>Gyawali, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+of+extraction+techniques+for+maximum+recovery+of+%CE%B2-galactosidase+from+the+yogurt+bacterium+Lactobacillus+delbrueckii+ssp.+bulgaricus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Research%22%5BJournal%5D)">A comparative study of extraction techniques for maximum recovery of β-galactosidase from the yogurt bacterium Lactobacillus delbrueckii ssp. bulgaricus.</a> Journal of Dairy Research. 87 (1), 123-126 (2020).</li>
<li>Nwamaioha, N. O., Ibrahim, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+selective+medium+for+the+enumeration+and+differentiation+of+Lactobacillus+delbrueckii+ssp.+bulgaricus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">A selective medium for the enumeration and differentiation of Lactobacillus delbrueckii ssp. bulgaricus.</a> Journal of Dairy Science. 101 (6), 4953-4961 (2018).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die Ergebnisse aller Stämme, die mit dem Qualitätskontrollprotokoll und ohne die Verwendung des Protokolls bewertet wurden, waren die gleichen, und als solche wurden Ergebnisse präsentiert, die nur mit Stämmen (S9 und LB6) verknüpft waren. Die aktivierten LAB-Stämme hatten ein überlegenes Zellwachstum, das durch eine hohe Intensität der Zellbiomasse gekennzeichnet war, was zu einem trüben Aussehen der MRS-fermentativen Brühe im Reagenzglasführte 11. Das beobachtete Zellwachstum nach der Kulturakti...

Milchsäurebakterien (LAB) sind eine Gruppe von einzigartig vielfältigen Bakterien mit industriellem Potenzial. Stämme von Lactobacillus delbreuckii subsp. bulgaricus und Streptococcus thermophilus werden meist als Milchstarterkulturen für fermentierte Milchprodukte wie Joghurt1 verwendet. Ausgewählte LAB-Stämme werden ebenfalls als Probiotika eingestuft, da sie dem Menschen gesundheitliche Vorteile bieten, wenn die Dosierungen angemessen verabreicht werden2. Milchsäurebakterien sind ebenfalls grampositive, nicht sporenbildende, nicht atmende, aber aerotolerante Mikroorganismen, die sich im Allgemeinen durch die Produktion von Milchsäure als Schlüsselfermentationsprodukt auszeichnen. LAB synthetisiert auch essentielle Metaboliten, z. B. organische Säuren, Bakteriocine und andere antimikrobielle Verbindungen3, die ein breites Spektrum lebensmittelbedingter Krankheitserreger hemmen können4. Milchsäure, ein Hauptendprodukt des Kohlenhydratkatabolismus und ein Nebenprodukt der LAB-Fermentation, ist ein organischer Metabolit, der antimikrobielle Eigenschaften besitzt und potenziell für Anwendungen zur Biokonservierung von Lebensmitteln nützlich ist 3,5,6. Darüber hinaus verleihen die von LAB hergestellten organischen Säuren den Geschmack, die Textur und das Aroma von Lebensmitteln und verbessern so ihre organoleptischen Eigenschaften insgesamt 5,6. Die unterschiedlichen Ernährungsanforderungen von LAB in Verbindung mit ihrer allgegenwärtigen Natur ermöglichen es den Bakterien schließlich, in verschiedenen Umgebungen wie Milchprodukten, fermentierten Lebensmitteln, Gemüse sowie im menschlichen Darm leicht zu gedeihen7.
Es gibt eine wachsende Nachfrage nach Starterkulturen von LAB für die Joghurtherstellung und viele verschiedene Milchanwendungen8,9, daher sollten kritische Aufmerksamkeit und etablierte wissenschaftliche Techniken eingehalten werden, sowohl bei der Kultivierung von LAB-Stämmen als auch bei der Aktivierung von lyophilisierten und isolierten Stämmen, da diese Aktivität für eine verbesserte Fermentationsleistung von entscheidender Bedeutung ist. Das Labor für Lebensmittelmikrobiologie und Biotechnologie engagiert sich daher aktiv in der Entwicklung geeigneter Technologien, die auf die Aktivierung, das überlegene Wachstum und die Fermentationseigenschaften von LAB-Stämmen ausgerichtet sind, die aus fermentierten Milchprodukten sowie aus industriellen Starterkulturen für die Joghurtherstellung isoliert werden. Darüber hinaus ist es bemerkenswert, dass industriell hergestellte LAB-Kulturstämme konservierenden Aktivitäten wie Gefriertrocknung und Tiefkühllagerung unterzogen werden, was zu Zellstress und Verletzungen führt, als Folge des Kälteschockprozesses, dem sie ausgesetzt sind10. Bei der Begrenzung der Lebensfähigkeitsherausforderungen und der Verbesserung der Funktionalität von LAB-Stämmen, die entweder aus isolierten Lebensmittelprodukten oder gefriergetrockneten Produkten gewonnen werden, ist es wichtig, diese Kulturen als eine Form der Qualitätskontrolle richtig zu aktivieren, um ihre fermentativen Eigenschaften zu verbessern8. In dieser Studie bestand das Ziel darin, ein internes Qualitätskontrollprotokoll für die Aktivierung und das Wachstum von L. delbrueckii subsp. bulgaricus-Kulturstämmen zu entwickeln, das letztendlich ein lebensfähiges LAB-Wachstum förderte und die Fermentationsleistung und die metabolische Funktionalität von LAB-Stämmen verbesserte. Dieses Protokoll könnte letztendlich (unter Verwendung optimaler Wachstumsmedien und geeigneter Kulturbedingungen) für die Kultivierung anderer LAB-Stämme für die Fermentationsforschung sowie für industrielle Zwecke oder Bioprozessprozesse angepasst werden. Dieses LAB-Aktivierungs- und Qualitätskontrollprotokoll wird daher sicherstellen, dass überlegene lebensfähige Milchstarterkulturen erhalten werden und potenziell für verschiedene Anwendungen in der globalen Molkerei- und Lebensmittelindustrie funktionsfähig sind.

<table><tbody><tr><td>Anilinblau</td><td>Thermo Scientific</td><td>R21526</td><td>25 g</td></tr><tr><td>Rindfleischextrakt</td><td>Research Products International</td><td>50-197-7509</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Hefeextrakt</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1422-500</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Calciumchlorid-Dihydrat</td><td>Fisher Scientific</td><td>C79-500</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Dextrose wasserfrei</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP350500</td><td>500 g</td></tr><tr><td>D-Fructose</td><td>ACROS Organics</td><td>AC161355000</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Difco Agar Pulver</td><td>Difco</td><td>DF0812-07-1</td><td>2 kg</td></tr><tr><td>TPY Agar</td><td>Difco</td><td>211921</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Eppendorf Mikrozentrifugenröhrchen (Snap-Cap Mikrozentrifuge Safe-Lock)</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-402-12</td><td>2 mL</td></tr><tr><td>Glycerin</td><td>Thermo Scientific</td><td>PI17904</td><td>500 mL</td></tr><tr><td>Infrarot-CO2-Inkubator</td><td>Forma Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus</td><td>American Type Culture Collection (ATCC)</td><td>ATCC 11842</td><td></td></tr><tr><td>Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus</td><td>Bulgarien</td><td>S9</td><td></td></tr><tr><td>Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus</td><td>Bulgarien</td><td>LB6</td><td></td></tr><tr><td>Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus</td><td>Labor für Lebensmittelmikrobiologie und Biotechnologie (NCATSU)</td><td>DAW</td><td></td></tr><tr><td>Lactobacillus delbrueckii subsp. bulgaricus</td><td>Labor für Lebensmittelmikrobiologie und Biotechnologie (NCATSU)</td><td>E22</td><td></td></tr><tr><td>Limosilactobacillus reuteri</td><td>Biogai, Raleigh / Labor für Lebensmittelmikrobiologie und Biotechnologie (NCATSU)</td><td>RD2</td><td></td></tr><tr><td>L-Cysteinhydrochlorid-Monohydrat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C6852-25G</td><td>25 g</td></tr><tr><td>Maltose-Monohydrat</td><td>Fisher Scientific</td><td>M75-100</td><td>100 g</td></tr><tr><td>MRS-Brühe</td><td>Neogen</td><td>50-201-5691</td><td>5 kg</td></tr><tr><td>Pepton Nr. 3</td><td>Hach</td><td>50-199-6719</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Kaliumphosphat zweibasisch (K2HPO4)</td><td>Research Products International</td><td>50-712-761</td><td>500 g</td></tr><tr><td>Natriumacetat-Trihydrat</td><td>Fisher Scientific</td><td>S220-1</td><td>ca. 1 kg</td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-1</td><td>1 kg</td></tr><tr><td>Natriumpyruvat</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP356-100</td><td>100 g</td></tr><tr><td>Reagenzgläser mit gummierten Schraubverschlüssen</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB70125150</td><td>25 x 150 mm</td></tr><tr><td>Tween 80</td><td>Fisher Scientific</td><td>T164-500</td><td>500 mL</td></tr><tr><td>Ultratiefkühlschrank</td><td>So-Low</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Uracil</td><td>ACROS Organics</td><td>AC157301000</td><td>100 g</td></tr><tr><td>UV-Spektralphotometer</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Evolution 201</td><td></td></tr><tr><td>Vortex Genie 2</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hefeextrakt</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1422-500</td><td>500</td></tr><tr><td>g Ethanol</td><td>Fisher Scientific</td><td>T08204K7</td><td>4 L</td></tr><tr><td>Salzsäure (6N (zertifiziert), Fisher Chemical)</td><td>Fisher Scientific</td><td>&nbsp; SA56-500</td><td>500 mL</td></tr></tbody></table>

die kultivierung, das wachstum und die lebensfähigkeit von milchsäurebakterien: eine qualitätskontrollperspektive

The Cultivation, Growth, and Viability of Lactic Acid Bacteria: A Quality Control Perspective

Milchsäurebakterien (LAB) sind essentielle Milchstarterkulturen, die maßgeblich für die Herstellung fermentierter Milchprodukte wie Joghurt und Käse eingesetzt werden. LAB produziert überwiegend Milchsäure als Hauptendprodukt der Fermentation und synthetisiert wichtige Metaboliten, die fermentierten Lebensmitteln die organoleptischen Eigenschaften verleihen. LAB sind anspruchsvolle Bakterien, die in vielen Umgebungen gedeihen, wenn ausreichende Ernährungsanforderungen erfüllt sind. Die Nachfrage nach überlegenen LAB-Molkerei-Starterkulturen für Fermentationsanwendungen in der Lebensmittel- und Milchindustrie hat dazu geführt, dass lebensfähige und aktive Kulturen für alle Bioprozessbetriebe bereitgestellt werden müssen. Die Entwicklung eines Standardprotokolls zur Sicherstellung der Lebensfähigkeit und verbesserten Funktionalität von LAB-Kulturen sowohl im Labor als auch in der Milchverarbeitung ist daher sehr wichtig. Bei der Behandlung von Bedenken im Zusammenhang mit der Wiederbelebung schwacher, gestresster und verletzter LAB-Kulturzellen ist ein Protokoll, das die wichtigsten Schritte zur Genesung, zur Verbesserung der Zellregeneration und zur Verbesserung der metabolischen Funktionalität von LAB-Stämmen anschaulich umreißt, von größter Bedeutung. Die Aufrechterhaltung der Reinheit, Funktionalität und Lebensfähigkeit der Kultur für LAB-Starterkulturen ist ebenfalls von entscheidender Bedeutung. Daher wird die Einhaltung einer einzigartigen Protokollrichtlinie zur Förderung der Fermentationsleistung für viele LAB-Stämme führen, die für Fermentations- und Biotechnologieprozesse bestimmt sind. Infolgedessen hat das Labor für Lebensmittelmikrobiologie und Biotechnologie an der North Carolina Agriculture and Technical State University ein Standardprotokoll für die Aktivierung und Qualitätskontrolle ausgewählter LAB-Stämme entwickelt, das zu hochfunktionellen und lebensfähigen LAB-Kulturstämmen geführt hat, die für die Fermentationsforschung eingesetzt werden. Die Anpassung und Empfehlung eines solchen Protokolls für den Einsatz in der Milch- und Lebensmittelindustrie wird dazu beitragen, die Lebensfähigkeit und Funktionalität von LAB für viele Anwendungen sicherzustellen.

Das Zellwachstum der bewerteten LAB-Stämme, die mit dem Qualitätskontrollprotokoll kultiviert wurden, unterschied sich signifikant (P &lt; 0,05) von den Stämmen, die ohne dieses Standardprotokoll kultiviert wurden. Das QC-Protokoll für L. bulgaricus und L. reuteri verwendete einen Multi-Subkultur-Ansatz (Subkulturierung dreimal vor dem Streifen auf Agarplatten), während das Kontrollverfahren nur einmal subkultiviert wurde, wobei alle anderen Bedingungen konstant blieben. Das Koloniewachstum war auch höh...

Die Qualitätskontrolle von Milchsäurebakterienkulturen (LAB) wurde als wirksamer Weg zur Verbesserung der Lebensfähigkeit und Funktionalität von LAB-Stämmen für Fermentationsverfahren bestätigt. Um diese Behauptung zu untermauern, haben wir ein Protokoll entwickelt, das aufklärt, wie LAB-Kulturen für Fermentations- und Bioprozessprozesse aktiviert und kultiviert werden.

Die Kultivierung, das Wachstum und die Lebensfähigkeit von Milchsäurebakterien: Eine Qualitätskontrollperspektive

Lactic acid bacteria (LAB) are essential dairy starter cultures that are significantly employed for the manufacture of fermented dairy products such as ...

Unser Protokoll ist wichtig, weil es Reinheit als Qualitätskontrolle gewährleistet. Es fördert auch eine starke Fermentationsleistung und die Konsistenz der Ausbeute bei der Fermentation von Milchsäurebakterien. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie die Fermentationsleistung von Milchsäurebakterien durch Zellreinheit, Lebensfähigkeit und Funktionalität verbessern kann.Diese Technik ist benutzerfreundlich und kann von jeder Person leicht durchgeführt werden, da nur Grundausrüstung ohne viele technische Anforderungen verwendet wird. Philip Yeboah ist unser wissenschaftlicher Mitarbeiter und wird das Verfahren demonstrieren. Nehmen Sie zunächst den vorbereiteten Glycerinvorrat an Milchsäurebakterien oder LAB-Stämmen in zwei Milliliter-Zentrifugenröhrchen aus dem minus 80 Grad Celsius heißen Ultratiefkühlschrank.Lassen Sie sie vor Gebrauch nicht auftauen. Reinigen und desinfizieren Sie die Öffnung der Zentrifugenröhrchen vor Gebrauch mit 70% Alkohol und Wirbel. Pipettieren Sie etwa 250 Mikroliter der LAB-Stammkultur aus den Zentrifugenröhrchen in frische zwei Milliliter MRS-Reagenzgläser.Die Reagenzgläser vorsichtig vorwirbeln, parafilmen und anaerob über Nacht bei 42 Grad Celsius für 12 bis 16 Stunden inkubieren. Als nächstes nehmen Sie etwa 500 Mikroliter aus den über Nacht gewachsenen Kulturen aus den zwei Milliliter-MRS-Reagenzgläsern zu frischen sieben Milliliter-MRS-Reagenzgläsern, wirbeln sie und inkubieren sie anaerob über Nacht bei 42 Grad Celsius für 12 bis 16 Stunden. Beurteilen Sie das mikrobielle Wachstum, indem Sie die optische Dichte oder das Wachstum der Kulturen bei 610 Nanometern mit einem UV-sichtbaren Spektralphotometer messen und akzeptable Ergebnisse zwischen 0,7 und 0,9 aufzeichnen.Die Nachtkulturen aus den sieben Milliliter-MRS-Röhrchen auf MRS- und MRCMPYR-Agarplatten streifen und 72 Stunden bei 42 Grad Celsius anaerob inkubieren. Die isolierten Kolonien von den Agarplatten pflücken, in frische Sieben-Milliliter-MRS-Reagenzgläser geben, vorsichtig wirbeln und anaerob über Nacht bei 42 Grad Celsius für 12 bis 16 Stunden inkubieren. Lagern Sie die Agarplatten mit den isolierten Stämmen eine Woche lang bei vier Grad Celsius im Kühlschrank.Als nächstes messen und bestätigen Sie die optische Dichte aus den sieben Milliliter MRS-Reagenzgläsern der LAB-Kulturen, die aus den gestreiften Platten bei 610 Nanometern isoliert wurden, und verwenden sie als Arbeitskulturen für alle verwandten Experimente. Verwenden Sie neun Milliliter Peptonwasser, um eine zehnfache Verschmutzung der gewachsenen LAB-Kulturen aus den letzten sieben Milliliter-MRS-Reagenzgläsern durchzuführen, um ein Verhältnis von 1 zu 10 zu erhalten. Nehmen Sie etwa 250 Mikroliter aus den entsprechenden Serienwahnvorstellungen für alle Fermentationsexperimente und aktivieren Sie die Brühe mit den Stämmen, indem Sie sie in frische Sieben-Milliliter-MRS-Brühe überführen und 16 Stunden lang anaerob bei 42 Grad Celsius inkubieren.Wiederholen Sie die Schritte, um ein lebensfähiges und überlegenes Zellwachstum aus LAB-Kulturen sicherzustellen. Das Zellmorphologiewachstum von S9- und LB6-Lactobacillus bulgaricus-Stämmen, die mit dem Qualitätskontrollprotokoll kultiviert wurden, und S9-Lactobacillus bulgaricus-Stämmen, die ohne das Qualitätskontrollprotokoll kultiviert wurden, sind hier dargestellt. Die Stämme waren dreifach gestreift und wurden 72 Stunden lang bei 42 Grad Celsius anaerob inkubiert.Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, achten Sie darauf, die Stammkulturröhrchen aus dem Gefrierschrank mit 70% Alkohol zu desinfizieren, um eine Kreuzkontamination zu vermeiden. Die optische Dichtemessung von Wachstumskulturen sollte immer zwischen 0,7 und 0,9 liegen. Nach diesem Protokoll können effiziente LAB-Fermentationen oder Bioprozessprozesse mit überlegenem Kultureinsatz erreicht werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Quelle: Ayivi, R. et al., Die Kultivierung, das Wachstum und die Lebensfähigkeit von Milchsäurebakterien: Eine Perspektive der Qualitätskontrolle. J. Vis. Exp. (2022)Dieses Video zeigt die Methode zur Rückgewinnung von kältegestressten Milchsäurebakterien aus einem gefrorenen Glycerinbestand, zur Wiederherstellung der bakteriellen Lebensfähigkeit durch anaerobe Inkubation und zur Isolierung aktiver Kolonien für die Kulturexpansion.

Wiederbelebung und Wachstum von Milchsäurebakterien

Es wird ein Produktionsprotokoll für die kleintechnische Produktion von probiotischen fermentierten Milchgetränken mit Hilfe einer neuartigen bakteriellen Starterkultur beschrieben.

Neuartige Herstellungsprotokoll für die Klein Herstellung von Probiotische fermentierte Lebensmittel

Quantitative Bewertung des Bakterienwachstums unbedingt mikrobielle Physiologie als Systemebene Phänomen zu verstehen. Ein Protokoll für experimentelle Manipulation und ein analytischer Ansatz eingeführt, ermöglicht präzise, Hochdurchsatz-Analyse der bakteriellen Wachstum, das ist ein zentrales Thema des Interesses in der Systembiologie.

Präzise, Hochdurchsatz-Analyse des Bakterienwachstums

Da verpflichtende anaerobe Organismen bei Sauerstoffexposition nicht wachsen können, ist der Einsatz anaerobe Kultivierungstechniken unerlässlich. Hier zeigen wir eine einfache und effektive Methode zur Kultivierung einer Mischkultur aus einer Biogasanlage von der Medienaufbereitung bis zur Gas- und Fettsäurequantifizierung.

Mittlere Vorbereitung für den Anbau von Mikroorganismen unter streng anaeroben/anoxischen Bedingungen

Dieses Protokoll beschreibt die Schritte zur Herstellung und physikalisch-chemischen Charakterisierung eines sprühgetrockneten probiotischen Produkts.

Prozessentwicklung für die Sprühtrocknung von probiotischen Bakterien und Bewertung der Produktqualität

Das Protokoll stellt zwei Methoden vor, um die Isolierung von anaeroben Darmbakterien zu verbessern. Die erste konzentriert sich auf die Isolierung einer Vielzahl von Bakterien mit unterschiedlichen Nährmedien. Die zweite konzentriert sich auf die Kultivierungsschritte einer bestimmten mikrobiellen Gruppe, die möglicherweise Myo-Inositol assimiliert, um ihre ökologische Bedeutung vollständig zu verstehen.

Strategien zur Verbesserung der Kultivierung anaerober Bakterien aus dem Magen-Darm-Trakt von Hühnern

Dieses Protokoll bietet einen standardisierten Hochdurchsatz-Screening-Workflow für industrielle Mikroorganismen. Dabei wird eine mutierte Bibliothek mittels ARTP-Mutagenese erstellt, ein positives Tröpfchenscreening mit automatisierter Mikrofluidik durchgeführt und anschließend die Ergebnisse überprüft. Die Zuverlässigkeit des Workflows wurde durch das Screening von Hochleistungs-B . coagulans-Stämmen bestätigt.

Hochdurchsatz-Screening von L-Milchsäure-hyperproduzierenden Bacillus-Coagulans-Mutanten mittels einer automatisierten tropfen-mikrofluidischen Plattform

Ermittlung der Anzahl der Zellen in Kultur wird in der Standardisierung der Kulturbedingungen und bei der Ausübung genaue Quantifizierung Experimente wichtig. In diesem Video zeigen wir, wie sich Zellen gezählt werden unter Verwendung eines Hämozytometers.

Zählen und Bestimmung der Lebensfähigkeit von kultivierten Zellen

Wir zeigen die Verwendung von DNA-Microarrays für die Expression Profiling des Nervensystems. Wir beschreiben RNA Qualitätskontrolle, Probe Kennzeichnung und Array-Hybridisierung und Scannen.

DNA Microarrays: Sample Quality Control, Array Hybridisierung und Scannen

Dieses Protokoll beschreibt, wie die Lebensfähigkeit der Zellen-und Fluoreszenz-Expressions-Assays mit der Tali Image-Based Cytometer durchzuführen.

Beurteilung der GFP Expression und Lebensfähigkeit Mit der Tali Image-Based Cytometer

Erfahren Sie ein benutzerfreundliches Protokoll zur Aktivierung und Kultivierung von Milchsäurebakterien unter kontrollierten Bedingungen. Diese Methode verbessert die Fermentationsleistung durch Qualitätskontrolle.

Die Kultivierung, das Wachstum und die Lebensfähigkeit von Milchsäurebakterien: Eine Qualitätskontrollperspektive

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