Multiple intravenöse Bolusdosierung und invasive hämodynamische Beurteilung in einem Hypoxie-induzierten Mausmodell für pulmonalarterielle Hypertonie

Bei einer Verbindung, die direkt in den Blutkreislauf verabreicht werden muss, ist die Optimierung der intravenösen Verabreichung der Schlüsselteil des experimentellen Verfahrens. Unser detailliertes Protokoll enthält Schritt-für-Schritt-Anleitungen zur Durchführung einer mehrfachen intravenösen Bolusdosierung über die Halsvene der Maus und zur Durchführung von arteriellen und rechtsventrikulären Katheterisierungen für eine genaue hämodynamische Beurteilung des Maus-Hypoxie-Modells der pulmonalen arteriellen Hypertonie. Die hier vorgestellten Verfahren sind wichtige Ergebnisse für Forscher, die sich für die intravenöse Verabreichungsplattform interessieren, um eine Behandlung für primärarterielle Hypertonie zu entwickeln.

Forscher können diese Jugularvenen-Bolus-Injektionsmethode für das Screening von Wirkstoffen zur Arzneimittelentwicklung in allen Mauskrankheitsmodellen verwenden. Eine erfolgreiche intravenöse Bolusinjektion und Blutdruckmessung erfordern viel Übung. Entfernen Sie zunächst die Maus aus der Anästhesiekammer.

Legen Sie die betäubte Maus in Rückenlage auf eine Injektionsplattform unter einem Seziermikroskop. Halten Sie die Anästhesie über einen Nasenkegel mit 1,5 % Isofluran aufrecht und halten Sie die vier Beine vorsichtig mit Klebeband fest, um den Körper ruhig zu stellen. Schrubben Sie den Operationsbereich dreimal vorsichtig mit drei abwechselnden Runden Povidon-Jodlösung und 70% Ethanol.

Nachdem Sie einen 0,5 Zentimeter langen Längsschnitt gemacht haben, verwenden Sie eine Pinzette, um den Muskel und das Fettgewebe zu trennen und die rechte äußere Halsvene zu lokalisieren. Führen Sie dann eine sterile 28G-Nadel in die Halsvene ein. Mit der Nadelfase nach oben.

Drücken Sie langsam auf den Spritzenkolben, um die Verbindung in die Vene zu injizieren. Lassen Sie die Nadel weitere 10 Sekunden in der Vene, um einen Rückfluss zu verhindern. Entfernen Sie die Nadel und üben Sie mit einem Wattestäbchen Druck auf die Injektionsstelle aus, um Blutungen zu vermeiden.

Vernähen Sie die Haut mit 5/0-Naht und legen Sie das Tier in einen Auffangkäfig, dessen Käfigboden mit einem Papiertuch ohne Einstreu bedeckt ist. Messen Sie zunächst den Abstand von der Kathetereinführstelle zur gewünschten Position der Katheterspitze. Markieren Sie zwei Katheterabstandsmarkierungen, um eine visuelle Anzeige der Einführtiefe zu erhalten, und tragen Sie die Veterinärsalbe direkt auf die Augenoberfläche der Mausaugen auf, um Trockenheit zu vermeiden.

Legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine Injektionsplattform unter einem Seziermikroskop. Nachdem Sie die Haut vom Unterkiefer bis zum Brustbein eingeschnitten haben, trennen Sie die Speicheldrüsen und legen Sie die Luftröhre frei. Geben Sie 0,5 Milliliter PBS in die Kavität, um die Entwicklung von Gefäßkrämpfen zu verlangsamen und gleichzeitig die Halsschlagader zu manipulieren.

Isolieren Sie vorsichtig einen fünf Millimeter großen Abschnitt der rechten Halsschlagader, indem Sie ein weißes Stück Papier als Hintergrund unter das Gefäß legen. Mit einem 8-0 Naht, binden Sie einen dauerhaften Knoten, um das kraniale Ende des Gefäßes zu verschließen. Als nächstes binden Sie den ersten losen Knoten, um den Blutfluss aus der Aorta vorübergehend zu verschließen.

Binde dann den zweiten losen Knoten zwischen den ersten beiden Nähten. Machen Sie mit einer 25G-Nadel ein kleines Loch, das groß genug ist, um den Katheter in einer Linie mit dem Gefäß zwischen dem permanenten und dem zweiten losen Knoten zu führen. Halten Sie den Katheter 1,5 Zoll von der Spitze entfernt und führen Sie die Spitze des Katheters vorsichtig durch das Loch der Arterie ein.

Ziehen Sie den zweiten losen Knoten um den Katheter und das Gefäß fest, der noch den Durchgang des Katheters ermöglicht. Lösen Sie vorsichtig den ersten losen Knoten. Führen Sie den Katheter gemäß der Markierung auf dem Katheter weiter in Richtung der aufsteigenden Aorta ein, bis die Druckanalyse ein arterielles Blutdruckprofil zeigt.

Erfassen Sie systemische Blutdruckdaten mit dem Datenerfassungssystem und der Software. Lösen Sie den mittleren Nahtknoten, damit der Katheter herausgezogen werden kann. Befestigen Sie dann den ersten losen Knoten, um Blutungen zu verhindern, und ziehen Sie den Katheter aus der Halsschlagader.

Isolieren Sie die rechte äußere Halsvene vorsichtig vom umgebenden Bindegewebe. Mit einem 8-0 Nähen, alle kleinen Äste ligieren und einen dauerhaften Knoten binden, um das kraniale Ende des Gefäßes zu verschließen. Binden Sie dann einen losen Knoten am kaudalen Ende des Gefäßes.

Verwenden Sie eine 25G-Nadel, um ein kleines Loch in der Nähe des permanenten Knotens zu bohren. Halten Sie den Katheter fest und führen Sie den Katheter in den Venenschnitt ein Und ziehen Sie den Schwanzknoten um den Katheter und das Gefäß fest. Schieben Sie den Katheter langsam in das rechte Herz.

Überwachen Sie die Tiefe der Katheterspitze anhand der Kathetermarkierung. Beurteilen Sie die Position der Katheterspitze anhand der Druckwellenverfolgung in der Software. Wenn sich die Katheterspitze im rechten Ventrikel befindet, zeigt der Monitor eine typische rechtsventrikuläre systolische Druckverfolgung an.

Halten Sie den Katheter stabil und sammeln Sie die Daten fünf Minuten lang. Ziehen Sie nach Abschluss der Aufzeichnung den Katheter vorsichtig heraus und beobachten Sie, dass keine Druckaufzeichnung erfolgt. Binden Sie den Schwanzknoten um das Gefäß.

Legen Sie den Katheter wieder in die PBS-Lösung. Während der Katheterisierung des rechten Ventrikels in einer normoxiekontrollierten C57-Black-Six-Maus wurde ein erfolgreicher rechtsventrikulärer Kammerzugang erzielt, wie die Veränderung der hämodynamischen Wellenform in verschiedenen Regionen des Venensystems zeigt. Der systemische Blutdruck und der rechtsventrikuläre systolische Druck wurden bei einer Maus mit geschlossener Brust vier Wochen nach Exposition gegenüber Hypoxie oder Normoxie gemessen.

Im Vergleich zur Normoxie-Gruppe war der rechtsventrikuläre systolische Druck in der Hypoxie-Gruppe signifikant erhöht. Die Behandlung mit 7C1/let-7 microRNA-Verbindung führte zu einem signifikant verringerten rechtsventrikulären systolischen Druck im Vergleich zur Hypoxiegruppe, während sich der systemische Blutdruck in keiner Gruppe änderte. Die Beurteilung des systolischen Drucks des roten Ventrikels bei Mäusen mit geschlossenem Brustkorb ist aufgrund der komplexen Anatomie des roten Ventrikels eine Herausforderung.

Die Untersucher sollten längere und wiederholte Versuche einer Katheterisierung des roten Ventrikels vermeiden. Unser Jugular- und Bolus-Dosierverfahren kann für das Screening von Wirkstoffen in der Arzneimittelentwicklung in allen Mauskrankheitsmodellen verwendet werden. Wir können die IV-Wurzel der Verabreichungsplattform verwenden, um eine Behandlung für pulmonalarterielle Hypertonie zu entwickeln.