Name: Multiple intravenöse Bolusdosierung und invasive hämodynamische Beurteilung in einem Hypoxie-induzierten Mausmodell für pulmonalarterielle Hypertonie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-11-11T13:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 51 s
Description: Lernen Sie die multiple intravenöse Bolusdosierung und invasive hämodynamische Beurteilung in einem Hypoxie-induzierten Mausmodell für pulmonalarterielle Hypertonie. Diese Methode unterstützt die Arzneimittelentwicklung.

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Diese Arbeit wurde teilweise durch einen Joint Biology Consortium Microgrant unterstützt, der im Rahmen von NIH Grant P30AR070253 (PYC), Cardiovascular Medical Research Education Fund (PYC), VasoRx, Inc. Fund (MS) und NIH Grants HL135582 (MS), HL152197 (MS) bereitgestellt wurde.

<ol><li>McLaughlin, V. V., McGoon, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Pulmonary arterial hypertension.</a> Circulation. 114 (1), 1417-1431 (2006).</li>
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<li>Kmiotek, E. K., Baimel, C., Gill, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+intravenous+self+administration+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Methods for intravenous self administration in a mouse model.</a> Journal of Visualized Experiments. (70), e3739(2012).</li>
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<li>Chen, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+TGF-beta+signalling+drives+vascular+inflammation+and+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Endothelial TGF-beta signalling drives vascular inflammation and atherosclerosis.</a> Nature Metabolism. 1 (9), 912-926 (2019).</li>
<li>Daugherty, A., Rateri, D., Hong, L., Balakrishnan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+blood+pressure+in+mice+using+volume+pressure+recording%2C+a+tail-cuff+method%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Measuring blood pressure in mice using volume pressure recording, a tail-cuff method.</a> Journal of Visualized Experiments. (27), e1291(2009).</li>
<li>Alam, M. A., Parks, C., Mancarella, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+blood+pressure+measurement+in+freely+moving+mice+using+telemetry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Long-term blood pressure measurement in freely moving mice using telemetry.</a> Journal of Visualized Experiments. (111), e53991(2016).</li>
<li>Luo, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Invasive+hemodynamic+assessment+for+the+right+ventricular+system+and+hypoxia-induced+pulmonary+arterial+hypertension+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Invasive hemodynamic assessment for the right ventricular system and hypoxia-induced pulmonary arterial hypertension in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (152), e60090(2019).</li>
</ol>

K Zsebo, M Simons und P-Y Chen sind wissenschaftliche Gründer und Aktionäre von VasoRx, Inc. M Simons ist Mitglied des wissenschaftlichen Beirats von VasoRx, Inc. HJ Duckers ist ein Mitarbeiter und Aktionär von VasoRx. Die anderen Autoren erklären, dass keine konkurrierenden Interessen bestehen.

Es wurden mehrere Tiermodelle für pulmonale Hypertonie etabliert, um die erhöhten pulmonalen Gefäßresistenzereignisse bei menschlichen Probanden nachzuahmen. Unter ihnen wurde das Maus-Hypoxie-induzierte PAH-Modell häufig zur Bewertung der Wirksamkeit neuer experimenteller Therapien für PAH verwendet. Die Forschung mit diesem Modell erfordert häufig die Verabreichung von Verbindungen an die Mäuse. Im Vergleich zu anderen veröffentlichten intravenösen (IV) Injektions- und invasiven hämodynamischen Bewertungsprotokollen bi...

Die pulmonalarterielle Hypertonie (PAH) ist definiert durch einen mittleren systolischen Druck der Pulmonalarterie von mehr als 20 mmHg im Ruhezustand 1,2. Es handelt sich um eine fortschreitende und tödliche Krankheit, die durch eine anhaltende Erhöhung des pulmonalarteriellen Drucks gekennzeichnet ist, die zu einer Überlastung des rechten Ventrikels und schließlich zum Tod aufgrund eines rechtsventrikulären Versagens führt1. Derzeit gibt es keine Heilung für PAH.
Die Verwendung von Tiermodellen der pulmonalen Hypertonie ist wichtig, um die Wirksamkeit experimenteller PAH-Therapien zu testen. Unter diesen Modellen hat das Maus-Hypoxie-induzierte PAH-Modell wichtige Einblicke in die Entwicklung der menschlichen PAH-Gruppe 3 geliefert 3,4. Die Forschung mit diesem Modell erfordert häufig die Verabreichung von Verbindungen an Mäuse, um die Wirksamkeit und Sicherheit der neuartigen Verbindung zu bewerten. Daher benötigen die Forscher ein detailliertes experimentelles Verfahren für die Dosierung von Verbindungen und hämodynamische Messungen, um die Konsistenz der Injektion und die Reproduzierbarkeit der Blutdruckmessung von Anfang bis Ende sicherzustellen.
In der Literatur wurde über Methoden zur intravenösen (IV) Injektion und Blutdruckmessung berichtet 5,6. Der Methodik fehlt es jedoch an visueller Illustration und detaillierter Beschreibung. Hier veranschaulichen wir die wichtigsten Schritte für eine erfolgreiche intravenöse Bolusinjektion und eine genaue Messung und Aufzeichnung des systemischen Blutdrucks und des Blutdrucks des rechten Ventrikels. Die hier vorgestellten Verfahren sind eine wichtige Ressource für Forscher, die sich für den intravenösen Weg der Verabreichungsplattform interessieren, um eine Behandlung für PAH zu entwickeln.

<table><tbody><tr><td>5-0 Prolene-Nahtpackung</td><td>Ethicon</td><td>8698G</td><td>für den Inzisionsverschluss</td></tr><tr><td>8-0 Nylon-Nahtpackung</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>T06A08N14-13</td><td>für die Ligatur</td></tr><tr><td>Anästhesie-Induktionskammer</td><td>VETEQUIP</td><td>#941444</td><td>Hält das Tier während der Anästhesieexposition</td></tr><tr><td>Katheter-Schnittstellenkabel PEC-4D</td><td>Millar</td><td></td><td>zum Verbinden des Millar Mikro-Tip-Katheters mit PCU-2000</td></tr><tr><td>Aktivkohle-Kanisterfilter</td><td>VETEQUIP</td><td>#931401</td><td>&nbsp; um beim Entfernen zu helfen&nbsp; Abfall-Anästhetikum&nbsp; Gase</td></tr><tr><td>Wattestäbchen</td><td>McKesson</td><td>24-106</td><td>zum Ausüben von Druck auf die Injektionsstelle, um Blutungen zu verhindern</td></tr><tr><td>Feine Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14059-11</td><td>Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Insulinspritze 28 G</td><td>EXEL</td><td>26027</td><td>für die intravenöse Injektion in die Halsvene</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>COVETRUS</td><td>#029405</td><td>für die Anästhesie von Mäusen</td></tr><tr><td>LabChart 8 Software</td><td>ADInstrukte</td><td></td><td>für die Datenanalyse</td></tr><tr><td>Mikro-Tip Druckkatheter SPR-1000 (1.0 F)</td><td>Millar</td><td></td><td>für invasive Blutdruckmessung</td></tr><tr><td>Nadel-25 G</td><td>BD</td><td>305124</td><td>für ein kleines Loch in einem</td></tr><tr><td>Gefäß Sauerstoffregler ProOx Sauerstoffsensor</td><td>BioSpherix</td><td>E702</td><td>für die Überwachung der Sauerstoffkonzentration</td></tr><tr><td>PCU-2000 Druckkontrolleinheit</td><td>Millar</td><td></td><td>für den Anschluss des Millar Mikro-Tip-Katheters an PowerLab 4/35</td></tr><tr><td>PowerLab 4/35</td><td>ADInstruments</td><td></td><td>for Data Acquisition. Der Prüfer muss das PowerLab 4/35 an einen persönlichen Laptop anschließen, der die LabChart 8-Software enthält, um zu arbeiten.</td></tr><tr><td>Prism 8</td><td>GraphPad</td><td></td><td>für Statistik und wissenschaftliche Grafik</td></tr><tr><td>Halbversiegelbare Hypoxiekammer</td><td>BioSpherix</td><td></td><td>, eine künstliche Umgebung, die die Bedingungen in großer Höhe für Tiere simuliert</td></tr><tr><td>Federschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15021-15</td><td>Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Pinzette Style 4</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>Wissenschaften 0302-4-PO</td><td>Chirurgische Werkzeuge</td></tr><tr><td>VasoRx-Verbindung 7C1/let-7 miRNA</td><td>VasoRx, Inc.</td><td>Los# B2-L-16Apr</td><td>IV Injektionsmasse</td></tr><tr><td>VIP 3000 Veterinär-Verdampfer</td><td>COLONIAL MEDICAL SUPPLY CO., INC.</td><td></td><td>für eine genaue Anästhesiedurchführung</td></tr></tbody></table>

multiple intravenöse bolusdosierung und invasive hämodynamische beurteilung in einem hypoxie-induzierten mausmodell für pulmonalarterielle hypertonie

Multiple Intravenous Bolus Dosing and Invasive Hemodynamic Assessment in a Hypoxia-Induced Mouse Pulmonary Artery Hypertension Model

Die pulmonale arterielle Hypertonie (PAH) ist eine fortschreitende lebensbedrohliche Erkrankung, die hauptsächlich kleine Lungenarteriolen der Lunge betrifft. Derzeit gibt es keine Heilung für PAH. Es ist wichtig, neue Verbindungen zu entdecken, die zur Behandlung von PAK eingesetzt werden können. Das Maus-Hypoxie-induzierte PAH-Modell ist ein weit verbreitetes Modell für die PAH-Forschung. Dieses Modell rekapituliert die klinischen Manifestationen der PAH-Gruppe 3 beim Menschen und ist ein wichtiges Forschungsinstrument, um die Wirksamkeit neuer experimenteller Therapien für PAH zu bewerten. Die Forschung mit diesem Modell erfordert häufig die Verabreichung von Verbindungen an Mäuse. Bei einer Verbindung, die direkt in den Blutkreislauf verabreicht werden muss, ist die Optimierung der intravenösen (IV) Verabreichung ein wichtiger Bestandteil der experimentellen Verfahren. Idealerweise sollte das IV-Injektionssystem mehrere Injektionen über einen festgelegten Zeitraum ermöglichen. Obwohl das Maus-Hypoxie-induzierte PAH-Modell in vielen Labors sehr beliebt ist, ist es technisch schwierig, in diesem Modell eine mehrfache IV-Bolusdosierung und eine invasive hämodynamische Beurteilung durchzuführen. In diesem Protokoll präsentieren wir Schritt-für-Schritt-Anleitungen zur Durchführung einer mehrfachen IV-Bolusdosierung über die Halsvene der Maus und zur Durchführung einer arteriellen und rechten Ventrikelkatheterisierung zur hämodynamischen Beurteilung im Maus-Hypoxie-induzierten PAH-Modell.

Anästhesie senkt oft den Blutdruck. Daher wurde eine minimale Dosis Anästhesie verwendet, um die Bewegungen als Reaktion auf einen schädlichen Reiz aufzuheben. Ein erfolgreicher rechtsventrikulärer Kammerzugang kann visualisiert werden, wenn sich die hämodynamische Wellenform in verschiedenen Regionen des Venensystems ändert (Abbildung 8).
In dieser Studie wurden die Mäuse nach dem Zufallsprinzip der normoxischen (21% O2) Gruppe (n = 10), der Hypoxiegru...

Dieses Protokoll bietet ein schrittweises Verfahren zur Durchführung der mehrfachen intravenösen Bolusdosisverabreichung und invasiven hämodynamischen Überwachung bei Mäusen. Forscher können dieses Protokoll für zukünftiges therapeutisches Wirkstoff-Screening auf pulmonalarterielle Hypertonie verwenden.

Multiple intravenöse Bolusdosierung und invasive hämodynamische Beurteilung in einem Hypoxie-induzierten Mausmodell für pulmonalarterielle Hypertonie

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, ...

Bei einer Verbindung, die direkt in den Blutkreislauf verabreicht werden muss, ist die Optimierung der intravenösen Verabreichung der Schlüsselteil des experimentellen Verfahrens. Unser detailliertes Protokoll enthält Schritt-für-Schritt-Anleitungen zur Durchführung einer mehrfachen intravenösen Bolusdosierung über die Halsvene der Maus und zur Durchführung von arteriellen und rechtsventrikulären Katheterisierungen für eine genaue hämodynamische Beurteilung des Maus-Hypoxie-Modells der pulmonalen arteriellen Hypertonie. Die hier vorgestellten Verfahren sind wichtige Ergebnisse für Forscher, die sich für die intravenöse Verabreichungsplattform interessieren, um eine Behandlung für primärarterielle Hypertonie zu entwickeln.Forscher können diese Jugularvenen-Bolus-Injektionsmethode für das Screening von Wirkstoffen zur Arzneimittelentwicklung in allen Mauskrankheitsmodellen verwenden. Eine erfolgreiche intravenöse Bolusinjektion und Blutdruckmessung erfordern viel Übung. Entfernen Sie zunächst die Maus aus der Anästhesiekammer.Legen Sie die betäubte Maus in Rückenlage auf eine Injektionsplattform unter einem Seziermikroskop. Halten Sie die Anästhesie über einen Nasenkegel mit 1,5 % Isofluran aufrecht und halten Sie die vier Beine vorsichtig mit Klebeband fest, um den Körper ruhig zu stellen. Schrubben Sie den Operationsbereich dreimal vorsichtig mit drei abwechselnden Runden Povidon-Jodlösung und 70% Ethanol.Nachdem Sie einen 0,5 Zentimeter langen Längsschnitt gemacht haben, verwenden Sie eine Pinzette, um den Muskel und das Fettgewebe zu trennen und die rechte äußere Halsvene zu lokalisieren. Führen Sie dann eine sterile 28G-Nadel in die Halsvene ein. Mit der Nadelfase nach oben.Drücken Sie langsam auf den Spritzenkolben, um die Verbindung in die Vene zu injizieren. Lassen Sie die Nadel weitere 10 Sekunden in der Vene, um einen Rückfluss zu verhindern. Entfernen Sie die Nadel und üben Sie mit einem Wattestäbchen Druck auf die Injektionsstelle aus, um Blutungen zu vermeiden.Vernähen Sie die Haut mit 5/0-Naht und legen Sie das Tier in einen Auffangkäfig, dessen Käfigboden mit einem Papiertuch ohne Einstreu bedeckt ist. Messen Sie zunächst den Abstand von der Kathetereinführstelle zur gewünschten Position der Katheterspitze. Markieren Sie zwei Katheterabstandsmarkierungen, um eine visuelle Anzeige der Einführtiefe zu erhalten, und tragen Sie die Veterinärsalbe direkt auf die Augenoberfläche der Mausaugen auf, um Trockenheit zu vermeiden.Legen Sie die Maus in Rückenlage auf eine Injektionsplattform unter einem Seziermikroskop. Nachdem Sie die Haut vom Unterkiefer bis zum Brustbein eingeschnitten haben, trennen Sie die Speicheldrüsen und legen Sie die Luftröhre frei. Geben Sie 0,5 Milliliter PBS in die Kavität, um die Entwicklung von Gefäßkrämpfen zu verlangsamen und gleichzeitig die Halsschlagader zu manipulieren.Isolieren Sie vorsichtig einen fünf Millimeter großen Abschnitt der rechten Halsschlagader, indem Sie ein weißes Stück Papier als Hintergrund unter das Gefäß legen. Mit einem 8-0 Naht, binden Sie einen dauerhaften Knoten, um das kraniale Ende des Gefäßes zu verschließen. Als nächstes binden Sie den ersten losen Knoten, um den Blutfluss aus der Aorta vorübergehend zu verschließen.Binde dann den zweiten losen Knoten zwischen den ersten beiden Nähten. Machen Sie mit einer 25G-Nadel ein kleines Loch, das groß genug ist, um den Katheter in einer Linie mit dem Gefäß zwischen dem permanenten und dem zweiten losen Knoten zu führen. Halten Sie den Katheter 1,5 Zoll von der Spitze entfernt und führen Sie die Spitze des Katheters vorsichtig durch das Loch der Arterie ein.Ziehen Sie den zweiten losen Knoten um den Katheter und das Gefäß fest, der noch den Durchgang des Katheters ermöglicht. Lösen Sie vorsichtig den ersten losen Knoten. Führen Sie den Katheter gemäß der Markierung auf dem Katheter weiter in Richtung der aufsteigenden Aorta ein, bis die Druckanalyse ein arterielles Blutdruckprofil zeigt.Erfassen Sie systemische Blutdruckdaten mit dem Datenerfassungssystem und der Software. Lösen Sie den mittleren Nahtknoten, damit der Katheter herausgezogen werden kann. Befestigen Sie dann den ersten losen Knoten, um Blutungen zu verhindern, und ziehen Sie den Katheter aus der Halsschlagader.Isolieren Sie die rechte äußere Halsvene vorsichtig vom umgebenden Bindegewebe. Mit einem 8-0 Nähen, alle kleinen Äste ligieren und einen dauerhaften Knoten binden, um das kraniale Ende des Gefäßes zu verschließen. Binden Sie dann einen losen Knoten am kaudalen Ende des Gefäßes.Verwenden Sie eine 25G-Nadel, um ein kleines Loch in der Nähe des permanenten Knotens zu bohren. Halten Sie den Katheter fest und führen Sie den Katheter in den Venenschnitt ein Und ziehen Sie den Schwanzknoten um den Katheter und das Gefäß fest. Schieben Sie den Katheter langsam in das rechte Herz.Überwachen Sie die Tiefe der Katheterspitze anhand der Kathetermarkierung. Beurteilen Sie die Position der Katheterspitze anhand der Druckwellenverfolgung in der Software. Wenn sich die Katheterspitze im rechten Ventrikel befindet, zeigt der Monitor eine typische rechtsventrikuläre systolische Druckverfolgung an.Halten Sie den Katheter stabil und sammeln Sie die Daten fünf Minuten lang. Ziehen Sie nach Abschluss der Aufzeichnung den Katheter vorsichtig heraus und beobachten Sie, dass keine Druckaufzeichnung erfolgt. Binden Sie den Schwanzknoten um das Gefäß.Legen Sie den Katheter wieder in die PBS-Lösung. Während der Katheterisierung des rechten Ventrikels in einer normoxiekontrollierten C57-Black-Six-Maus wurde ein erfolgreicher rechtsventrikulärer Kammerzugang erzielt, wie die Veränderung der hämodynamischen Wellenform in verschiedenen Regionen des Venensystems zeigt. Der systemische Blutdruck und der rechtsventrikuläre systolische Druck wurden bei einer Maus mit geschlossener Brust vier Wochen nach Exposition gegenüber Hypoxie oder Normoxie gemessen.Im Vergleich zur Normoxie-Gruppe war der rechtsventrikuläre systolische Druck in der Hypoxie-Gruppe signifikant erhöht. Die Behandlung mit 7C1/let-7 microRNA-Verbindung führte zu einem signifikant verringerten rechtsventrikulären systolischen Druck im Vergleich zur Hypoxiegruppe, während sich der systemische Blutdruck in keiner Gruppe änderte. Die Beurteilung des systolischen Drucks des roten Ventrikels bei Mäusen mit geschlossenem Brustkorb ist aufgrund der komplexen Anatomie des roten Ventrikels eine Herausforderung.Die Untersucher sollten längere und wiederholte Versuche einer Katheterisierung des roten Ventrikels vermeiden. Unser Jugular- und Bolus-Dosierverfahren kann für das Screening von Wirkstoffen in der Arzneimittelentwicklung in allen Mauskrankheitsmodellen verwendet werden. Wir können die IV-Wurzel der Verabreichungsplattform verwenden, um eine Behandlung für pulmonalarterielle Hypertonie zu entwickeln.

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Forschung

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Medizin

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Replikation eines thrombotischen Schlaganfalls in einem Mausmodell, indem die rechte Arteria carotis communis blockiert und die Maus einer sauerstoffarmen Umgebung ausgesetzt wird. Dieser Prozess reduziert den Blut- und Sauerstofffluss zum Gehirn, was zur Bildung von Blutgerinnseln und Hirnschäden führt.

Induktion eines thrombotischen Schlaganfalls durch Hypoxie und Ischämie im Mausmodell

Dieser Artikel enthält ein Protokoll für die echokardiographische Beurteilung der Rechtsherzgröße und Lungenhochdruck bei Mäusen. Die Anwendungen umfassen Phänotyp Bestimmung und Serienbewertung in transgenen und Toxin-induzierten Maus-Modellen der Kardiomyopathie und Lungengefäßerkrankung.

Echokardiographische Beurteilung des rechten Herzens bei Mäusen

Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

Pulmonale arterielle Hypertonie (PAH) ist eine Erkrankung der Lungenarteriolen, die zu deren Obliteration und der Entwicklung eines rechtsventrikulären Versagens führt. Nagetiermodelle der PAH sind entscheidend für das Verständnis der Pathophysiologie der PAH. Hier zeigen wir die hämodynamische Charakterisierung mit Rechtsherzkatheterisierung und Echokardiographie bei Maus und Ratte.

Hämodynamische Charakterisierung von Nagetiermodellen von pulmonaler arterieller Hypertonie

Dieses Papier beschreibt die kardiopulmonalen Bypass bei Mäusen durchführen. Dieses neue Modell erleichtert die Untersuchung der molekularen Mechanismen Organschäden.

Kardiopulmonalen Bypass in einem Mausmodell: ein neuer Ansatz

Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll für invasive Messungen der hämodynamischen Parameter einschließlich Portal Druck, splanchnic Blutfluss und systemischen Hämodynamik um das Portal Hypertensive Syndrom bei Ratten zu charakterisieren.

Invasive hämodynamische Charakterisierung des Portal-hypertensiven Syndroms in zirrhotischen Ratten

Wir präsentieren Ihnen ein Protokoll rechtsventrikuläre Dysfunktion durch Induktion ARDS in ein Schwein-Modell zu schaffen. Wir demonstrieren, invasives monitoring von links und rechts, ventrikuläre Herzzeitvolumen mit Flow in der Aorta und der Lungenarterie sowie Blutdruckmessungen in der Aorta und Lungenarterie Sonden.

Invasiven hämodynamischen Monitoring der Aorten- und pulmonale Arterie Hämodynamik in einem großen Tier Modell des ARDS

Wir stellen ein Protokoll vor, um eine akute Rechtsherzinsuffizienz in einem großen Tiermodell mit chronischer pulmonaler Hypertonie zu induzieren und zu phänotypisieren. Dieses Modell kann verwendet werden, um therapeutische Interventionen zu testen, Rechtsherzmetriken zu entwickeln oder das Verständnis der Pathophysiologie der akuten Rechtsherzinsuffizienz zu verbessern.

Induktion und Phänotypisierung der akuten Rechtsherzinsuffizienz in einem Großtiermodell der chronischen thromboembolischen pulmonalen Hypertonie

Hier präsentieren wir ein Protokoll beschreibt die Technik der Veno-venöse extrakorporalen Membran Sauerstoffanreicherung (ECMO) in einem nicht intubiert, spontan atmen Maus. Diese Mausmodell der ECMO kann effektiv in experimentellen Studien von akuten und terminaler Lungenerkrankungen implementiert werden.

VENO-venöse extrakorporalen Membran Sauerstoffversorgung in eine Maus

Dieses Protokoll beschreibt die Induktion von pulmonaler Hypertonie (PH) bei Mäusen basierend auf der Exposition gegenüber Hypoxie und der Injektion eines VEGF-Rezeptor-Antagonisten. Die Tiere entwickeln 3 Wochen nach Beginn des Protokolls eine PH- und rechtsventrikuläre (RV) Hypertrophie. Die funktionale und morphometrische Charakterisierung des Modells wird ebenfalls dargestellt.

Induktion und Charakterisierung der pulmonalen Hypertonie bei Mäusen mit dem Hypoxia/SU5416-Modell

Hier stellen wir ein Protokoll zur Durchführung einer invasiven hämodynamischen Beurteilung der rechten Herzkammer und der Lungenarterie bei Mäusen unter Verwendung eines Ansatzes für eine Operation in der offenen Brust vor.

Invasive hämodynamische Beurteilung des rechten ventrikulären Systems und Hypoxie-induzierte pulmonale arterielle Hypertonie bei Mäusen

Lernen Sie die multiple intravenöse Bolusdosierung und invasive hämodynamische Beurteilung in einem Hypoxie-induzierten Mausmodell für pulmonalarterielle Hypertonie. Diese Methode unterstützt die Arzneimittelentwicklung.

Multiple intravenöse Bolusdosierung und invasive hämodynamische Beurteilung in einem Hypoxie-induzierten Mausmodell für pulmonalarterielle Hypertonie (Video) | JoVE Journal

Multiple intravenöse Bolusdosierung und invasive hämodynamische Beurteilung in einem Hypoxie-induzierten Mausmodell für pulmonalarterielle Hypertonie

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