Name: Chirurgischer Ansatz, Herausforderungen und Lösungen für die Uterustransplantation bei Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-04-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: Erfahren Sie die komplexe Mikrochirurgie der rechten Uterustransplantation bei Ratten. Dieses Protokoll verbessert die Lebendgeburtenrate und etabliert die Methode für die Forschung.

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Diese Studie wurde vom Schweizerischen Nationalfonds unterstützt (Projektbeitrag Nr. 310030_192736). Wir danken Dr. Frauke Seehusen vom Institut für Veterinärpathologie der Universität Zürich für ihre histopathologische Unterstützung.

Alle Tierversuche wurden nach der schweizerischen Tierschutzverordnung durchgeführt und vom Veterinäramt Zürich (Nr. 225/2019) bewilligt, um die menschliche Versorgung zu gewährleisten. Weibliche reine Lewis-Ratten (Körpergewicht 170-200 g) und weibliche jungfräuliche Braune Norwegenratten (170-200 g) wurden als Gebärmutterspender/-empfänger verwendet, während männliche Lewis-Ratten (300-320 g) für die Paarung verwendet wurden. Die Ratten waren zwischen 12 und 15 Monate alt. Die Tiere stammten aus kommerziellen Quellen (siehe Materialtabelle) und wurden unter kontrollierten Bedingungen und in einer angereicherten Umgebung mit freiem Zugang zu Wasser und Standardfutter gehalten.
1. Entnahme der Gebärmutter
HINWEIS: Einzelheiten zum Verfahren entnehmen Sie bitte den bereits veröffentlichten Berichten12,13,15.
<ol><li>In einem geschlossenen Plexiglasbehälter (14 cm x 25 cm x 13 cm) für 1-2 min eine Anästhesie mit Isofluran und Sauerstoff einleiten (5 Vol.-% Isofluran inO2).<ol><li>Buprenorphin 30 min vor der Operation subkutan (0,05 mg/kg) und Bupivacain (0,5%, 8 mg/kg) subkutan im Bereich des geplanten Bauchschnitts verabreichen.</li>
		<li>Rasieren Sie die gesamte Bauchhaut der Ratte mit einem Elektrorasierer.</li>
		<li>Verwenden Sie Klebebänder, um das Tier während der Operation auf einer Heizplatte zu fixieren. Tragen Sie Augensalbe auf beide Augen auf.</li>
		<li>Halten Sie die Anästhesie während des Eingriffs mit 2-4 Vol.-% Isofluran im Sauerstoff durch kontinuierliche Verabreichung durch einen kleinen Nasenkegel aufrecht.</li>
		<li>Überwachen Sie die Anästhesietiefe anhand klinischer Parameter ohne spezielle Hilfsmittel (Atemfrequenz von ~70-120/min - ein langsamer Ratenabfall von 50 % ist während der Anästhesie akzeptabel; Überprüfung der Anästhesietiefe mit Zehenquetschung; Farbe der Schleimhäute sollte rosa sein, nicht blau oder grau)16, und passen Sie die Isoflurankonzentration entsprechend an. HINWEIS: Optional: Eine häufige Überwachung der Atmung während der Operation ist mit Hilfe eines Assistenten möglich.</li>
		<li>Bestätigen Sie die Narkosetiefe, indem Sie einen Zehenkneifen durchführen.</li>
		<li>Reinigen Sie die Bauchhaut in kreisenden Bewegungen mit drei abwechselnden Tupfern einer antiseptischen Lösung und 70% Alkohol. Trocknen lassen.</li>
		<li>Legen Sie ein steriles Abdecktuch (siehe Materialtabelle) mit einem Bauchfenster über das Tier.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie eine mediane Laparotomie durch.<ol><li>Öffnen Sie den Abdomen über einen 6-8 cm langen Schnitt in der Mittellinie, beginnend 0,5 cm unterhalb des Xiphisternums in Richtung Hypogastrium. Verwenden Sie ein Skalpell Nr. 10 für den Hautschnitt und eine kleine scharfe Schere für den Linea alba-Schnitt. Schädigen Sie weder die Leber noch die Blase.</li>
		<li>Bewegen Sie den Darm mit Wattestäbchen außerhalb der Bauchhöhle, bedecken Sie ihn vorsichtig mit einer mit steriler Kochsalzlösung angefeuchteten Gaze und schützen Sie ihn zur besseren Isolierung mit einer sterilen Plastiktüte.</li>
		<li>Setzen Sie Retraktoren oder Clips (siehe Materialtabelle) an den linken und rechten Bauchwandordnern ein, um den Bauchmuskel beiseite und den Bauch offen zu halten, um einen optimalen Zugang und eine optimale Sicht auf die Gebärmutter und die zugehörigen Gefäße zu erhalten. Befestigen Sie die Clips/Retraktoren mit Klebebändern.</li>
		<li>Tragen Sie vorgewärmte Kochsalzlösung auf, um den Operationsbereich und den Darm feucht zu halten und ein Austrocknen der Eingeweide zu vermeiden.</li>
	</ol></li>
	<li>Entnehmen Sie das rechte Gebärmutterhorn mit der gemeinsamen Gebärmutterhöhle und dem Gebärmutterhals sowie den Gefäßstielen, einschließlich der rechten Gebärmutter, der inneren und der gemeinsamen Beckengefäße.<ol><li>Ligatieren (4/0 Polyglactin; siehe Materialtabelle), verätzen und durchtrennen Sie das linke Gebärmutterhorn neben der Verzweigung aus der gemeinsamen Gebärmutterhöhle.</li>
		<li>Entfernen Sie überschüssiges Fett, das die Gebärmutter und die Vagina umgibt. Anmerkungen: Halten Sie das Fett um das Gebärmutter-Gefäß-System herum.</li>
		<li>Präparieren Sie die Blase an ihrem Ansatz am Gebärmutterhals mit Verätzung aller drainierenden und versorgenden Blasengefäße. Halten Sie während der Kauterisation einen ausreichenden Abstand zwischen dem Gebärmutterhals und der Vagina ein, um eine unnötige Verätzung dieser beiden Strukturen zu vermeiden. Andernfalls steigt das Risiko einer Transplantatnekrose. HINWEIS: Die meisten chirurgischen Eingriffe sollten die Blase betreffen. Ziehen Sie die Blase mit einer Gefäßklemme ein oder ziehen Sie sie nach kaudal (siehe Materialtabelle), um eine bessere Sicht auf die Excavatio vesicouterina zu erhalten.</li>
		<li>Kauterisieren und durchtrennen Sie die absteigenden Gebärmuttergefäße auf Höhe des Harnleiters so distal wie möglich zum Gebärmutterhals. Anmerkungen: Halten Sie die Mikrozirkulation um die Vagina und den Gebärmutterhals während der Teilung so weit wie möglich aufrecht.</li>
		<li>Trennen Sie den zervikalen/vaginalen Teil des zukünftigen Transplantats von der rektalen Befestigung und den paravaginalen und parazervikalen Bändern. HINWEIS: Vermeiden Sie jegliche Kauterisation an der transplantierten Vagina.</li>
		<li>Präparieren Sie die Vagina vorsichtig durch Diathermie um 2-3 mm kaudal des Gebärmutterhalses. HINWEIS: Im Vaginallumen sind keine Zotten (Gebärmutterhals) sichtbar.</li>
		<li>Lokalisieren Sie sowohl die Gebärmutterarterie als auch die Gebärmuttervene an ihren Ursprüngen. Ligate (Polyamid 8/0; siehe Materialtabelle), verätzen und durchtrennen die Gesäßgefäße und alle Gefäße kaudal der Gebärmuttergefäße. HINWEIS: Eine direkte Ligatur der Vena iliaca communis caudal zur Vena uterus ist in der Regel möglich.</li>
		<li>Durch stumpfe Dissektion werden die gemeinsamen Beckengefäße voneinander befreit, von der Gabelung der Aorta und der Hohlvene bis hin zur Teilung der Gebärmuttergefäße. HINWEIS: Man kann einen besseren chirurgischen Zugang zu diesem Bereich erhalten, indem man ein oder zwei benachbarte Lymphknoten entfernt.</li>
		<li>Das rechte Gebärmutterhorn wird 3 mm vom Eileiter entfernt, nachdem der utero-ovarielle Pedikel auf gleicher Höhe verätzt wurde. Dies ermöglicht eine Anastomose des transplantierten Gebärmutterhorns in den oberen Teil des Empfänger-Gebärmutterhorns.</li>
		<li>Platzieren Sie die Ligaturen (8/0 Polyamid) direkt um die rechte Arteria iliaca communis und Vene communis, proximal zu den Aorten- und Kavalbifurkationen. Machen Sie einen kleinen Schnitt (0,5-1 mm) in die rechte Arteria iliaca communis neben der Bifurkation und führen Sie eine gebogene, stumpfe 30-G-Nadel oder eine gerade, stumpfe 25-G-Nadel in das Lumen ein (zum Spülen). Befestigen Sie es mit einer Ligatur (6/0 Polyamid). HINWEIS: Eine weitere Möglichkeit ist die zusätzliche Sicherung mit einer Bulldog-Klemme, um ein Verschieben der Nadel und/oder des Gefäßes zu vermeiden.</li>
		<li>Präparieren Sie die Vena iliaca communis kaudal der Ligatur an der rechten Vena iliaca communis, um den Abfluss während der Spülung zu ermöglichen.</li>
	</ol></li>
	<li>Spülen Sie das Transplantat aus, indem Sie die folgenden Schritte ausführen.<ol><li>Spülen Sie den Uterus manuell mit 3-ml-Spritzen mit ca. 9 ml kalter Ringer-Lösung (RHX: Ringer ergänzt mit 50 I.E./ml Heparin und 0,4 mg/ml Xylazin) bei einer Flussrate von 6 ml/min. Spülen Sie erneut mit 6 ml Organkonservierungslösung, ergänzt mit Heparin (50 I.E./ml) und Xylazin (0,4 mg/ml) (siehe Materialtabelle). Anmerkungen: Vermeiden Sie einen hohen Spüldruck und achten Sie auf die richtige Platzierung der Nadeln.</li>
		<li>Entfernen Sie das Transplantat, wenn das Gebärmuttergewebe blass geworden ist. Durchtrennen Sie die Arteria iliaca communis kaudal der Ligatur an der Bifurkation der Bauchaorta.</li>
	</ol></li>
	<li>Legen Sie das Transplantat in gekühlte Organkonservierungslösung (4 °C), um es vor der Transplantation vorzubereiten und zu lagern.</li>
	<li>Nach der Entnahme des Transplantats wird das Tier euthanasiert, indem Sie zuerst die Isofluraneinstellung auf Maximum stellen und dann einen bilateralen Pneumothorax mit anschließender Ausblutung induzieren17.</li>
</ol>2. Syngene Gebärmuttertransplantation
HINWEIS: Einzelheiten zum Verfahren entnehmen Sie bitte den bereits veröffentlichten Berichten12,13,15.
<ol><li>Induzieren Sie eine Anästhesie und bereiten Sie das Tier wie in Schritt 1.1 beschrieben vor.<ol><li>30 Minuten vor der Operation ist eine wirksame Analgesie (wie in Schritt 1.1.1 beschrieben) und 200 I.E./kg hochmolekulares Heparin zu verabreichen.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie eine mediane Laparotomie durch.<ol><li>Öffnen Sie den Abdomen über einen 6-8 cm langen Mittellinienschnitt, der 0,5 cm unterhalb des Xiphisternums in Richtung Hypogastrium beginnt. Verwenden Sie ein Skalpell Nr. 10 für den Hautschnitt und eine kleine scharfe Schere für den Linea alba-Schnitt. Schädigen Sie nicht die Leber und die Blase.</li>
		<li>Bewegen Sie den Dünndarm mit Wattestäbchen aus der Bauchhöhle, wickeln Sie ihn mit einer sterilen, angefeuchteten Gaze ein und decken Sie ihn zur besseren Isolierung mit einer sterilen Plastiktüte ab.</li>
		<li>Setzen Sie Retraktoren oder Clips an den linken und rechten Bauchwandordnern ein, um den Bauchmuskel beiseite und den Bauch offen zu halten, um einen optimalen Zugang und eine optimale Sichtbarkeit der Gebärmutter und der zugehörigen Gefäße zu erhalten. Befestigen Sie die Clips/Retraktoren mit Klebebändern.</li>
		<li>Tragen Sie vorgewärmte Kochsalzlösung auf, um den Operationsbereich und den Darm feucht zu halten und ein Austrocknen der Eingeweide zu vermeiden.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie eine Hysterektomie mit Dissektion und Mobilisation des oberen Drittels der Vagina aus dem Rektum und der Blase durch.<ol><li>Kauterisieren Sie die Mikrogefäße um die Gebärmutter, den Gebärmutterhals und die Vagina. Schneiden Sie die Gebärmutter ab und trennen Sie sie von den umgebenden Strukturen in der Nähe des Organs, um die Mikrozirkulation der Gebärmutter zu schützen.</li>
		<li>Entfernen Sie Fettgewebe aus der Umgebung.</li>
		<li>Amputieren Sie das linke Horn durch Kauterisation. Bewahren Sie auf der rechten Seite ein 7-8 mm großes Segment des oberen Teils der Gebärmutter für eine spätere Anastomose des Gebärmuttertransplantats auf.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie eine Gebärmuttertransplantation durch.<ol><li>Mobilisieren und trennen Sie die rechten gemeinsamen Beckengefäße, vom Ursprung der Gebärmuttergefäße bis zur Aorten-/Kavalverzweigung.</li>
		<li>Positionieren Sie das Transplantat in der Bauchhöhle. Wickeln Sie das Transplantat in eine Gaze, die in kalter Organkonservierungslösung getränkt ist. HINWEIS: Das Transplantat muss während der Anastomose kalt gehalten werden.</li>
		<li>Platzieren Sie atraumatische Gefäßklemmen auf jeder Seite der rechten Beckenvene communis und rahmen Sie die zukünftige Anastomosenstelle ein. Anmerkungen: Senken Sie die Anästhesie auf 1-1,5 Vol.-% Isofluran, um sich an die plötzliche Abnahme der Herzvorbelastung und die daraus resultierende Hypotonie anzupassen.</li>
		<li>Schneiden Sie einen Schlitz, der etwas größer als die Öffnung der Transplantatvene ist, in die Vena iliaca communis.</li>
		<li>Positionieren Sie die Vene des Transplantats.</li>
		<li>Platzieren Sie eine Haltenaht (10/0 Polyamid; siehe Materialtabelle) in jede Ecke des Schlitzes an der rechten Beckenvene communis. HINWEIS: Halten Sie den Nahtknoten an der Schwanzecke locker, um eine bessere Anpassung zu erzielen und Schnüreffekte zu vermeiden.</li>
		<li>Spülen Sie den Anastomosenbereich während des Eingriffs regelmäßig mit gekühltem RHX, um Thrombosen vorzubeugen.</li>
		<li>Anastomosieren Sie eine Seite der Transplantatvene mit sechs bis acht Schlaufen einer durchgehenden Naht in die Vene des Empfängers (Abbildung 1). HINWEIS: Beginnen Sie mit der kranialen Haltenaht (10/0 Polyamid) und anastomosieren Sie zuerst den einströmenden Teil der Gefäße.</li>
		<li>Anastomosieren Sie die andere Seite des Gefäßes auf die gleiche Weise, diesmal von außen beginnend.</li>
		<li>Binden Sie einen Knoten an der kranialen Haltenaht und dann einen an der kaudalen Haltenaht (10/0 Polyamid), nachdem Sie die Anastomosen auf beiden Seiten beendet haben. Anmerkungen: Ziehen Sie die durchgehenden Nähte nur so weit wie nötig an, um Taschenfadeneffekte zu vermeiden.</li>
		<li>Platzieren Sie atraumatische Gefäßklemmen auf jeder Seite der rechten Arteria iliaca communis und rahmen Sie die zukünftige Anastomosenstelle ein.</li>
		<li>Führen Sie die arterielle Anastomose (Arteria iliaca communis [RCIA] über 8-10 Schlaufen mit unterbrochenen Nähten (10/0 Polyamid) durch. HINWEIS: Unterbrochene Nähte sind leichter zu kontrollieren als kontinuierliche Nähte (optional bei der "Fischmaul"-Technik)18. Das ständige Spülen des Anastomosenbereichs mit gekühltem RHX während des Eingriffs hilft, Thrombosen vorzubeugen. Wenn Sie kontinuierliche Nähte verwenden, führen Sie diesen Schritt analog zur venösen Anastomose durch.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie eine Transplantatreperfusion durch.<ol><li>Wenn beide Anastomosenstellen offen erscheinen und die Blutung gestoppt ist, lösen Sie die Gefäßklemmen an den Transplantatgefäßen (Abbildung 2).</li>
		<li>Untersuchen Sie das Transplantat auf Anzeichen einer Reperfusion, wie z. B. Rötung, Füllung der Vene oder Pulsation in der Transplantatarterie.</li>
		<li>Verbinden Sie die Vaginalmanschette des Transplantats mit dem Vaginalgewölbe der Empfängerin, indem Sie sechs bis sieben intraluminale (6/0 Polyglactin) unterbrochene Nähte verwenden. Anmerkungen: Beginnen Sie zuerst mit einer einzelnen Naht an der 12-Uhr-Position und platzieren Sie die nächsten an der 10- und 1-Uhr-Position. Die beiden Nähte an der 9- und 3-Uhr-Position sollten nach den Nähten in der ersten Reihe19,20 gebunden werden.</li>
		<li>Anastomosieren Sie das transplantierte Uterushorn mit fünf bis sieben unterbrochenen Nähten (7/0 Polyamid) von Anfang bis Ende zum verbleibenden kranialen Uterussegment der Empfängerin. Anmerkungen: Nähen Sie nicht durch das Lumen.</li>
	</ol></li>
	<li>Verschließen Sie den Bauch mit einer kontinuierlichen Naht. Verwenden Sie 4/0 Polyglactin zum Nähen der Muskelschicht und 6/0 Polyamid oder chirurgische Wundclips für die Haut.</li>
	<li>Lassen Sie das Tier nach Abschluss der Transplantation in einem beheizten Käfig erholen. Bleiben Sie bei dem Tier, bis es die Fähigkeit zum Liegen des Brustbeins wiedererlangt hat, und behalten Sie die Einzelhaltung bei, bis es sich vollständig erholt hat. Führen Sie eine psoopertaive Analgesiebehandlung durch subkutane Verabreichung von Buprenorphin (0,05 mg/kg) und geeignetem NSAR durch, jedoch nicht vor 4-8 Stunden nach der ersten Dosis der Anästhesie. Versorgen Sie drei Tage nach der Operation kontinuierlich mit Buprenorphin über Trinkwasser (1 mg/kg, oral, 5 ml Buprenorphin in 160 ml Trinkwasser (0,3 mg/ml)).</li>
	<li>Die Hautnaht wird 10-14 Tage nach der Chirurgie entfernt.</li>
</ol>

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<li>Tilney, N. L., Guttmann, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+initial+ischemia%2Freperfusion+injury+on+the+transplanted+kidney%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Effects of initial ischemia/reperfusion injury on the transplanted kidney.</a> Transplantation. 64 (7), 945-947 (1997).</li>
<li>de Rougemont, O., Dutkowski, P., Clavien, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+modulation+of+liver+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Organ+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Biological modulation of liver ischemia-reperfusion injury.</a> Current Opinion in Organ Transplantation. 15 (2), 183-189 (2010).</li>
<li>Jakubauskiene, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relaxin+and+erythropoietin+significantly+reduce+uterine+tissue+damage+during+experimental+ischemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Relaxin and erythropoietin significantly reduce uterine tissue damage during experimental ischemia-reperfusion injury.</a> International Journal of Molecular Sciences. 23 (13), 7120(2022).</li>
<li>Wang, Y., Wu, Y., Peng, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resveratrol+inhibits+the+inflammatory+response+and+oxidative+stress+induced+by+uterine+ischemia+reperfusion+injury+by+activating+PI3K-AKT+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Resveratrol inhibits the inflammatory response and oxidative stress induced by uterine ischemia reperfusion injury by activating PI3K-AKT pathway.</a> PLoS One. 17 (6), 0266961(2022).</li>
<li>Kisu, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risks+for+donors+in+uterus+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Reproductive+Sciences%22%5BJournal%5D)">Risks for donors in uterus transplantation.</a> Reproductive Sciences. 20 (12), 1406-1415 (2013).</li>
<li>Jones, B. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uterine+transplantation+in+transgender+women%5BTitle%5D)+AND+%22BJOG%3A+an+International+Journal+of+Obstetrics+and+Gynaecology%22%5BJournal%5D)">Uterine transplantation in transgender women.</a> BJOG: an International Journal of Obstetrics and Gynaecology. 126 (2), 152-156 (2019).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.

Das hier vorgestellte Protokoll bietet detaillierte Anweisungen für das chirurgische Vorgehen bei der Uterustransplantation bei Ratten. Das Protokoll wurde optimiert, um die Wahrscheinlichkeit von Lebendgeburten nach UTx und anschließender Paarung zu erhöhen. Das ursprüngliche Protokoll wurde von der Brännström-Gruppeübernommen 12,13, inspiriert von der Mausarbeit von Akouri et al.10, und auf der Grundlage der Erfahrungen der Autoren in de...

Die Uterustransplantation (UTx) ist eine neuartige Behandlung der absoluten Uterusfaktor-Unfruchtbarkeit (AUFI). AUFI resultiert aus einem Fehlen (angeboren oder erworben) oder einer Fehlbildung der Gebärmutter und betrifft 3%-5% der Frauen weltweit1. Ethische, rechtliche oder religiöse Gründe schließen eine Adoption oder Leihmutterschaft für viele Frauen aus, die den Wunsch nach Mutterschaft haben, aber unter AUFI2 leiden. Für diese Frauen bleibt UTx die einzige Möglichkeit, eine eigene Familie zu gründen. UTx wurde in der Klinik eingesetzt, wenn auch mit gemischtem Erfolg; Das Verfahren ist technisch anspruchsvoll und bedarf einer stetigen Verbesserung für die klinische Etablierung.
Im Jahr 2014 wurde die erste Transplantation einer Gebärmutter von einer Lebendspenderin (LD), die zu einer erfolgreichen Schwangerschaft führte, von der schwedischen Pioniergruppe von Brännström3 durchgeführt. Die erste Geburt nach UTx von einem verstorbenen Spender (DD) wurde 2016 in Brasilien gemeldet4. Bis 2021 wurden weltweit mehr als 80 UTxs durchgeführt, jedoch mit einer Erfolgsquote von etwa 50 % und mit Transplantaten, die für die Mehrheit von LD stammen1.
Obwohl nicht lebensrettend, ist UTx ein immer beliebteres Verfahren, um die Wünsche nach eigenen Nachkommen zu erfüllen. Daher steigt die Nachfrage nach Transplantaten, was die DD-Spende in den Fokus der Zukunft rückt. Die DD-Spende ist jedoch aufgrund wesentlich längerer kalter (und im Falle des Herztodes auch warmer) ischämischer Exposition kompliziert, was das Risiko einer Transplantatdysfunktion und Abstoßung erhöht 5,6. Die Operationstechnik, die anspruchsvolle Kompatibilitätsanpassung und die damit verbundene Immunsuppression sind nach wie vor kritische Punkte in Bezug auf UTx-Ergebnisse7.
Um die oben genannten Risiken in der Klinik zu managen, werden geeignete Tiermodelle zur Erforschung von Ischämie und Immunsuppression benötigt. Der klinisch relevanteste Endpunkt für Tiermodelle ist nach wie vor die erfolgreiche Geburt; Bisher wurden Trächtigkeiten nach experimenteller UTx bei Mäusen, Ratten, Schafen, Kaninchen und Cynomolgus-Affen erreicht8. Während größere Tiere prädestiniert sind, sich Operationstechniken anzueignen und zu optimieren, haben Nagetiere den entscheidenden Vorteil einer kurzen Tragzeit. Daher sind Nagetiermodelle in praktischer, finanzieller und ethischer Hinsicht überlegen9. Die größte Herausforderung von UTx bei Mäusen ist jedoch die kleine Anatomie, wobei die sehr anspruchsvolle Operation mit der geringen Reproduzierbarkeit von murinem UTx10 verbunden ist. Im Gegensatz dazu sind Ratten chirurgisch besser zugänglich und behalten die Vorteile einer kurzen Tragzeit. Damit ist die Ratte zum Modell der Wahl für UTx9 geworden. Wranning et al. führten 2008 das Rattenmodell der orthotopen UTx ein, und unter Verwendung dieses Modells wurde die erste Lebendgeburt nach UTx und natürlicher Paarung berichtet11,12,13. Nachfolgende Studien haben entscheidende Beiträge zur Implementierung von UTx beim Menschen geleistet9.
Nichtsdestotrotz bleibt UTx bei Ratten eine Herausforderung, und nur wenige Gruppen beherrschen diese Operationstechnik bisher. Ein relevantes Hemmnis für die Verbreitung von Ratten-UTx unter den Forschern ist das Fehlen einer genauen Beschreibung der einzelnen mikrochirurgischen Schritte, der Fallstricke und der entsprechenden Maßnahmen zur Fehlerbehebung14. Ziel dieses Protokolls ist es, einen detaillierten Leitfaden für dieses hochkomplexe mikrochirurgische Verfahren bereitzustellen, um die Implementierung dieses Tiermodells in die zukünftige Forschung zu erleichtern.

<table><tbody><tr><td>Zur Seite abgewinkelte Schere 5 mm</td><td>F.S.T</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Große Büroklammer</td><td>Nein spezifisch</td><td></td><td>Wird als Retraktor</td></tr><tr><td>verwendet stumpfe Biegenadel G30</td><td>Unimed S.A.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bupivacain 0,5%</td> <td>Sintetica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphin 0,3 mg/ml</td><td>Temgesic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dosiernadel G25</td><td>H.SIGRIST& PARTNER AG</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5SF Pinzette</td><td>F.S.T</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon 10/0</td><td>Ethicon</td><td>2810G</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon 6/0</td><td>Ethicon</td><td>667H</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon 7/0 Ethicon</td><td></td><td>EH7446H</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon 8/0</td><td>Ethicon</td><td>2808G</td><td></td></tr><tr><td>Femal Brown Norway Rats (150-170 g)</td><td>Janvier</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Femal Lewis Rats (150-170 g)</td><td>Charles River Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere - Scharf</td><td>F.S.T</td><td>14060-09</td><td>Jede andere kleine Schere funktioniert auch</td></tr><tr><td>Halsey Micro Needle Holder</td><td>F.S.T</td><td>12500-12</td><td>Jeder andere kleine Halter funktioniert zu</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25000 I.E./ 5 mL</td><td>B. Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Institute Georges Lopez Perfusionslösung ( IGL)</td><td>Institut Georges Lopez</td><td></td><td>Lösung zur Organerhaltung&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Männliche Lewis-Ratten (300-320 g)</td><td>Charles River Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefines 13 mm</td><td>F.S.T</td><td>18055-04&nbsp; &nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefines 16 mm gebogen</td><td>F.S.T</td><td>18055-06</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Serrefine Clamp Applikator mit Lock&nbsp; &nbsp;</td><td>F.S.T</td><td>18056-14&nbsp; &nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>M&ouml; lnlyncke op towel</td><td>m&ouml; lnlyncke</td><td>800300</td><td>Steriltuch</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>B.Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Octenisept</td><td>Sch&uuml; lke</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Papierklebeband</td><td>Tesa</td><td></td><td>Zum Fixieren des Tieres</td></tr><tr><td>Philips Avent Schneller Flaschenw&auml; rmer SCF358/02</td><td>Philips</td><td>12824216</td><td></td></tr><tr><td>Ringerfundin</td><td>B.Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rompun 2%</td><td>Bayer</td><td></td><td>Xylazine</td></tr><tr><td>Nadelhalter mit rundem Griff</td><td>F.S.T</td><td>12075-12</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter mit rundem Griff</td><td>F.S.T</td><td>12075-12</td><td></td></tr><tr><td>S& T-Gefäß-Dilatationszange - abgewinkelt 45°;</td><td>F.S.T</td><td>00276-13</td><td></td></tr><tr><td>Sacryl Naht</td><td>KRUUSE</td><td>152575</td><td></td></tr><tr><td>Scapel No 10</td><td>Swann Morton</td><td>201</td><td></td></tr><tr><td>Small Histo-Container Jeder kleine Histo-Container</td><td></td><td></td><td>eignet sich gut für die Kühllagerung des Transplantats</td></tr><tr><td>Kleine Plastiktüten</td><td></td><td></td> Alle <td>durchsichtigen Plastiktüten sind in Ordnung</td></tr><tr><td>Steril Wattestäbchen</td><td>Lohmann-Rauscher</td><td></td><td>Jedes sterile Wattestäbchen ist fein</td></tr><tr><td>Sterile Gaze</td><td>Lohmann-Rauscher</td><td></td><td>Jede sterile Gaze ist fein</td></tr><tr><td>Gerade Schere 8mm</td><td>F.S.T</td><td>15024-10</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop &ndash; SZX9</td><td>Olympus</td><td>OLY-SZX9-B</td><td></td></tr><tr><td>Sutter Non Stick GLISS 0,4 mm</td><td>Sutter</td><td>78 01 69 SLS</td><td></td></tr><tr><td>Nahtbindezange&nbsp;</td><td>F.S.T</td><td>00272-13</td><td></td></tr><tr><td>ThermoLux Wärmematte</td><td>ThermoLux</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gewebezange für die Haut</td><td></td><td></td><td>Alle Gewebezangen sind fein</td></tr><tr><td>Vesseldilatator Pinzetten</td><td>F.S.T</td><td>00125-11</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl&nbsp; plus 4/0</td><td>Ethicon</td><td>VCP292H</td><td></td></tr></tbody></table>

chirurgischer ansatz, herausforderungen und lösungen für die uterustransplantation bei ratten

Surgical Approach, Challenges, and Resolutions for Uterus Transplantation in Rats

Die Uterustransplantation (UTx) ist ein neuer Ansatz zur Behandlung von Frauen mit absoluter Uterusfaktor-Infertilität (AUFI). Schätzungsweise 3%-5% der Frauen leiden an AUFI. Diesen Frauen wurde bis zum Aufkommen von UTx die Möglichkeit genommen, Kinder zu bekommen. Die klinische Anwendung von UTx wurde durch experimentelle Studien an Tieren vorangetrieben, und die erste erfolgreiche UTx wurde bei Ratten erzielt. Ratten sind aufgrund ihrer physiologischen, immunologischen, genetischen und reproduktiven Eigenschaften ein geeignetes Modellsystem für solche Transplantationen. Insbesondere die kurze Tragzeit ist ein klarer Vorteil, da der übliche Endpunkt der experimentellen UTx eine erfolgreiche Schwangerschaft mit Lebendgeburt ist. Die größte Herausforderung für Rattenmodelle bleibt die kleine Anatomie, die fortgeschrittene mikrochirurgische Fähigkeiten und Erfahrungen erfordert. Obwohl UTx in der Klinik zu einer Schwangerschaft geführt hat, ist das Verfahren nicht etabliert und bedarf einer kontinuierlichen experimentellen Optimierung. Hier wird ein detailliertes Protokoll vorgestellt, einschließlich der wesentlichen Fehlerbehebung für Ratten-UTx, von dem erwartet wird, dass das gesamte Verfahren für Personen ohne Erfahrung mit dieser Art der Mikrochirurgie leichter verständlich ist.

Es werden Ergebnisse aus zwei Gruppen von Ratten vorgestellt. UTx wurde vor (Gruppe 1, n = 8) und nach (Gruppe 2, n = 8) Protokollanpassung (Tabelle 1) durchgeführt, um die Auswirkungen unserer Modifikationen zu demonstrieren (siehe die Diskussion für eine Erläuterung unserer Modifikationen)12,15,21.
Das Ergebnis von Ratten-UTx ist mit drei Schlüsselphasen verbunden. ...

Das vorliegende Protokoll beschreibt alle wesentlichen Schritte für eine erfolgreiche Uterustransplantation (UTx) bei Ratten. Das Rattenmodell hat sich als geeignet erwiesen, die klinische Implementierung von UTx zu fördern; Ratten-UTx ist jedoch ein hochkomplexes Verfahren, das sorgfältige Anweisungen erfordert.

Chirurgischer Ansatz, Herausforderungen und Lösungen für die Uterustransplantation bei Ratten

Uterine transplantation (UTx) is a new approach for treating women with absolute uterine factor infertility (AUFI). An estimated 3%-5% of women suffer ...

Die Transplantation der rechten Gebärmutter gehört zu den komplexesten mikrochirurgischen Eingriffen, die nur wenige beherrschen. Unser Protokoll verlagert die Transplantation der rechten Gebärmutter von einem experimentellen Stadium in eine anwendbare Methodik. Unser Protokoll führt zu einer hohen Rate von Lebendgeburten nach einer Gebärmuttertransplantation.Es wird bald die Anwendung der Transplantation der rechten Gebärmutter für die tatsächliche Forschung fördern. Geduld und Ausdauer sind wichtige Eigenschaften während des gesamten Eingriffs. Nachdem Sie eine mediane Laparotomie an einer anästhesierten Ratte durchgeführt haben, entnehmen Sie das rechte Gebärmutterhorn mit der gemeinsamen Gebärmutterhöhle und dem Gebärmutterhals zusammen mit den Gefäßstielen.Kauterisieren Sie die Wunde und ligieren Sie das linke Gebärmutterhorn mit einer 4-0 Polygalactin-Naht. Trennen Sie nun das linke Gebärmutterhorn neben der Verzweigung von der gemeinsamen Gebärmutterhöhle ab. Trennen Sie den zervikalen und vaginalen Teil des zukünftigen Transplantats vom rektalen Ansatz.Trennen Sie das zukünftige Transplantat von den paravaginalen und parazervikalen Bändern. Mit Hilfe der Diathermie präparieren Sie die Vagina etwa zwei bis drei Millimeter kaudal des Gebärmutterhalses. Lokalisieren Sie die Gebärmutterarterie und die Venen an ihren Ursprüngen.Ligate alle Gefäße kaudal der Uterusgefäße mit 8-0 Polyamid Platz. Platz 8-0 Polyamid-Ligaturen direkt um die rechte Arteria iliaca communis und Vene proximal der Aorten- und Kavalbifurkationen. Machen Sie einen 0,5 bis einen Millimeter langen Schnitt in die rechte Arteria iliaca communis, die direkt an die Bifurkation angrenzt.Führe eine stumpfe, gerade 25-Gauge-Nadel in das Lumen ein, um es auszuspülen. Befestigen Sie die Nadel mit einer 6-0 Polyamid-Ligatur. Um den Abfluss während der Spülung zu ermöglichen, präparieren Sie die Vena iliaca communis kaudal zur Ligatur an der rechten Vena iliaca communis.Spülen Sie die Gebärmutter mit einer Drei-Milliliter-Spritze mit kalter Ringer-Lösung, gefolgt von einer Organkonservierungslösung, die beide mit Heparin und Xylazin ergänzt sind. Durchtrennen Sie die Arteria iliaca communis kaudal der Ligatur an der abdominalen Aortengabelung. Trennen Sie dann mit einer stumpfen Dissektion die gemeinsamen Beckengefäße von der Bifurkation der Aorta vena cava an der Teilung der Gebärmuttergefäße.Und entfernen Sie das Transplantat, wenn das Gebärmuttergewebe blass wird. Legen Sie das Transplantat in die kalte Organkonservierungslösung, um die Vorbereitung und Lagerung vor der Transplantation zu erleichtern. Nach dem Einsetzen des Transplantats in die Bauchhöhle und dem Positionieren der Transplantatvene wird eine 10-0-Polyamid-Haltenaht in die Schädelecke und eine lose Naht in die kaudale Ecke des Schlitzes an der rechten Beckenvene communis eingeführt.Anastomosieren Sie eine Seite der Transplantatvene in die Vene des Empfängers, indem Sie sechs bis acht Schlaufen einer kontinuierlichen Naht verwenden. In ähnlicher Weise anastomosieren Sie die andere Seite des Gefäßes, beginnend von außen. Binden Sie dann mit 10-0 Polyamid einen Knoten an der kranialen Haltenaht und einen weiteren Knoten an der kaudalen Haltenaht.Führen Sie eine arterielle Anastomose mit unterbrochenen 10-0-Polyamid-Nähten an der rechten Arteria iliaca communis mit acht bis 10 Schlaufen durch. Um mit der Transplantatperfusion zu beginnen, lösen Sie die Gefäßklemmen an den Transplantatgefäßen, wenn die Stellen offensichtlich erscheinen, und überprüfen Sie das Transplantat auf Anzeichen einer Reperfusion. Verbinden Sie die Vaginalmanschette des Transplantats mit sechs bis sieben 6-0-Polygalactin-unterbrochenen Nähten mit dem Vaginalgewölbe.Mit fünf bis sieben unterbrochenen Nähten aus Polyamid 7-0 wird das graphische Uterushorn von Ende zu Ende zum verbleibenden kranialen Uterussegment der Empfängerin anastomosiert. Überwachen Sie die Ratte nach der Operation. Nach der Uterustransplantation zeigten zwei Ratten der Gruppe 1 Anzeichen einer Schwangerschaft.Die Untersuchung ergab jedoch eine erweiterte Gebärmutter, was darauf hindeutet, dass sich die Welpen normal entwickelten, aber die Ratten konnten die Welpen nicht zur Welt bringen. Die histologische Untersuchung der Feten zeigte, dass sich die Jungtiere bis zur Geburt entwickelten. Fünf Ratten der Gruppe 2 zeigten eine Trächtigkeit, von denen drei Jungtiere zur Welt brachten.Das Lewis-Weibchen brachte zweimal ein Kind zur Welt. Alle Welpen des ersten Wurfes überlebten, während nur zwei der drei Welpen aus dem zweiten Wurf überlebten. Das braune Norwegenweibchen brachte ebenfalls zwei Junge zur Welt und alle überlebenden Jungtiere zeigten eine normale Entwicklung.Die Anpassung des Protokolls verbesserte sowohl die direkten chirurgischen Ergebnisse als auch die Rate der Lebendgeburten nach einer Uterustransplantation. Es erhöhte die zweiwöchige Überlebensrate des Transplantats von 50 % in Gruppe 1 auf 75 % in Gruppe 2. Es ist wichtig, den Nahtknoten an der Schwanzecke locker zu halten, um eine bessere Anpassung zu erzielen und Schnureffekte zu vermeiden.Die Transplantation des rechten Uterus eignet sich besonders zur Beurteilung von Ansätzen vor der Transplantation, die die Ergebnisse der Gebärmuttertransplantation verbessern können, wie z. B. die subkutane Organperfusion ex vivo oder andere Techniken zur Minderung von Organverletzungen. Im Allgemeinen war und ist die Uterustransplantation bei Tieren ein Muss, um die Uterustransplantation in der Klinik zu etablieren.

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Medicine

Medizin

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