Name: Zebra II als neuartiges System zur Aufzeichnung elektrophysiologischer Signale im Zebrafisch (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-08-16T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 15 s
Description: Erfahren Sie die Erfassung langer EKG-Signale in Zebrafisch mit dem Zebra-II-System. Diese Methode ermöglicht bis zu einer Stunde Multichannel-Aufzeichnung für Herzgenstudien und Arzneimittelscreening.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir sind dankbar für die Unterstützung durch den NIH SBIR Phase II #R44OD024874 an H.C. und M.P.H.L. Die Autoren möchten sich auch für die finanzielle Unterstützung bedanken, die das Consejo Nacional de Humanidades, Ciencias y Tecnologias (CONAHCYT) in Mexiko im Rahmen des Stipendiums Beca CONAHCYT Para Estudios de Doctorado en el Extranjero geleistet hat.

Die strikte Einhaltung ethischer Richtlinien gewährleistet das Wohlergehen und den angemessenen Umgang mit dem Zebrafisch, der an unseren Experimenten beteiligt ist. Alle experimentellen Aktivitäten wurden in Übereinstimmung mit den von den Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) festgelegten Standards durchgeführt. Die hier beschriebenen Experimente und Ergebnisse wurden mit Genehmigung der IACUC unter dem autorisierten Protokoll AUP-21-066 durchgeführt.
1. Zubereitung und Lagerung von Stammlösungen
VORSICHT: Bereiten Sie die Tricain-Stammlösung in einem Abzug vor und tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung (PSA).
<ol>
	<li>Messen Sie 400 mg Tricainpulver und lösen Sie es in 97,9 ml deionisiertem (DI) Wasser auf. Legen Sie einen Magnetrührer in den Behälter und mischen Sie die Lösung nach und nach.</li>
	<li>Passen Sie den pH-Wert an, indem Sie schrittweise weniger als 17 ml NaOH-Lösung hinzufügen. Fügen Sie weiterhin NaOH-Tropfen hinzu, bis der pH-Wert einen Bereich von 6,8 bis 7,2 erreicht.</li>
	<li>Bestimmen Sie die Endkonzentration der Tricainlösung unter Berücksichtigung des zugesetzten NaOH, das zur Einstellung des pH-Werts und zur Lagerung erforderlich ist. 
	HINWEIS: Tricainlösung ist lichtempfindlich und sollte bei Nichtgebrauch in einem bernsteinfarbenen Behälter bei 4 °C gelagert werden.</li>
	<li>Messen Sie 258,13 mg Amiodaron und lösen Sie es in 1 l DI-Wasser auf. Setzen Sie einen Magnetrührer in den Behälter ein und rühren Sie einige Minuten lang, bis sich die Lösung vollständig aufgelöst und frei von jeglichem Pulver ist. Lagern Sie die Lösung bei Nichtgebrauch bei 4 °C im Kühlschrank. 
	HINWEIS: Amiodaron muss in einem Abzug zubereitet und im Kühlschrank bei 4 °C gelagert werden. Tragen Sie immer die entsprechende PSA.</li>
</ol>
2. Fischzucht
<ol>
	<li>Halten Sie den Fisch in einzelnen Aquarien, die mit einem zirkulierenden Wassersystem verbunden sind, und halten Sie die Temperatur zwischen 28 und 29 °C.</li>
	<li>Stellen Sie eine kontinuierliche Überwachung der Wasserqualität sicher und halten Sie sich an einen Tag-Nacht-Zyklus von 14 Stunden/10 Stunden.</li>
	<li>Teilen Sie die 40 Fische in vier Gruppen mit jeweils 10 Fischen auf und halten Sie diese in separaten Becken.</li>
</ol>
3. Einrichten des Geräts
HINWEIS: Das in Schritt 3.2 beschriebene Verfahren muss für jede Kammer des Geräts durchgeführt werden (Abbildung 1). Obwohl jede Kammer unterschiedlich eingerichtet werden kann, ist es aus Gründen der Konsistenz des Experiments ratsam, in allen Kammern einheitliche Einstellungen beizubehalten.
<ol>
	<li>Schließen Sie das Gerät an eine Stromquelle an und starten Sie den Betrieb, indem Sie die rote Taste auf der Vorderseite drücken.</li>
	<li>Navigieren Sie durch den Touchscreen des Geräts, um die zu konfigurierende Kammer auszuwählen.
	<ol>
		<li>Stellen Sie die Einstellung des Tiefpassfilters auf 0,1 Hz und die Einstellung des Hochpassfilters auf 500 Hz ein. Stellen Sie die Verstärkungseinstellung auf 10.000 ein.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Hebe den Frontdeckel an, um Zugang zu den vier Kammern zu erhalten. Tauchen Sie vor Beginn des Experiments den Schwamm jeder Kammer (Standard-Zelluloseschwamm) in Tricainlösung und drücken Sie dann überschüssige Flüssigkeit aus.</li>
	<li>Drehen Sie das Vier-Elektroden-Array, um sicherzustellen, dass der Schwamm zugänglich ist, bevor Sie den Fisch einführen.</li>
</ol>
4. Amiodaron-Behandlung
HINWEIS: Verwenden Sie das Wasser aus den Aquarien (Fischwasser), um verdünnte Lösungen von Amiodaron und Tricain herzustellen. Die Schritte 4.3 und 4.4 sind für jede in Schritt 2.3 getrennte Gruppe für jede in Schritt 4.1 hergestellte Lösung zu wiederholen.
<ol>
	<li>Befolgen Sie die unten beschriebenen Schritte, um die Amiodaron-Stammlösung zu verdünnen.
	<ol>
		<li>Verdünnen Sie 8,75 mL Stammlösung in 41,25 mL Fischwasser, um eine Konzentration von 70 μM zu erreichen.</li>
		<li>Verdünnen Sie 12,5 mL Stammlösung in 37,5 mL Fischwasser, um eine Konzentration von 100 μM zu erreichen.</li>
		<li>25 mL Stammlösung in 25 mL Fischwasser verdünnen, um eine Konzentration von 200 μM zu erreichen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Bereiten Sie die Anästhesielösung vor, indem Sie 4 ml Tricain-Stammlösung in 100 ml Fischwasser verdünnen, was zu einer Tricainkonzentration von 0,16 mg/ml führt</li>
	<li>Tauchen Sie jeden Fisch einzeln für 5 Minuten in die vorbereitete Amiodaron-Lösung. Verwenden Sie Timer, um die Eintauchdauer genau zu überwachen.</li>
	<li>Den Fisch für 2-3 Minuten zur Anästhesie in Tricainlösung geben. Stellen Sie sicher, dass die Behandlung nicht zum Tod des Fisches führt. Wenn ein Fisch abnormales Verhalten zeigt, wie z. B. Farbverlust oder eine signifikante Verringerung der Kiemenbewegung, nehmen Sie ihn sofort aus der Lösung und legen Sie ihn wieder in sauberes Fischwasser.</li>
</ol>
5. EKG-Datenerfassung
HINWEIS: Befolgen Sie sofort diese Anweisungen, nachdem Sie Schritt 4.4 abgeschlossen haben. Wiederholen Sie den Vorgang für jede Kammer, bevor Sie das Gerät versiegeln. Die Kammern sind für Fische mit einer Breite von 4 bis 10 mm und einer Länge von 25 bis 50 mm ausgelegt.
<ol>
	<li>Heben Sie den Fisch aus der Tricainlösung und legen Sie ihn auf den Schwamm, wobei Sie sehen, dass die Bauchseite nach oben zeigt.</li>
	<li>Positionieren Sie das Elektrodenarray in einer Rautenform über dem Brustbereich des Fisches, um EKG-Signale von vier verschiedenen Punkten gleichzeitig zu erfassen (Abbildung 2A,B). Stellen Sie sicher, dass Sie jede Elektrode sorgfältig so einstellen, dass jeder Stift die Haut des Fisches berührt.
	<ol>
		<li>Drehen Sie jede Elektrode und senken Sie den Stift ab, bis er die Unterseite des Fisches berührt. Wenn der Stift zu hoch ist, drehen Sie die entsprechende Rändelschraube im Uhrzeigersinn, um sie abzusenken, bis sie den Fisch berührt.</li>
		<li>Führen Sie die oben beschriebene Einstellung für die Elektroden in allen Kammern durch.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Schließen Sie den Deckel der Kammern, sobald alle Elektrodenarrays korrekt über dem Fisch in den Betriebskammern positioniert sind.</li>
	<li>Markieren Sie jede Kammer für die Aufnahme, indem Sie sie auf dem Touchscreen auswählen, und starten Sie dann die Aufnahme, indem Sie auf die Aufnahmetaste auf dem Bildschirm klicken.</li>
	<li>Klicken Sie nach 2 Minuten auf die Schaltfläche Stopp und dann in den Eingabeaufforderungsfenstern, die nach dem Stoppen auf dem Bildschirm angezeigt werden, auf die Schaltfläche Speichern. Speichern Sie die Informationen entweder auf einer Festplatte oder in der Cloud, je nach spezifischen Forschungsanforderungen.</li>
</ol>
6. Fehlerbehebung beim Positionierungssystem für Vier-Elektroden-Arrays
HINWEIS: Gelegentlich kann es vorkommen, dass eine oder mehrere Elektroden ein klares EKG-Signal nicht erfassen, was eine Neupositionierung erforderlich macht. Führen Sie die folgenden Schritte aus, um bei Bedarf eine Fehlerbehebung für das Elektrodenarray durchzuführen.
<ol>
	<li>Drücken Sie die Stop-Taste auf der Geräteoberfläche, um den Aufnahmevorgang zu stoppen und den Kanal oder die Kanäle mit inkonsistenten Signalen zu identifizieren.</li>
	<li>Heben Sie den vorderen Deckel an, um Zugang zu den Elektrodenkammern zu erhalten. Identifizieren Sie, welche Kammer(n) und spezifischen Elektroden Probleme verursachen.</li>
	<li>Drehen Sie die obere Rändelschraube im Uhrzeigersinn, um die Nähe der Elektrode zum Fisch einzustellen. Dadurch wird die Elektrode näher an den Fisch abgesenkt.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 6.3 bei Bedarf. Wenn das Problem nicht durch bloßes Heranrücken behoben wird, drehen Sie die Elektrode an eine andere Stelle am Fisch, bis ein zufriedenstellendes Signal erreicht wird.</li>
</ol>
7. Extrahieren und Analysieren von Daten
HINWEIS: Alle grundlegenden Datenanalysen, die in diesem Artikel vorgestellt werden, verwenden die Wavelet-Technik21, um verschiedene Arten von Rauschen und die Standardabweichung normaler Sinusschläge (SDNN) zu reduzieren, um die Schwebungsvarianz der Herzfrequenz in Ein-Minuten-Segmenten zu berechnen.
<ol>
	<li>Nachdem die Daten entweder auf der Festplatte oder in der Cloud gespeichert wurden, können Sie sie zur Analyse abrufen oder zur weiteren Verarbeitung direkt an einen Cloud-Server senden.</li>
	<li>Navigieren Sie zu den gespeicherten Daten, indem Sie auf dem Bildschirm auf die Schaltfläche Durchsuchen klicken, und wählen Sie die zu verwendenden Datensätze aus.</li>
	<li>Wählen Sie in den Optionen auf dem Bildschirm die Schaltfläche Extrahieren aus und schließen Sie ein USB-Laufwerk an den hinteren Teil des Geräts an, um die Daten zu extrahieren.</li>
	<li>Befolgen Sie die Anweisungen des Geräts, um die ausgewählten Datensätze für den späteren Abruf und die Analyse auf dem externen Laufwerk zu speichern.</li>
</ol>

Zebra II: Advanced ECG System for Multichannel Zebrafish Cardiovascular Studies

<ol><li>Tsao, C. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics-2022+update%3A+A+report+from+the+American+heart+association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics-2022 update: A report from the American heart association.</a> Circulation. 145 (8), e153-e639 (2022).</li>
<li>Zulkifly, H., Lip, G. Y. H., Lane, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of atrial fibrillation.</a> Int J Clin Pract. 72 (3), e13070(2018).</li>
<li>Ferreira, C., Providência, R., Ferreira, M. J., Gonçalves, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atrial+fibrillation+and+non-cardiovascular+diseases%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Arq+Bras+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Atrial fibrillation and non-cardiovascular diseases: A systematic review.</a> Arq Bras Cardiol. 105 (5), 519-526 (2015).</li>
<li>Hu, Z., Ding, L., Yao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atrial+fibrillation%3A+mechanism+and+clinical+management%5BTitle%5D)+AND+%22Chin+Med+J%22%5BJournal%5D)">Atrial fibrillation: mechanism and clinical management.</a> Chin Med J. 136 (22), 2668-2676 (2023).</li>
<li>Babapoor-Farrokhran, S., Rasekhi, R. T., Gill, D., Babapoor, S., Amanullah, A. Arrhythmia in COVID-19. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBabapoor-Farrokhran%2C+S+%22SN+Comp+Clin+Med%22">SN Comp Clin Med</a>. 2 (9), 1430-1435 (2020).</li>
<li>Arnaout, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+model+for+human+long+QT+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Zebrafish model for human long QT syndrome.</a> Proc Natl Acad Sci. 104 (27), 11316-11321 (2007).</li>
<li>Koopman, C. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish+grime+mutant+uncovers+an+evolutionarily+conserved+role+for+Tmem161b+in+the+control+of+cardiac+rhythm%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">The zebrafish grime mutant uncovers an evolutionarily conserved role for Tmem161b in the control of cardiac rhythm.</a> Proc Natl Acad Sci. 118 (9), e2018220118(2021).</li>
<li>Genge, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGenge%2C+CE+%22Reviews+of+Physiology%2C+Biochemistry+and+Pharmacology%22">Reviews of Physiology, Biochemistry and Pharmacology</a>. , Springer International Publishing. (2016).</li>
<li>Nemtsas, P., Wettwer, E., Christ, T., Weidinger, G., Ravens, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+zebrafish+heart+as+a+model+for+human+heart%3F+An+electrophysiological+study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Adult zebrafish heart as a model for human heart? An electrophysiological study.</a> J Mol Cell Cardiol. 48 (1), 161-171 (2010).</li>
<li>Sun, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-electrocardiograms+to+study+post-ventricular+amputation+of+Zebrafish+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Engg%22%5BJournal%5D)">Micro-electrocardiograms to study post-ventricular amputation of Zebrafish heart.</a> Ann Biomed Engg. 37 (5), 890-901 (2009).</li>
<li>Lin, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+rapid+and+economic+in+vivo+electrocardiogram+platform+for+cardiovascular+drug+assay+and+electrophysiology+research+in+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Development of a rapid and economic in vivo electrocardiogram platform for cardiovascular drug assay and electrophysiology research in adult zebrafish.</a> Sci Rep. 8 (1), 15986(2018).</li>
<li>Chaudhari, G. H., Chennubhotla, K. S., Chatti, K., Kulkarni, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+the+adult+zebrafish+ECG+method+for+assessment+of+drug-induced+QTc+prolongation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Optimization of the adult zebrafish ECG method for assessment of drug-induced QTc prolongation.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 67 (2), 115-120 (2013).</li>
<li>Liu, C. C., Li, L., Lam, Y. W., Siu, C. W., Cheng, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+surface+ECG+recording+in+adult+zebrafish+reveals+that+the+value+of+this+model+exceeds+our+expectation%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Improvement of surface ECG recording in adult zebrafish reveals that the value of this model exceeds our expectation.</a> Sci Rep. 6, 25073(2016).</li>
<li>Stoyek, M. R., Rog-Zielinska, E. A., Quinn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-associated+changes+in+electrical+function+of+the+zebrafish+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Biophys+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Age-associated changes in electrical function of the zebrafish heart.</a> Prog Biophys Mol Biol. 138, 91-104 (2018).</li>
<li>Cao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wearable+multi-channel+microelectrode+membranes+for+elucidating+electrophysiological+phenotypes+of+injured+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22Integ+Biol%22%5BJournal%5D)">Wearable multi-channel microelectrode membranes for elucidating electrophysiological phenotypes of injured myocardium.</a> Integ Biol. 6 (8), 789-795 (2014).</li>
<li>Lenning, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+monitoring+and+analysis+of+zebrafish+electrocardiogram+with+anomaly+detection%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Real-time monitoring and analysis of zebrafish electrocardiogram with anomaly detection.</a> Sensors. 18 (1), 61(2018).</li>
<li>Yu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flexible+microelectrode+arrays+to+interface+epicardial+electrical+signals+with+intracardial+calcium+transients+in+zebrafish+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Microdev%22%5BJournal%5D)">Flexible microelectrode arrays to interface epicardial electrical signals with intracardial calcium transients in zebrafish hearts.</a> Biomed Microdev. 14 (2), 357-366 (2012).</li>
<li>Cho, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+as+an+animal+model+in+epilepsy+studies+with+multichannel+EEG+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Zebrafish as an animal model in epilepsy studies with multichannel EEG recordings.</a> Sci Rep. 7 (1), 3099(2017).</li>
<li>Continuous electrocardiogram monitoring in Zebrafish with prolonged mild anesthesia. Le, T., et al. 42nd Ann Int Conf IEEE Engg Med Biol Soc, , 2610-2613 (2020).</li>
<li>Le, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+wireless+ECG+system+for+prolonged+monitoring+of+multiple+zebrafish+for+heart+disease+and+drug+screening+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Biosensors+Bioelectron%22%5BJournal%5D)">A novel wireless ECG system for prolonged monitoring of multiple zebrafish for heart disease and drug screening studies.</a> Biosensors Bioelectron. 197, 113808(2022).</li>
<li>Kouzehgar, K., Eslamian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chapter+2+-+Application+of+experimental+data+and+soft+computing+techniques+in+determining+the+outflow+and+breach+characteristics+in+embankments+and+landslide+dams%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+Hydroinfo%22%5BJournal%5D)">Chapter 2 - Application of experimental data and soft computing techniques in determining the outflow and breach characteristics in embankments and landslide dams.</a> Handbook Hydroinfo. 3, 11-31 (2023).</li>
<li>Milan, D. J., Jones, I. L., Ellinor, P. T., MacRae, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+recording+of+adult+zebrafish+electrocardiogram+and+assessment+of+drug-induced+QT+prolongation%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">In vivo recording of adult zebrafish electrocardiogram and assessment of drug-induced QT prolongation.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291 (1), H269-H273 (2006).</li>
</ol>

Hung Cao und Michael Lau sind die Gründer von Sensoriis, Inc. Das Sensoriis-System Zebra II wurde mit Unterstützung der NIH entwickelt, der SBIR-Phase-II-Zuschuss #R44OD024874. Die University of California, Irvine, hat die Beziehung von Hung Cao zu Sensoriis, Inc. in Übereinstimmung mit ihren Richtlinien zu Interessenkonflikten geprüft und genehmigt. Die anderen Autoren erklären, dass kein Interessenkonflikt besteht.

Die aktuellen Schritte wurden entsprechend dieser neuen Geräteversion aus einer früheren Studie unseres Teams modifiziert und verbessert20. Hier ist auch ein beschriftetes computergestütztes Design (CAD) des Gerätes enthalten.
Wie in der Anleitung zur Fehlerbehebung des Protokolls hervorgehoben, erfordert das Gerät vom Benutzer, bestimmte kritische Schritte mit Sorgfalt und Präzision auszuführen, da diese Schritte die Qualität des EKG-Signals entscheidend beeinflussen. In Übereinstimmung mit den Ergebnissen unserer früheren Studie20 spielt die Positionierung der Elektroden eine wichtige Rolle bei der Erfassung hochwertiger und eindeutiger EKG-Messwerte aus Zebrafischproben. Da diese Methode die Anzahl der Arbeitselektroden von einer auf vier erweitert und zusätzliche Freiheitsgrade einführt, sind zusätzliche Schritte zur Fehlerbehebung und eine verfeinerte Elektrodenplatzierung im ventralen Bereich des Fisches erforderlich, um optimale Ergebnisse zu erzielen.
Die Vorteile und neuartigen Eigenschaften des Geräts liegen in der erweiterten Messung für mehrstufige Experimente, die auf einstündige Studien beschränkt ist, dem Hochdurchsatz-Screening mit mehreren Zebrafischen (vier gleichzeitige Studien), dem hochgradig kontrollierbaren Versuchsaufbau, zusätzlichen elektrophysiologischen Aufzeichnungen pro Probe (bis zu vier) und der automatisierten Cloud-basierten Analytik und Datenspeicherung. In diesem Zusammenhang möchten wir betonen, dass das Hauptproblem, das angegangen wird, die Zeit ist, die für die Durchführung von Wirkstoffscreenings und Herzstudien am Zebrafisch benötigt wird, da traditionelle Methoden ein Einzelscreening und mehrere Versuche erfordern, um genügend Informationen zu sammeln22. Dies bietet auch eine neue Möglichkeit, Mehrkanal-Arrays zur Aufzeichnung von EKGs auf einfachere Weise zu verwenden, verglichen mit solchen, die Mikroelektroden-Arrays (MEA) oder flexible Leiterplatten (FPCB)18 verwenden, die zusätzliche Schritte bei der Herstellung der genannten Elektroden sowie das Verfahren erforderten, um sie am Fisch zu befestigen, verglichen mit der vorgeschlagenen Methode, die ebenfalls auf Oberflächenkontakt beruht, jedoch auf eine weniger invasive Weise.
Die Einschränkungen des Systems unterscheiden sich nicht von denen traditioneller Methoden19,20, sind jedoch weniger intensiv, da ein Mehrkanal-Array verwendet wird, um die Anzahl der für die Studie benötigten Aufzeichnungsversuche zu verringern. Diese Einschränkungen hängen von der Elektrodenpositionierung ab, da empfohlen wird, der in Abbildung 2B vorgeschlagenen Positionierung zu folgen. Es muss auch klar sein, dass der Benutzer während des ersten Versuchs auf den vier Kanälen keine perfekten Aufzeichnungen erwarten kann, da die anatomischen Unterschiede der Fische und die Vorverarbeitung der Probe (Entkalkung, Verfahren mit offenem Brustkorb usw.) die Qualität und den Erfolg der Tests direkt beeinflussen.

Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVDs) sind weltweit die häufigste Todesursache. Laut dem AHA Update Report 2024 sterben in den USA jeden Tag rund 2552 Menschen an Herz-Kreislauf-Erkrankungen, und die durchschnittlichen direkten und indirekten Kosten von Herz-Kreislauf-Erkrankungen wurden 2017-2018 auf 378,0 Milliarden US-Dollar geschätzt1. Vorhofflimmern (VHF) ist eine der häufigsten Herzrhythmusstörungen in den USA2 und ist mit einer ungünstigen Prognose verbunden, die das Schlaganfall- und Todesrisiko sowohl bei Herz-Kreislauf-Erkrankungen als auch bei nicht-kardiovaskulären Erkrankungen erhöht, was zu einem erhöhten Risiko für unerwünschte Ergebnisse führt3. Diese Art von Herzrhythmusstörungen zeichnet sich durch eine schnelle und unregelmäßige elektrische Aktivität in den Vorhöfen aus, die in der Regel zu einem schnellen und unregelmäßigen ventrikulären Rhythmus führt4. Darüber hinaus gibt es angesichts der jüngsten Ereignisse von COVID-19 eine erhöhte Anzahl von Studien und Beweisen, die ein vermehrtes Auftreten von Herzrhythmusstörungen im Zusammenhang mit COVID-19 zeigen, vor allem bei Sinusbradykardie5. Auf der anderen Seite des Vorhofflimmerns weist die Sinusbradykardie einen verminderten und langsameren Herzrhythmus mit einer Herzfrequenz von weniger als 60 Schlägen pro Minute (bpm) auf. Diese Diagnose erfordert ein Elektrokardiogramm (EKG), das einen normalen Sinusrhythmus mit einer Frequenz von weniger als 60 Schlägen pro Minute zeigt.
Der Zebrafisch, Danio rerio, hat sich aufgrund seiner Homologie zum Menschen sowohl in der Morphologie, Physiologie als auch in der Genetik als ideales Modell für kardiovaskuläre und Arzneimittelentwicklungsstudien erwiesen6,7. Obwohl der Zebrafisch im Vergleich zum Vierkammerherzen beim Menschen nur zwei erkennbare Kammern hat, besitzt er eine ähnliche kontraktile Struktur mit einem analogen Leitungssystem8,9. Daher eignet sich das Zebrafischmodell zur Erforschung von Herzrhythmusstörungen und zur Erforschung des Zusammenhangs zwischen verwandten genetischen Signalwegen und elektrophysiologischen Eigenschaften durch EKG-Analyse. In Bezug auf das Sensordesign für die EKG-Aufzeichnung im Zebrafisch werden üblicherweise herkömmliche Nadelelektroden verwendet10. Andere Studien präsentierten Alternativen für herkömmliche Nadeln, indem sie einen anderen Nadeltyp aus anderen Materialien entwarfen 11, wobei Materialien wie Wolframfilament, Edelstahl und Silberdraht verwendet wurden, um die Qualität der aufgezeichneten Daten zu bewerten. Zusammen mit dem tragbaren EKG-Kit wollten sie eine universelle Plattform sowohl für Forschungs- als auch für Bildungslabore schaffen.
Das Nadelsystem wurde auch in anderen Studien eingesetzt11,12,13,14 zur Durchführung von Forschungsarbeiten über biologische und/oder arzneimittelinduzierte Wirkungen, in denen es ermutigende Ergebnisse zeigte. Um jedoch optimale Signale zu erhalten, war es notwendig, die Nadeln vorsichtig durch die Dermis des Zebrafisches zu stechen. Dieses invasive Verfahren kann aufgrund der Schärfe der Nadeln zu Verletzungen des Fischherzens führen, wodurch möglicherweise die Signalmorphologie verändert wird13. Darüber hinaus stellt die genaue Platzierung der Elektrode auf dem kleinen Herzen, ohne Schäden zu verursachen, um eine klare EKG-Erfassung zu gewährleisten, eine erhebliche Lernkurve dar. In der Folge wurden verschiedene Substitutionssondensysteme eingeführt, wie z. B. Mikroelektrodenarrays (MEA) und 3D-gedruckte Sensoren. Sowohl unser Team als auch andere Forscher haben MEA erfolgreich für die Datenerfassung eingesetzt und Daten erzielt, die ein gutes Signal-Rausch-Verhältnis (SNR) zusammen mit einer hohen räumlichen und zeitlichen Auflösung bieten15,16,17. Zum Beispiel haben wir eine MEA eingeführt, die das Herz des Fisches umhüllt und die Erfassung von standortspezifischen EKG-Signalen ermöglicht15,16. Im Gegensatz dazu entwickelte ein anderes Team eine andere Art von MEA, die auf einer flexiblen Leiterplatte (FPCB) aus Polyimidfolie basiert, die zur Aufzeichnung mehrerer Elektroenzephalogramme (EEGs) für die Epilepsieforschung gedacht ist 18. MEAs ermöglichen zwar die Aufzeichnung zahlreicher Signale, sind aber aufgrund der begrenzten Anzahl von Elektrodenkanälen durch die Fähigkeit, jeweils nur einen Fisch zu beurteilen, begrenzt. Als Reaktion auf diese Einschränkung haben wir kürzlich ein fortschrittliches System vorgestellt, das in der Lage ist, gleichzeitige EKG-Aufzeichnungen von mehreren fish19 zu ermöglichen. Bei diesem System kommen zwei Elektroden mit einer Dicke von jeweils 125 μm aus Polyimid zum Einsatz, wobei goldgesputterte Elektroden an der Unterseite des Gehäuses positioniert sind, um die Datenerfassung zu erleichtern. Der Einbau einer Wasserumwälzpumpe führte jedoch zu Rauschen, das die Signal-Rausch-Verhältnis-Qualität (SNR) der EKG-Signale beeinträchtigte. Darüber hinaus war der Einsatz von sperrigen und kostspieligen Datenerfassungstools erforderlich, die eine kabelgebundene Verbindung zu einem Computer erforderten. Auf dem Markt erhältliche Systeme wie iWORX bieten eine verbesserte Portabilität durch einen kompakten Verstärker, stehen jedoch vor ungelösten Problemen: (i) Ihre Aufzeichnungszeit ist zu kurz (3-5 Minuten) für Experimente, die eine längere Dauer erfordern, wie z. B. solche mit akuten Arzneimittelwirkungen; ii) das Erfordernis einer Betäubung der Tiere, was zu Stress führen und die elektrophysiologischen Daten des angeborenen Herzens verzerren kann; iii) manuelle, sequentielle Messungen behindern die Forschung mit einer großen Anzahl von Fischen; und (iv) die Notwendigkeit einer arbeitsintensiven Offline-EKG-Datenverarbeitung. Wichtig ist, dass es noch keine Hochdurchsatzsysteme mit Mikroelektronik zur Analyse mutierter Phänotypen gibt. Daher ist die Entwicklung von Hochdurchsatzsystemen, die eine erweiterte EKG-Aufzeichnung ermöglichen, von entscheidender Bedeutung, um Zusammenhänge zwischen arrhythmischen Phänotypen und mutierten Genotypen aufzudecken, mehrere arrhythmische Phänotypen zu identifizieren, die mit einzelnen mutierten Genotypen assoziiert sind, und die Wirksamkeit von Herzmedikamenten anhand des Zebrafischmodells zu testen. Daher haben wir im Jahr 2022 den bahnbrechenden Prototyp des Zebra II-Systems vorgestellt. Dieses neuartige System ist in der Lage, erweiterte EKG-Aufzeichnungen von mehreren Fischen gleichzeitig durchzuführen. Um dies zu erreichen, wurde ein hauseigenes elektronisches System entwickelt, das die Internet of Things (IoT)-Technologie für die drahtlose Datenübertragung nutzt und die Datenanalyse über eine mobile Anwendung ermöglicht. Die Einbeziehung der IoT-Technologie stärkte nicht nur die Flexibilität und Portabilität des Systems, sondern erleichterte auch die Zusammenarbeit aus der Ferne für die Forschung an Zebrafischmodellen. In einer früheren Studie haben wir die Wirksamkeit des Systems durch umfangreiche Tests validiert und seine Fähigkeit gezeigt, 1) EKG-Daten gleichzeitig von vier Fischen zu erfassen; 2) kontinuierliche EKG-Aufzeichnungen für bis zu 1 h durchzuführen, was die Kapazität bestehender Systeme, die nur wenige Minuten erfassen, deutlich übersteigt; 3) Minimieren Sie die verwirrenden Effekte der Anästhesie durch eine um 50% reduzierte Konzentration von Tricain. Darüber hinaus zeigte das System eine starke Fähigkeit für langwierige EKG-Aufzeichnungen in verschiedenen Experimenten, wie z. B. solchen mit natriuminduzierten Sinusblockaden (SA), temperaturinduzierten Herzfrequenzänderungen und medikamenteninduzierten Arrhythmien sowohl bei Tg(SCN5A-D1275N)-Mutanten als auch bei Wildtyp-Fischen unter kontrollierten experimentellen Bedingungen. Die Verwendung mehrerer Elektrodenkanäle für die erweiterte EKG-Aufzeichnung des Systems ermöglicht außerdem die Durchführung randomisierter kontrollierter Studien, so dass zwei Fische pro Versuchsgruppe unter identischen Bedingungen untersucht werden können20. In diesem Artikel stellen wir die aktualisierte Version des Systems mit einer 4-Punkt-Elektrode vor. Diese Verbesserung ermöglicht es dem Benutzer, EKG-Messwerte von verschiedenen Stellen am Fisch zu erfassen, wodurch die Wahrscheinlichkeit, EKG-Signale von geringer Qualität zu erhalten, erheblich reduziert wird. Darüber hinaus baut diese Iteration auf den meisten der Funktionen auf und verfeinert sie, die in früheren research19 beschrieben wurden. Dieses weiterentwickelte EKG-System ist vielversprechend, um bestehende Einschränkungen zu beheben und dadurch die Analyse arrhythmischer Phänotypen und das Screening von Medikamenten im Zebrafisch erheblich zu erleichtern. Die innovative Ergänzung der 4-Punkt-Elektrode wurde im Rahmen einer kurzen Studie über medikamenteninduzierte Arrhythmien bei Wildtyp-Zebrafischen rigoros getestet, um ihre Wirksamkeit weiter zu bestätigen.

<table><tbody><tr><td>Amiodaronhydrochlorid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>PHR1164-1G</td><td>Amiodaronpulver</td></tr><tr><td>Tischgerät pH/mV-Messgerät</td><td>Sper Scientific</td><td>10500308</td><td></td></tr><tr><td>Ethyle3-Aminobenzoat, Methansulfonsäuresalz, 98%, ACROS Organics</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC118002500</td><td>Tricainpulver</td></tr><tr><td>Isotemp Heizplattenrührer</td><td>Fisher Scientific</td><td>SP88854200</td><td></td></tr><tr><td>Zebra II System</td><td>Sensoriis</td><td>N/A</td><td>Kommerzielles Zebrafisch-EKG-Aufzeichnungssystem</td></tr><tr><td>Zebrafisch-EKG-System</td><td>iWorx</td><td>ZS-200</td><td>Kommerzielles Zebrafisch-EKG-Aufzeichnungssystem</td></tr></tbody></table>

zebra ii als neuartiges system zur aufzeichnung elektrophysiologischer signale im zebrafisch

Zebra II as A Novel System to Record Electrophysiological Signals in Zebrafish

Zebrafische und ihre Mutantenlinien wurden ausgiebig in biomedizinischen Untersuchungen, kardiovaskulären Studien und Medikamentenscreenings eingesetzt. In der aktuellen Studie wird die kommerzielle Version des neuartigen Systems, Zebra II, vorgestellt. Das Protokoll demonstriert die Erfassung und Analyse von Elektrokardiogrammen (EKG) von mehreren Zebrafischen in kontrollierbaren Arbeitsumgebungen. Das Gerät besteht aus einem externen und unabhängigen Perfusionssystem, einer 4-Punkt-Elektrode, Temperatursensoren und einem eingebetteten elektronischen System. In früheren Studien wurde der Geräteprototyp in mehreren Tests gegen das etablierte iWORX-System validiert und zeigte eine ähnliche Datenqualität und ein ähnliches EKG-Ansprechen wie bei medikamentösen Interventionen. Im Anschluss daran befasste sich die Studie mit der Untersuchung der Auswirkungen von Narkosemitteln und Temperaturschwankungen auf das Zebrafisch-EKG, was eine sofortige Datenauswertung erforderlich machte. Dank der Fähigkeit des Geräts zur konsistenten Verabreichung von Anästhetika und Medikamenten war es möglich, die EKG-Datenerfassung auf bis zu 1 Stunde zu verlängern, deutlich länger als die von den aktuellen Systemen unterstützte Dauer von 5 Minuten. In diesem Artikel wird eine bahnbrechende, cloudbasierte, automatisierte Analyse unter Verwendung von Daten von vier Zebrafischen vorgestellt, die eine effiziente Methode zur Durchführung von Kombinationsexperimenten bietet und den Zeit- und Arbeitsaufwand erheblich reduziert. Das System erwies sich als effektiv bei der Erfassung und Analyse von EKGs, insbesondere bei der Erkennung von medikamenteninduzierten Arrhythmien bei Wildtyp-Zebrafischen. Darüber hinaus erleichterte die Möglichkeit, Daten über mehrere Kanäle zu sammeln, die Durchführung randomisierter kontrollierter Studien mit Zebrafischmodellen. Das entwickelte EKG-System überwindet bestehende Einschränkungen und zeigt das Potenzial, die Wirkstoffforschung und die kardiovaskuläre Forschung mit Zebrafischen erheblich zu beschleunigen.

Die Fähigkeit, EKG-Signale von mehreren Fischen gleichzeitig aufzuzeichnen, hebt dieses Gerät deutlich hervor und bietet einen erheblichen Vorteil bei der Verringerung der für Arzneimittel- oder Herzforschung an Zebrafischen oder ähnlichen Arten benötigten Zeit (Abbildung 1). Die Aufzeichnung genauer EKG-Signale kann aufgrund anatomischer Unterschiede zwischen den Fischen schwierig sein, insbesondere hinsichtlich der Elektrodenplatzierung. Traditionell erfordert die Erfassung eines klaren EKG-Signals die Positionierung der aktiven Elektrode über dem Herzen, um mechanische Schläge oder Bewegungsartefakte zu vermeiden, während die Referenzelektrode im Bereich des unteren Abdomens platziert wird. Die genaue Lokalisation des Herzens kann jedoch aufgrund seiner Tiefe im Gewebe oder der unebenen Oberfläche des Fisches schwierig sein. Manchmal müssen die Elektroden mit Mikromanipulatoren justiert werden, was mehrere Versuche erfordern kann, bis ein qualitativ hochwertiges Signal erfasst wird.
Um diese Herausforderungen zu bewältigen, verfolgt das System einen innovativen Ansatz, bei dem anstelle herkömmlicher einzelner Arbeitselektroden eine Konfiguration aus vier Elektroden verwendet wird. Jede Elektrode arbeitet unabhängig und ermöglicht Anpassungen in drei Dimensionen – Auf- und Abbewegung (Heave), Kippen nach vorne und hinten (Pitch) sowie Drehung um die vertikale Achse (Roll). Diese Flexibilität erweist sich als besonders nützlich beim Arbeiten mit Fischen unterschiedlicher Formen, da sie eine präzise Positionierung der Elektroden erlaubt, um entweder das optimale EKG-Signal zu erfassen oder zu untersuchen, wie sich die EKG-Messwerte bei verschiedenen Kontaktstellen am Fisch verändern.
Diese Funktion verbessert nicht nur die Effizienz von kardiologischen und Arzneimittelstudien, sondern erweitert auch die Möglichkeiten für EKG- und sogar EKG-Aufnahmetechniken. Da diese Methoden noch nicht standardisiert sind und häufig an die spezifischen Bedingungen des Versuchsobjekts angepasst werden müssen, eröffnet dieses Gerät neue Forschungsansätze und bietet flexiblere und zuverlässigere Methoden zur Datenerfassung (Abbildung 2).
Eine der besonderen Eigenschaften dieses Systems ist die Möglichkeit, bis zu vier verschiedene Wirkstoffe gleichzeitig an vier getrennten Fischen zu testen oder die Wirkungen von bis zu vier unterschiedlichen Dosen eines einzelnen Wirkstoffs an vier verschiedenen Fischen zu untersuchen. Der experimentelle Aufbau kann von einer kurzen akuten Exposition bis hin zu längeren Sitzungen über einen Zeitraum von 1 h reichen und beinhaltet variable Wirkstoffdosen oder Änderungen der Umweltbedingungen wie Temperatur und Anästhesie. In dieser Studie führten wir ein kurzes Experiment durch, um die Wirksamkeit der Methode zu demonstrieren, wobei insbesondere die Funktionalität des Vier-Elektroden-Arrays hervorgehoben wurde. Wir testeten drei unterschiedliche Dosen von Amiodaron, einem Antiarrhythmikum der Klasse III, das bekannt dafür ist, Bradykardie auszulösen und das QT-Intervall beim Zebrafisch zu verlängern, über einen Zeitraum von 5 min, analog zu einer früheren Studie20, in der der erste Prototyp dieses Geräts verwendet wurde.
In Übereinstimmung mit früheren Untersuchungen zeigten die Fische sowohl eine verlängerte QTc-Zeit als auch eine verminderte Herzfrequenz im Vergleich zur unbehandelten Kontrollgruppe. Trotz der kurzen Expositionszeit, die kürzer ist als in vielen vergleichbaren Studien, die sich über 1 h erstrecken, konnten wir signifikante Veränderungen in den EKG-Signalen und kardialen Parametern beobachten (Abbildung 3).
Wie die Behandlung mit Amiodaron beobachtbare Veränderungen im EKG hervorrief, die mit steigender Dosis zunahmen, ist in Abbildung 3A,B dargestellt. Auffällig ist, dass sich das QTc-Intervall mit jeder weiteren Dosiserhöhung im Vergleich zur Kontrollgruppe, die ein QTc-Intervall von 330 ms aufwies, verlängerte. Bei den behandelten Gruppen wurden die QTc-Intervalle mit 365 ms bei 70 µM Amiodaron, 480 ms bei 100 µM und 546 ms bei 200 µM gemessen. Entsprechend wurde eine bemerkenswerte Abnahme der Herzfrequenz als Reaktion auf die verschiedenen Amiodaron-Dosen und die verlängerten QTc-Intervalle beobachtet. Die Herzfrequenz sank signifikant von durchschnittlich 120 ±5 Schlägen pro Minute (BPM) in der Kontrollgruppe auf 105 ±10 BPM bei 70 µM Amiodaron, 90 ±5 BPM bei 100 µM und 84 ±5 BPM bei 200 µM (Abbildung 3C,D).
Basierend auf diesen Ergebnissen lässt sich schließen, dass die neu vorgeschlagene Technik eine vergleichbare Qualität mit früheren Studien aufweist17,18, die einen Zweielektrodenansatz (eine Arbeitselektrode und eine Bezugselektrode) verwenden. Wir konnten erfolgreich Daten von vier Arbeitselektroden erfassen und wählten die optimale Elektrode für die Analyse aus, um anschließend die erwarteten kardialen Parameter zu berichten. Die Auswahlkriterien entsprechen denen früherer Methoden und betonen die Notwendigkeit, den PQRST-Komplex deutlich zu visualisieren und ein geringes Basisrauschen im EKG-Signal aufzuweisen. Dies ermöglicht die Berechnung der QT- und QTc-Intervalle und erleichtert die Identifizierung klarer Unterschiede. Zudem wurde die Methodik durch Tests von drei weiteren Forschern unserer Gruppe, die nicht an der Entwicklung des aktuellen Geräts beteiligt waren, weiter validiert. Zunächst setzten sie die vom Entwicklerteam vorgeschlagene vorläufige Methodik um und schlugen anschließend Modifikationen basierend auf ihrem Feedback vor, was zur Verbesserung des nun vorgestellten Ansatzes führte. Dieser iterative Verbesserungsprozess war entscheidend für die Optimierung des Geräts, indem Erkenntnisse externer Forscher genutzt wurden, um es benutzerfreundlicher und effektiver für zukünftige Anwendungen zu gestalten.
Diese kurze Studie zur Arzneimittelreaktion unterstreicht die Leistungsfähigkeit des Geräts nicht nur beim gleichzeitigen Erfassen von EKGs von vier verschiedenen Fischen unter unterschiedlichen Bedingungen, sondern auch bei der Aufnahme mehrerer (vier) EKG-Signale pro Fisch. Diese vielfältige Fähigkeit reduziert erheblich den Zeitaufwand und den Aufwand für die Elektrodenplatzierung und minimiert die Wahrscheinlichkeit menschlicher Fehler, indem eine Auswahl an Signalen bereitgestellt wird. Diese Auswahl ermöglicht entweder die Auswahl des genauesten Signals oder die Möglichkeit, Daten aus mehreren Signalen je nach Ziel der Studie zu aggregieren. Es ist jedoch wichtig zu betonen, dass die Verwendung des Vier-Elektroden-Aufbaus nicht automatisch sicherstellt, dass alle vier Signale sauber und von hoher Qualität sind. Das Hauptziel der Einführung dieser innovativen Funktion besteht darin, menschliche Fehler zu verringern und Zeit zu sparen, indem vier gleichzeitige Aufnahmen statt sequenzieller Aufnahmen ermöglicht werden, was zeiteffizienter ist und weniger Belastung für die Fische darstellt, da diese nur begrenzt Zeit außerhalb des Wassers und unter Anästhesie tolerieren können.
<img alt="Schema des Elektrophysiologie-Aufbaus mit Zebra-II-System, 4-Elektrodenhalter und Multielektrodenarray." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67066/67066fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Abbildung 1"> 
Abbildung 1: Zebra-II-System. (A) Isometrische Ansicht des Zebra-II-Geräts (SolidWorks-Modell) mit beschrifteten Komponenten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67066/67066fig01large.jpg" target="_blank">Klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.</a>
<img alt="Schema des Mehrkanal-EKG-Aufbaus und Ergebnisse zur Fischherzüberwachung; Daten der Kanäle 1–4 dargestellt." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67066/67066fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Abbildung 2"> 
Abbildung 2: Elektrodenpositionierung am Zebrafisch. (A) Freiheitsgrade des Vierpunkte-Elektrodenhalters (konzeptionelle Darstellung). (B) Positionierung der Elektroden auf der Brust des Fisches. (C) EKG-Signal des Vierpunkte-Elektrodenhalters (Kanäle 1–4). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67066/67066fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.</a>
<img alt="Analyse des Elektrokardiogramms, QTc-Intervall, EKG-Analyse unter Amiodaron-Dosierung, Herzfrequenzkurven." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67066/67066fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Abbildung 3"> 
Abbildung 3: Wirkungen einer akuten Amiodaron-Exposition (EKG-Signale). (A) Repräsentative EKG-Daten, die aus dem System gewonnen wurden, sowie deren Veränderung der EKG-Parameter aufgrund unterschiedlicher Amiodaron-Konzentrationen. (B) Veränderung des EKGs infolge der Amiodaron-Exposition. (C) Balkendiagramm, das die Abweichung der Herzfrequenz (HR) beschreibt. (D) Balkendiagramm, das die Abweichung des QTc-Intervalls in den EKG-Daten bei verschiedenen Amiodaron-Konzentrationen darstellt. *p&lt;0.05 (einfaktorielle Varianzanalyse mit Tukey-Test). Die Fehlerbalken zeigen die Standardabweichung an. Diese Abbildung wurde modifiziert aus20. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67066/67066fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine vergrößerte Version dieser Abbildung anzusehen.</a>

Die Studie stellt Zebra II vor, ein fortschrittliches System zur verlängerten EKG-Erfassung und -Analyse bei Zebrafischen. Dieses System verfügt über ein unabhängiges Perfusionssystem und Mehrpunktelektroden für den Umgang mit mehreren Fischen in kontrollierten Umgebungen. Akute Wirkungen von Amiodaron wurden mit Wildtyp-Zebrafischen bewertet und analysiert.

Zebra II als neuartiges System zur Aufzeichnung elektrophysiologischer Signale im Zebrafisch

Zebrafish and their mutant lines have been extensively used in biomedical investigations, cardiovascular studies, and drug screening. In the current ...

Unsere Forschungsgruppe an der UC Irvine entwickelt neuartige Werkzeuge, um eine elektrophysiologische Beurteilung bei Zebrafischen mit besserer Leistung und längerer Dauer zu ermöglichen. Unser System wurde zur Untersuchung von Herzgenen und zur Durchführung von Wirkstoffscreenings mit Zebrafischen verwendet. Die aktuellen Herausforderungen in elektrophysiologischen Zebrafischexperimenten beruhen auf kurzen Aufzeichnungszeiten, die unter fünf Minuten liegen können.Dadurch wird die Versuchsdauer verlängert, was die Stichprobengröße einschränkt und sich auf die Versuchslänge auswirkt. Unsere Technik ermöglicht die Aufzeichnung von Mehrkanal-EKGs bis zu einer Stunde und kann auf EEG erweitert werden, während andere auf einen Kanal in fünf Minuten beschränkt sind. Nun, ich denke, es geht darum, wie man die kardialen optischen Daten des Zebrafisches nutzen kann, die die Elektrokardiographie korreliert, um die Herzpathologie und Entwicklungsanomalien zu untersuchen, insbesondere im Rahmen der präklinischen Arzneimittelentwicklung.Ich denke, wie wir unsere Expertise, die wir in der optischen, elektrischen und chemischen Sensorik zusammen mit künstlicher Intelligenz entwickeln, nutzen können, um den Zebrafisch als kostengünstiges Tiermodell zu nutzen, um in einem präklinischen Stadium Medikamente für die Herz-Kreislauf-Medizin, Neurologie, Neuropsychologie und Schmerzmedizin zu entwickeln. Teilen Sie zu Beginn 40 Fische gleichmäßig in vier Gruppen auf und halten Sie sie in separaten Becken. Schließen Sie das Zebra2-Gerät an eine Stromquelle an und starten Sie den Betrieb mit der roten Taste auf der Vorderseite.Navigieren Sie durch den Touchscreen des Geräts, um die zu konfigurierende Kammer auszuwählen. Stellen Sie den Low-Filter auf 0,1 Hertz und den Hochpassfilter auf 500 Hertz ein und stellen Sie den Gain auf 10.000 Hertz ein. Heben Sie den vorderen Deckel an, um Zugang zu den vier Kammern zu erhalten, bevor Sie das Experiment starten.Tauchen Sie den Schwamm jeder Kammer in Tricainlösung und drücken Sie überschüssige Flüssigkeit aus. Drehen Sie das Vier-Elektroden-Array, um sicherzustellen, dass der Schwamm zugänglich ist, bevor Sie den Fisch einführen. Für die Behandlung lösen Sie 258,13 Milligramm Amiodaron in einem Liter entionisiertem Wasser.Setzen Sie einen Magnetrührer in den Behälter ein und rühren Sie, bis sich die Lösung vollständig aufgelöst und klar ist. Verdünnen Sie die Amiodaron-Stammlösung Zur Herstellung von 70, 100 und 200 mikromolaren Arbeitslösungen in Fischwasser. Tauchen Sie den Fisch einzeln für genau fünf Minuten in die jeweilige Amiodaron-Lösung.Behandeln Sie den Fisch zunächst mit geeigneten Konzentrationen von Amiodaron. Nachdem Sie den Fisch betäubt haben, legen Sie ihn mit der Bauchseite nach oben auf den Schwamm. Positionieren Sie das voreingestellte Elektrodenarray in einer Rautenform über dem Brustbereich des Fisches, um Signale von vier verschiedenen Punkten gleichzeitig zu erfassen.Drehen Sie dann jede Elektrode und senken Sie den Stift ab, bis er die Unterseite des Fisches berührt. Wenn der Stift zu hoch ist, drehen Sie die entsprechende Rändelschraube im Uhrzeigersinn, um sie abzusenken, bis sie den Fisch berührt. Schließen Sie die Kammerdeckel, sobald alle Elektrodenarrays korrekt über dem Fisch in den Betriebskammern positioniert sind.Um jede Kammer für die Aufnahme zu markieren, wählen Sie sie auf dem Touchscreen aus und starten Sie die Aufnahme mit der Aufnahmetaste auf dem Bildschirm. Klicken Sie nach zwei Minuten auf die Schaltfläche Stopp und dann im Eingabeaufforderungsfenster, das sich öffnet, auf Speichern. Je nach Ihren spezifischen Recherchebedürfnissen können Sie die Informationen entweder auf einer Disc oder in der Cloud speichern.Beginnen Sie mit der Elektrokardiogramm- oder EKG-Aufnahme des mit Amiodaron behandelten Fisches. Drücken Sie zur Fehlerbehebung die Stopp-Taste auf der Geräteoberfläche, um den Aufnahmevorgang zu stoppen und die Kanäle mit inkonsistenten Signalen zu identifizieren. Heben Sie den vorderen Deckel an, um Zugang zu den Elektrodenkammern zu erhalten, und identifizieren Sie die Kammer und die spezifischen Elektroden, die das Problem verursachen.Drehen Sie die obere Rändelschraube im Uhrzeigersinn, um die Nähe der Elektrode zum Fisch einzustellen, und senken Sie die Elektrode näher an den Fisch ab. Wenn das Problem nicht durch bloßes Heranrücken behoben wird, drehen Sie die Elektrode an eine andere Stelle am Fisch, bis ein zufriedenstellendes Signal erreicht wird. Die Kontrollgruppe zeigte eine konstante Herzfrequenz von etwa 120 Schlägen pro Minute und ein QTc-Intervall von 330 Millisekunden, was normale EKG-Muster zeigte.Die Behandlung mit Amiodaron führte zu einer dosisabhängigen Verlängerung des QTc-Intervalls, das sich von 365 Millisekunden bei 70 Mikromolaren auf 546 Millisekunden bei 200 Mikromolaren erstreckte, und zu einer entsprechenden Abnahme der Herzfrequenz von etwa 105 Schlägen pro Minute bei 70 Mikromolaren auf 84 Schläge pro Minute bei 200 Mikromolaren.

zebra-ii-as-novel-system-to-record-electrophysiological-signals

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Dieses Video zeigt, wie man Elektrokardiographie-Messungen (EKG oder EKG) an einem Zebrafisch durchführt, einen Test, der die elektrische Aktivität des Herzens misst.

Zebrafisch-Elektrokardiographie (EKG): ein minimalinvasiver Assay zur Beurteilung der Herzfunktion

Das Protokoll beschreibt das Verfahren zur Durchführung der Elektrophysiologie bei erwachsenen Zebrafischen. Diese Methode kann zur Messung der neuronalen Aktivität in vivo verwendet werden.

Elektrophysiologie adulter Zebrafische: Eine Methode zur Messung der extrazellulären elektrischen Aktivität von Neuronen in vivo

Dieses Video zeigt die Aufzeichnung von elektrischen Signalen von den afferenten Neuronen in einer gelähmten Zebrafischlarve, indem eine Mikropipette in der Nähe des Ganglions der Seitenlinie positioniert und eine lose Dichtung für die Signalerfassung gebildet wird. Die extrazelluläre Lösung erhält während dieses Prozesses die neuronale Lebensfähigkeit.

Überwachung der elektrischen Signale der afferenten Neuronen in einer immobilisierten Zebrafischlarve

Eine einfache Methode, um extrazelluläre Feldpotentiale in der larvalen Zebrafisch Vorderhirn aufnehmen beschrieben. Das Verfahren bietet eine...

Vorderhirn Elektrophysiologische Aufzeichnung im Larven Zebrafisch

Die Verwendung eines automatischen 3D-Videosystems, das einzelne und Gruppen von Zebrafischen verfolgen kann, wird beschrieben. Als Anwendungsbeispiel untersuchen wir die Auswirkungen des NMDA-Rezeptor-Antagonisten MK-801 auf Zebrafischschwärme.

Mit einem automatisierten 3D-Tracking-System werden Individuen und Schwärme von erwachsenen Zebrafischen erfasst

Dieses Papier beschreibt, wie ein erwachsenen Zebrafisch immobilisiert werden können, intubiert und für in vivo elektrophysiologischen Experimenten verwendet, um Aufnahmen und Manipulation der neuronalen Aktivität in einem intakten Tier zu ermöglichen.

Elektrophysiologische Aufnahme im Gehirn von erwachsenen Zebrafisch Intact

Dieses Manuskript beschreibt Verfahren zur elektrophysiologischen Aufnahmen von spinalen Neuronen Zebrabärblingembryonen und Larven. Die Herstellung hält Neuronen in situ und beinhaltet oft minimale Dissektion. Diese Verfahren ermöglichen die elektro Untersuchung einer Vielzahl von spinalen Neuronen, von der ersten elektrischen Erregbarkeit Erwerb durch den frühen Larvenstadien.

Zebrafisch<em&gt; In Situ</em&gt; Spinal Cord Vorbereitung für elektrophysiologische Aufzeichnungen von Spinal Sensory and Motor Neurons

Hier stellen wir ein Protokoll für die Entwicklung und Charakterisierung eines Zebrafischmodells der Epilepsie vor, das aus der vorübergehenden Hemmung des DEPDC5-Gens resultieren.

Verhaltens- und physiologische Analyse in einem Zebrafischmodell der Epilepsie

Hier präsentieren wir eine Protokoll, die die Messung von Licht evozierten Elektroretinogramm Antworten von Larven Zebrafisch vereinfacht. Eine neuartige kegelförmige Schwamm-Tip Elektrode kann dazu beitragen, das Studium der visuellen Entwicklung im Larvenstadium Zebrafisch mit Elektroretinogramm ERG mit einfacher zuverlässige Ergebnisse und geringere Kosten.

Elektroretinogramm Aufnahme im Larvenstadium Zebrafisch mit A Roman kegelförmigen Schwamm-Tip Elektrode

Hier präsentieren wir eine zuverlässige, minimalinvasive und kostengünstige Methode zur Aufzeichnung und Interpretation von Elektrokardiogrammen in lebenden anästhesisierten erwachsenen Zebrafischen.

In Vivo Surface Elektrokardiographie für erwachsene Zebrafische

Erfahren Sie die Erfassung langer EKG-Signale in Zebrafisch mit dem Zebra-II-System. Diese Methode ermöglicht bis zu einer Stunde Multichannel-Aufzeichnung für Herzgenstudien und Arzneimittelscreening.

Zebra II als neuartiges System zur Aufzeichnung elektrophysiologischer Signale im Zebrafisch

Weitere Videos entdecken