Name: Erzeugung schneller Sauerstoffoszillationen in der mikrobiellen Einzelzellwachstumsanalyse mit einem mikrofluidischen Doppelschichtgerät (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-07-18T15:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 28 s
Description: Lernen Sie die Herstellung eines mikrofluidischen Doppelschichtchips zur Analyse mikrobiellen Wachstums unter schnellen Sauerstoffoszillationen. Diese Methode ermöglicht präzise Untersuchungen mikrobieller Verhaltensweisen.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. Vorbereitung der Form
<ol>
	<li>Bereiten Sie eine Form für die oberste Schicht durch 3D-Druck vor. Stellen Sie die Oberschichtform mit einer glatten Oberfläche her, um eine glatte Oberfläche der resultierenden PDMS-Deckschicht zu gewährleisten. Wir empfehlen den Einsatz von Stereolithographie (SLA) 3D-Druck.<ol>
		<li>Entwerfen Sie die Form mit einer 3D-CAD-Software (Abbildung 1A). Stellen Sie sicher, dass das Design Gaskanäle enthält, die sich mit den unteren Flüssigkeitskanälen überlappen. Führen Sie diesen Designprozess parallel zum Entwerfen der unteren Schicht durch (Schritt 1.2.1).</li>
		<li>Drucken Sie die Form mit dem SLA-3D-Druck. Entfernen Sie das restliche Harz aus der gedruckten Form und waschen Sie sie 30 Minuten lang in einem Isopropylalkoholbad (IPA) (Abbildung 1B).</li>
		<li>Führen Sie eine Nachhärtung durch, indem Sie die Form je nach Harztyp und -geometrie mit angemessener Dauer und Temperatur 405 nm Licht aussetzen.</li>
		<li>Lassen Sie die Form 15 Minuten lang in einem Ultraschallbad in IPA einweichen, um nicht ausgehärtetes Harz in der Form zu entfernen, das sonst die PDMS-Aushärtung behindern könnte.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Bereiten Sie eine Silikonwaferform für die untere Schicht vor.<ol>
		<li>Entwerfen Sie den mikrofluidischen Chip mit dem CAD-Layout-Editor (Abbildung 1C). Stellen Sie sicher, dass das Design Einlässe, Flüssigkeitskanäle und -auslässe umfasst.</li>
		<li>Erstellen Sie eine Siliziumwaferform mit Hilfe der Zweischicht-Photolithographie, wie in der vorherigen Arbeit beschrieben (Abbildung 1D)16. HINWEIS: Die Kanäle auf der unteren Schicht haben die Größe von μm und erfordern eine präzise Fertigung, während die Kanäle auf der oberen Schicht die Größe von mm haben. Da der SLA-3D-Druck eine kürzere Fertigungszeit und damit ein schnelleres Prototyping bietet, wurde der SLA-Druck für die Herstellung ziemlich großer Strukturen für die Form der Deckschicht verwendet. Die untere Schicht wurde durch Fotolithographie hergestellt, um eine präzise Fertigung zu gewährleisten. Falls die Kanäle in der obersten Schicht ebenfalls im μm-Bereich liegen und Präzision erfordern, sollten Sie auch die Herstellung einer Form mittels Fotolithographie in Betracht ziehen.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Herstellung von PDMS-Doppelschicht-Mikrofluidik-Chips
<ol>
	<li>Bereiten Sie die PDMS-Vorhärtungslösung vor, indem Sie die Basis und das Härter im Verhältnis 10:1 gründlich mischen. Entgasen Sie das Gemisch 1 h lang in einem Exsikkator.</li>
	<li>Reinigen Sie die Form der Deckschicht mit IPA und trocknen Sie sie mit Druckluft.</li>
	<li>Gießen Sie das PDMS in die Form der Deckschicht und härten Sie es anschließend 20 Minuten lang bei 80 °C thermisch aus (1. Aushärtungsschritt, Abbildung 1E). Der 1. Aushärtungsschritt ermöglicht das Schälen, Schneiden und Stanzen von PDMS, während es nicht vollständig ausgehärtet ist.</li>
	<li>Überprüfen Sie die PDMS-Klebrigkeit von Hand oder mit einer Pinzette nach 20 min Erhitzen. Wenn das PDMS immer noch klebrig ist, passen Sie die Aufheizzeit an.</li>
	<li>Schälen Sie das PDMS aus der Deckschichtform und schneiden Sie es in einzelne Stücke (hier 20 mm x 18 mm). Stanzen Sie Löcher (Durchmesser = 0,75 mm) für Gaseinlässe (Abbildung 1F). Reinigen Sie die Unterseite der oberen Schicht, indem Sie sie mit IPA abspülen, mit Druckluft trocknen und mit Klebeband anbringen.</li>
	<li>Reinigen Sie die Form der unteren Schicht mit IPA und trocknen Sie sie mit Druckluft. Fixieren Sie die untere Schichtform auf einem Schleudercoater und gießen Sie PDMS in die Mitte der Form. Gießen Sie PDMS in die Nähe des Wafers, um Luftblasen zu reduzieren. Wenn nach dem Gießen von PDMS Luftblasen gefunden werden, bewegen Sie diese mit einer sauberen Pinzette oder Nadel nach außen.</li>
	<li>Schleudern Sie das PDMS 60 s lang bei 1000 U/min auf die untere Schichtform, gefolgt von einer thermischen Aushärtung bei 80 °C für 10 min (1. Aushärtungsschritt, Abbildung 1G). Kontrollieren Sie die PDMS-Klebrigkeit nach 10 min von Hand oder mit einer Pinzette und passen Sie die Aufheizzeit bei Bedarf an.</li>
	<li>Legen Sie die PDMS-Teile der oberen Schicht auf die untere PDMS-Schicht auf der Form und drücken Sie sie fest von oben, um die Oberflächenbefestigung der oberen und unteren Schicht sicherzustellen (Abbildung 1H).</li>
	<li>Härten Sie das PDMS mindestens 1 h lang bei 80 °C vollständig thermisch aus (2. Aushärtungsschritt). Der 2. Aushärtungsschritt ermöglicht die abschließende PDMS-Aushärtung, bei der die obere und untere Schicht irreversibel miteinander verbunden werden (Abbildung 1H).</li>
	<li>Schneiden Sie die PDMS-Unterlage vorsichtig in Stücke. Ziehen Sie den gesamten PDMS-Chip vorsichtig aus der Form ab (Abbildung 1H). HINWEIS: Wenn sich die PDMS-Späne nur schwer von der Form abziehen lassen, sollten Sie eine weitere Oberflächenbehandlung der Unterschichtform in Betracht ziehen, z. B. Silanisierung und chemische Oberflächenbeschichtung, um den Schälvorgang zu erleichtern. Wenn sich die obere und untere Schicht beim Abziehen lösen, sollten Sie die Zeit für den 1. Aushärtungsschritt verkürzen.</li>
	<li>Stanzungen (Durchmesser = 0,5 mm) für Flüssigkeitsein- und -auslässe an beiden Enden der Flüssigkeitskanäle (Abbildung 1H). Reinigen Sie die Unterseite des Chips vorsichtig, indem Sie ihn mit IPA abspülen, mit Druckluft trocknen und Klebeband anbringen.</li>
	<li>Verkleben Sie den Chip mit einem 0,175 mm dicken Deckglas, nachdem Sie die Oberfläche durch Plasmaoxidation aktiviert haben (25 s, Abbildung 1H).</li>
	<li>Nachdem Sie den Chip auf das Glassubstrat gelegt haben, spülen Sie die obere Schicht mit Druckluft, um sicherzustellen, dass die untere Schicht der PDMS-Membran richtig mit dem Glas verbunden ist.</li>
	<li>Erhitzen Sie den gebondeten Chip 10 s bis 1 min bei 80 °C, um die Bondstabilität zu erhöhen. HINWEIS: Der oben erwähnte PDMS-Aushärtungsschritt und die erforderliche Aushärtungszeit können von verschiedenen Parametern beeinflusst werden, wie z. B. Formdicke, Ausrüstung und Umgebungsbedingungen. Passen Sie daher die Aushärtungszeit entsprechend an, falls das vorgeschlagene Protokoll nicht für die Anwendung geeignet ist.</li>
</ol>
3. Versuchsaufbau
HINWEIS: Als Standard-Versuchsaufbau wird ein inverses Mikroskop verwendet, das mit einer CMOS-Kamera (Complementary Metal Oxide Semiconductor), einer FLIM-Kamera (Fluoreszenzlebensdauer-Bildgebungsmikroskopie) (Frequenzbereich) und einem Temperaturinkubator ausgestattet ist. Eine modulierte Anregungslaserquelle (445 nm, 100 mW) ist an die FLIM-Kamera angeschlossen. Für die Gasregelung werden drei Massendurchflussregler (Stickstoff, Sauerstoff und Kohlendioxid) verwendet. Spritzenpumpen werden für die mittlere Perfusion eingesetzt.
<ol>
	<li>Bereiten Sie die Schläuche für die Perfusion von Gas (Einlass) und Flüssigkeit (Einlass und Auslass) vor. Schalten Sie den Inkubator ein, um vor dem Experiment die gewünschte Temperatur (hier 37 °C) zu erreichen.</li>
	<li>Wählen Sie ein gewünschtes Objektiv aus (hier 20x für die Sauerstoffmessung und 100x für die mikrobielle Beobachtung) und fügen Sie bei Bedarf Immersionsöl hinzu. Befestigen Sie den Doppelschicht-Chip mit Klebstoffen auf einem Chiphalter.</li>
</ol>
4. On-Chip-Sauerstoffkontrolle und -messung
<ol>
	<li>Bereiten Sie eine sauerstoffempfindliche Farbstofflösung mit geeigneter Konzentration vor (hier 3 mM Tris(2,2'-bipyridyl)dichlororuthenium(II)hexahydrat, RTDP).</li>
	<li>Kalibrieren Sie die FLIM-Kamera anhand eines Referenzdias mit bekannter Lebensdauer (hier 3,75 ns). Messen Sie die Signalintensität mit der FLIM-Kamera und passen Sie die Belichtungszeit oder die Mikroskopblende an, um eine Signalintensität von 0,68 - 0,72 für eine bessere Kalibrierung zu erreichen.</li>
	<li>Befestigen Sie den Chiphalter auf dem Mikroskoptisch. Schließen Sie die entsprechenden Schläuche an den Flüssigkeitseinlass und -auslass an. Beginnen Sie mit der Perfusion der sauerstoffempfindlichen Farbstofflösung bei konstanter Durchflussrate mit einer Spritzenpumpe (hier 100 nL/min).</li>
	<li>Verbinden Sie den Gaseinlass und die Massendurchflussregler mit den entsprechenden Schläuchen. Beginnen Sie mit dem Spülen des Gases mit kontrollierter Sauerstoffkonzentration (hier 0 % oder 21 % Sauerstoff, Gesamtmassendurchfluss 600 mL/min).</li>
	<li>Die Lebensdauer der Phase in Abwesenheit von Sauerstoff (τ0) und bei einer anderen bekannten Sauerstoffkonzentration (hier bei 21 %) wird gemessen. Berechnen Sie die Quenchkonstante (Kq) mit der Stern-Volmer-Gleichung, die die Fluoreszenzlöschung in Gegenwart von Sauerstoff beschreibt. Alternativ kann die Fluoreszenzintensität (I) verwendet werden; Die intensitätsbasierte Messung kann jedoch durch Schwankungen der Lichtquellenintensität, Photobleichen usw. beeinflusst werden. 
	<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68697/68697eq1.jpg" style="opacity: 0.9;"> HINWEIS: Es wird empfohlen, nach Beginn der Gasspülung einige Minuten zu warten, um eine genaue Kalibrierung zu gewährleisten, insbesondere wenn ein Sauerstoffmangel von nur 0 % angestrebt wird. Um die Präzision zu verbessern, sollten Sie den Prozess durch zusätzliche Sauerstoffentzugsmethoden ergänzen, z. B. durch den Einsatz von Sauerstofffängern oder eine zusätzliche geschlossene Kammer.</li>
	<li>Messen Sie die Lebensdauer der Phase und berechnen Sie die entsprechende Sauerstoffkonzentration mit der Stern-Volmer-Gleichung. Um oszillierende Sauerstoffbedingungen zu erzeugen, verwenden Sie ein beliebiges Instrumentensteuerungssystem, um die Volumenströme für Stickstoff und Sauerstoff automatisch anzupassen.</li>
</ol>
5. Vorbereitung der Bakterienkultur
<ol>
	<li>. Starten Sie eine Vorkultur, indem Sie einen gewünschten Organismus (hier E. coli MG1655, einzelne gebrauchsfertige Kügelchen aus einem Kryo-Fläschchen pro Kolben) in ein gewünschtes Medium (hier LB-Medium bestehend aus 10 g/L Pepton, 5 g/L Hefeextrakt und 10 g/L NaCl) inokulieren und über Nacht inkubieren (hier 37 °C bei 150 U/min).</li>
	<li>Messen Sie die resultierende optische Dichte mit einem Photometer bei 600 nm (OD600).</li>
	<li>Initiieren Sie die nächste Kultur im LB-Medium, indem Sie die Vorkultur inokulieren (hier anfänglicher OD600 = 0,3 oder 0,0001). Inkubieren Sie die Kultur, bis sie die exponentielle Wachstumsphase erreicht. ANMERKUNG: Wenn sich das Medium für die On-Chip-Kultivierung von dem ersten Vorkulturmedium unterscheidet, ist es wünschenswert, eine zweite Vorkultur mit dem Medium für die On-Chip-Kultivierung durchzuführen, damit sich die Organismen mit einem neuen Medium16 vertraut machen können.</li>
	<li>Bereiten Sie eine Aussaatlösung vor, indem Sie die Kultur auf eine geeignete optische Dichte verdünnen. Füllen Sie die Aussaatlösung für den nächsten Schritt in eine 1-ml-Spritze um. Für E. coli betrug die optische Dichte (OD600) der Aussaatlösung etwa 0,5.</li>
</ol>
6. Mikrobielle Kultivierung auf dem Chip und Zeitraffer-Bildgebung unter kontrollierten Sauerstoffbedingungen
<ol>
	<li>Befestigen Sie den Chiphalter auf dem Mikroskoptisch. Lassen Sie den Chiphalter und den PDMS-Chip im Inkubator (hier 37 °C) mehrere Stunden aufwärmen, da dies das Risiko einer Defokussierung während der Zeitrafferaufnahme aufgrund temperaturbedingter Verschiebung verringert.</li>
	<li>Bevor Sie mit der Kultivierung beginnen, beginnen Sie mit der Begasung mit der gewünschten anfänglichen Sauerstoffkonzentration, indem Sie den volumetrischen Prozentsatz des Sauerstoff- und Stickstoffmassenstroms anpassen, während die Gesamtdurchflussrate und der Kohlendioxiddurchfluss konstant bleiben.</li>
	<li>Verbinden Sie den Gaseinlass des Chips mit den Massendurchflussreglern.</li>
	<li>Säen Sie den Organismus in den Chip ein, indem Sie die Spritze mit der Aussaatlösung mit dem Flüssigkeitsauslass verbinden und die Spritze manuell drücken. Prüfen Sie durch das Mikroskop, ob Zellen erfolgreich in den Kultivierungskammern gefangen werden.</li>
	<li>Entfernen Sie nach der Zellinokulation die Spritze und verbinden Sie eine weitere Spritze mit dem frischen Medium mit dem Flüssigkeitseinlass. Drücken Sie die Spritze manuell, um alle verbleibenden Zellen im Zuführkanal des Mediums zu spülen.</li>
	<li>Beginnen Sie mit der Perfusion des Mediums bei einer konstanten Durchflussrate (hier 100 nL/min) mit der Spritzenpumpe. Sorgen Sie für eine ausreichende Durchflussmenge, da eine unzureichende Durchflussmenge zum Austrocknen der Kammer führen kann. Die ausreichende Durchflussrate kann in Abhängigkeit von mehreren Faktoren variieren, einschließlich der Geometrie des Flüssigkeitskanals und der Gasdurchflussrate im Kanal der obersten Schicht.</li>
	<li>Starten Sie die Zeitraffer-Bildaufnahme. Für die Kultivierung unter oszillierenden Sauerstoffbedingungen ist die automatische Steuerung der Massendurchflussregler gleichzeitig mit dem Start der Bildaufnahme zu starten. Falls es zu einer Verzögerung beim Start der Gasregelung und der Bildaufnahme kommt, berücksichtigen Sie die Verzögerung bei der späteren Bilddatenanalyse.</li>
</ol>
7. Analyse von Bilddaten
<ol>
	<li>Speichern Sie das Zeitrafferbild als einen Bildstapel pro Position.</li>
	<li>Verarbeiten Sie das Bild vor, um die kultivierte Kolonie mithilfe von Bildanalyseprogrammen zu drehen, auszurichten und zu beschneiden. Beispiele für vorverarbeitete . TIF-Bilder finden Sie hier: https://doi.org/10.5281/zenodo.1398274715</li>
	<li>Segmentieren Sie Zellen und extrahieren Sie relevante Werte wie Zellzahl, Länge, Fläche, Fluoreszenzintensität usw. Analysieren Sie das Wachstumsverhalten weiter. Beispiel-Python-Skripte finden Sie hier: https://github.com/JuBiotech/Supplement-to-Kasahara-et-al.-202515</li>
</ol>

<ol><li>Cabiscol, E., Tamarit, J., Ros, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidative+stress+in+bacteria+and+protein+damage+by+reactive+oxygen+species%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Oxidative stress in bacteria and protein damage by reactive oxygen species.</a> Int Microbiol. 3 (1), 3-8 (2000).</li>
<li>Miethke, M., Marahiel, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Siderophore-based+iron+acquisition+and+pathogen+control%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiol+Mol+Biol+Rev%22%5BJournal%5D)">Siderophore-based iron acquisition and pathogen control.</a> Microbiol Mol Biol Rev. 71 (3), 413-451 (2007).</li>
<li>André, A. C., Debande, L., Marteyn, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+selective+advantage+of+facultative+anaerobes+relies+on+their+unique+ability+to+cope+with+changing+oxygen+levels+during+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Microbiol%22%5BJournal%5D)">The selective advantage of facultative anaerobes relies on their unique ability to cope with changing oxygen levels during infection.</a> Cell Microbiol. 23 (8), e13338(2021).</li>
<li>Blackburn, N., Fenchel, T., Mitchell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscale+nutrient+patches+in+planktonic+habitats+shown+by+chemotactic+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Microscale nutrient patches in planktonic habitats shown by chemotactic bacteria.</a> Science. 282 (5397), 2254-2256 (1998).</li>
<li>Smriga, S., Fernandez, V. I., Mitchell, J. G., Stocker, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemotaxis+toward+phytoplankton+drives+organic+matter+partitioning+among+marine+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Chemotaxis toward phytoplankton drives organic matter partitioning among marine bacteria.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (6), 1576-1581 (2016).</li>
<li>Taylor, J. R., Stocker, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trade-offs+of+chemotactic+foraging+in+turbulent+water%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Trade-offs of chemotactic foraging in turbulent water.</a> Science. 338 (6107), 675-679 (2012).</li>
<li>Enfors, S. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiological+responses+to+mixing+in+large+scale+bioreactors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Physiological responses to mixing in large scale bioreactors.</a> J Biotechnol. 85 (2), 175-185 (2001).</li>
<li>Takors, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scale-up+of+microbial+processes%3A+Impacts%2C+tools+and+open+questions%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Scale-up of microbial processes: Impacts, tools and open questions.</a> J Biotechnol. 160 (1), 3-9 (2012).</li>
<li>Partridge, J. D., Scott, C., Tang, Y., Poole, R. K., Green, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Escherichia+coli+transcriptome+dynamics+during+the+transition+from+anaerobic+to+aerobic+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Escherichia coli transcriptome dynamics during the transition from anaerobic to aerobic conditions.</a> J Biol Chem. 281 (38), 27806-27815 (2006).</li>
<li>Ren, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+sensing+regulation+mechanism+of+Thauera+bacteria+in+simultaneous+nitrogen+and+phosphorus+removal+process%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cleaner+Prod%22%5BJournal%5D)">Oxygen sensing regulation mechanism of Thauera bacteria in simultaneous nitrogen and phosphorus removal process.</a> J Cleaner Prod. 434, 140332(2024).</li>
<li>Murashko, O. N., Lin-Chao, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Escherichia+coli+responds+to+environmental+changes+using+enolasic+degradosomes+and+stabilized+DicF+sRNA+to+alter+cellular+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Escherichia coli responds to environmental changes using enolasic degradosomes and stabilized DicF sRNA to alter cellular morphology.</a> Proc Natl Acad Sci. 114 (38), E8025-E8034 (2017).</li>
<li>Yasid, N. A., Rolfe, M. D., Green, J., Williamson, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Homeostasis+of+metabolites+in+Escherichia+coli+on+transition+from+anaerobic+to+aerobic+conditions+and+the+transient+secretion+of+pyruvate%5BTitle%5D)+AND+%22Royal+Soc+Open+Sci%22%5BJournal%5D)">Homeostasis of metabolites in Escherichia coli on transition from anaerobic to aerobic conditions and the transient secretion of pyruvate.</a> Royal Soc Open Sci. 3 (8), 160187(2016).</li>
<li>von Wulffen, J., RecogNice-Team,, Sawodny, O., Feuer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transition+of+an+Anaerobic+Escherichia+coli+Culture+to+Aerobiosis%3A+Balancing+mRNA+and+Protein+Levels+in+a+Demand-Directed+Dynamic+Flux+Balance+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Transition of an Anaerobic Escherichia coli Culture to Aerobiosis: Balancing mRNA and Protein Levels in a Demand-Directed Dynamic Flux Balance Analysis.</a> PloS one. 11 (7), e0158711(2016).</li>
<li>Pedraz, L., Blanco-Cabra, N., Torrents, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gradual+adaptation+of+facultative+anaerobic+pathogens+to+microaerobic+and+anaerobic+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Gradual adaptation of facultative anaerobic pathogens to microaerobic and anaerobic conditions.</a> FASEB J. 34 (2), 2912-2928 (2020).</li>
<li>Kasahara, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unveiling+microbial+single-cell+growth+dynamics+under+rapid+periodic+oxygen+oscillations%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Unveiling microbial single-cell growth dynamics under rapid periodic oxygen oscillations.</a> Lab on a Chip. 25, 2234-2246 (2025).</li>
<li>Gruenberger, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+picoliter+bioreactor+for+microbial+single-cell+analysis%3A+fabrication%2C+system+setup%2C+and+operation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Microfluidic picoliter bioreactor for microbial single-cell analysis: fabrication, system setup, and operation.</a> J Vis Exp. (82), e50560(2013).</li>
<li>Wu, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Widefield+frequency+domain+fluorescence+lifetime+imaging+microscopy+%28FD-FLIM%29+for+accurate+measurement+of+oxygen+gradients+within+microfluidic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Analyst%22%5BJournal%5D)">Widefield frequency domain fluorescence lifetime imaging microscopy (FD-FLIM) for accurate measurement of oxygen gradients within microfluidic devices.</a> Analyst. 144 (11), 3494-3504 (2019).</li>
<li>Kasahara, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enabling+oxygen-controlled+microfluidic+cultures+for+spatiotemporal+microbial+single-cell+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Enabling oxygen-controlled microfluidic cultures for spatiotemporal microbial single-cell analysis.</a> Front Microbiol. 14, 1198170(2023).</li>
<li>Bisgaard, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+mixing+performance+in+bioreactors+using+flow-following+sensor+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Eng+Res+Des%22%5BJournal%5D)">Characterization of mixing performance in bioreactors using flow-following sensor devices.</a> Chem Eng Res Des. 174, 471-485 (2021).</li>
<li>Nauha, E. K., Kálal, Z., Ali, J. M., Alopaeus, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compartmental+modeling+of+large+stirred+tank+bioreactors+with+high+gas+volume+fractions%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Eng+J%22%5BJournal%5D)">Compartmental modeling of large stirred tank bioreactors with high gas volume fractions.</a> Chem Eng J. 334, 2319-2334 (2018).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Clewin 5</td><td>WieWeb software, Niederlande</td><td>N/A</td><td>Layout-Editor</td></tr><tr><td>CMOS-Kamera</td><td>Nikon, Japan</td><td>DS-Qi2</td><td></td></tr><tr><td>Deckglas</td><td>Schott AG, Deutschland</td><td>D263 Bio</td><td>39,5 mm x 34,5 mm x 0,175 mm</td></tr><tr><td>Femto-Plasma-Reiniger</td><td>Diener Electronics, Deutschland</td><td>-</td><td>Chip-Plasma-Bonding</td></tr><tr><td>Formular 3B</td><td>Formlabs, USA</td><td>-</td><td>3D-Drucker</td></tr><tr><td>Lebenslange Referenz</td><td>Starna Scientific, Großbritannien</td><td>UMM-SFG</td><td></td></tr><tr><td>Massendurchflussregler</td><td>V&ouml; gtlin Instruments GmbH, Schweiz</td><td>GSC-A9SA-BB22</td><td>Stickstoff, Sauerstoff</td></tr><tr><td>Massendurchflussregler</td><td>V&ouml; gtlin Instruments GmbH, Schweiz</td><td>GSC-A9SA-BB21</td><td>Kohlendioxid</td></tr><tr><td>Modell v3 Harz</td><td>Formlabs, USA</td><td>RS-F2-DMBE-03</td><td>3D-Druck-Harz</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Carl Roth, Deutschland</td><td>3957.1</td><td>LB mittlere Komponente</td></tr><tr><td>Nikon Eclipse Ti-E 2</td><td>Nikon, Japan</td><td>-</td><td>Inverses Mikroskop</td></tr><tr><td>pco.flim Kamera</td><td>PCO AG, Deutschland</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>pco.flim Laser</td><td>Omicron-Laserprodukte GmbH, Deutschland</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>Pepton</td><td>Carl Roth, Deutschland</td><td>8986.1</td><td>LB mittlere Komponente</td></tr><tr><td>Plan Apo &lambda;</td><td>Nikon, Japan</td><td>-</td><td>100x Öl, 20x</td></tr><tr><td>Polydimethylsiloxan (PDMS)</td><td>Dow Chemical Company, USA</td><td>Sylgard 184 Silikon-Elastomer-Kit</td><td></td></tr><tr><td>Stanzwerkzeug, &Phi; 0,50 mm</td><td>World Precision Instruments, USA</td><td>504528</td><td></td></tr><tr><td>Stanzwerkzeug, &Phi; 0,75 mm</td><td>World Precision Instruments, USA</td><td>504529</td><td></td></tr><tr><td>ROTI Store Kryo-Fläschchen</td><td>Carl Roth, Deutschland</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>Solidworks 2016 x64 Edition</td><td>Dassault Systems, Frankreich</td><td>N/A</td><td>3D-CAD</td></tr><tr><td>Substrat-Schleuderbeschichter</td><td>APT Automation, Deutschland</td><td>SPIN150i</td><td>PDMS-Schleuderbeschichtung</td></tr><tr><td>Spritzenpumpe</td><td>CETONI, Deutschland</td><td>neMESYS</td><td></td></tr><tr><td>Temperatur-Inkubator</td><td>Okolab, Italien</td><td>-</td><td>Ausrüstung für Mikroskope</td></tr><tr><td>Tris(2,2'-bipyridyl)dichloruthenium(II)hexahydrat, (RTDP)</td><td>Acros Organics, Belgien</td><td>208750010</td><td></td></tr><tr><td>Verrohrung</td><td>Saint-Gobain, Frankreich</td><td>Tygon F-4040-A</td><td>Schlauch für Gaseinlass</td></tr><tr><td>Verrohrung</td><td>Saint-Gobain, Frankreich</td><td>Tygon AAD04103</td><td>Schläuche für Flüssigkeiten</td></tr><tr><td>Hefeextrakt</td><td>Carl Roth, Deutschland</td><td>2363.3</td><td>LB mittlere Komponente</td></tr></tbody></table>

erzeugung schneller sauerstoffoszillationen in der mikrobiellen einzelzellwachstumsanalyse mit einem mikrofluidischen doppelschichtgerät

Creating Rapid Oxygen Oscillations in Microbial Single-cell Growth Analysis using a Microfluidic Double-layer Device

PDMS-Doppelschicht-Chip-Herstellung Der gefertigte Doppelschicht-Chip ist in Abbildung 2A dargestellt, mit farbigen Gaskanälen (rot) und Flüssigkeitskanälen (blau) zur Visualisierung. Der Chip verfügt über drei identische Flüssigkeitskanäle und überlappende Gaskanäle, um parallele Experimente zu ermöglichen. Der Fluidkanal hat einen Kultivierungsbereich mit einer Reihe von Kultivierungskammern (Abbildung 2A(i)). Die Zellen werden in den Kultivierungskammern gefangen und in einem Monolayer-Format wachsen gelassen, was eine hochauflösende Zeitrafferbildgebung mit einer hohen Bildaufnahmerate ermöglicht. Der Querschnitt des Chips zeigt eine 3 mm dicke Deckschicht und eine 65 μm dicke Unterschicht, die eine schnelle Gasdiffusion vom Gaskanal zum Fluidkanal durch die intermediäre PDMS-Membran ermöglicht (Abbildung 2A (ii-ii')).
Sauerstoffkontrolle auf dem Chip Die Gasaustauschfähigkeit des entwickelten Chips wurde mit FLIM und dem sauerstoffempfindlichen Farbstoff15 getestet. Wie in Abbildung 2B gezeigt, zeigte die Sauerstoffkonzentration im Flüssigkeitskanal innerhalb von zehn Sekunden entweder eine entsprechende Abnahme oder einen Anstieg, wenn die Sauerstoffkonzentration zwischen 21 % und 0 % verschoben wurde. Diese Ergebnisse der Sauerstoffmessung zeigen, dass die schnelle Sauerstoffoszillation in Dutzenden von Sekunden in dem entwickelten doppelschichtigen Mikrofluidik-Chip repliziert werden kann.
Mikrobielle Kultivierung unter konstanten Sauerstoffbedingungen Der Chip wurde zunächst eingesetzt, um das fakultative Wachstum von anaeroben E. coli unter konstanten gasförmigen Bedingungen mit verschiedenen Sauerstoffkonzentrationen zu charakterisieren. Kohlendioxid wurde dem Versorgungsgas immer zugesetzt, da wir in vorläufigen Experimenten ein begrenztes Wachstum von E. coli unter Abreicherung von Kohlendioxid beobachteten (Daten nicht gezeigt). Abbildung 3A und Abbildung 3B zeigen repräsentative Phasenkontrastbilder von E. coli unter aeroben (21 % Sauerstoffversorgung) bzw. anaeroben (0 % Sauerstoffversorgung) Bedingungen. Nach 3 Stunden Kultivierung führten E. coli, die unter aeroben Bedingungen gezüchtet wurden, zu größeren Kolonien im Vergleich zu anaeroben Bedingungen. Die quantitative Analyse zeigt auch unterschiedliche Anstiegsraten der Koloniegröße (A-Kolonie) in Abhängigkeit von der Sauerstoffverfügbarkeit, wie in den Wachstumskurven in Abbildung 3C dargestellt. Beachten Sie, dass eineKolonie nach Anfangsfläche normalisiert wird, um einen Vergleich über verschiedene Kolonien und Bedingungen hinweg zu ermöglichen. Die exponentielle Wachstumsrate μ kann aus der Wachstumskurve wie folgt ermittelt und in Abbildung 3D zusammengefasst werden.
<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/68697/68697eq2.jpg">
Die Ergebnisse bestätigen die Fähigkeit des Geräts, den Sauerstoff in bestimmten Konzentrationen zu kontrollieren und das entsprechende mikrobielle Wachstum aus den aufgenommenen Zeitrafferbildern effektiv zu analysieren.
Mikrobielle Kultivierung unter oszillierenden Sauerstoffbedingungen Schließlich wurde E. coli unter oszillierenden Sauerstoffbedingungen kultiviert, wobei zwischen aeroben und anaeroben Begasungsphasen mit einem Schaltintervall T' gewechselt wurde. Verschiedene T' zwischen 60 min und 1 min wurden untersucht, um die Fähigkeit zur zeitaufgelösten Wachstumsanalyse in Korrelation mit oszillierenden Sauerstoffbedingungen zu testen. Abbildung 4 zeigt das quantifizierte Wachstum von E. coli unter oszillierenden Sauerstoffbedingungen mit T' = 60, 30, 10, 5, 2 und 1 min. Neben der Wachstumskurve basierend auf derA-Kolonie wird auch die momentane Wachstumsrate μΔt bestimmt, um zeitaufgelöste Erkenntnisse wie folgt zu gewinnen.
<img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/68697/68697eq3.jpg">
Die Wachstumsraten unter konstanten aeroben und anaeroben Bedingungen sind ebenfalls mit gestrichelten Linien (μ21 %, μ0 %) in Abbildung 4 als Wachstumsreferenzen dargestellt. Das Wachstum von E. coli zeigte eine ausgeprägte Dynamik als Reaktion auf oszillierende gasförmige Bedingungen. Zum Beispiel, nachdem die Begasungsphase von aeroben auf anaerobe Bedingungen umgestellt worden war (T' = 60 min), zeigte das Wachstum (i) Reaktionsphase: plötzliche Abnahme der Wachstumsrate, gefolgt von (ii) Erholungsphase: allmähliche Zunahme der Wachstumsrate und (iii) Stabilisierungsphase: Wachstumsstabilisierung um μ0%. Die Wachstumsdynamik von E. coli wurde unter verschiedenen T' in nur 1 Minute zeitlich erfolgreich aufgelöst, wobei E. coli aufgrund der begrenzten Zeit für die Anpassung des Wachstums an sich verändernde gasförmige Bedingungen eine monotone Wachstumsrate auf und ab zeigte. Darüber hinaus kann das Wachstumsverhalten nicht nur auf Kolonieebene, sondern auch auf Einzelzellebene analysiert werden. Abbildung 5 veranschaulicht die Entwicklung des einzelligen Bereichs unter Sauerstoffschwingungen in verschiedenen Schaltintervallen T'. Das Wachstum einzelner Zellen kann abgeleitet werden, indem benachbarte Diagramme verfolgt werden, ohne die Analyse zu verfolgen. Das Wachstumsverhalten auf Einzelzellebene ähnelt dem, was auf Kolonieebene in Abbildung 4 beobachtet wurde; eine schnellere Flächenvergrößerung während der aeroben Begasungsphase und eine deutliche Änderung der Wachstumsgeschwindigkeit beim Gaswechsel. Die Ergebnisse zeigen die Fähigkeit, Mikroben unter oszillierenden gasförmigen Bedingungen zu kultivieren und das mikrobielle Wachstum in Korrelation mit der Sauerstoffverfügbarkeit zeitaufgelöst zu analysieren.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68697/68697fig1.jpg"> 
Abbildung 1: Verfahren zur Herstellung von Doppelschichtchips. Das Verfahren beginnt mit der Konstruktion von (A, C), der Herstellung von Formen (B, D), dem PDMS-Formgebung (E-G) und der Montage von (H). Diese Zahl wurde von15 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68697/68697fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68697/68697fig2.jpg"> 
Abbildung 2: Gefertigter Doppelschicht-Chip und seine Fähigkeit zur Sauerstoffkontrolle. (A) Es wird das repräsentative Bild des hergestellten Chips dargestellt, mit farbigen Gaskanälen (rot) und Flüssigkeitskanälen (blau) zur Visualisierung. Das REM-Bild ist in (i) dargestellt und zeigt eine Reihe von Kultivierungskammern, die auf beiden Seiten mit Flüssigkeitskanälen verbunden sind (Maßstabsbalken 100 μm). Der Querschnitt des Chips ist in (ii-ii') dargestellt, das die 3 mm dicke Deckschicht und die 65 μm dicke Unterschicht darstellt. (B) Die gemessene Sauerstoffkonzentration im Flüssigkeitskanal nach dem Umschalten zwischen aeroben (21 % Sauerstoff) und anaeroben (0 % Sauerstoff) Bedingungen. Diese Zahl wurde von15 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68697/68697fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68697/68697fig3.jpg"> 
Abbildung 3: Kultivierung von E. coli unter konstanten Sauerstoffbedingungen. (A) Die Zellen werden 3 h lang aerob kultiviert (21 % Sauerstoffversorgung) und Zeitrafferbilder werden mit Hilfe der Phasenkontrastmikroskopie aufgenommen. (B) Die Zellen werden anaerob kultiviert (0% Sauerstoffversorgung) und Zeitrafferbilder werden für 3 Stunden aufgenommen. (C) Das Zellwachstum unter verschiedenen konstanten Sauerstoffbedingungen wird auf der Grundlage einerA-Kolonie aufgetragen. (D) Die exponentielle Wachstumsrate wird berechnet und zusammengefasst. Alle Maßstabsleisten = 5 μm. Die Daten werden als Mittelwert ± S.D. n = 35 Kolonien (0 %), 27 (0,1 %), 21 (0,5 %), 16 (1 %), 13 (5 %), 13 (10 %), 29 (21 %) ausgedrückt. Diese Zahl wurde von15 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68697/68697fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68697/68697fig4.jpg"> 
Abbildung 4: Kultivierung von E. coli unter oszillierenden Sauerstoffbedingungen. Es wird das Zellwachstum unter verschiedenen oszillierenden Sauerstoffbedingungen untersucht (T', Schaltintervall zwischen aeroben und anaeroben Bedingungen). Das Zellwachstum basierend auf derA-Kolonie wird über die Zeit aufgetragen (oben), und μΔt wird über die Zeit aufgetragen, um eine zeitaufgelöste Dateninterpretation zu ermöglichen (unten). Die Daten werden als Mittelwert ± S.D. n = 5 Kolonien (60 min), 3 (30 min), 4 (10 min), 4 (5 min), 4 (2 min), 5 (1 min) ausgedrückt. Diese Zahl wurde von15 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68697/68697fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68697/68697fig5.jpg"> 
Abbildung 5: Einzellige Fläche (eine einzelne Zelle ) von E. coli , kultiviert unter oszillierenden Sauerstoffbedingungen. Die Daten stammen von einer repräsentativen Kolonie aus jedem Schaltintervall T'. Diese Zahl wurde von15 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68697/68697fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

Erzeugung schneller Sauerstoffoszillationen in der mikrobiellen Einzelzellwachstumsanalyse mit einem mikrofluidischen Doppelschichtgerät

Microbial single-cell analysis using microfluidics coupled with time-lapse microscopy holds promise for investigating microbial growth behavior under ...

creating-rapid-oxygen-oscillations-microbial-single-cell-growth

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Herstellung und Validierung eines Add-on-Plattform, die eine verbesserte Kontrolle über die räumliche und zeitliche Sauerstoffzufuhr in ein 6-Well-Platte bietet. Das Gerät lässt sich an einer Reihe von Kultur-Systeme und kann verwendet werden, um die Wirkung von Sauerstoff auf die Wundheilung zu untersuchen.

Herstellung und Betrieb eines Oxygen Insert für adhärente Zellkulturen

Mikrofluidik-Geräte lassen sich komplexe natürliche Prozesse in Echtzeit und auf der entsprechenden physikalischen Maßstäben zu visualisieren. Wir haben ein einfaches Mikrofluidiksystem, dass wichtige Funktionen des natürlichen porösen Medien nachahmt für das Studium Wachstum und Transport von Bakterien im Untergrund entwickelt.

Fenster an einem Microworld: Einfache mikrofluidische Systeme für Studium Mikrobielle Transport in porösen Medien

Wir stellen eine einfache Methode zur mikrofluidischen Vorrichtungen, die nach vergleichbaren dynamischen Bedingungen, um mehrere verschiedene Stämme zu produzieren, ohne die Notwendigkeit für einen Reinraum oder weiche Lithographie.

Einer mikrofluidischen Vorrichtung für ein Studium mehrere verschiedene Stämme

Quelle: Pioli, R., et al., Strukturierung von Mikroorganismen und Mikropartikeln durch sequentielle Kapillaritäts-unterstützte Assemblierung. J. Vis. Exp. (2021)Dieses Video zeigt die Methode zum Einfangen einzelner fluoreszenzmarkierter Escherichia coli (E. coli)- Zellen in mikrofluidischen Fallen unter Verwendung einer kohlenstofffreien Suspension und eines kontrollierten Flusses, gefolgt von einer Nährstoffzugabe zur Auslösung des Wachstums und der Fluoreszenzbildgebung von Mikrokolonien.

Mikrofluidische Strukturierung und fluoreszenzbasierte Verfolgung des einzelligen Bakterienwachstums

Quelle: Jian, X. et. al., Automatisierte mikrobielle Kultivierung und adaptive Evolution mit dem mikrobiellen Mikrotröpfchenkultursystem (MMC). J. Vis. Exp. (2022)Dieses Video zeigt den Einsatz einer mikrofluidischen Tröpfchen-basierten Plattform zur Echtzeitüberwachung des Bakterienwachstums. Durch die Erzeugung einheitlicher Tröpfchen, die Bakteriensuspensionen enthalten, und deren Führung durch einen Nachweisweg ermöglicht das System eine kontinuierliche optische Messung der Zelldichte, um...

Echtzeit-Überwachung des Bakterienwachstums mit einem mikrofluidischen Mikrotröpfchenkultursystem

Quelle: Cabeen, M. T., et al. Einzellige mikrofluidische Analyse von Bacillus subtilis. J. Vis. Exp. (2018)Das Video demonstriert den Einsatz eines mikrofluidischen Geräts zur Beobachtung des bakteriellen Wachstums auf Einzelzellebene. Es zeigt, wie nicht bewegliche bakterielle Zellen, die in mikrogroßen Gräben eingeschlossen sind, kontinuierlich unter einem Fluoreszenzmikroskop genährt und abgebildet werden. Das Setup ermöglicht eine Echtzeitvisualisierung der Zellteilung und der...

Verfolgung des Bakterienwachstums bei Einzelzellauflösung in einem mikrofluidischen System

In diesem Protokoll wird die Herstellung, der Aufbau und die grundlegende Bedienung eines mikrofluidischen Pikoliter-Bioreaktors (PLBR) für die Einzelzellanalyse von prokaryotischen Mikroorganismen vorgestellt. Industriell relevante Mikroorganismen wurden als Proof of Principle analysiert, was Einblicke in die Wachstumsrate, Morphologie und phänotypische Heterogenität über bestimmte Zeiträume ermöglicht, was mit herkömmlichen Methoden kaum möglich ist.

Mikrofluidischer Picoliter-Bioreaktor für die mikrobielle Einzelzellanalyse: Herstellung, Systemaufbau und Betrieb

Die Kontrolle von chemischen und Sauerstoffgradienten ist essentiell für Zellkulturen. In diesem Artikel wird über ein mikrofluidisches Gerät aus Polydimethylsiloxan-Polycarbonat (PDMS-PC) berichtet, das in der Lage ist, zuverlässig Kombinationen von chemischen und Sauerstoffgradienten für Zellmigrationsstudien zu erzeugen, die in biologischen Labors ohne ausgefeilte Instrumente praktisch eingesetzt werden können.

Polydimethylsiloxanhaltigen Polycarbonat Mikrofluidiksysteme für Zellmigrationsstudien unter Perpendicular Chemische und Sauerstoff Gradients

Wir präsentieren Ihnen eine Methode zur Analyse von einzelnen Bakterienzelle Linien mit Bacillus Subtilis als Beispiel mikrofluidischen. Die Methode überwindet Mängel der traditionellen analytischen Methoden in der Mikrobiologie durch Beobachtung von Hunderten von Generationen der Zelle unter eng kontrollierbar und einheitliche Wachstumsbedingungen ermöglicht.

Einzellige mikrofluidischen Analyse von Bacillus subtilis

Der Herstellungsprozess eines PDMS-basierten, mehrschichtigen, mikrofluidischen Geräts, das in vitro Transkription und Translation (IVTT) Reaktionen über längere Zeiträume durchführen kann, wird beschrieben. Darüber hinaus erhalten Sie einen umfassenden Überblick über die Hard- und Software, die zur Automatisierung und Aufrechterhaltung dieser Reaktionen über einen längeren Zeitraum erforderlich ist.

Eine multilayer mikrofluidische Plattform für die Leitung einer längeren zellfreien Genexpression

Das Protokoll beschreibt die Hochdurchsatz-Sphäroiderzeugung für Bioprinting unter Verwendung der multiparametrischen Analyse ihrer Oxygenierung und ihres Zelltods auf einem Standardfluoreszenzmikroskop. Dieser Ansatz kann angewendet werden, um die Lebensfähigkeit der Sphäroide zu kontrollieren und eine Standardisierung durchzuführen, die für die Modellierung von 3D-Gewebe, Tumormikroumgebung und erfolgreicher (Mikro-) Gewebebiofabrikation wichtig ist.

Erschwingliche Sauerstoffmikroskopie-unterstützte Biofabrikation von mehrzelligen Sphäroiden

Lernen Sie die Herstellung eines mikrofluidischen Doppelschichtchips zur Analyse mikrobiellen Wachstums unter schnellen Sauerstoffoszillationen. Diese Methode ermöglicht präzise Untersuchungen mikrobieller Verhaltensweisen.

Erzeugung schneller Sauerstoffoszillationen in der mikrobiellen Einzelzellwachstumsanalyse mit einem mikrofluidischen Doppelschichtgerät (Video) | JoVE Journal

Erzeugung schneller Sauerstoffoszillationen in der mikrobiellen Einzelzellwachstumsanalyse mit einem mikrofluidischen Doppelschichtgerät

Weitere Videos entdecken