Un método eficaz para obtener fracciones altamente purificadas meiótica viables de ratón testículos se describe, que combina un refinado protocolo de disociación celular, con la clasificación de células activadas fluorescentes (FACS). Este método aprovecha las diferencias en el contenido de ADN nuclear y la densidad de las fracciones discretas meióticas.
Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.
Artículo de método
Citometría de flujo de purificación de las células de ratón meiótica
En este artículo
Resumen
Resumen
La naturaleza heterogénea de tipos de células en los testículos y la ausencia de modelos de cultivo celular meiótica se han obstáculos importantes para el estudio de los programas de diferenciación única que se manifiestan durante la meiosis. Dos métodos principales se han desarrollado para purificar, en distintos grados, distintas fracciones meiótica de adultos y animales inmaduros: elutriación o Staput (sedimentación) utilizando BSA y / o gradientes de Percoll. Ambos métodos se basan en el tamaño celular y la densidad para separar las células meióticas 1-5. En general, a excepción de las poblaciones de células pocos 6, estos protocolos no dar suficiente pureza de las poblaciones de células meióticas numerosos que son necesarios para los análisis moleculares detallados. Además, con estos métodos por lo general un tipo de células meióticas puede ser purificado en un momento dado, lo que añade un nivel adicional de complejidad en relación a la reproducibilidad y la homogeneidad en la comparación de muestras de células meióticas.
Aquí se describe un método perfeccionado que permite visualizar fácilmente, identificar y purificar las células meióticas, a partir de células germinales de espermátidas redondas, usando FACS combinado con Hoechst 33342 tinción 7,8. Este método proporciona una visión global del proceso meiótico completo y permite purificar altamente células viables de la mayoría de la etapa de la meiosis. Estas células purificadas se pueden analizar en detalle los cambios moleculares que acompañan a la progresión a través de la meiosis, por ejemplo, cambios en la expresión génica 9,10 y la dinámica de ocupación nucleosoma en los hotspots de la recombinación meiótica 11.
Protocolo
Este protocolo se puede separar en dos etapas principales: (1) la disociación y Hoechst 33342 tinción de células de los testículos de ratón seguido, si es necesario, (2) FACS clasificación de las fracciones correspondientes meiótica, incluyendo todas las etapas de la meiosis, las células germinales de espermátidas redondas. Una vez recogidos, estas poblaciones altamente enriquecido meiótica puede ser utilizado para una amplia gama de análisis. Este protocolo describe la disociación de un testículo adulto, los volúmenes se pueden adaptar en consecuencia de los menores o de los testículos adicionales.
1. La disociación testículos
- Coloque un testículo decapsulated en un tubo de 15 ml.
- Añadir 3 ml de solución salina equilibrada de Gey (GBSS), que contiene 120 U / ml de colagenasa tipo I.
- Añadir 10 l de DNasa I (1mg/ml solución de valores en el 50% de glicerol) y agitar enérgicamente a mano hasta que vea los túbulos testiculares comienzan a disociarse.
- Agitar horizontalmente a un máximo de 120 rpm durante 15 minutos a 33 ° C.
- Se decanta por 1 min vertical a temperatura ambiente y desechar el sobrenadante.
- Repita los pasos 1,2 a 1,5.
- Añadir 2,5 ml de GBSS contiene colagenasa tipo I, 50 l de una solución de reserva 50mg/ml tripsina resuspendido en solución de HCl 1 mM, y 10 l de DNasa I (1mg/ml), e invertir el tubo varias veces.
- Agitar horizontalmente a un máximo de 120 rpm durante 15 minutos a 33 ° C.
- Utilizando una pipeta Pasteur de plástico desechables, con orificio de ancho, pipeta suavemente hacia arriba y hacia abajo por 3 grupos min.No debe ser visible en este momento.
- Añadir 30 l de tripsina, 10 l de DNAsa I, 40 l de Hoechst 33342 resuspendieron en DMSO (10 mg / ml), e invertir el tubo varias veces.
- Agitar horizontalmente a un máximo de 120 rpm durante 15 minutos a 33 ° C.
- Añadir 400 l de suero fetal bovino (FCS) y mezclar invirtiendo para inactivar la tripsina.
- Tinción final se realiza mediante la adición de 50 l de Hoechst 33342 resuspendieron en DMSO (10 mg / ml), y 10 l de DNasa I (1 mg / ml).
- Agitar horizontalmente a un máximo de 120 rpm durante 15 minutos a 33 ° C.
- La muestra de testículo disociada se pasa a través de dos GBSS de 40 micras previamente mojado filtros desechables en un tubo cónico de 50 ml, 5 l de yoduro de propidio (PI) y la solución se añade la muestra se mezcla suavemente con la pipeta varias veces con desechables Pasteur pipeta.
- Muestra es transferida a una jeringa de plástico de 5 ml a través de una aguja de calibre 18. Este último es sustituido por una aguja de calibre 22 para la entrega de la muestra. La jeringa se almacena en hielo y protegido de la luz hasta que esté listo para el procesamiento de FACS.
2. FACS configuración y purificación
- Clasificación se realizó en un clasificador de Becton-Dickinson Aria celular IIU. Las condiciones descritas por lo tanto, se debe utilizar como punto de partida, especialmente cuando se utilizan equipos diferentes. Hemos utilizado las condiciones anteriormente descritas 7,8.
- Dado que la IIU Aria no tiene un láser UV, adaptamos el protocolo para la detección de manchas Hoescht uso de un láser violeta de 405 nm, además de que utiliza un láser azul 488 nm para la detección de dispersión frontal y lateral. Además, algunos filtros se modificaron con el fin de limitar algunos filtración de láser rojo que resulta en la nitidez mejorada trama dispersa.
- El láser violeta se ha configurado con un pase de banda 450/40nm para la detección de Hoescht azul de emisión y un pase de banda 585/42nm de Hoescht emisión roja. Un pase largo 502nm se utiliza para separar azul de fluorescencia de color rojo.
- Una boquilla de 100 micras se utilizan con una frecuencia de caída de la unidad de 28.000 gotas / segundo. La tasa de umbral de la muestra fue de aproximadamente 4.000 eventos / segundo. La opción de control de la temperatura se utiliza para mantener la muestra y los tubos de recogida a 4 ° C toda la duración de la clasificación. Además, la función de la agitación de la muestra se utilizó a 200 rpm para evitar que la muestra de la sedimentación a lo largo de la clase.
- Por lo general, dos o tres testículos fueron procesados por 6 horas clase que permite la obtención de 0,5-2.0x10 6 células de cada población (véase la sección representativa).
- La muestra fue ordenada en partes alícuotas de aproximadamente 750μl dispensado desde la jeringa. Mientras tanto, durante estas pausas los tubos de recolección se mantuvieron a 4 ° C, protegido de la luz, y se mezclan suavemente antes de ordenar la reanudación.
- Las muestras fueron ordenados en un tubo de recogida de vidrio borosilicatado 12x75mm contiene 250μl DMEM suplementado con 10% FCS.
3. Los resultados representativos:
Un típico perfil de FACS se muestra en la Figura 1. Todos los pasos más importantes de la meiosis se identifican y se indican en la leyenda. Si el Hoechst 33342 tinción no es óptimo, el perfil global parece mucho más compacto y menos definida. Un problema común se refiere a que no agrega suficiente DNAsa, lo que induce aglutinación rápida de las células. Además de DNAsa adicional en todos los pasos procesados por lo general resuelve este problema. Congelar ªintimidar las acciones de DNAsa (almacenadas a -20 ° C) debe ser reducido al mínimo, ya que esto da lugar a una rápida pérdida de actividad de la enzima.
Spo11 es la endonucleasa meiótica que dirige la doble cadena se rompe en los sitios de sitios de recombinación meiótica 12. La figura 2 muestra los perfiles típicos de un testículo Spo11 nulo en doble capítulo romper no se forman, lo que resulta en una meiosis abortiva 12, así como una pre-puberous perfil de un ratón de 13 días de edad, lo que revela la naturaleza asíncrona de esta primera ola de la meiosis. Estándar de análisis citogenético mediante la combinación de proteínas complejas sinaptonémico 3 (SCP3) y fosforilados anticuerpos histona H2AX etapa de marcadores específicos de la meiosis debe ser utilizado inicialmente para confirmar la pureza y la naturaleza de las células meióticas ordenados, como se describe elswhere 11.
Figura 1. Tipo salvaje FACS meiosis perfiles. A) diagrama de dispersión se muestra Representante. Las células cerradas se muestran. Tenga en cuenta la gran cantidad de residuos presentes en los testículos adultos que contienen principalmente las membranas vacías y las colas de espermatozoides. B) Un representante parcela PI muestra la cantidad muy limitada de células PI positivas presentes en una muestra. La puerta típica se muestra. C) Un representante de tipo salvaje Hoechst 33342 se muestra el perfil de FACS. Las distintas poblaciones de células meióticas que puede ser purificado mediante este método para el estudio adicional se indican: espermatogonias (E), pre-leptotene (PL), leptotene-zygotene (L / Z), a principios de Paquiteno (PE), el medio Paquiteno ( MP), de finales del Paquiteno (LP), diplotene (D), y espermátidas redondas (RS).
Figura 2. Spo11 nulo y de tipo salvaje día 13 perfiles FACS meióticas. A) Una típica Spo11 nulo perfil se muestra con un claro fracaso meiótica, donde puede haber más allá de la etapa leptotene / zygotene temprana pachytene detectado. B) El perfil de una de 13 días de edad, de tipo salvaje ratones machos se muestra la alta concentración de células leptotene / zygotene. Esta primera oleada de la meiosis es bastante asíncrono, como claramente se visualizan mediante esta metodología.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Discusión
El protocolo presentado en este documento permite purificar al mismo tiempo de ratones machos adultos de toda la gama de las células del estadio meiótico con una pureza muy alta, permitiendo a los investigadores estudiar la dinámica de este proceso fundamental. Células purificadas se pueden utilizar para numerosas aplicaciones que van desde la extracción de RNA 9,10, la cartografía nucleosoma 11, la detección de moléculas recombinantes, análisis de proteína, y muchos más. Sin embargo, los métodos d...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Divulgaciones
No hay conflictos de interés declarado.
Agradecimientos
Este proyecto fue apoyado en parte por los dineros del Estado de Florida de Scripps y números premio R01GM085079 R21HD061304 y del Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales y el Instituto Nacional de Salud Infantil y Desarrollo Humano, respectivamente. Este es el número 20917 manuscrito de The Scripps Research Institute.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Colagenasa Tipo-1 | Worthington Biochemical | CLSS1 | Disolver hasta 12.000 U/ml en GBSS, almacenar a 4°C |
| Tripsina | Worthington Biochemical | TRL3 | Disolver en HCl 1 mM hasta 50 mg/ml, almacenar a 4°C |
| H–chst 33342 | Acros Organics | 230001000 | Solución saturada (10 mg/ml en DMSO), almacenar a 4°C |
| DNasa I | Sigma-Aldrich | DNEP | Disolver en agua/glicerol al 50 % hasta 1 mg/ml, almacenar a -20°C |
| Solución Salina Equilibrada de Gey’s | Sigma-Aldrich | G9779 | |
| Pipeta de transferencia de 6" | Fisher Scientific | 137119D |
Referencias
- Meistrich, M. L., Bruce, W. R., Clermont, Y. Cellular composition of fractions of mouse testis cells following velocity sedimentation separation. Exp. Cell Res. 79, 213-227 (1973).
- Grabske, R. J., Lake, S., Gledhill, B. L., Meistrich, M. L. Centrifugal elutriation: separation of spermatogenic cells on the basis of sedimentation velocity. J. Cell. Physiol. 86, 177-189 (1975).
- Purification, A. R. culture, and fractionation of spermatogenic cells. Methods Enzymol. 225, 84-113 (1993).
- Romrell, L. J., Bellve, A. R., Fawcett, D. W. Separation of mouse spermatogenic cells by sedimentation velocity. A morphological characterization. Dev. Biol. 49, 119-131 (1976).
- Meistrich, M. L., Trostle, P. K. Separation of mouse testis cells by equilibrium density centrifugation in renografin gradients. Exp. Cell Res. 92, 231-244 (1975).
- Namekawa, S. H. Postmeiotic sex chromatin in the male germline of mice. Curr. Biol. 16, 660-667 (2006).
- Lassalle, B. Side Population' cells in adult mouse testis express Bcrp1 gene and are enriched in spermatogonia and germinal stem cells. Development. 131, 479-487 (2004).
- Bastos, H. Flow cytometric characterization of viable meiotic and postmeiotic cells by Hoechst 33342 in mouse spermatogenesis. Cytometry A. 65, 40-49 (2005).
- Chowdhury, R., Bois, P. R., Feingold, E., Sherman, S. L., Cheung, V. G. Genetic analysis of variation in human meiotic recombination. PLoS Genet. 5, e1000648-e1000648 (2009).
- Roig, I. Mouse TRIP13/PCH2 is required for recombination and normal higher-order chromosome structure during meiosis. PLoS Genet. 6, (2010).
- Getun, I. V., Wu, Z. K., Khalil, A. M., Bois, P. R. Nucleosome occupancy landscape and dynamics at mouse recombination hotspots. EMBO Rep. 11, 555-560 (2010).
- Romanienko, P. J., Camerini-Otero, R. D. The mouse Spo11 gene is required for meiotic chromosome synapsis. Mol. Cell. 6, 975-987 (2000).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Reimpresiones y permisos
