Artículo de método

Una plataforma automatizada versátil para Micro escala experimentos de estimulación celular

DOI:

10.3791/50597

⸱

6 de agosto de 2013

 ,  ,  ,  , 
1Department of Systems Biology, Sandia National Laboratories, 2Department of Biotechnology and Bioengineering, Sandia National Laboratories, 3Canon U.S. Life Sciences, 4Department of Advanced Systems Engineering and Deployment, Sandia National Laboratories

En este artículo

Resumen

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Hemos desarrollado un cultivo de células automatizado y la plataforma de interrogación para experimentos de estimulación de células micro-escala. La plataforma ofrece un control sencillo, versátil y precisa en el cultivo y estimular las pequeñas poblaciones de células, y la recuperación de lisados ​​de análisis moleculares. La plataforma se adapta bien a los estudios que utilizan las células preciosos y / o reactivos.

Resumen

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Estudio de las células en cultivo (análisis in vitro) ha proporcionado datos importantes en los sistemas biológicos complejos. Métodos y equipos convencionales para el análisis in vitro son muy adecuadas para el estudio de un gran número de células (≥ 10 5) en volúmenes de escala ≥ mililitro (0,1 ml). Sin embargo, hay muchos casos en los que es necesario o deseable que reducir el tamaño cultura para reducir el consumo de las células de interés y / o reactivos necesarios para su cultura, estimulación, o de procesamiento. Desafortunadamente, los enfoques convencionales no soportan una manipulación precisa y reproducible de cultivos de micro-escala, y los sistemas automatizados de microfluidos basados ​​actualmente disponibles son demasiado complejas y especializadas para el uso rutinario por la mayoría de los laboratorios. Para hacer frente a este problema, hemos desarrollado una plataforma de tecnología simple y versátil para el cultivo automatizado, estimulación, y la recuperación de pequeñas poblaciones de células (100 - 2000 células) en el volumen de micro-escalas (1 - 20 l). La plataforma consta de un conjunto de microcapilares recubiertos de fibronectina ("cámaras de perfusión de células"), dentro de la cual se establecieron cultivos de micro-escala, mantienen, y se estimularon; un dispositivo digital de microfluidos (DMF) equipado con "transferencia" microcapilares ("cubo central "), el cual las células rutas y reactivos hacia y desde las cámaras de perfusión; una bomba de jeringa de alta precisión, que alimenta el transporte de materiales entre las cámaras de perfusión y el eje central, y una interfaz electrónica que proporciona control sobre el transporte de materiales, que es coordinado y automatizado a través de scripts predeterminados. Como un ejemplo, se utilizó la plataforma para facilitar el estudio de las respuestas transcripcionales provocados en las células inmunes al reto con bacterias. El uso de la plataforma nos ha permitido reducir el consumo de las células y los reactivos, minimizar la variabilidad experimento a experimento, y re-directos práctica laboral. Dadas las ventajas que ésta confiere, así como su accesibilidad y versatilidad, Oplataforma ur debe encontrar uso en una amplia variedad de laboratorios y aplicaciones, y ser especialmente útil para facilitar el análisis de las células y los estímulos que están disponibles sólo en cantidades limitadas.

Introducción

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El estudio de las células se mantuvieron en cultivo (análisis in vitro) ha proporcionado valiosa información sobre los principios fundamentales y los mecanismos moleculares que regulan los complejos sistemas biológicos y la salud humana. Los métodos convencionales para el cultivo, la estimulación, y colección de las células para el análisis, que utilizan placas de Petri y las placas de microtitulación, se han diseñado para el estudio de grandes poblaciones de células (≥ 10 5) en volúmenes de cultivo escala ≥ mililitro (0,1 ml). Sin embargo, hay muchos casos en los que sólo cantidades limitadas de células están disponibles (por ejemplo, células primarias), o pequeñas poblaciones de células son deseables (por ejemplo, para reducir la variabilidad de célula a célula a través de la población), o reactivos requeridos son difíciles de obtener o prohibitivamente caro (por ejemplo, factores secretados por células purificadas). Estos temas pueden ser abordados con éxito por la escala hasta el tamaño cultura, que tiene el beneficio adicional de reducir el consumo de todos losreactivos necesarios para el análisis en 1,2 vitro. Desafortunadamente, el equipo y los métodos convencionales no soportan la manipulación precisa y reproducible de las culturas micro-escala y los sistemas automatizados de microfluidos basadas actualmente disponibles 3-11 son demasiado complejos y especializados para el uso habitual en la mayoría de los laboratorios.

En este reporte se describe el montaje y el uso de una plataforma de tecnología simple y versátil para el cultivo automatizado, el estímulo y la recuperación de las pequeñas poblaciones de células (100 - 2000 células) en los volúmenes de micro-escala (1-20 l). La arquitectura de la plataforma (Figura 1) es de diseño modular: un conjunto de fibronectina recubierto microcapilares ("cámaras de perfusión de células" módulo) sirve como el sitio para el establecimiento, el mantenimiento, y la estimulación de cultivos de micro-escala, y un microfluídica digital (DMF ) 12,13 14,15 dispositivo equipado con células de rutas "transferencia" microcapilares (módulo central "hub")y reactivos hacia y desde las cámaras de perfusión. DMF permite al usuario resolver individualmente varias gotas al mismo tiempo y cambiar o volver a ordenar las manipulaciones (es decir, volver a configurar los trenes de procesamiento de la muestra) sin alterar el hardware del dispositivo. Su gran flexibilidad es evidente en su reciente aparición como una tecnología clave en una amplia gama de aplicaciones, incluido el cultivo celular 16,17, 18,19 ensayos enzimáticos, inmunoensayos 20,21, 22,23 análisis de ADN, el procesamiento de proteínas, 24,25 y procesamiento de la muestra clínica. 26,27 Nuestro cubo central toma ventaja de la flexibilidad inherente a los dispositivos de DMF, y se mejora aún más mediante la adición de interfaces de microcapilares, lo que proporciona la oportunidad de llevar a cabo un subconjunto de manipulaciones (por ejemplo, cultivo celular) en periférica especializada módulos, en lugar de en el dispositivo de DMF en sí. La compartimentación de los trenes de procesamiento de esta manera también simplifica el diseño de la plaArquitectura TForm (sin necesidad de construir un dispositivo de DMF que pueden llevar a cabo todas las etapas de elaboración) y facilita su evolución como nuevas funciones se requieren (simplemente integrar nuevos módulos periféricos, según sea necesario). Transporte de las células y los reactivos dentro del cubo central es accionado por electrohumectación fuerzas generadas por la activación secuencial de electrodos dentro del dispositivo de DMF 13,28; transporte hacia, desde y dentro de las cámaras de perfusión es impulsado por los cambios de presión generados por una jeringa de alta precisión bomba. Todos estos movimientos fluidos son controlados a través de una interfaz electrónica simple y automatizado a través del uso de secuencias de comandos predeterminados.

Como ejemplo representativo, se demuestra el uso de la plataforma para el estudio de las respuestas transcripcionales provocado en las células inmunes al reto con bacterias (Figura 2). La realización de estos experimentos en la plataforma nos permitió trabajar con un pequeño número de células ~ 1000 por la experimentación (condición de tal), minimizar la variabilidad experimento a experimento, reactivos conservar y volver a dirigir las manos-sobre el trabajo. Dadas las ventajas que ésta confiere, así como su accesibilidad y versatilidad, esta plataforma debe encontrar uso en una amplia variedad de laboratorios y aplicaciones y resultar especialmente útil para facilitar el análisis de las células y los estímulos que están disponibles sólo en cantidades limitadas.

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Protocolo

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Este protocolo general está diseñada para soportar la aplicación de la plataforma a una amplia variedad de estudios; aspectos específicos para el estudio representativo se describe en este informe se separan entre paréntesis Figura 2 ilustra un estudio representativo llevado a cabo utilizando el protocolo.. Tenga en cuenta que en el protocolo, todos los comandos de "instruir" se automatizan con el uso de scripts predeterminados. Tenga en cuenta también que el paso 2 puede llevarse a cabo en paralelo con el Paso 1 (por ejemplo, durante los pasos 1.7 y 1.8), y que el paso 2.1 es a menudo ignoradas (porque las placas de dispositivos DMF modelado / recubiertos se pueden lavar y volver a utilizarse; ver Paso 5.2) .

1. Ensamble y rellenar las cámaras de perfusión celular

  1. Escudo las superficies interiores de esterilizado (autoclave) microcapilares (sílice fundida; 679 micras OD, 534 Identificación del micras; 15 cm de largo) con fibronectina, dando instrucciones a la bomba de jeringa para extraer una solución de fibronectina estéril (30 l de 50 mg / ml) en cada unomicrocapilar, incubando (37 ° C durante 2 hr), dando instrucciones a la bomba de jeringa para extraer la solución, y dejar que el microcapilares seco (temperatura ambiente (TA) durante 6 horas).
  2. Conectar cada microcapilar recubiertos de fibronectina (cámara de perfusión) a un tubo de policarbonato (500 micras OD, 100 Identificación del micras) y el tubo a la bomba de jeringa multi-puerto, el uso de accesorios de CapTite (6 cámaras de perfusión, 8-puerto de la bomba de jeringa).
  3. Con cinta, asegure el cuerpo de cada cámara de perfusión a un bloque de calor establecidas en la temperatura deseada (37 º C).
  4. Sumergir los extremos abiertos de las cámaras de perfusión en un depósito (tubo de microcentifuge o placa de microtitulación de) células que contienen (P388D.1 macrófagos murinos) suspendidas en medio de crecimiento fresco (RPMI-1640, 10% de FBS, 500 unidades / ml de penicilina, 500 mg / ml de estreptomicina) a una concentración deseada (10 6 células / ml).
  5. Instruir a la bomba de jeringa para extraer células (10 l, 10 4 células) en cada cámara de perfusión seguido por suficiente air para mover el tapón de líquido (~ 4,5 cm) a la sección asegurada al bloque de calor.
  6. Permitir que las células se adhieran a las superficies interiores recubiertas de fibronectina de las cámaras de perfusión (37 ° C durante 1 - 2 h). Mientras tanto, la transferencia de los extremos abiertos de las cámaras de perfusión desde el depósito de las células a un nuevo depósito que contiene medio de cultivo fresco.
  7. Después del periodo de cumplimiento, instruir a la bomba de jeringa para enviar los tapones de líquido (medio condicionado y las células no unidas) a los residuos, retirar un nuevo medio (10 l), y seguir con el aire suficiente para colocar las nuevas bujías de líquido (medio fresco) sobre el adherido las células.
  8. Continuar llevando a cabo intercambios media (es decir, repita el Paso 1.7) a intervalos regulares (cada 2 horas) hasta las poblaciones de células son suficientemente equilibrada y amplia (16 - 24 h de cultivo a microescala generados poblaciones de ~ 1.000 células / cámara).

2. Fabrique el dispositivo DMF y Monte la Arquitectura Hub

  1. Como se describió previamente 14,29, patrón de la placa inferior del dispositivo de DMF con cuarenta y seis de óxido de indio y estaño (ITO) electrodos (conductores de gota accionamiento) por fotolitografía y el grabado, y la capa con 5 micras de parileno-C y 50 nm de teflón AF. Formar la placa superior del dispositivo de DMF por un sustrato de vidrio de revestimiento no pautada ITO con teflón AF, como anteriormente.
  2. El uso de fotogramas de compresión de metal, fijar las placas de DMF en un molde de polímero 14,30 con rebajes que mantienen una separación de 400 m entre las placas; esta separación, combinado con el tamaño del electrodo de accionamiento (2.5 mm 2), define el volumen de la gotita (2,5 l por electrodo). Tenga en cuenta que el conjunto de DMF se puede lograr por medios más simples 24.
  3. Insertar transferencia revestido de teflón microcapilares (360 micras OD, 100 Identificación del micras; 3.5 - 4.0 cm de largo) en el espacio entre las placas de DMF, posicionar cada uno para extenderse hasta el borde de su electrodo de accionamiento cognado.
  4. Para la linea de frented de cada transferencia colocar microcapillary un accesorio CapTite.
  5. Enganche los conectores eléctricos para suministrar voltaje a los electrodos de ITO. Secuencias de activación de electrodos están automatizadas a través del uso de un interfaz electrónico controlado por ordenador ejecutar scripts predeterminados.
  6. Opcional: Mover el cubo DMF montada en la etapa de traslación de un microscopio (SZ-6145TR (Olympus, Japón)) equipado con un dispositivo de carga acoplada (CCD) de la cámara (DCR-HC96 (Sony, Japón)) para facilitar el seguimiento de las gotitas 31.

3. Conecte las cámaras de perfusión al Hub DMF y estimular las poblaciones celulares

  1. Retire los extremos abiertos de las cámaras de perfusión del depósito de medio (consulte el Paso 1.6) e insertarlos en los conectores CapTite fijados a los extremos de la transferencia microcapilares del cubo DMF (ver Paso 2.4).
  2. Instruir a la bomba de jeringa para enviar los tapones de líquido (medio acondicionado) en las cámaras de perfusión que perder.
  3. InstRUCT el cubo de DMF para elaborar estímulo (E. coli biopartículas a 100 g / ml en medio fresco con 0,1% de Pluronic F127 w / v) de un depósito de a bordo y entregar una gota de tamaño apropiado (10 l) a cada transferencia microcapilar . Los reservorios de a bordo se componen de compartimentos con forma cilíndrica (1,5 x 1,5 cm cada una) y conectados al concentrador DMF a través de tubos.
  4. Instruir a la bomba de jeringa para extraer los tapones de estímulo a la transferencia microcapilares y siga con el aire suficiente para colocar los tapones en las poblaciones de células en las cámaras de perfusión.
  5. Se incuban las células con el estímulo (37 ° C durante 1 - 4 horas). Opcional: Cambio de un nuevo impulso (es decir, repita los pasos 3.2 a 3.4) a intervalos regulares.

4. Terminar estimulación y recuperación lisados ​​de células para el análisis

  1. Opcional: Si se requiere un período posterior a la estimulación, intercambiar los tapones de líquidos que contienen estímulo para el medio fresco (es decir, repita los pasos 3,2-30.4, sustituyendo el medio fresco para el estímulo), y continuar a incubar e intercambiar según sea necesario.
  2. Cambio de los tapones de líquido en las cámaras de perfusión de tampón de lavado (preludio directo Lisis Módulo de Tampón B) (es decir, repita los pasos 3.2 a 3.4, sustituyendo el tampón de lavado para el estímulo), y se incuba según sea necesario (5 min).
  3. Cambio de los tapones de líquido (tampón de lavado) para la solución de lisis (preludio directo Tampón de Lisis Módulo A con 0,1% de Pluronic F127 w / v) (es decir, repita los pasos 3.2 a 3.4, sustituyendo solución de lisis para el estímulo), y se incuba según sea necesario (5 min) .
  4. Instrucciones a la bomba de jeringa para enviar los tapones de líquido (lisados ​​celulares) al cubo DMF.
  5. Desmontar el eje DMF, retire la placa superior del dispositivo DMF (teniendo cuidado de no inclinar el plato de lado, ya que esto puede dar lugar a gota la mezcla), y recoger los lisados ​​utilizando un Pipetman o jeringa para análisis fuera de la plataforma (perfiles de expresión génica mediante qPCR).

5. Plataformas de hardware puro paraReutilización

  1. Sumergir la transferencia microcapilares y accesorios CapTite en lejía al 10% (v / v en agua) durante 10 min a TA, enjuague bien con agua desionizada, y el uso de gas nitrógeno seco.
  2. Sumergir las placas de dispositivos DMF en 10% de lejía por 10 min a TA, enjuague bien con isopropanol seguido por agua desionizada, y el uso de gas nitrógeno seco seguido de cocción a 160 ° C durante 10 min.
  3. El tubo de policarbonato de la bomba de jeringa, y el polímero fundido del dispositivo de DMF y el marco de la compresión, se puede volver a utilizar sin limpieza. La cámara de perfusión microcapilares se desechan después de cada experimento.

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Resultados

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Como una demostración de la plataforma automatizada, lo usamos para llevar a cabo un estudio en el que pequeñas poblaciones de células inmunes se cultivaron en cultivos de micro-escala, desafió con bacterias, y zadas para el análisis fuera de la plataforma de las respuestas pro-inflamatorias (Figura 2 ).

Cada una de las seis cámaras de perfusión de células se sembró con 10 4 células inmunes (P388D.1 macrófagos murinos) se resuspendieron en 10 l de medio de crecimi...

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Discusión

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Hemos desarrollado una plataforma automatizada simple y versátil para el cultivo celular micro-escala y experimentos de estimulación. La plataforma nos permite trabajar con pequeñas cantidades de cultivos y poblaciones de células (1 - 20 ly 100 - 2000 células por cámara); tamaños cultura podría reducirse aún más mediante el uso de microcapilares de menor diámetro. Trabajar en estas escalas reduce el costo de estudios de rutina y hace que los estudios viables que requieren el uso de reactivos preciosos y / o cél...

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Divulgaciones

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Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Agradecimientos

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Los autores agradecen a Ronald F. Renzi y Michael S. Bartsch por sus contribuciones al diseño y desarrollo de dispositivos de DMF y el cubo DMF. Esta investigación fue plenamente apoyada por el Programa de Desarrollo de Laboratorio Director de Investigación y en Sandia National Laboratories. Sandia es un laboratorio multi-programa administrado y operado por Sandia Corporation, una subsidiaria de propiedad total de Lockheed Martin Corporation, para el Departamento de Administración de Seguridad Nuclear Nacional de Energía de los EE.UU. bajo contrato DE-AC04-94AL85000.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Prelude Módulo de lisis directaNuGEN1400-24
Trypan Blue (0.4% w/v)GIBCO15250-061
Cell StripperCellgro25-056-C1
Ovation PicoSL WTANuGEN3310-048
Agencourt RNAClean XPBeckman Coulter GenomicsA63987
pHrodo BioParticlesInvitrogenP35361
CCL4 Ensayo de qRT-PCR TaqMande Applied Biosystems Mm00443111_m1
Ensayo CCL5 TaqMan qRT-PCRApplied BiosystemsMm01302428_m1
PTGS2 Ensayo de qRT-PCR TaqMan deApplied Biosystems Mm00478374_m1
TNF Ensayo qRT-PCRde Applied BiosystemsMm00443258_m1
GAPDH Ensayo TaqMan qRT-PCRBiosystems AplicadoMm99999915_g1
Pluronic F127Sigma Chemical2594628
Fluorinerte FC-40Sigma Chemical51142-49-5
Dímero de parileno CSistemas de recubrimiento especiales28804-46-8
Teflón-AFDuPontAF1600
Cinta de poliimidaULINES-11928
Sustratos de vidrio recubiertos de óxido de indio y estaño (ITO) Delta TechnologiesCB-40IN-1107
Cubo DMF Microcapilares de sílice fundida recubiertos de teflónPolymicro Technologies TSU100375
Microcapilares de cámara de perfusiónPolymicro Technologies TSP530700
Tubos y accesorios microcapilaresSandia National Laboratories
Tubo de policarbonatoParadigm OpticsCTPC100-500-5
Bomba de jeringa de precisión de 8 puertos equipada con 30 mm (500 μ l capacidad) jeringasHamilton Company54848-01
Instrumento de deposición de vapor Parylene-CSistemas de recubrimiento especialesPDS 2010 Labcoter 2
Generador de función de alto voltajeTrek615A-1 615-3
MVX10 MicroscopioOlympusOpcional (facilita el seguimiento de gotas en el concentrador DMF)
Cámara CCD digital QIClickQImagingQIClick-F-CLR-12Opcional (facilita el seguimiento de gotas en el hub DMF)

Referencias

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  1. Young, E. W. K., Beebe, D. J. Fundamentals of microfluidic cell culture in controlled microenvironments. Chemical Society Reviews. 39, 1036-1048 (2010).
  2. Yeo, L. Y., Chang, H. C., Chan, P. P. Y., Friend, J. R. Microfluidic devices for bioapplications. Small. 7, 12-48 (2011).
  3. Zhang, B., Kim, M. C., Thorsen, T., Wang, Z. A self-contained microfluidic cell culture system. Biomedical Microdevices. 11, 1233-1237 (2009).
  4. Skafte-Pedersen, P., et al. A self-contained, programmable microfluidic cell culture system with real-time microscopy access. Biomedical Microdevices. 14, 385-399 (2012).
  5. Barbulovic-Nad, I., Au, S. H., Wheeler, A. R. A microfluidic platform for complete mammalian cell culture. Lab Chip. 10, 1536-1542 (2010).
  6. Zhou, Y., Pang, Y., Huang, Y. Openly Accessible Microfluidic Liquid Handlers for Automated High-Throughput Nanoliter Cell Culture. Analytical Chemistry. 84, 2576-2584 (2012).
  7. Wang, H. Y., Bao, N., Lu, C. A microfluidic cell array with individually addressable culture chambers. Biosensors and Bioelectronics. 24, 613-617 (2008).
  8. Cimetta, E., Cagnin, S., Volpatti, A., Lanfranchi, G., Elvassore, N. Dynamic culture of droplet-confined cell arrays. Biotechnology Progress. 26, 220-231 (2010).
  9. Hung, P. J., Lee, P. J., Sabounchi, P., Lin, R., Lee, L. P. Continuous perfusion microfluidic cell culture array for high-throughput cell-based assays. Biotechnology and Bioengineering. 89, 1-8 (2005).
  10. King, K. R., et al. A high-throughput microfluidic real-time gene expression living cell array. Lab on a Chip. 7, 77-85 (2007).
  11. Gómez-Sjöberg, R., Leyrat, A. A., Pirone, D. M., Chen, C. S., Quake, S. R. Versatile, fully automated, microfluidic cell culture system. Analytical Chemistry. 79, 8557-8563 (2007).
  12. Wheeler, A. R. Chemistry - Putting electrowetting to work. Science. 322, 539-540 (2008).
  13. Gong, J., Kim, C. J. All-electronic droplet generation on-chip with real-time feedback control for EWOD digital microfluidics. Lab Chip. 8, 898-906 (2008).
  14. Choi, K., et al. Integration of field effect transistor-based biosensors with a digital microfluidic device for a lab-on-a-chip application. Lab Chip. 12, 1533-1536 (2012).
  15. Barbulovic-Nad, I., Yang, H., Park, P. S., Wheeler, A. R. Digital microfluidics for cell-based assays. Lab Chip. 8, 519-526 (2008).
  16. Gentilucci, L., de Marco, R., Cerisoli, L. Chemical modifications designed to improve peptide stability: incorporation of non-natural amino acids, pseudo-peptide. 16, 3185-3203 (2010).
  17. Miller, E. M., Wheeler, A. R. A digital microfluidic approach to homogeneous enzyme assays. Anal. Chem. 80, 1614-1619 (2008).
  18. Jebrail, M. J., Bartsch, M. S., Patel, K. D. Digital microfluidics: a versatile tool for applications in chemistry, biology. 12, 2452-2463 (2012).
  19. Ng, A. H. C., Choi, K., Luoma, R. P., Robinson, J. M., Wheeler, A. R. Digital Microfluidic Magnetic Separation for Particle-Based Immunoassays. Analytical Chemistry. 84, 8805-8812 (2012).
  20. Sista, R. S., et al. Heterogeneous immunoassays using magnetic beads on a digital microfluidic platform. Lab Chip. 8, 2188-2196 (2008).
  21. Malic, L., Veres, T., Tabrizian, M. Biochip functionalization using electrowetting-on-dielectric digital microfluidics for surface plasmon resonance imaging detection of DNA hybridization. Biosens. Bioelectron. 24, 2218-2224 (2009).
  22. Malic, L., Veres, T., Tabrizian, M. Nanostructured digital microfluidics for enhanced surface plasmon resonance imaging. Biosens. Bioelectron. 26, 2053-2059 (2011).
  23. Jebrail, M. J., Wheeler, A. R. Digital microfluidic method for protein extraction by precipitation. Anal. Chem. 81, 330-335 (2009).
  24. Nelson, W. C., et al. Incubated protein reduction and digestion on an electrowetting-on-dielectric digital microfluidic chip for MALDI-MS. Anal. Chem. 82, 9932-9937 (2010).
  25. Mousa, N. A., et al. Droplet-scale estrogen assays in breast tissue, blood, and serum. Sci. Transl. Med. 1, 1ra2(2009).
  26. Jebrail, M. J., et al. A digital microfluidic method for dried blood spot analysis. Lab Chip. 11, 3218-3224 (2011).
  27. Choi, K., Ng, A. H. C., Fobel, R., Wheeler, A. R. Digital microfluidics. Annual Review of Analytical Chemistry. 5, 413-440 (2012).
  28. Jebrail, M. J., et al. Digital Microfluidics for Automated Proteomic Processing. J. Vis. Exp. (33), e1603(2009).
  29. Thaitrong, N., et al. Quality Control of Next Generation Sequencing Library through an Integrative Digital Microfluidic Platform. , Submitted (2012).
  30. Shin, Y. J., Lee, J. B. Machine vision for digital microfluidics. Review of Scientific Instruments. 81, (2010).
  31. Thornton, M., Eward, K. L., Helmstetter, C. E. Production of minimally disturbed synchronous cultures of hematopoietic cells. BioTechniques. 32, 1098-1105 (2002).
  32. Huang, X., Dai, W., Darzynkiewicz, Z. Enforced adhesion of hematopoietic cells to culture dish induces endomitosis and polyploidy. Cell Cycle. 4, 801-805 (2005).
  33. Raje, M., et al. Charged nylon membrane substrate for convenient and versatile high resolution microscopic analysis of Escherichia coli & mammalian cells in suspension culture. Cytotechnology. 51, 111-117 (2006).
  34. Chatterjee, D., Hetayothin, B., Wheeler, A. R., King, D. J., Garrell, R. L. Droplet-based microfluidics with nonaqueous solvents and solutions. Lab Chip. 6, 199-206 (2006).
  35. Perroud, T. D., et al. Microfluidic-based cell sorting of Francisella tularensis infected macrophages using optical forces. Analytical Chemistry. 80, 6365-6372 (2008).
  36. Wang, Z., Gerstein, M., Snyder, M. RNA-Seq: A revolutionary tool for transcriptomics. Nature Reviews Genetics. 10, 57-63 (2009).
  37. Malone, J. H., Oliver, B. Microarrays, deep sequencing and the true measure of the transcriptome. BMC Biology. 9, (2011).
  38. Wu, M., et al. Microfluidically-unified cell culture, sample preparation, imaging and flow cytometry for measurement of cell signaling pathways with single cell resolution. Lab on a Chip. 12, 2823-2831 (2012).
  39. Srivastava, N., et al. Fully integrated microfluidic platform enabling automated phosphoprofiling of macrophage response. Analytical Chemistry. 81, 3261-3269 (2009).
  40. Herr, A. E., et al. Microfluidic immunoassays as rapid saliva-based clinical diagnostics. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 5268-5273 (2007).

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