Summary
Den etablerade tekniken för att ympa primära invasiva orthotopic blåscancer implanterad kräver laparotomi och mobilisering av urinblåsan. Detta förfarande orsakar betydande sjuklighet på mössen, är tekniskt utmanande och tidskrävande. Vi utvecklade därför en hög precision, perkutan tillvägagångssätt använder ultraljud.
Abstract
Orthotopic blåscancer xenografter är guldmyntfoten för att studera molekylära cellulära manipulationer och nya terapeutiska medel in vivo. Lämpliga cellinjer inokuleras antingen genom intravesikal instillation (modell av nonmuscle invasiv tillväxt) eller intramural injektion i blåsväggen (modell av invasiv tillväxt). Båda förfarandena är komplicerade och mycket tidskrävande. Dessutom har den ytliga modell sina brister på grund av bristen på cellinjer som är tumörframkallande efter tillförseln. Interna injektion, å andra sidan, är behäftad med invasivitet av förfarandet och den associerade sjukligheten för värdmusen.
Med dessa brister i åtanke, ändrade vi tidigare metoder för att utveckla en minimalinvasiv metod för att skapa orthotopic blåscancer implanterad. Med hjälp av ultraljud har vi framgångsrikt utfört perkutan ympning av cancer i urinblåsan cellinjer UM-UC1, UM-UC3 och UM-UC13 i 50 atymiska nakna. Vi har kunnat visa att denna metod är tidseffektivt, exakt och säker. Med denna teknik är initialt ett utrymme skapas under blåsans slemhinna med PBS, och tumörceller injiceras sedan in i detta utrymme i ett andra steg. Tumörtillväxten kontrolleras med jämna mellanrum med mareld imaging och ultraljud. Den genomsnittliga tumörvolymerna ökat stadigt i alla utom en av våra 50 möss under studieperioden.
I vår institution, denna nya metod, som gör att cancer i urinblåsan xenograft ympning i en minimalinvasiv, snabb och mycket exakt sätt, har ersatt den traditionella modellen.
Introduction
Cancerforskning är beroende av djurmodeller av human cancer med hjälp av cellinjer som härrör från patientens tumör för att fördjupa vår förståelse av tumörbiologi. För in vivo-tillväxtanalys under olika behandlingsstrategier murina orthotopic blåscancer modeller förblir referensstandard 1,2. Ympningen av humana blåscancerceller i immunförsvagade möss (xenograftmodell) förlitar sig på intravesikal instillation ("intravesikal model") 3,4,5 eller direkt injektion i blåsväggen ("intramural model") 6,7. Båda teknikerna kan också utföras på råttor 8,9.
Intravesikal instillation inducerar bildandet av tumörer på urothelial ytan av urinblåsan, som sedan kan bli föremål för efterföljande intravesikal instillation av nya behandlingsmedel. Emellertid är antalet cellinjer som är tillförlitligt tumorogen när de levereras via denna metod begränsas end en av dessa cellinjer, KU7, har nyligen visats vara HeLa 4,10. Intravesikal instillation är också tidskrävande på grund av nödvändiga uppehållstider, och det framkallar ofta tumörtillväxt i angränsande delar av urinvägarna, inklusive urinröret, urinledaren och njurbäckenet 11. Vidare leder intravesikal instillation ofta till tumörtillväxt på golvet i blåsan där urinledarna in i blåsan, och detta kan orsaka övre vägsobstruktion och åtföljande njursvikt.
Primära invasiva blåscancer xenotransplantat som är lämpliga för systemisk behandling är skapade genom direkt injektion av tumörceller in i blåsväggen 12. Trots att många cellinjer växer tillräckligt i denna modell, är dess begränsning av invasiv av modellen i samband med behovet av en buksnitt 13. Modellen är också en utmaning att lära sig på grund av tekniska svårigheter att injicera cellerna exakt in i muskelväggenav urinblåsan.
En ny metod för att fastställa orthotopic primär invasiv blåscancer implanterad i möss har utvecklats i vår avdelning för att åtgärda befintliga brister i det "intramural modellen". Vi kunde optimera perkutan, ultraljud-guidad injektion av urinblåsan cancerceller i främre blåsväggen vilket resulterar i denna nya teknik för att lyckas ersätta den etablerade invasiva modell. Dessutom har vi potentiellt förbättrad noggrannhet och reproducerbarhet "intramural modellen".
Protocol
Alla djurförsök utfördes enligt riktlinjerna i den kanadensiska rådet om Animal Care (CCAC). Protokollet godkändes av Animal Care kommittén vid University of British Columbia (Protokoll nummer: A10-0192).
1. Framställning av cellinjer
- Bekräfta identiteten hos respektive human blåscancer cellinjer genom DNA-fingeravtryck 7.
- För tillväxtanalys av xenotransplantattumörer av mareld, transfektera cellinjer med en lentiviral konstruktion som bär eldflugeluciferasgenen 3.
- Thaw och expandera de befintliga cellinjer i Dulbeccos modifierade Eagles medium (DMEM) med 10% fetalt bovint serum (FBS) vid 37 ° C i en fuktig 5% CO 2 atmosfär. Passage cellerna minst 3x men undvika odlingstider överstigande 3 månader.
2. Framställning av cellsuspension
- Tina Matrigel. Håll temperaturen under4 ° C för att undvika ökade viskositeten hos gelén.
- Trypsinisera cellerna vid ett sammanflöde av 70% och suspendera i normal tillväxtmedier.
- Räkna antalet celler med en hemocytometer eller automatisk cellräknare.
- Centrifugera cellsuspensionen under 5 minuter vid 200 x g.. Avlägsna supernatanten.
- Tillsätt lämplig volym av DMEM (10% FBS) och Matrigel (1:1) för att nå den önskade cellkoncentrationen, som är beroende av den utnyttjade cellinje och önskade tillväxt kinetik (8-15 x 10 6 / ml). Den injicerade volymen av tumörcellsuspension kommer att bli 40 | il.
- Blanda väl genom att pipettera upp och ned (P1000), undvika att skapa luftbubblor i suspensionen.
3. Beredning av djur
OBS: På grund av det potentiella behovet av transuretral kateterisering i steg 4,7, honmöss är att föredra kön i denna djurmodell.
- Hus möss enligt institutionella och nationella djuromsorg guidelines. Skaffa etisk kommitté godkännande för alla experiment med möss.
- Bedöva möss med 3% isofluran / syreblandning. Bekräfta korrekt anesthetization av djur (till exempel inga reaktioner till tå klämmer).
4. Experimentuppställning
- Skär blåsan stabilisering av någon form av plan, styv plast [Bild 2 I]. Försiktigt inspektera remmen och ta bort eventuella vassa kanter innan ansökan till mössen.
- Montera djuret på den uppvärmda avbildningstabellen [Figur 1 I] av den lilla djuret avbildning plattform med kontinuerlig övervakning av vitala tecken. Fäst de nedre extremiteterna med ett gummiband [Figur 1 III].
- Desinficera buken med 2% klorhexidinglukonat och torka huden med en steril bomullsspets.
- Immobilisera urinblåsan med urinblåsan stabiliseringsremmen [Bild 2 II]. Sålunda kan en undanav urinblåsan under intramural injektion i steg 5,6 kommer att undvikas.
- Applicera sterilt ultraljud gel på nedre delen av magen.
- Sakta närmar ultraljud proben (frekvens 40 MHz) [Figur 1 IV] till huden (längs med en skall vinkel på 45-70 °) och visualisera urinblåsan på ultraljudsskärmen [Bild 3 I].
- Om blåsan är tom, fyll den med 50 l steril, varm fosfatbuffrad saltlösning (PBS) genom en transuretral 24 G angiokateter.
5. Separation av blåsväggen lager
- Fäst en 1,0 ml spruta fylld med PBS och förbunden med en 30 G, ¾ i nålen (avfasade riktat anteriort) till sprutan klämman.
- Placera nålen i huden precis ovanför blygdbenet i en 30 till 45 ° vinkel (80-90 ° i förhållande till den längsgående axeln av ultraljud proben [fig. 1]).
- Identifiera nålenpå ultraljudsskärmen.
- Sakta perforera huden och bukväggen muskler [Bild 3 II].
- Vrid avfasning av nålen 180 ° (nu riktat posteriort).
- För in spetsen på nålen i blåsväggen utan att tränga in i slemhinnan [Bild 3 III]
- Injicera långsamt 50 | il av PBS mellan muskellagret och slemhinnan i syfte att skapa ett artificiellt utrymme [Figur 3 IV].
OBS: Om slemhinnan är oavsiktligt perforerad under steg 5.6, långsamt dra tillbaka nålen och injicera 50 l PBS efter slemhinneskiktet har vänt tillbaka över nålspetsen. - Dra ut nålen.
6. Interna Ympning av urinblåsan cancerceller
- Bifoga en andra 1,0 ml spruta (fylld med cancerceller suspenderade i Matrigel) med en 30 G, ¾ in nålen på sprutan klämman.
- För in spetsen på nålen till sammaPBS-fyllda utrymme som skapades i steg 5.7.
- Injicera 40 ul av cellsuspensionen in i detta utrymme [Figurer 3 V och VI].
- Dra ut nålen.
7. Post-interventionell understödjande behandling
- Demon musen från avbildning plattform.
- Håll djuret i en varm och behaglig miljö under ständig övervakning för att tillfriskna från bedövningen.
- Efter att ha återfått medvetandet och återuppta normala förflyttningar, placera djuret tillbaka i sitt hem bur.
Representative Results
Intramural injektion av tre olika tumörcellinjer (UM-UC1 luc, UM-UC3 luc och UM-UC13 luc) utfördes i 50 djur enligt ultraljud-ledning på tre dagar i följd. Den ympning utfördes effektivt (genomsnittlig tid 5,7 min / djur) och var inte förknippad med några intra-eller post-interventions komplikationer.
Övervakning av tumörtillväxt utfördes av ultraljud och mareld. På dag # 3 en tumör kunde detekteras med hjälp av ultraljud i den främre blåsan av samtliga 50 djur [Figur 4 I]. 98% av möss visade konstant tumörtillväxt under uppföljningsperioden [figur 4 och 5]. Efter ympning av UM-UC3 luc, en mus utvecklades intraperitoneal tumörspridning och tumören INVECKLAD efter dag # 7 i en andra djur [Tabell 1]. Detta var den första gruppen av möss inokulerade med denna nya teknik.
nt "> Mössen avlivades dag # 24, # 28 och # 37 efter ympning av UM-UC3 luc, UM-UC1 luc och UM-UC13 luc, respektive. xenotransplantattumörer skördades och undersöktes på hematoxylin och eosin (H & E ) sektioner. Alla tumörer var muskel invasiv och några infiltreras i perivesical fett, men ingen invasion i intilliggande organ observerades [Figur 6 I]. 60% av möss som bär UM-UC13 luc tumörer och 20% av möss som bär UM-UC3 luc tumörer utvecklas retroperitoneala lymfkörtelmetastaser som bekräftades av H & E färgning [Figur 6 II].
Figur 1. Bild-och schematisk illustration av den experimentella konfigurationen. Är musen monterad på den uppvärmda operationsbordet (I) och hölls under anestesi (<strong> II) med 3% isofluran / syreblandning. De nedre extremiteterna är fixerade med ett gummiband (III). Efter närmar ultraljuds proben (IV) till huden (längsgående inriktning med en kranial vinkel av 45 till 70 °) i blåsan (V) visualiseras på ultraljud skärmen. En spruta med en 30 G nål (VI) är styrd på huden i en vinkel av 30 till 45 ° (80-90 ° i förhållande till den längsgående axeln av ultraljud proben).
Figur 2. Immobilisering av urinblåsan. Mått och illustration för att konstruera blåsan stabiliseringsremmen (I) Remmen är fäst i nedre delen av magen och immobilizes blåsan (II). Således ett kringgående av blåsan under intramural injicering undviks.
Figur 3. Interna inokulation av tumörceller. Visualisering av blåsan på ultraljudsskärmen (I). Tandning av huden och bukväggen muskler (II). Needle införing i blåsväggen utan penetrering av slemhinnan (III). PBS (50 | il) mellan muskellagret och slemhinnan efter långsam injektion (IV). Tumörceller suspenderade i Matrigel i intramural artificiellt skapade utrymme (V, VI).
1123fig4.jpg "/>
Figur 4. . Uppföljning med ultraljud Kontinuerlig uppföljning med ultraljud visade signifikant ökning av tumörvolym (I: dag # 3, II: dag # 7, III: dag # 13).
Figur 5. Uppföljning av mareld. Kontinuerlig uppföljning av mareld visade ständigt ökande luminiscens under studieperioden.
Figur 6. Histologi av xenograft tumör och lymfkörtelmetastaser. I toto H & E del av en representativ xenograft tu Mor visar invasiv tillväxt i muskeln utan invasionen i intilliggande organ (I). 60% av de möss som bär UM-UC13 luc tumörer och 20% av möss som bär UM-UC3 luc tumörer presenteras retroperitoneala lymfkörtelmetastaser (II).
| Inokulerad cellinje | UM-UC1 luc | UM-UC3 luc | UM-UC13 luc | |
| Antal möss | 20 | 15 | 15 | |
| Injicerad volym, il | idth: 64px; ">40 | 50 | 50 | |
| Kroppar, absolut | 3,6 x 10 5 | 6 x 10 5 | 5,5 x 10 5 | |
| Tid per djur, min | 3,4 (± 1,6) | 7,7 (± 3,7) | 6,8 (± 2,9) | |
| Tumör-incidens | 49 (98%) | |||
| 20 (100%) | 14 (93%) | 15 (100%) | ||
| Lymfkörtel metastas | 0 | 3 (20%) | 9 (60%) | |
| Uppföljning (dagar) | 28 | 22 [före behandlingen] | 28 [före behandlingen] | |
| Tumörvolym (| il) | dag 4 | 11,6 (± 1,3) | 12,5 (± 1,7) | 14,4 (± 1,3) |
| slutet av | 394,6 (± 72,4) | 288,7 (± 66,1) | 78,3 (± 13,4) | |
| uppföljning | ||||
| Tumör luminiscens (fotoner / sek) | dag 4 | 4,6 x 10 8 | 2,0 x 10 8 | 5,8 x 10 8 |
| (± 9,4 x 10 7) | (± 3,7 x 10 7) | (± 1,3 x 10 8) | ||
| slutet av | 1,9 x 10 10 | 1,4 x 10 10 | 1,5 x 10 10 | |
| uppföljning | (± 4,0 x 10 9) | (± 2,3 x 10 9) | (± 1,9 x 10 9) | |
Tabell 1. Ultraljud-styrd tumörcellinjektion - förfarande och resultat.
Discussion
Nästan alla stora framsteg inom cancerterapi kräver tester i djurmodeller innan man inleder kliniska studier. Djurmodeller av cancer är viktiga verktyg som gör det möjligt för forskare att studera tumörbiologi in vivo. Orthotopic xenograft modeller förblir guldmyntfoten 1,2 och fortsätter att erbjuda den mest flexibilitet (i urval av cellinjer) och ha den mest praktiska verktyget.
Den illustrerade förfarandet är en minimalt invasiv modifiering av orthotopic modell som tidigare beskrivits av Dinney et al. 12 Vi etablerade xenotransplantattumörer genom ultraljud guidad perkutan injektion av tre olika cellinjer med en teknisk framgång på 100%. Under kontinuerlig uppföljning, 98% av mössen visade konstant ökning av tumörvolym.
Genom att utföra en minimalinvasiv teknik kunde vi ta itu med befintliga begränsningar i intramural modell. Förutom respecting djurskydd, den reducerade invasivitet av detta förfarande bidrar också till reproducerbarhet för experiment in vivo genom att minska antalet av kirurgiska komplikationer. Det är mycket tid effektivt för att undvika en buken laparotomi och tillhörande behov av tillslutning av sår. Vi kunde minska avsevärt förfarandet tid per djur till 3,4 min (± 1,6). Dock är den främsta fördelen med vår nya strategi dess riktighet. Högupplösande ultraljud, tillåter oss att visualisera det utrymme som skapas av saltlösning injektion under slemhinnan i urinblåsans vägg. Detta första steg injektion underlättar tumörcellinjektion i ett andra steg och minimerar risken för tumörcells spill. Detta står i kontrast till den teknik för intramural injektion efter laparotomi, där det är omöjligt att visualisera nålens placering och det finns alltid ett element av osäkerhet om det exakta djupet av injektion. Också, eftersom vi ympa tumörceller strikt i främre blåsväggen, tumör growth på den bakre blåsväggen undviks. Därefter graden av obstruktiva komplikationer på grund av tumörtillväxt i närheten av de uretär mynningar är extremt sällsynt. Denna åtföljande effekt tillåter längre tillväxt-och behandlingsperioder.
Den största begränsningen av ultraljud-styrda tumörympning är behovet av lämplig teknisk utrustning. Därför utförandet av detta förfarande kommer troligen att begränsas till centra som är specialiserade på djurmodeller av cancer hos människor. Detta bör uppmuntra samarbeten mellan forskargrupper utanför dessa institutioner och med expertis i en sådan roman djur modellering.
Även beroende av förtrogenhet med ultraljud och lite fingerfärdighet, är lätt att lära sig under kompetent undervisning denna modell. Nyckel steget i förfarandet är att skapa en konstgjord utrymme submukosalt i blåsväggen med saltlösning. När detta utrymme skapas utan perforering of slemhinneskiktet, förblir den stabil under flera minuter. Ledning av den andra nålen in i detta utrymme för att inokulera tumörcellerna är relativt enkel. Huvud komplikation under skapandet av submukosala utrymmet är perforering av nålen in i urinblåsan lumen. Skapandet av en submukosala utrymme är dock fortfarande möjlig. Nålen måste dras långsamt in i blåsväggen och koksaltlösning injiceras precis när slemhinneskiktet flippar över nålspetsen. Efter denna manöver submukosala utrymmet är mindre stabil (koksaltlösning kommer att fly till urinblåsan lumen inom 30-60 sek) och injektion av tumörcellerna måste genomföras snabbt. Spill av tumörceller in i blåsan lumen kan förekomma i dessa fall med perforering av slemhinnan. Trots förlusten av tumörceller från intramural rymden kan leda till en minskad tumörvolymen under uppföljningen, vi har aldrig observerat någon intravesikal tumörupptag.
En annan potentiell complication är spill av tumörceller till peritonealhålan genom injektionskanalen. Vi observerade bara en intraperitoneal tumörcellspridning på 50 djur, och detta skedde i en av våra första försök. Vi tillskriver detta till injektion av en alltför stor tumörcellsuspensionsvolym. Detta stöds av det faktum att reducera volymen 50-40 pl gav ingen ytterligare intraperitoneal spill.
Denna minimalt invasiva ympning av murina orthotopic blåscancer xenograft representerar en innovativ modifiering av befintliga "intramural modell", gynnar både utredaren och djuren lika. Fördelarna med denna modell uppmuntra dess anpassning till andra organ såsom njure, prostata och lever för att fastställa orthotopic xenograft tumörer i ett minimalt invasivt sätt.
Disclosures
Fri tillgång till denna video-artikeln är sponsrad av FUJIFILM VisualSonics, Inc.
Acknowledgments
Författarna vill tacka för Eliana Beraldi för att utföra viral transduktion av tumörcellinjer och Ben Deeley för hans undervisning om användning av det lilla djuret ultraljud plattform.
Projektet fick stöd av den tyska stiftelsen System (DFG, JA 2117/1-1: 1), den kanadensiska Cancerfonden Research Institute och en mentor Physician Scientist Award från Vancouver Coastal Health Research Institute. Det ultraljud plattform finansierades av det kanadensiska institutet för innovation.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chlorhexidine gluconate (2%) | Aplicare | 82-319 | |
| Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) | Thermo Scientific | SH3008101 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Thermo Scientific | SH3007103 | |
| Isoflurane | Baxter Corporation | 402-069-02 | |
| Trypsin (0.25%) | Thermo Scientific | SH3004202 | |
| Syringe (1 ml) | BD Bioscience | 309659 | |
| Hypodermic needle (30 G; ¾ in) | Kendall | 830340 | |
| Angiocatheter (24 G) | BD Bioscience | 381112 | |
| Vevo 770 small animal imaging platform | VisualSonics | ||
| RMV 706 ultrasound scanhead | VisualSonics | ||
| IVIS Lumina III | Caliper Life Science |
References
- Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. Mouse orthotopic models for bladder cancer research. BJU Int. 104, 1286-1291 (2009).
- Kubota, T. Metastatic models of human cancer xenografted in the nude mouse: the importance of orthotopic transplantation. J. Cell. Biochem. 56, 4-8 (1994).
- Hadaschik, B. A., et al. A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumour inoculation and bioluminescence imaging. BJU Int. 100, 1377-1384 (2007).
- Kang, M. R., et al. An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment. J. Vis. Exp. (65), (2012).
- Dobek, G. L., Godbey, W. T. An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer. J. Vis. Exp. (48), (2011).
- Dinney, C. P., et al. Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice. J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).
- Fu, C., Apelo, C. A., Torres, B., Thai, K. H., Hsieh, M. H.
- Xiao, Z., et al. Characterization of a novel transplantable orthotopic rat bladder transitional cell tumour model. Br. J. Cancer. 81, 638-646 (1999).
- Iinuma, S., Bachor, R., Flotte, T., Hasan, T. Biodistribution and phototoxicity of 5-aminolevulinic acid-induced PpIX in an orthotopic rat bladder tumor model. J. Urol. 153, 802-806 (1995).
- Jäger, W., et al. Hiding in plain view: Genetic profiling reveals decades old cross-contamination of bladder cancer cell line KU7 with HeLa. J. Urol. (13), (2013).
- Horiguchi, Y., Larchian, W. A., Kaplinsky, R., Fair, W. R., Heston, W. D. Intravesical liposome-mediated interleukin-2 gene therapy in orthotopic murine bladder cancer model. Gene Ther. 7, 844-851 (2000).
- Dinney, C. P., et al. Isolation and characterization of metastatic variants from human transitional cell carcinoma passaged by orthotopic implantation in athymic nude mice. J. Urol. 154, 1532-1538 (1995).
- Black, P. C., et al. Validating bladder cancer xenograft bioluminescence with magnetic resonance imaging: the significance of hypoxia and necrosis. BJU Int. 106, 1799-1804 (2010).
