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Artículo de método

Aislamiento y cultivo de neuronas sensoriales disociadas De embriones de pollo

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DOI:

10.3791/51991

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24 de septiembre de 2014

 ,  , 
1Department of Natural Sciences, Assumption College

En este artículo

Resumen

Modelos de cultivo celular proporcionan un control detallado de las condiciones ambientales y por lo tanto constituyen una plataforma poderosa para dilucidar numerosos aspectos de la biología de las células neuronales. Se describe un método rápido, barato y fiable para aislar, disociar, y la cultura neuronas sensoriales de los embriones de pollo. También se proporcionan detalles de la preparación de sustratos y inmunocitoquímica.

Resumen

Las neuronas son las células multifacéticos que llevan la información esencial para una variedad de funciones incluyendo la sensación, el movimiento del motor, el aprendizaje y la memoria. El estudio de las neuronas in vivo puede ser un reto debido a su complejidad, sus variados y dinámicos ambientes, y las limitaciones técnicas. Por estas razones, el estudio de las neuronas in vitro puede resultar beneficioso para desentrañar los complejos misterios de neuronas. La naturaleza bien definida de modelos de cultivo celular ofrece un control detallado de las condiciones ambientales y variables. Aquí se describe cómo aislar, se disocian, y las neuronas de cultivo primario de embriones de pollo. Esta técnica es rápida, de bajo costo, y genera robustamente creciente neuronas sensoriales. El procedimiento produce consistentemente culturas que son altamente enriquecido para las neuronas y tiene muy pocas células no neuronales (menos de 5%). Neuronas primarias no se adhieren bien al vidrio sin tratar o de cultivo de plástico de tejido, por lo tanto, los procedimientos detallados para crear dos Distinct, sustratos que contiene laminina-bien definido para chapado neuronal se describen. Neuronas cultivadas son altamente susceptibles de múltiples técnicas celulares y moleculares, incluyendo co-inmunoprecipitación, imaginación de células vivas, RNAi, y inmunocitoquímica. Procedimientos para la doble inmunocitoquímica en estas neuronas cultivadas se han optimizado y descrito aquí.

Introducción

Las neuronas son las células complejas que llevan la información esencial para una variedad de funciones, incluyendo la sensibilidad, la visión, el movimiento del motor, el aprendizaje y la memoria. Único de otros tipos de células, las neuronas extienden procesos como brazos, llamadas axones, para formar carreteras neuronales esenciales para la comunicación. Durante compartimentos de desarrollo especializada ubicados en las puntas de los axones en crecimiento, llamada conos de crecimiento, navegar a través de un concierto de señales extracelulares para liderar el axón hasta su destino apropiado. Los mecanismos moleculares que subyacen a la navegación intrincados cono de crecimiento no se entienden completamente. Para entender mejor estos mecanismos, los investigadores han utilizado modelos de cultivo celular para estudiar las neuronas en un entorno in vitro definido y simplificado en. Neuronas que estudian en la cultura 1 ha dado lugar a avances significativos en nuestra comprensión de la biología de las células neuronales incluyendo: la diferenciación neuronal 2, la dinámica del citoesqueleto, la endocitosis y el tráfico, dendritaregulación de 3,4, la regeneración axonal 5, y las condiciones clínicas tales como neuropatías 6. Además, las neuronas cultivadas son altamente susceptibles a una amplia gama de técnicas de investigación incluyendo la inmunocitoquímica, las células superficie de co-inmunoprecipitación, inmunotransferencia de tipo Western, transfección, RNAi y de imágenes en vivo tales como el análisis de la motilidad timelapse cono de crecimiento. Por lo tanto, el cultivo de neuronas primarias es un enfoque poderoso para dilucidar numerosos aspectos de la biología celular de las neuronas.

El modelo de cultivo celular proporciona a los investigadores con un control detallado de las condiciones ambientales y variables. Por ejemplo, los sustratos sobre los que se sembraron las neuronas (y crecen a) puede ser fácilmente manipulada. Aquí, se proporcionan instrucciones detalladas para la generación de dos sustratos distintos, uno con una baja concentración de laminina-1 y el otro con saturar las concentraciones de laminina-1. Sorprendentemente, diferentes concentraciones de la misma molécula pueden tener efectos dramáticosen el estado interno de las neuronas, así como su composición de la superficie celular. Por ejemplo, los niveles intracelulares de cAMP y superficiales niveles de integrinas son significativamente diferentes en las neuronas chapada en estos dos sustratos 7,8. Estudios adicionales han demostrado que otras moléculas, incluyendo fibronectina y proteoglicanos de sulfato de condroitina, el impacto de la expresión de moléculas de superficie celular y la motilidad neuronal 7-11. Además, las moléculas solubles, tales como las neurotrofinas y neurotropins también impacto composición de la membrana celular y la motilidad neuronal 12-16 y puede ser manipulado fácilmente y con precisión en un modelo de cultivo celular.

Aquí se describen los métodos para aislar y cultura disocian neuronas sensoriales de los embriones de pollo. Este procedimiento se ha utilizado para hacer avances significativos en la neurobiología, incluyendo axón resultado 5,7,8,10,11,16-21 y fue modificada a partir de un procedimiento diseñado para aislar células ganglionares 22. Hayvarias ventajas de este enfoque. En primer lugar, muchas características de chick ganglio de la raíz dorsal (DRG) de desarrollo están bien caracterizados incluyendo el marco de tiempo para el nacimiento, la extensión del axón, y los perfiles de expresión de la proteína 2,23-28, proporcionando así una base instructiva sobre la cual construir informativa en experimentos in vitro. En segundo lugar, los cultivos neuronales disociadas permiten que el investigador para estudiar más directamente las neuronas en comparación con enfoques alternativos utilizando explantes de DRG intactas (que contienen neuronas y células no neuronales) y / o cultivos mixtos que contienen tanto las neuronas disociadas y células no neuronales. En tercer lugar, el procedimiento descrito aquí es sencillo, barato y susceptible de estudiantes universitarios. Por lo tanto, esta técnica se puede utilizar para la investigación, así como para fines de enseñanza. Además, variaciones menores de este protocolo deben permitir la purificación rápida, de alto rendimiento de las neuronas de fuentes distintas de los GRD. Por ejemplo, este procedimiento puede ser modificado para proporcionar neuronalmente ENRculturas iched de otros tejidos como el cerebro anterior de embriones o de la médula espinal.

La inmunocitoquímica protocolos han sido optimizados para estos cultivos neuronales disociadas y se describen en detalle aquí. Se proporciona el procedimiento para el doble inmunocitoquímica contra la molécula de adhesión celular neural (NCAM) y las integrinas β1. Los datos generados a partir de estos métodos inmunocitoquímicos se han utilizado para examinar el patrón espacial y la intensidad de varias moléculas en las neuronas cultivadas 8,16.

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Protocolo

1. Cubreobjetos Preparación: Acid Wash y Hornear

  1. Por lo menos 2 días antes de la disección (paso 2), comenzará los siguientes pasos para preparar cubreobjetos. Lleve a cabo el paso de lavado ácido para eliminar aceites y cubreobjetos limpiar a fondo.
  2. Cubreobjetos de carga en el soporte de la porcelana que posiciona verticalmente cubreobjetos y evita que se toquen entre sí. Sumerja titular y cubreobjetos en un recipiente de vidrio lleno histología con ácido clorhídrico 2 M (HCl). Alternativamente, si soporte de porcelana no está disponible, se extendió ~ 20 cubreobjetos horizontalmente para cubrir la parte inferior de 100 mm de vidrio placa de Petri y sumergir cubreobjetos en HCl 2 M.
  3. Colocar recipiente de vidrio (con cubreobjetos sumergidos en ácido) en la mesa basculante en campana de extracción y permitir balanceo suave durante al menos 5 horas a temperatura ambiente. Alternativamente, lavado con ácido cubreobjetos durante la noche bajo las mismas condiciones.
  4. Lave cubreobjetos con H 2 O destilada (DH 2 O) mediante la transferencia de titular de porcelana cargadocon cubreobjetos de HCl 2 M a un recipiente de vidrio limpio histología lleno de dH 2 O. Alternativamente, se decanta HCl 2 M de vidrio placa de Petri con cubreobjetos y rellene con dH 2 O.
  5. Lave por decantación dH 2 O de nuevo y volver a llenar recipiente de vidrio con dH 2 O. fresco Repita para un total de 3 lavados rápidos.
  6. Comience régimen de lavado ya devolviendo recipiente de vidrio (con cubreobjetos y dH 2 O) en el eje de balancín. Permitir agitación suave durante 10-30 minutos a temperatura ambiente. A continuación, se decanta dH 2 O y añadir dH 2 O. fresco Repita para un total de al menos diez lavados. Alternativamente, continuar lavando durante la noche.
  7. Coloque cubreobjetos se lavaron en el horno precalentado a 350 ° C. Si utiliza soporte de porcelana, retire titular de dH 2 O recipiente de vidrio lleno-y luego colocar soporte con cubreobjetos directamente en el horno. Si se utiliza un plato de Petri de vidrio, decantar dH 2 O y colocar el plato de cristal con cubreobjetos en el furnace.
  8. Hornee cubreobjetos durante al menos cinco horas o durante la noche a 350 ° C.
  9. Después de la cocción, retire cubreobjetos de titular de porcelana con pinzas finas y colocar en estéril 100 mm de cristal placa de Petri. Deja cubreobjetos que no fueron colocados originalmente en soporte de la porcelana en la placa de Petri de vidrio.

2. polluelo disección y aislamiento de los GRD

  1. Quitar fértil, puesta en escena White Leghorn pollo huevo de la incubadora (que tuvo lugar en 37 a 38,5 ° C con agitación suave).
    NOTA: Los estudios anteriores han utilizado el día embrionario 10.7 para el aislamiento de los GRD 2,8,11-13,16.
  2. Coloque el huevo seleccionado en campana de flujo laminar. Llevar a cabo todos los procedimientos que figuran a continuación en condiciones asépticas en la campana de flujo laminar con soluciones e instrumentos estériles. Pre-caliente todas las soluciones en un baño a 37 ° C.
  3. Grieta de huevo y colocar contenido en un plástico 100 mm placa de Petri. El uso de fórceps estándar para la transferencia de embriones a otra 100 mm placa de Petri.
  4. Con una pipeta Pasteur, añadir calenté 1x PBS a una placa de Petri para mantener el tejido húmedo. Decapita embrión apretando el cuello con unas pinzas finas. Traslado del cuerpo a otra limpia 100 mm placa de Petri.
  5. Añadir F12HS10 caliente (F12 de Ham, HEPES 10 mM, 100 unidades / ml de penicilina, 0,1 mg ml estreptomicina, suero bovino fetal al 10% /) al plato con pipeta Pasteur para mantener el tejido húmedo. El uso de fórceps para posicionar embrión en su lado dorsal (Figura 1A).
  6. Coloque mm plástico 100 placa de Petri que contiene tejido embrionario en un microscopio de disección estereoscópica binocular en campana de flujo laminar. Utilice unas pinzas finas para hacer una incisión en la línea media vertical, desde la cola hasta el cuello apretando la dermis en desarrollo para exponer el corazón, los pulmones y otros órganos. Por otra parte, hacer una serie de pequeños desgarros para exponer los órganos internos.
  7. Utilizan suavemente 2 juegos de pinzas finas estériles para: a) comprender el cuello y b) captar la aorta u otro tejido inmediatamente superior a la del corazón y tirar hacia la cola,eviscerar el animal.
  8. Aplicar F12HS10 caliente con pipeta Pasteur al tejido. El uso de fórceps para quitar cualquier cardiovasculares, órganos respiratorios o digestivos restantes para exponer los nervios en desarrollo, la columna vertebral y los GRD (Figuras 1B-1D).
  9. Bajo el microscopio de disección, utilizar unas pinzas finas para eliminar adicionalmente órganos y recoger los GRD a lo largo de ambos lados de la columna vertebral lumbar, inferior a las costillas. Recoger GRD desplumando GRD intactas desde el embrión. Pinch y cortar las raíces que llegan desde el DRG hacia la médula espinal y el nervio de agarre en desarrollo que se extiende desde la DRG hacia la periferia o viceversa.
  10. Coloque GRD intactas en una placa de cultivo de 35 mm lleno de F12HS10 caliente. Eliminar cualquier exceso de tejido, tal como el dorsal o raíces ventrales que pueden haber adherido a los GRD, a partir de los GRD intactos en 35 mm plato pellizcando con unas pinzas finas.
  11. Para obtener GRD superiores a la región lumbar, retire la mitad ventral del tórax y cervila columna vertebral cal. Esto se realiza haciendo un corte en la columna vertebral en desarrollo perpendicular al eje de la médula espinal en la región cervical superior y otro corte en la región lumbar superior. Entonces, hacen cortes paralelos al eje de la médula espinal a lo largo de los lados derecho e izquierdo de la columna vertebral. Levante la mitad ventral de la columna vertebral del embrión, lo que expone a las revelaciones de la médula espinal (Figuras 1E-1F).
  12. Para permitir el acceso fácil a los GRD, retire la médula espinal torácica y cervical agarrando la médula espinal con unas pinzas finas. Utilice las pinzas para levantar la médula espinal de la columna vertebral. Como una aproximación, la médula espinal torácica está en el nivel de costillas y la zona cervical es superior a las costillas.
  13. Recoger torácica intacta y GRD cervicales con unas pinzas finas y colocarlas en F12HS10 cálido con otros GRD. Retire el exceso de tejido que puede adherirse a los GRD.
  14. Enjuague interior de una nueva pipeta Pasteur de vidrio con F12HS10 para ayudarprevenir GRD se pegue a las paredes de la pipeta. Use la pipeta enjuagados para transferir todos los GRD y F12HS10 desde pequeña placa de Petri a un tubo cónico de 15 ml estéril y proceder de inmediato al paso 3.
    NOTA: Adicional embriones pueden ser diseccionados para aumentar el número de los GRD. GRD deben mantenerse en F12HS10 a 37 ° C hasta que esté listo para el paso 3.

3. disociación, Enriquecimiento y cultivo DRG neuronas - Parte 1

  1. Tubo cónico Place con GRD intactas en centrífuga y suavemente gire (200 xg) durante 2-3 min. Confirme que los GRD se han hundido hasta el fondo del tubo. Si no, girar de nuevo.
  2. Con una pipeta, retire suavemente F12HS10, dejando pellet DRG sin ser molestados. Añadir 2 ml de 1x calcio y magnesio libre (CMF) PBS, desalojando el sedimento de los GRD. Haga girar de nuevo y eliminar CMF PBS, dejando el sedimento DRG intacta. Repita este paso de lavado para un total de tres lavados para eliminar el suero bovino fetal en F12HS10, que pudiera interferir con la digestión de tripsina en el siguiente paso.
  3. Añadir 2 ml de tripsina se calentó a tubo de 15 ml que contiene 2 ml de CMF PBS y GRD. Coloque el tubo de 37 ° C baño de agua durante 10 a 15 min para digerir los GRD en células disociadas.
  4. Durante la incubación, hacer F12H + suplemento que contiene medios (F12 de Ham, 10 mM HEPES 100 unidades / ml de penicilina, 0,1 mg / ml de estreptomicina, 10 ng / ml NT-3, 10 ng / ml de NGF, 200 mM de L-glutamina y N2) y cálido en 37 ° C baño de agua. Típicamente, 10 ml de medio total es suficiente para 4-5 35 mm platos de neuronas sensoriales primarias. También comenzará descongelación laminina-1 para cubreobjetos de recubrimiento (paso 4).
  5. GRD suavemente triturar en solución de tripsina con pipeta p1000 e inspeccione visualmente la ausencia de GRD intactas. Continuar trituración hasta GRD intactas ya no son vistos por los ojos y / o permitir por más tiempo de incubación de tripsina en baño a 37 ° C hasta que se disocian GRD intactas. Para proteger a las neuronas de DRG de los daños, evitar las burbujas de aire durante la trituración y limitar la digestión de tripsina a <30 min.
  6. Centrifuge tubo que contiene GRD disociados y tripsina a 200 xg durante 3-5 minutos para formar pellets. Girar más si es necesario hasta que se forma de pellets.
  7. Aspirar cuidadosamente tripsina sin interrumpir pellet. Añadir 2 ml de F12HS10 para sedimentar. Tritura suavemente GRD con una punta de pipeta p1000.
  8. Transferir todo el contenido de 15 ml tubo cónico en 100 mm cultura plato. Enjuague el tubo con 8 ml F12HS10 y transferirlo a la placa de cultivo, 2 ml a la vez para un total de 10 ml. Esta etapa de aclarado ayuda a recoger las células que puedan haber quedado adherido a las paredes del tubo.
  9. Coloque 100 mm plato de cultivo (con 10 ml F12HS10 y disociada células DRG) en un humidificado 37 ° C incubadora durante 3 h.
    NOTA: CO 2 no es necesario en la incubadora porque HEPES amortigua el pH del medio en ausencia de CO 2. Durante la incubación, las células gliales se unen a la superficie de cultivo de tejidos de plástico y neuronas tienden a adherirse libremente a la cama glial.

4. Coating Acid Washedy Cubreobjetos al horno con laminina-1

  1. Descongele alícuotas estériles de laminina-1 congelado en el hielo.
  2. En condiciones estériles, añadir 1 ml de PBS 1x estéril para 50 l alícuota de laminina-1.
  3. Utilice un espectrofotómetro para obtener un valor de absorbancia de la laminina-1 a 280 nm. Utilice este valor en la siguiente ecuación para determinar la concentración de laminina-1.

ABS = 280 (concentración mg / ml) * (coeficiente de extinción de proteína)
El coeficiente de extinción para laminina-1 es 0,86.

  1. En condiciones estériles, diluir laminina-1 con 1X PBS para obtener las concentraciones de 1 mg / ml y 20 mg / ml. Utilice estas dos concentraciones aplicadas de laminina-1 para lograr una diferencia de diez veces de la laminina-1 unido a la cubreobjetos (30 ng / cm 2 y 300 ng / cm 2, respectivamente) después de la incubación 7,8,10.
  2. En una campana de flujo laminar, utilice unas pinzas finas para colocar c un lavado con ácido y al hornooverslip en la parte inferior de una placa de cultivo de 35 mm. Repita según sea necesario para obtener el número de platos necesarios.
  3. Someter los cubreobjetos a la luz UV durante 20 a 30 minutos para asegurar aún más la esterilización. Mantenga la tapa plato fuera durante este paso.
  4. Añadir 400 l de laminina-1 preparado a cada cubreobjetos de vidrio. Usar puntas de pipeta para difundir laminina-1 para garantizar la plena cobertura de cubreobjetos. La tensión superficial permitirá laminina-1 permanezca en cubreobjetos y se propaga sobre el fondo de la placa de cultivo, que se requiere.
  5. Coloque la tapa sobre el plato y permitir que la laminina-1 incubar durante 2-3 horas a temperatura ambiente (3 h es óptimo).
  6. Después de la laminina-1 incubación, enjuague cubreobjetos utilizando una técnica aséptica con PBS estéril en campana de flujo laminar. Retire la solución en cubreobjetos y añadir 400 l de PBS. Espere 5-10 min. Repita para un total de 3 lavados.
  7. Deja PBS sobre cubreobjetos después del último aclarado. No romper la tensión superficial durante el enjuague y no permita que los cubreobjetos se sequen. Letapa ave en hasta el momento de placa de neuronas disociadas en el coverlip.

5. disociación, Enriquecimiento y cultivo DRG neuronas - Parte 2

  1. Después de la incubación, utilizar una pipeta estéril de 10 ml para enjuagar suavemente la parte inferior del plato 100 mm que contiene células DRG disociadas. Mantenga plato en ~ 45 ° ángulo, tire ~ 7 ml de F12HS10 con ayuda de la pipeta, luego expulsar suavemente 7 ml en aproximadamente un tercio de plato. Repita 5 veces, desplazando suavemente neuronas.
  2. Girar plato y repetir el aclarado procedimiento, por otros seis enjuagues, en otro tercio del plato. Repita el procedimiento de nuevo para permanecer tercio del plato. De esta manera, enjuagar suavemente toda la parte inferior del plato con F12HS10 para eliminar las neuronas.
  3. Usando misma pipeta, transferir neuronas F12HS10 contiene de 100 mm plato a 15 tubo cónico. Centrifugar durante 5-10 minutos a 200 g para sedimentar las células.
  4. Retire F12HS10, dejando pellet sin ser molestados. Resuspender pellet con 2 ml de F12H + suplementos calentado.
  5. Use un hemocitómetro para determinar la densidad celular.
  6. Diluir las células como sea necesario con suplementos F12H + para obtener la concentración deseada de chapado (120.000 células / ml para cubreobjetos recubiertos con células / ml de laminina-1 y 40.000 1 g / ml para cubreobjetos recubiertos con 20 mg / ml de laminina-1 8,16).
  7. Retire PBS de cubreobjetos recubiertas con laminina y colocar inmediatamente 400 l de células en cubreobjetos. Transferir cuidadosamente a un plato humidificado, 37 ° C incubadora de cultivo celular. Dejar incubar durante al menos 1 hora y hasta 3 horas para permitir que las neuronas se adhieran a la laminina-1.
  8. En condiciones estériles, inundar suavemente 35 mm platos que contienen las neuronas con 1,6 ml de F12H + suplementos.
    NOTA: En este momento, la tensión superficial en cubreobjetos puede romperse. Las neuronas se han adherido adecuadamente a la laminina-1 en cubreobjetos.
  9. Células retorno a la incubadora y se incuba durante la noche. Realizar experimentos tales como la inmunocitoquímica al día siguiente.

6.mmunocytochemistry

  1. Antes de inmunocitoquímica, solución fijadora caliente (paraformaldehído al 4%, el 30% de sacarosa 2X PBS) en 37 ° C baño de agua.
    NOTA: Antes de fijar las células, el tratamiento con diversos reactivos, tales como netrina-1, Mn 2 +, sonic hedgehog, semaphorin y efrina 16,29-31.
  2. Lentamente quite 1 ml de los 2 ml de F12H + suplementos de placa de cultivo. Añadir suavemente 1 ml de solución de fijación calentado. Dejar incubar a temperatura ambiente durante 10-15 min.
  3. Retire con cuidado la solución de fijación y añadir 2 ml de PBS. Aplique la solución hacia el borde del plato, evitando posible desprendimiento de células fijadas debido a la aplicación de PBS. Incubar a temperatura ambiente durante 5 min.
  4. Repita de lavado PBS durante un total de 5 lavados. No permita que las células se sequen durante cualquier etapa de inmunocitoquímica.
  5. Retire PBS. Aplicar 1 ml de solución de bloqueo (0,1% de Triton-X, 1X PBS, 5% de suero normal de cabra). Incubar durante 1 hora a temperatura ambiente. Alternativamente, para teñir moléculas de superficie, No utilice Triton-X en solución de bloqueo 8.
  6. Diluir anticuerpos primarios en solución de bloqueo por recomendación de fabricación. Utilice 1: 500 para anticuerpos contra NCAM y activado β1 integrinas 16. Eliminar la solución de bloqueo, añadir 1 ml de solución de anticuerpo primario y se incuba durante 1 hora a temperatura ambiente o durante la noche a 4 ° C.
  7. Retire la solución de anticuerpo primario y añadir 2 ml de 1X PBS. Incubar durante 5-10 min a temperatura ambiente. Repita para un total de 4 lavados con PBS. Los lavados se pueden extender, si es necesario.
  8. Diluir anticuerpo secundario 1: 1000 en solución de bloqueo. Retirar PBS, añadir 1 ml de solución de anticuerpo secundario e incubar durante 1 hora a temperatura ambiente.
    NOTA: Secundaria anticuerpos son sensibles a la luz. Mantener las soluciones y las células en la oscuridad tanto como sea posible a partir de este punto en adelante.
  9. Retire la solución de anticuerpo secundario y enjuague 5x con 1x PBS, como se hizo anteriormente.
  10. Aplicar ~ 60-80 l de FluoromountT en un portaobjetos de microscopio. Con unas pinzas finas, levante suavemente el cubreobjetos de plato e inferior cubreobjetos en Fluoromount T en portaobjetos de microscopio. Evite las burbujas de aire.
  11. Tienda desliza horizontalmente a 4 ° C en la oscuridad. Después de 12-24 horas, Fluormount T polimeriza y cubreobjetos estará firmemente unido a portaobjetos de microscopio. Celdas de imagen después de esta etapa de polimerización se ha completado.

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Resultados

El protocolo descrito aquí permite a los investigadores a la cultura una población enriquecida de neuronas sensoriales embrionarias disocian con muy pocas células (por ejemplo, <5%) no neuronales 7,8,10,16. Numerosos GRD pueden ser obtenidos de la lumbosacra, regiones torácica y cervical. Dependiendo de las necesidades del investigador, los GRD de estas regiones anatómicas distintas se pueden aislar fácilmente. Por ejemplo, la Figura 1 muestra imágenes del embrión de pollo a travé...

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Discusión

Aquí presentamos protocolos detallados para el aislamiento y cultivo disociados neuronas sensoriales de un embrión de pollo. Este procedimiento genera una población enriquecida de neuronas robusto crecimiento in vitro 7,8,10,16. Numerosas técnicas celulares y moleculares se pueden aplicar a estas neuronas cultivadas, incluyendo inmunocitoquímica, que se describe aquí. Este protocolo se utilizó recientemente para evaluar cuantitativamente la intensidad de las integrinas activadas inmunomarcadas en los...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Nos gustaría dar las gracias a Alison Philbrook, Belinda Barbagallo y Michael Francis para perspicaces comentarios sobre este documento. Las investigaciones realizadas en esta publicación fue apoyada por un premio R15 ÁREA 1R15NS070172-01A1 adjudicado a MLL.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Placas de cultivo pequeñas estériles (35 mm)Corning430165
Placas de cultivo grandes estériles (100 mm)Falcon353003
Placas de Petri grandes estériles (100 mm)VWR89000-302
Placa de Petri de vidrio (100 mm)VWRD108962
Pinzas finasFine Science Tools11251-10
Pinza estándarFine Science Tools1100-12
Cubreobjetos (22 x 22 mm)Fisher12 518 105K0,13-0,17 mm de grosor óptimo para la microscopía
Portacubreobjetos de porcelanaThomas scientific8542E40
Suero fetal bovinoGibco17502-048uso 50 ml de alícuotas por cada 500 ml de medios de jamón F12
HClVWRVW3204-1uso a 2 M, se puede usar dos veces antes de desechar
NaClSigmaS9888use 5 M solución de NaCl para laminina-1 solución madre
Laminin-1Invitrogen23017-015Agregue 72 µ l de NaCl estéril 5 M y alícuota en 50 µ l
15 ml Tubo cónicode tratamientocelular 229411
PBS CMF 10xGibco14200usado a 1x, diluido con agua filtrada Millipore estéril
PBS 10xGibco14080usado a 1x, diluido con agua filtrada Millipore estéril
Ham's F12Lonza12-615F
Albúmina sérica bovina fetal (BSA)Gibco10438uso en F12HS20 al 10%
HEPESSigma H3375hacer una solución estéril de 1 M en agua destilada, diluir en medios F12 para obtener una concentración final de 10 mM de
penicilina/estreptomicocinaSigmaP0781usar 5 ml en 500 ml de medios F12
NT3MilliporeGF031Añadir 1 ml de agua Millipore estéril, alícuota en condiciones estériles, almacenar a -20 °C; C, úselo a la concentración final de 10 ng/ml en medios F12H, manténgalo en -20 & deg; C congelador sin descongelación
NGFRnD systems256-GFAñadir 1 ml de 1x PBS estéril con 0,1% de BSA, alícuota en condiciones estériles, almacenar a -20 ° C, utilizado a una concentración final de 10 ng/ml en medio F12H
L-GlutaminaSigmaG7513alícuota en condiciones estériles, almacenar a -20 °C; C, uso a la concentración final de 200 mM en medios F12H
TripsinaSigmaT4049alícuota en condiciones estériles, almacenar a -20 & grados; C
Albúmina sérica bovina (BSA)Gibco15260
Otros artículos necesarios: instrumentos generales de disección, incluidas pipetas Pasteur de vidrio, huevos de gallina leghorn blancos fértiles, incubadora de huevos de control (humidificada, 37 & deg; C), cámara de incubación celular (humidificada, 37 ° C), campana de flujo laminar, visor
Immunocytochemistry Reagents Table
SacarosaSigmaS9378utilizada en solución fijadora (4% paraformaldehído, 30% sacarosa, 2x PBS)
Triton-X 100SigmaT-8787
ParaformaldehídoSigmaP6148utilizado en solución fijadora (4% paraformaldehído, 30% sacarosa, 2x PBS)
Fluoromount GSouthern Biotech0100-01
Suero normal de cabraLife technologiesPCN500
Portaobjetos de microscopioVWR16004-430
Primary Antibody Table
Anticuerpo contra NCAMMilliporeAB5032policlonal
contra activado y beta; 1 ingegrinMilliporeMAB19294monoclonal
Secondary Antibody Table
Goat anti-ratón IgG Alexa 488Life technologiesA11001
Cabra anti-conejo IgG Alexa 548Life technologiesA11036
de disección de estereovisión binocular Anticuerpo

Referencias

  1. Millet, L. J., Gillette, M. U. Over a century of neuron culture: from the hanging drop to microfluidic devices. The Yale journal of biology and medicine. 85, 501-521 (2012).
  2. Guan, W., Puthenveedu, M. A., Condic, M. L. Sensory neuron subtypes have unique substratum preference and receptor expression before target innervation. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 23, 1781-1791 (2003).
  3. Kapitein, L. C., Hoogenraad, C. C. Which way to go? Cytoskeletal organization and polarized transport in neurons. Molecular and cellular neurosciences. 46, 9-20 (2011).
  4. Kapitein, L. C., Yau, K. W., Hoogenraad, C. C. Microtubule dynamics in dendritic spines. Methods in cell biology. 97, 111-132 (2010).
  5. Snow, D. M. Pioneering studies on the mechanisms of axonal regeneration. Developmental neurobiology. 71, 785-789 (2011).
  6. Melli, G., Hoke, A. Dorsal Root Ganglia Sensory Neuronal Cultures: a tool for drug discovery for peripheral neuropathies. Expert opinion on drug discovery. 4, 1035-1045 (2009).
  7. Condic, M. L., Letourneau, P. C. Ligand-induced changes in integrin expression regulate neuronal adhesion and neurite outgrowth. Nature. 389, 852-856 (1997).
  8. Lemons, M. L., Condic, M. L. Combined integrin activation and intracellular cAMP cause Rho GTPase dependent growth cone collapse on laminin-1. Experimental neurology. 202, 324-335 (2006).
  9. Beller, J. A., et al. Comparison of sensory neuron growth cone and filopodial responses to structurally diverse aggrecan variants, in vitro. Experimental neurology. 247, 143-157 (2013).
  10. Condic, M. L., Snow, D. M., Letourneau, P. C. Embryonic neurons adapt to the inhibitory proteoglycan aggrecan by increasing integrin expression. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 19, 10036-10043 (1999).
  11. Lemons, M. L., Barua, S., Abanto, M. L., Halfter, W., Condic, M. L. Adaptation of sensory neurons to hyalectin and decorin proteoglycans. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 4964-4973 (2005).
  12. Guan, W., Condic, M. L. Characterization of Netrin-1, Neogenin and cUNC-5H3 expression during chick dorsal root ganglia development. Gene Expr Patterns. 3, 369-373 (2003).
  13. Guan, W., Wang, G., Scott, S. A., Condic, M. L. Shh influences cell number and the distribution of neuronal subtypes in dorsal root ganglia. Developmental biology. 314, 317-328 (2008).
  14. Kolpak, A., Zhang, J., Bao, Z. Z. Sonic hedgehog has a dual effect on the growth of retinal ganglion axons depending on its concentration. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 3432-3441 (2005).
  15. Kolpak, A. L., et al. Negative guidance factor-induced macropinocytosis in the growth cone plays a critical role in repulsive axon turning. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29, 10488-10498 (2009).
  16. Lemons, M. L., et al. Integrins and cAMP mediate netrin-induced growth cone collapse. Brain research. 1537, 46-58 (2013).
  17. Snow, D. M., Atkinson, P. B., Hassinger, T. D., Letourneau, P. C., Kater, S. B. Chondroitin sulfate proteoglycan elevates cytoplasmic calcium in DRG neurons. Developmental biology. 166, 87-100 (1994).
  18. Snow, D. M., Brown, E. M., Letourneau, P. C. Growth cone behavior in the presence of soluble chondroitin sulfate proteoglycan (CSPG), compared to behavior on CSPG bound to laminin or fibronectin. Int J Dev Neurosci. 14, 331-349 (1996).
  19. Snow, D. M., Lemmon, V., Carrino, D. A., Caplan, A. I., Silver, J. Sulfated proteoglycans in astroglial barriers inhibit neurite outgrowth in vitro. Experimental neurology. 109, 111-130 (1990).
  20. Snow, D. M., Letourneau, P. C. Neurite outgrowth on a step gradient of chondroitin sulfate proteoglycan (CS-PG). Journal of neurobiology. 23, 322-336 (1992).
  21. Snow, D. M., Mullins, N., Hynds, D. L. Nervous system-derived chondroitin sulfate proteoglycans regulate growth cone morphology and inhibit neurite outgrowth: A light, epifluorescence, and electron microscopy study. Microsc Res Tech. 54, 273-286 (2001).
  22. Barres, B. A., Silverstein, B. E., Corey, D. P., Chun, L. L. Immunological, morphological, and electrophysiological variation among retinal ganglion cells purified by panning. Neuron. 1, 791-803 (1988).
  23. Firnhaber, C., Hammarlund, M. Neuron-specific feeding RNAi in C. elegans and its use in a screen for essential genes required for GABA neuron function. PLoS genetics. 9, e1003921(2013).
  24. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. 1951. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 195, 231-272 (1992).
  25. Hollyday, M. Chick wing innervation. I. Time course of innervation and early differentiation of the peripheral nerve pattern. The Journal of comparative neurology. 357, 242-253 (1995).
  26. Hollyday, M., Morgan-Carr, M. Chick wing innervation. II. Morphology of motor and sensory axons and their growth cones during early development. The Journal of comparative neurology. 357, 254-271 (1995).
  27. Honig, M. G., Kueter, J. The expression of cell adhesion molecules on the growth cones of chick cutaneous and muscle sensory neurons. Developmental biology. 167, 563-583 (1995).
  28. Tosney, K. W., Landmesser, L. T. Development of the major pathways for neurite outgrowth in the chick hindlimb. Developmental biology. 109, 193-214 (1985).
  29. Dontchev, V. D., Letourneau, P. C. Nerve growth factor and semaphorin 3A signaling pathways interact in regulating sensory neuronal growth cone motility. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 6659-6669 (2002).
  30. Munoz, L. M., et al. Ephrin-A5 inhibits growth of embryonic sensory neurons. Developmental biology. 283, 397-408 (2005).
  31. Roche, F. K., Marsick, B. M., Letourneau, P. C. Protein synthesis in distal axons is not required for growth cone responses to guidance cues. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 29, 638-652 (2009).
  32. Condic, M. Adult neuronal regeneration induced by transgenic integrin expression. Journal of Neuroscience. 21, 4782-4788 (2001).
  33. Hory-Lee, F., Russell, M., Lindsay, R. M., Frank, E. Neurotrophin 3 supports the survival of developing muscle sensory neurons in culture. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90, 2613-2617 (1993).
  34. Toyofuku, T., et al. FARP2 triggers signals for Sema3A-mediated axonal repulsion. Nature neuroscience. 8, 1712-1719 (2005).
  35. Steinmetz, M. P., et al. Chronic enhancement of the intrinsic growth capacity of sensory neurons combined with the degradation of inhibitory proteoglycans allows functional regeneration of sensory axons through the dorsal root entry zone in the mammalian spinal cord. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 25, 8066-8076 (2005).

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