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Artículo de método

Lesión Vascular Globo y Administración intraluminal en rata arteria carótida

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DOI:

10.3791/52045

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23 de diciembre de 2014

 , 
1Nanobioscience, State University of New York College of Nanoscale Science and Engineering (SUNY CNSE)

En este artículo

Resumen

Este protocolo utiliza un catéter de balón para causar una lesión intraluminal de la arteria carótida de rata y en adelante provocar hiperplasia neointimal. Este es un modelo bien establecido para el estudio de los mecanismos de remodelación vascular en respuesta a una lesión. También es ampliamente utilizado para determinar la validez de los enfoques terapéuticos potenciales.

Resumen

El modelo de lesión por balón de la arteria carótida en ratas ha sido bien establecida desde hace más de dos décadas. Sigue siendo un método importante para estudiar los mecanismos moleculares y celulares implicados en la desdiferenciación del músculo liso vascular, formación de la neoíntima y la remodelación vascular. Hombre ratas Sprague-Dawley son los animales más frecuentemente empleado para este modelo. Las ratas hembra no se prefieren como hormonas femeninas son protectores contra las enfermedades vasculares y por lo tanto introducir una variación en este procedimiento. La carótida izquierda normalmente se lesiona con la carótida derecha sirve como un control negativo. Lesión de carótida izquierda es causada por el globo inflado que despoja el endotelio y distender s la pared del vaso. Después de una lesión, las posibles estrategias terapéuticas tales como el uso de compuestos farmacológicos y cualquiera de los genes o transferencia shRNA pueden ser evaluados. Normalmente para el gen o transferencia shRNA, la sección de heridos de la luz del vaso se transduce localmente durante 30 minutos con vpartículas víricas que codifican una proteína o shRNA para la entrega y la expresión en la pared del vaso lesionado. Engrosamiento neointimal que representa las células musculares lisas vasculares proliferativos generalmente picos a las 2 semanas después de la lesión. Los buques se cosechan sobre todo en este punto de tiempo para el análisis celular y molecular de las vías de señalización celular, así como de genes y la expresión de la proteína. Los buques también pueden ser cosechadas en puntos de tiempo anteriores para determinar el inicio de la expresión y / o activación de una proteína o vía específica, dependiendo de los objetivos experimentales destinados. Los buques pueden ser caracterizados y evaluados utilizando la tinción histológica, inmunohistoquímica, ensayos de proteína / ARNm, y ensayos de actividad. La arteria carótida derecha intacta del mismo animal es un control interno ideal. Cambios inducidos por la lesión en los parámetros moleculares y celulares pueden ser evaluados mediante la comparación de la arteria lesionada a la arteria control interno derecho. Del mismo modo, las modalidades terapéuticas se pueden evaluar mediante la comparación de la injuredy arteria tratada con el control herido única arteria.

Introducción

Los catéteres de balón son dispositivos médicos utilizados en el procedimiento de la angioplastia, con el fin de ampliar sitio obstruido (s) de ateroma o trombo en un vaso sanguíneo. La luz del vaso estrechado se ve obligado a abrir por el globo inflado y suministro de sangre serían restaurados de forma secuencial para aliviar los síntomas de isquemia posteriores, como la angina de pecho, infarto de miocardio y dolor en las piernas. Sin embargo, el gran éxito de la angioplastia ha disminuido debido a las complicaciones postoperatorias, como resulta de la fuerza que causa barotrauma vascular (lesión globo), a saber, remodelación de la pared del vaso y en muchos casos re-estrechamiento de la luz del vaso (restenosis) 1.

Un número de modelos animales se han desarrollado imitando el procedimiento de angioplastia para ayudar a los investigadores a comprender los mecanismos subyacentes de la pared remodelado vascular relacionada con el globo de la lesión 2. Entre todas las especies de animales utilizados para el modelado, la rata es el más utilizado. Compared a los conejos, los perros y los cerdos, las ventajas de las ratas son su bajo coste, su relativa facilidad de uso y el conocimiento actual de la fisiología de la rata. Aunque los ratones tienen una ventaja añadida en una amplia gama de cepas manipuladas genéticamente, el recipiente de ratones es demasiado pequeña para insertar un catéter de globo. Durante las últimas tres décadas, las ratas experimentales han permitido a los investigadores obtener una mejor comprensión de los mecanismos moleculares y celulares que sustentan la formación de neoíntima vascular y remodelación de 3-6. Más allá de la lesión por balón, el remodelado vascular también están involucrados en la mayoría de las principales enfermedades vasculares, tales como aterosclerosis 7,8, hipertensión 9, 10 y aneurisma. Por lo tanto, el conocimiento obtenido a través del modelo de lesión de globo es en general beneficiosa para los estudios generales de la enfermedad de la pared vascular.

El objetivo general del modelo de lesión globo rata es no sólo para entender mejor las enfermedades vasculares, sino también para poner a prueba la potencia de los nuevos agentes paracontrol de la enfermedad 11,12. Tratamiento farmacológico clínico actual a la reestenosis es aplicada por los stents liberadores de fármacos realizados a través de la luz del vaso justo después de la angioplastia. En modelos animales, de una manera eficiente aún más económico para nuevas pruebas agente es un método de perfusión intraluminal local bien desarrollada. Los agentes candidatos que han sido probados a través de este método incluyen fármacos de molécula pequeña 13,14, citoquinas o factores de crecimiento 15,16, agentes de genes (la manipulación de clones de ADNc, siRNA, etc.) 17-20, y nuevas formulaciones farmacéuticas 21,22.

Hasta ahora, el modelo de lesión globo rata sigue siendo uno de los modelos más útiles para el estudio de enfermedades vasculares / trastornos. Es el paso fundamental del banco a la cama, por lo general como la primera etapa de movimiento de in vitro a in vivo, pero no debe ser el último. El resultado de los experimentos con ratas necesita ser deliberado y caracterizado además antes de traducción al humanouso clínico, debido a la diferencia en los lechos vasculares y anatomía de los vasos, así como las especies intrínsecas diferencias entre humano y de rata 23-26. Sin embargo, sigue siendo una herramienta esencial en la investigación médica traslacional. Si bien este tipo de investigación solía ser limitada por la falta de ratas genéticamente modificados, ya no ha sido un problema ya que los enfoques genómicos novedosos como zinc-finger nucleasas 27, 28 y Talens CRISPR-Cas 29 han hecho ratas knockout de fácil acceso.

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Protocolo

NOTA: El uso de animales para los siguientes experimentos ha sido revisado y aprobado por el Cuidado y Uso de Animales Comité Institucional (IACUC).

1. Procedimientos preoperatorios

  1. Esterilizar instrumentos quirúrgicos antes de su uso.
    1. Autoclave todos los instrumentos quirúrgicos de 24 horas o menos antes de la cirugía. Si varias cirugías se realizan en el mismo día, esterilizar los instrumentos por un esterilizador de cuentas en seco entre cirugías.
  2. Filter-esterilizar la solución salina antes de su uso.
  3. Pesar la rata y calcular la dosis de los fármacos anestésicos ketamina (80 mg / kg y xilazina 7 mg / kg).
  4. Administrar los fármacos anestésicos por vía intraperitoneal (ip).
    1. Verificar la adecuación de la sedación por pizca dedo del pie en 5-10 minutos. Administrar una pequeña dosis adicional de drogas (ketamina 7 mg / kg y xilazina 0,6 mg / kg) si la sedación no es completa.
    2. Asegúrese de que la aguja es lo suficientemente profundo como para suministrar fármacos intra-peritoneally ya falta de entrega de la solución entera de drogas en la cavidad peritoneal causará sedación inadecuada.
      NOTA: Las úlceras y pérdida de cabello en la piel en el lugar de la inyección serán visibles varios días después de la cirugía, debido a inadvertida subcutánea (sc) de inyección de solución de fármaco.
  5. Inyectar 3 ml de solución salina estéril por vía subcutánea (sc). Con un hisopo de algodón estéril, aplique una pequeña cantidad de pomada oftálmica de ambos ojos para evitar que las córneas se sequen.
  6. Preparar el equipo de calefacción. Almohadillas de calor Pre-caliente por microondas o al baño maría.
  7. Ponga el animal supina en la plataforma quirúrgica.
    1. Retire el cabello en la región del cuello ventral. Aplicar el removedor de pelo con un hisopo de algodón, esperar 30 segundos y limpie completamente con una gasa.
    2. Limpie la nuca con matorrales de povidona yodada y etanol al 70%.
  8. Use el equipo de protección personal, incluyendo el vestido, cubierta de pelo, máscara quirúrgica y gafas. Póngase sterile guantes quirúrgicos al final antes de tocar los instrumentos y suministros quirúrgicos estériles.
  9. Coloque la rata con una hoja quirúrgica estéril con sólo la región del cuello expuesta.

2. Procedimientos Quirúrgicos

  1. Durante el procedimiento quirúrgico, verificar la profundidad de la sedación de los subproductos animales pizca dedo del pie en cada 15 minutos. Si animal responde a la pizca dedo del pie, añadir pequeñas dosis adicional (10% de la dosis inicial) de ketamina y xilazina.
  2. Diseccionar la arteria carótida común izquierda (CCA)
    1. Utilice un bisturí para realizar una incisión longitudinal recta en el medio de cuello. La longitud aproximada de incisión de la piel es de 1.5-2 cm, con el propósito de aislamiento de una porción de 1,5-2 cm de la arteria. La longitud puede variar depende de la finalidad del estudio.
    2. Sin rodeos diseccionar el tejido conectivo de la piel. Mantenga las puntas de las pinzas y asegúrese de no perforar la piel o los tejidos subyacentes.
    3. Diseccionar capas musculares longitudinal along el lado izquierdo de la tráquea.
    4. Al abrir la capa muscular, visualizar la CCA izquierda con el nervio vago estrechamente unida. Sin rodeos diseccionar al lado de la arteria carótida izquierda con extrema precaución para separar el nervio vago con el estiramiento mínimo.
    5. Diseccionar CCA distalmente hasta la bifurcación. Diseccionar cuidadosamente la bifurcación y dos ramas - la arteria carótida interna (ACI) y la arteria carótida externa (ACE).
    6. Mantenga la disección alrededor de la CCA, hasta que aproximadamente una parte de 1,5-2 cm de la arteria está aislado de los tejidos circundantes.
  3. Lesión por balón
    1. Permanentemente hacer una ligadura en el Tribunal de Cuentas en aproximadamente 5 mm de distancia de bifurcación. Permanentemente ligar la rama occipital de la CEPA, que está cerca de la bifurcación de la CEPA y el ICA. También ligar permanentemente otras ramas, en su caso, la localización de la bifurcación entre la ECA y ligadura - por ejemplo, la rama tiroidea superior. Sutura que utiliza para todas las ligaduras es 4-0 negroseda. Clip en el extremo proximal de la CCA y el extremo distal de la ACI.
      NOTA: Ahora, el flujo de sangre se ha detenido de forma permanente a través de la ligadura (en ECA) o temporalmente a través de recorte (en la CCA y el ICA). Contenido luminal en el área de bifurcación se han aislado de la circulación sistémica.
    2. Hacer una incisión arteriotomía en CEPA por pequeña micro-tijeras. Asegúrese de que la incisión está cerca del nudo de sutura distal. La sangre limpia con solución salina y con palitos de algodón.
    3. Inserte el catéter de balón 2F desinflado en el lumen de la CEPA. Avance el catéter de globo proximal a la luz del CCA. Mantenga avanzar el catéter proximal hasta que la punta llegue a donde el clip permanece.
    4. Conectar el dispositivo de inflado del balón a un bloqueo luer hembra en una llave de paso de 3 vías y conectar la cerradura Luer macho de la llave de paso de 3 vías para el catéter de balón.
    5. Lentamente inflar el globo con aproximadamente 1,5 atm de presión, con el fin de dilatar la arteria carótida a 1,5 veces el diámetro.
    6. Tire suavemente el globo en rotación hacia atrás hasta la bifurcación.
    7. Desinflar el globo y hacer avanzar de nuevo al extremo proximal. Infle de nuevo y repita el procedimiento tirando hacia atrás dos veces más.
    8. Retirar el catéter de balón desde la luz de la arteria.
  4. La administración intraluminal de reactivos (por ejemplo, siRNA, drogas)
    NOTA: Aquí, el reactivo utilizado fue una solución que contiene partículas lentivirales que codifican shRNA orientación del estroma de la molécula Interacción 1 (STIM1) o no la orientación de control shRNA. STIM1 es un endoplasmático proteína transmembrana única retículo (ER) que es un 2 + sensor ER Ca controlar la activación de la membrana plasmática de Ca 2 + canales y es regulada hasta durante la desdiferenciación del músculo liso vascular en un fenotipo migratorio proliferativa 12,30-33.
    1. Adjunte una intravascular catéter sobre la aguja de una jeringa (24 G, 1,6 cm). Aspirar solución 30 l de la reag pruebasentos. Inserte el catéter en la misma incisión en la CEPA.
    2. Avanzar en la punta del catéter en la CCA y atar un trozo de sutura con un solo nudo en la CEPA para fijar el catéter y cerrar la incisión temporal.
    3. Se inyecta la solución reactivo de prueba en el lumen del CCA. Conservar la solución en la luz del vaso durante 30 minutos. Mantenga el tejido expuesto húmeda con solución salina y se cubre con una gasa húmeda.
    4. Después de la incubación, aspirar la solución restante. Afloje que solo nudo y retirar el catéter.
    5. Ate la ECA con un pedazo de sutura proximal a la incisión arteriotomía. Hacer el nudo lo más cerca posible a la bifurcación.
  5. Cierre de la herida.
    1. Desde la lesión con balón y la introducción del catéter puede causar una fuga o la punción del vaso sanguíneo, retire el clip de la ICA y comprobar si hay alguna fuga. Si se observa sangrado, aplique un trozo de gasa y aplicar una suave presión para detener el sangrado.
    2. QuitarPor otro clip en CCA.
    3. Asegúrese de que no hay signos de sangrado y retire todas las abrazaderas y otros instrumentos quirúrgicos. Corte el exceso de suturas.
    4. Cerrar suturas de la piel de la herida utilizando (4-0 seda negro). Swab en todos los lados de la herida cerrada con el Povidon-yodo u otro antiséptico / bactericida / agente virucida. Inyectar 3 ml de solución salina estéril sc

3. Procedimientos postoperatorios

  1. Mantenga rata en el cojín de calor después de la cirugía. Administrar una dosis de 0,05 mg / kg de buprenorfina a través de inyección intramuscular (im) a la rata. Durante el procedimiento de recuperación, mantenga los ojos y la boca de los animales húmedo. Monitorear el animal hasta que esté despierto y ambulante.
  2. Colocar el animal en una jaula limpia sin la ropa de cama hasta que esté totalmente recuperado. Después de la recuperación, el animal será devuelto a la sala de los animales y alojado individualmente.

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Resultados

Dos semanas después de la lesión, las arterias carótidas se cosechan, se seccionaron y se sometieron a análisis morfológico. Las arterias son en sección transversal y teñidas con H & E (Figuras 1, 2 B, C y 3). Pared de la arteria carótida de rata contiene cuatro capas de lámina elástica, que aparecen como líneas de color rosa. El área entre la lámina más externa, la lámina elástica externa (EEL) y la lámina más interior, lámina elástica interna (IEL) es la capa de músculo liso medios de comunicación...

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Discusión

La lesión de balón carótida de rata ha sido bien descrita por Tulis en 2007 34. Se ha discutido exhaustivamente todos los detalles de este procedimiento por el Dr. Tulis. Los lectores que estén interesados ​​en realizar este procedimiento son muy recomendables para leer protocolo Tulis '. Sin embargo, hay una cosa que no estamos de acuerdo con el Dr. Tulis: En vez de inflar el globo con solución salina o cualquier tipo de líquido, lo sugerimos para inflar con aire. De acuerdo con nuestra experiencia personal, inflando con líq...

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Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Agradecimientos

Estamos agradecidos al Dr. Clowes por haber desarrollado y descrito este método por primera vez. También estamos agradecidos con el Dr. Tulis por su protocolo detallado que ha sido fundamentalmente útil para nuestro trabajo anterior, actual y futuro. Este trabajo fue apoyado por subvenciones R01HL097111 y R01HL123364 de los NIH a M.T., y por la subvención 14GRNT18880008 de la American Heart Association a M.T.

Nos gustaría agradecer a Rachel Newton por su experto apoyo técnico y por su valiosa ayuda durante el proceso de filmación.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Catéteres de embolectomía con balón Fogarty, 2 French Edwards Lifesciences, Alemania  120602F
Placa de operaciones Deltaphase - Incluye 2 almohadillas y 2 aislantesBraintree Scientific, Inc.39OP
Fisher Scientific12-563-501 
Pinza para mosquitos Hartmann 4" curvoApiary Medical, Inc. San Diego, CAgS 22.1670
Crile Retractor 4" de doble extremoApiary Medical, Inc.gS 34.1934
Otros instrumentos quirúrgicosRoboz Surgical Instrument Company, Inc., Gaithersburg, MD
Periférico intravenoso (I.V.) Cánula, 24 gBD381312
Ketamina HCl, 100 mg/ml, 10 mlKetaset- Patterson Vet07-803-6637 
Xilacina (AnaSed), 20 mg/ml, 20 mlKetaset- Patterson Vet07-808-1947
Buprenex, 0.3 mg/1 ml (5 Ampollas/Caja)Ketaset- Patterson Vet07-850-2280
Nair Loción Depilatoria con Aceite para Bebés - 9 ozAmazon/Walmart/CVS/A
Dispositivo de infladoDemax MedicalDID30
D300 Llave de paso de 3 víasB.Braun Medical Inc.
Ungüento de lágrimas artificiales Laboratorios de Rugby, Duluth, GAN/A
Fuente de luz LED N4599543

Referencias

  1. Landzberg, B. R., Frishman, W. H., Lerrick, K. Pathophysiology and pharmacological approaches for prevention of coronary artery restenosis following coronary artery balloon angioplasty and related procedures. Progress in Cardiovascular Diseases. 39, 361-398 (1997).
  2. Muller, D. W., Ellis, S. G., Topol, E. J. Experimental models of coronary artery restenosis. J. Am. Coll. Cardiol. 19, 418-432 (1992).
  3. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. I. Smooth muscle growth in the absence of endothelium. Laboratory Investigation: A Journal of Technical Methods and Pathology. 49, 327-333 (1983).
  4. Clowes, A. W., Reidy, M. A., Clowes, M. M. Mechanisms of stenosis after arterial injury. Laboratory Investigation: A Journal of Technical Methods and Pathology. 49, 208-215 (1983).
  5. Clowes, A. W., Clowes, M. M. Kinetics of cellular proliferation after arterial injury. IV. Heparin inhibits rat smooth muscle mitogenesis and migration. Circulation Research. 58, 839-845 (1986).
  6. Li, G., Chen, S. J., Oparil, S., Chen, Y. F., Thompson, J. A. Direct in vivo evidence demonstrating neointimal migration of adventitial fibroblasts after balloon injury of rat carotid arteries. Circulation. 101, 1362-1365 (2000).
  7. Kiechl, S., Willeit, J. The natural course of atherosclerosis. Part II: vascular remodeling. Bruneck Study Group. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 19, 1491-1498 (1999).
  8. Yamamoto, S., et al. Derivation of rat embryonic stem cells and generation of protease-activated receptor-2 knockout rats. Transgenic Research. 21, 743-755 (2012).
  9. Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. Vascular remodeling in hypertension: roles of apoptosis, inflammation, and fibrosis. Hypertension. 38, 581-587 (2001).
  10. Meng, H., et al. Complex hemodynamics at the apex of an arterial bifurcation induces vascular remodeling resembling cerebral aneurysm initiation. Stroke. 38, 1924-1931 (2007).
  11. Sun, C. K., Shao, P. L., Wang, C. J., Yip, H. K. Study of vascular injuries using endothelial denudation model and the therapeutic application of shock wave: a review. American Journal of Rranslational Research. 3, 259-268 (2011).
  12. Zhang, W., et al. Orai1-mediated I (CRAC) is essential for neointima formation after vascular injury. Circulation Research. 109, 534-542 (2011).
  13. Ollinger, R., et al. Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation. Circulation. 112, 1030-1039 (2005).
  14. Levitzki, A. PDGF receptor kinase inhibitors for the treatment of restenosis. Cardiovascular Research. 65, 581-586 (2005).
  15. Asahara, T., et al. Local delivery of vascular endothelial growth factor accelerates reendothelialization and attenuates intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery. Circulation. 91, 2793-2801 (1995).
  16. Lee, K. M., et al. Alpha-lipoic acid inhibits fractalkine expression and prevents neointimal hyperplasia after balloon injury in rat carotid artery. Atherosclerosis. 189, 106-114 (2006).
  17. Ji, R., et al. MicroRNA expression signature and antisense-mediated depletion reveal an essential role of MicroRNA in vascular neointimal lesion formation. Circulation Research. 100, 1579-1588 (2007).
  18. Merlet, E., et al. miR-424/322 regulates vascular smooth muscle cell phenotype and neointimal formation in the rat. Cardiovascular Research. 98, 458-468 (2013).
  19. Huang, J., Niu, X. L., Pippen, A. M., Annex, B. H., Kontos, C. D. Adenovirus-mediated intraarterial delivery of PTEN inhibits neointimal hyperplasia. Arteriosclerosis, Thrombosis, And Vascular Biology. 25, 354-358 (2005).
  20. Gonzalez-Cobos, J. C., et al. Store-independent Orai1/3 channels activated by intracrine leukotriene C4: role in neointimal hyperplasia. Circulation Research. 112, 1013-1025 (2013).
  21. Guzman, L. A., et al. Local intraluminal infusion of biodegradable polymeric nanoparticles. A novel approach for prolonged drug delivery after balloon angioplasty. Circulation. 94, 1441-1448 (1996).
  22. Lipke, E. A., West, J. L. Localized delivery of nitric oxide from hydrogels inhibits neointima formation in a rat carotid balloon injury model. Acta Biomaterialia. 1, 597-606 (2005).
  23. Osterrieder, W., et al. Role of angiotensin II in injury-induced neointima formation in rats. Hypertension. 18, II60-II64 (1991).
  24. Powell, J. S., et al. Inhibitors of angiotensin-converting enzyme prevent myointimal proliferation after vascular injury. Science. 245, 186-188 (1989).
  25. Does the new angiotensin converting enzyme inhibitor cilazapril prevent restenosis after percutaneous transluminal coronary angioplasty? Results of the MERCATOR study: a multicenter, randomized, double-blind placebo-controlled trial. Multicenter European Research Trial with Cilazapril after Angioplasty to Prevent Transluminal Coronary Obstruction and Restenosis (MERCATOR) Study Group. Circulation. 86, 100-110 (1992).
  26. Faxon, D. P. Effect of high dose angiotensin-converting enzyme inhibition on restenosis: final results of the MARCATOR Study, a multicenter, double-blind, placebo-controlled trial of cilazapril. The Multicenter American Research Trial With Cilazapril After Angioplasty to Prevent Transluminal Coronary Obstruction and Restenosis (MARCATOR) Study Group. J Am Coll Cardiol. 25, 362-369 (1995).
  27. Geurts, A. M., et al. Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases. Science. 325, 433(2009).
  28. Tesson, L., et al. Knockout rats generated by embryo microinjection of TALENs. Nature Biotechnology. 29, 695-696 (2011).
  29. Li, D., et al. Heritable gene targeting in the mouse and rat using a CRISPR-Cas system. Nature Biotechnology. 31, 681-683 (2013).
  30. Potier, M., et al. Evidence for STIM1- and Orai1-dependent store-operated calcium influx through ICRAC in vascular smooth muscle cells: role in proliferation and migration. FASEB Journal : Official Publication Of The Federation Of American Societies For Experimental Biology. 23, 2425-2437 (2009).
  31. Aubart, F. C., et al. RNA interference targeting STIM1 suppresses vascular smooth muscle cell proliferation and neointima formation in the rat. Molecular Therapy. The Journal Of The American Society Of Gene Therapy. 17, 455-462 (2009).
  32. Berra-Romani, R., Mazzocco-Spezzia, A., Pulina, M. V., Golovina, V. A. Ca2+ handling is altered when arterial myocytes progress from a contractile to a proliferative phenotype in culture. American journal of physiology. Cell Physiology. 295, C779-C790 (2008).
  33. Bisaillon, J. M., et al. Essential role for STIM1/Orai1-mediated calcium influx in PDGF-induced smooth muscle migration. American journal of physiology. Cell Physiology. 298, C993-C1005 (2010).
  34. Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods In Molecular Medicine. 139, 1-30 (2007).
  35. Zhang, W., Trebak, M. Balloon Injury in Rats as a Model for Studying TRP Channel Contribution to Vascular Smooth Muscle Remodeling. T TRP Channels in Drug DiscoveryMethods in Pharmacology and Toxicology. Szallasi, A., Bíró, T. , Humana Press. 101-111 (2012).
  36. Tulis, D. A. Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model). Methods In Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).
  37. Advanced Sterilization Products. How to use Cidex OPA solution. , Available at: http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf (2014).

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