Rata heterotópico abdominal Corazón / Trasplante de un solo pulmón en una configuración de volumen cargado

Resumen

Describimos una nueva técnica para el trasplante heterotópico abdominal de corazón-pulmón (HAHLT) en ratas. La configuración del trasplante da como resultado una circulación del injerto parcialmente cargada, lo que permite una evaluación funcional directa. Este modelo puede emplearse para estudios agudos o crónicos de la función y el estado inmunológico del injerto trasplantado.

Resumen

En este artículo, describimos una técnica novedosa para el trasplante heterotópico abdominal de corazón-pulmón (HAHLT) en ratas. La configuración del injerto de trasplante implica la anastomosis de la vena cava inferior (VCI) del donante a la VCI receptora, y de la aorta ascendente (Ao) del donante a la Ao abdominal receptora. Los lóbulos pulmonares superior y medio derecho se conservan y funcionan como conductos para el flujo sanguíneo del corazón derecho al corazón izquierdo.

El uso de esta técnica tiene varias ventajas, y se presta a una amplia gama de aplicaciones. Debido a que el injerto se trasplanta en una configuración que permite la carga de volumen dinámico, la función cardíaca puede evaluarse directamente in vivo. El uso de catéteres de conductancia presión-volumen permite la caracterización de parámetros hemodinámicos dependientes e independientes de la carga. El injerto se puede convertir a una configuración cargada mediante la aplicación de una pinza a la VCI infrahepática del receptor. Describimos técnicas quirúrgicas modificadas para operaciones de donante y receptor, y una estrategia ideal de protección miocárdica. Dependiendo del objetivo experimental, este modelo puede adaptarse para su uso en estudios agudos y crónicos de la función del injerto, el estado inmunológico y las condiciones de carga ventricular variable. Las vías respiratorias conductoras al pulmón trasplantado se conservan y permiten la reventilación pulmonar aguda. Esto facilita el análisis de los efectos de la mezcla de sangre venosa y arterial que proporciona perfusión coronaria al injerto.

Una limitación de este modelo es su complejidad técnica. Hay una curva de aprendizaje significativa para los nuevos operadores, que idealmente deberían ser asesorados en la técnica. Una formación quirúrgica es ventajosa para aquellos que deseen aplicar este modelo. A pesar de su complejidad, nuestro objetivo es presentar el modelo en un formato claro y fácilmente aplicable. Debido a la similitud fisiológica de este modelo con el trasplante ortotópico y su amplia gama de aplicaciones de estudio, es probable que el esfuerzo invertido en el aprendizaje de la técnica valga la pena.

Introducción

El primer modelo de roedor de trasplante de corazón abdominal heterotópico (HAHT) fue descrito por Abbott y sus colegas en 1964¹. Esta técnica y las modificaciones posteriores se han aplicado ampliamente para caracterizar la función del injerto de trasplante y el estado inmunológico. La mayoría de las técnicas de HAHT descritas involucran un corazón no cargado de volumen^2,3. Se han descrito modelos de HAHT que involucran ventrículos cargados de volumen, pero con frecuencia están limitados en uno o más aspectos.

Anteriormente se ha descrito el trasplante heterotópico de corazón-pulmón abdominal (HAHLT) con ventrículo izquierdo (VI) cargado de volumen. Chen y colaboradores⁴, y posteriormente Ibrahim y colaboradores⁵ describieron la HAHLT con una sola anastomosis aortoaórtica (del donante que asciende a la aorta abdominal del receptor). La única carga de volumen que se presenta al ventrículo en esta circulación es el retorno venoso coronario. Asfour y colaboradores describieron una técnica de HAHT en la que el circuito pulmonar se eliminaba mediante la anastomosa de la arteria pulmonar (AP) del donante con la aurícula izquierda (LA) del ^donante6. En esta circulación, la entrada venosa al ventrículo derecho (VD) se produce a través de una anastomosis de VCS donante a receptora, y la carga posterior del VI se expulsa a la anastomosis aortoaórtica. La función cardíaca se evaluó parcialmente in vivo, y también in vitro utilizando un equipo Langendorff. Figueiredo y sus colegas describieron un modelo de HAHLT similar al nuestro⁷, pero en ratones. La entrada venosa al VD se produce a través de la anastomosis de la VCS del donante al receptor. Posteriormente, la sangre pasa a través de la circulación pulmonar única y la carga del ventrículo izquierdo es expulsada a la anastomosis aortoaórtica. La función cardíaca en su estudio se evaluó mediante imágenes de resonancia magnética (RM). Wen y sus colegas describieron una técnica única de HAHT en la que el VI se carga por medio de una aorta receptora a la anastomosis LA⁸ del donante. El VI, por lo tanto, se llena a presiones sistémicas. No se evaluó la función cardíaca ni si el volumen sistólico del VI se expulsa antegradamente en su modelo.

Muchas de las técnicas mencionadas anteriormente involucran condiciones de carga no fisiológicas del VI, incluidas las técnicas cuya carga parcial del VI está representada solo por el retorno venoso coronario. Por otro lado, muchas técnicas sí abordan la carga fisiológica del VI. La mayoría de estas técnicas, al igual que la técnica de Asfour y colaboradores, omiten la circulación pulmonar y utilizan una ANA de donante a la anastomosis de LA del donante^6,9. La circulación descrita por Galinanes y colaboradores¹⁰ emplea una anastomosis de cava receptora directa al LA donante, omitiendo la circulación pulmonar y el corazón derecho. Yokoyama y colaboradores logran el mismo efecto ligando la PA del donante y creando una comunicación interauricular en el corazón del donante (omitiendo las circulaciones pulmonar y cardíaca derecha del donante)^11. La circulación de Maruyama y colaboradores¹² implica una anastomosis entre el PA izquierdo del donante y el AO receptor, lo que permite el llenado del VI a través de la circulación pulmonar como conducto, pero excluye efectivamente el corazón derecho.

En los casos en que se cumplieron condiciones de carga fisiológica cercanas, avanzamos la técnica de HAHLT en 2 aspectos principales. En primer lugar, hasta donde sabemos, la configuración exacta que informamos no se ha descrito en ratas. Es posiblemente la circulación más versátil para los investigadores que desean estudiar la fisiología, estructura e inmunología del injerto corazón-pulmón trasplantado. En segundo lugar, describimos cómo se puede caracterizar directamente in vivo la función del injerto de trasplante.Para esta aplicación, los catéteres de conductancia presión-volumen pueden introducirse directamente en el ápice del VI del injerto de trasplante, lo que permite una caracterización funcional cardíaca completa.

La técnica descrita aquí puede aplicarse tanto a estudios agudos como crónicos de la función del injerto de trasplante, mientras que la evaluación funcional puede realizarse in vivo o in vitro. Presentamos un modelo en el que las condiciones de carga pueden ser casi fisiológicas, sin embargo, el grado de carga ventricular puede ser manipulado tanto de forma aguda como crónica desviando el retorno venoso hacia o lejos del injerto. Las condiciones de poscarga también se pueden manipular. Debido a que el pulmón y sus vías respiratorias se retienen en esta configuración de trasplante, los investigadores pueden volver a ventilar el pulmón del donante de forma aguda. De manera única, la reventilación pulmonar cambia la composición de la sangre que perfunde las arterias coronarias trasplantadas. En condiciones no ventiladas, la sangre expulsada de la aorta del donante se desoxigena y se mezcla con la sangre oxigenada en la aorta del receptor. En condiciones de ventilación aguda, la sangre expulsada se oxigena. Por lo tanto, la función del injerto de trasplante se puede comparar en condiciones ventiladas y no ventiladas, y también en condiciones de carga variable.

El protocolo a continuación describe modificaciones importantes a las operaciones de donantes y receptores de HAHLT previamente descritas. También se describe una técnica óptima para proteger el injerto trasplantado durante todo el período de isquemia (tiempo entre el explante del donante y el implante receptor). Las ventajas de esta técnica incluyen condiciones fisiológicas potencialmente cercanas a las de un injerto trasplantado ortotópicamente y una amplia gama de aplicaciones de investigación. Una limitación importante es su complejidad técnica. Con la tutoría y la práctica adecuadas, es probable que las ventajas de esta técnica superen los desafíos de adoptarla.

Protocolo

Todos los animales fueron alojados y atendidos de conformidad con las directrices institucionales para el cuidado y uso de animales de laboratorio y Nacional. Ética aprobación de este protocolo fue concedido por la Universidad de Comité de Cuidado de Animales de la Columbia Británica. Hombre, ratas Sprague-Dawley que pesaban entre 300-450 g se utilizaron para este protocolo.

1. Donante Operación

1. Tienen aproximadamente 100 ml de cardioplegia (RT) en un matraz cilíndrico conectado a (IV) tubo de catéter intravenoso de largo por una llave de paso de 3 vías. Utilice un soporte para elevar el frasco aproximadamente 80 cm por encima de la superficie operativa, permitiendo la entrega cardioplejia por gravedad.
2. Para visualizar adecuadamente las estructuras, utilizar un par de lupas quirúrgicas o un microscopio de disección.
   NOTA: Actualmente usamos un microscopio quirúrgico binocular con 3,4 - magnificación 21.3X.
3. Coloque el donante en una cámara anestésica e inducir la anestesia con 4-5% isoflurano.
4. Traslado a la rata a una plataforma operativa y mantener la anestesia por la nariz de cono con 1 - 2% de isoflurano. Aplique un ungüento veterinario para los ojos del animal para evitar la sequedad. Administrar midazolam (2 mg / kg) por vía intraperitoneal con una aguja 25 G.
5. El uso de máquinas de cortar quirúrgicas, afeitarse el donante de xiphisternum de mandíbula. Shave una pequeña región de la ingle izquierda (para el acceso posterior IV). Aplicar un agente de depilación a las superficies operativas, espere aproximadamente 5 minutos, y quitar el pelo con un pedazo de gasa.
6. Prepara los sitios quirúrgicos con una solución a base de clorhexidina o povidona yodada (sólo usamos clorhexidina). Infíltrate en los sitios de incisión con 0,1 a 0,5% por vía subcutánea de lidocaína.
7. Asegure las extremidades anteriores y miembro posterior izquierdo de la plataforma operativa con cinta adhesiva, dejando la extremidad posterior derecha libre para monitorización de la profundidad anestésica y los signos vitales.
8. Después de asegurarse de la profundidad anestésica adecuada por pizca pedal, hacer una incisión en el pliegue de la ingle izquierda usandoun bisturí 22-cuchilla. Por disección roma, exponer la vena femoral común izquierda y obtener acceso IV de la siguiente manera:
   1. Retractar suavemente el tejido que recubre la vena femoral y canular la vena con un 24 G IV. Conecte el IV a un tramo corto de tubo IV lleno de solución salina, y asegurar el tubo en su lugar con cinta adhesiva.
      NOTA: El procedimiento para la canulación venosa femoral en ratas se describe en otro lugar por Jespersen y sus colegas ^14.
   2. Conectar una jeringa de 10 ml lleno de solución salina al tubo IV, y suavemente aspirar sangre para asegurar el correcto posicionamiento de la IV.
   3. Inyectar 300 a 500 UI de heparina no fraccionada a través del tubo IV, y lavar posteriormente el tubo con de 3 - 5 ml de solución salina.
9. A continuación, tracheotomize el donante como sigue:
   1. Hacer una incisión en los tejidos blandos entre la escotadura yugular y la mandíbula utilizando un bisturí 22-hoja. Penetrar la cápsula de la glándula tiroides en la línea media usando Metzentijeras Baum, y separados de sus lóbulos mediante disección roma.
   2. Utilizando disección roma, separar los músculos de la correa del cuello en la línea media para exponer la superficie anterior de la tráquea.
   3. Utilice unas pinzas curvas para diseccionar sin rodeos un plano circunferencial alrededor de la tráquea. Rodear la tráquea con una corbata de seda 4-0.
   4. Usando tijeras iris, hacer una incisión transversal en la tráquea anterior, aproximadamente 5 mm por debajo del cartílago tiroides. Introducir suavemente la cánula traqueal (un 14 G IV) y fijarlo en su lugar con el empate 4-0 seda.
   5. Conectar la cánula traqueal a un ventilador mecánico. Redirigir el flujo de oxígeno e isoflurano a través del circuito del ventilador, y ventilar el donante a una velocidad y volumen tidal predicho por su peso ^13.
10. Hacer una incisión en la línea media del pecho (utilizando un bisturí de hoja 22), que se extiende de la incisión en la muesca yugular a por debajo de la xipisternum.
11. Alojarse en la línea media, Realice una esternotomía media con un cortador de hueso. Retraer los bordes del esternón con un retractor de auto-retención. Introduzca el pericardio y cavidades pleurales.
12. Realice una timectomía. Es más fácil de dividir primero sin rodeos el timo en la línea media, y luego separarla de las estructuras circundantes utilizando una combinación de disección roma y cortante.
    NOTA: El origen de las arterias torácicas internas puede ser herido cuando diseccionando el timo de los bordes esternales superiores. Para prevenir el sangrado, clips hemostáticos se pueden aplicar antes de retirar el timo en estos puntos.
13. Con unas tijeras de Metzenbaum y / o un fuerte Lauer, diseccionar peri-cava grasa lejos de la vena cava inferior (VCI). Asegúrese de que el IVC está relativamente libre de grasa y tejido conectivo de la unión cavo fibrilación superiormente, al diafragma inferiormente.
14. Usando un fuerte Lauer, circunferencialmente libre de la vena cava superior (VCS) y rodear con un empate 4-0 seda.
15. A continuación, diseccionar ella izquierda de la vena cava, sin estructuras circundantes, y ligarlo proximal y distal con 4-0 corbatas de seda. Resecar la porción intermedia de cava para exponer la arteria subclavia izquierda.
16. Circunferencialmente gratis los vasos del cayado aórtico mediante un fuerte Lauer. Aplicar clips quirúrgicos proximal y distal a la arteria innominada, y dividirlo entre los clips. Deja la arteria carótida común izquierda y un-recortado la arteria subclavia izquierda.
17. A continuación, canular la vena cava superior con un catéter de 24 G IV. Asegure el catéter con el colocado previamente 4-0 corbata de seda.
18. Prepárese para una cosecha conveniente, pero suave injerto.
19. Con unas tijeras afiladas, divida el IVC simplemente superior a la superficie diafragmática. Divida la SVC superior a su sitio de canulación, asegurando que las estructuras de las vías respiratorias cercanos no están heridos.
20. Apague el ventilador y desconecte la cánula traqueal. Seccionar la tráquea proximal.
21. Sujete la tráquea seccionado con unas pinzas, y quitar el corazóny los pulmones en bloque. Esto requerirá una tracción suave con disección aguda como se retira el injerto de corazón-pulmón. Separar la tráquea desde el esófago subyacente. Evite lesionarse la aorta descendente, por lo que una buena parte de ella se mantiene intacta después de la cosecha.

2. Preparación del corazón-pulmón Graft

NOTA: al completar esta parte del procedimiento, un asistente debe ser anestesiar el roedor destinatario y la preparación para la implantación del injerto.

1. Coloque el injerto de corazón-pulmón en gasa quirúrgica con la superficie anterior del corazón hacia abajo. El uso de la disección aguda, eliminar cualquier esófago residual, evitando daños a las vías respiratorias posteriores.
2. Localice la aorta torácica descendente e insertar una cánula de punta roma 16 G. Fije la cánula en su lugar con un empate 4-0 seda.
3. Localice los vasos del cayado aórtico, y aplicar un clip quirúrgico a la arteria subclavia izquierda. Deja la arteria carótida izquierda un-recortado para subsecuente de-emisión.
4. Administrar la primera dosis de cardioplegia mediante la conexión de la tubería de cardioplegia a la cánula aórtica 16 G. La arteria carótida debe ser ocluida temporalmente con fórceps para asegurar la entrega adecuada de cardioplejía.
   NOTA: Una de las ventajas de tener la cánula aórtica adjunta es que cardioplejia se puede administrar de forma continua y / o de forma intermitente si lo deseas. Para la dosificación intermitente, que normalmente entregamos cardioplejia cada 10 - 15 min en 5 ml bolos sobre 30 - 45 seg.
5. Con unas tijeras de Metzenbaum y / o un fuerte Lauer, diseccionar la grasa peri-aórtica lejos de la aorta. Asegúrese de que la aorta es relativamente libre de grasa y tejido conectivo de la arteria subclavia izquierda (arco distal) a su sitio de canulación.
6. A continuación, exponer el bronquio principal izquierdo usando un fuerte Lauer, y ligarlo proximal con una corbata de seda 4-0. Seccionar el bronquio izquierdo distal a la ligadura usando tijeras iris. Realice una neumonectomía izquierda ligando el pulmonar izquierdaarteria y vena con 4-0 corbatas de seda. Seccionar distal a la ligadura y quitar el pulmón izquierdo.
7. Como anteriormente, eliminar todos los otros lóbulos pulmonares con la excepción de los lóbulos superior y medio derechos. Evite lesionar el IVC en el proceso de realizar lobectomías.
8. Conectar el tubo de cardioplegia a la cánula aórtica y administrar cardioplegia continua mientras se prepara el destinatario. Coloque el injerto de corazón-pulmón en un recipiente estéril (por ejemplo, un vaso de precipitados).

3. Receptor Operación

1. Anestesiar el receptor como por el funcionamiento de los donantes, arriba. Use ungüento veterinario para proteger los ojos del animal de la sequedad. Confirme la anestesia frecuentemente por pizca pedal.
2. Coloque el animal como por la operación de los donantes, esta vez dejando la extremidad anterior derecha libre para monitorear los signos vitales y la profundidad anestésica.
3. Afeitarse el abdomen de xiphisternum al pene. Shave una pequeña región de la ingle izquierda (para el acceso posterior IV). Aplique unaagente de depilación a las superficies operativas, espere aproximadamente 5 minutos, y quitar el pelo con un pedazo de gasa.
4. Prepara los sitios quirúrgicos con povidona yodada o solución a base de clorhexidina. Infíltrate en los sitios de incisión con 0,1 a 0,5% por vía subcutánea de lidocaína.
5. Tracheotomize y ventilar el receptor como se indicó anteriormente. Alternativamente, mantener el receptor bajo anestesia nariz de cono.
6. Introducir un catéter en la vena femoral como se describe anteriormente. Inyectar 300 a 500 UI de heparina no fraccionada a través del tubo IV, y lavar posteriormente el tubo con de 3 - 5 ml de solución salina.
7. Realice una laparotomía haciendo una incisión abdominal en la línea media con un bisturí 22 palas de xiphisternum al pene. Retirar la pared abdominal utilizando un retractor auto-retención. A continuación, retraer los intestinos superior y al lado izquierdo de la rata. Envuelva en caliente gasa empapada en solución salina.
8. Exponer la aorta abdominal por IVC y bruscamente la disección a través de la suprayacente regrasa-tro peritoneal.
9. Tener una pinza vaso curvado disponible y listo.
10. Circunferencialmente liberar el IVC y la aorta proximal y distal y rodearlos con 4-0 corbatas de seda. No debe ser de aproximadamente 2-3 cm de espacio entre estos sitios.
11. Aplicar cuidadosamente la abrazadera curvada recipiente, asegurándose de que una porción suficiente de ambos IVC y la aorta están expuestas por encima de las mandíbulas de la pinza.
12. Hacer una incisión en la pared anterior de la IVC con una aguja 25 G conectada a una jeringa de 1 ml lleno de solución salina. Extender la incisión con tijeras Potts para que coincida con la longitud de la donante IVC orificio.
13. Retire el injerto de corazón-pulmón de su contenedor y desconéctelo de cardioplejía. Coloque el injerto en el abdomen del receptor en una posición óptima para realizar la anastomosis venosa.
    NOTA: El injerto de corazón-pulmón en última instancia, estar orientada ligeramente oblicua, con el vértice apuntando hacia la década de abdomen dejó cuadrante inferior.
14. Asegure el talóny dedo del pie, extremos de la anastomosis con sutura de nylon 9-0. Haga un nudo seguro en cada extremo, dejando la aguja unida a un brazo largo de la sutura, y un extremo corto de la sutura que estar atado a más tarde. Administrar una dosis de cardioplejía.
15. En el funcionamiento de la moda, completa la mitad de la línea de sutura y corbata para el brazo de sutura corto opuestas. Administrar una dosis de cardioplejía.
16. Complete la otra mitad de la línea de sutura y atarlo. La anastomosis venosa es completa. Administrar una dosis de cardioplejía
17. Oriente el injerto de corazón-pulmón con vértice apuntando del corazón hacia los del abdomen dejó cuadrante inferior. Asegúrese de que la anastomosis venosa no está doblado o retorcido.
18. Evaluar la longitud de la aorta del donante que se requiere para llegar a la aorta destinatario, manteniendo tanto IVC y anastomosis aórtica en configuraciones libres de tensión y un-retorcidas.
19. Divida la aorta descendente (distal a la arteria subclavia izquierda) con una tijera iris.
20. Hacer una incision en la pared anterior de la aorta destinatario con una aguja 25 G conectada a una jeringa de 1 ml lleno de solución salina. Extender la incisión con tijeras Potts para que coincida con la longitud del orificio aórtico donante.
21. Anclar el dedo del pie (cara superior) de la aorta donante al receptor aorta utilizando una sutura de nylon 9-0. A continuación, pasar la aguja con el aspecto medial de la aorta y completar la mitad de la anastomosis en el funcionamiento de la moda.
22. En el talón de la anastomosis aórtica, invertir la orientación de la línea de sutura (una transición en la dirección de la costura), y completar el medio lateral de la anastomosis en el funcionamiento de la moda.
23. Retire lentamente el catéter IV en la vena cava superior, y ligar la vena cava superior con una pinza quirúrgica.
24. De aire la aorta mediante la localización de la arteria carótida común-un recortado izquierda. Mantener abierta la arteria, en una posición vertical que permitirá que el aire sea evacuado libremente.
25. Abrir brevemente las mandíbulas de la pinza vaso curvo y permite la arteria carótida a sangrar (de-aire) por 2 - 3 seg. Vuelva a aplicar la pinza buque.
26. Aplicar un clip quirúrgico a la arteria carótida. Retire la abrazadera vaso curvo.
27. Compruebe si hay sangrado en las líneas de sutura. Si está presente, aplicar compresión suave con una gasa o la reparación quirúrgica con una longitud de sutura de nylon 9-0 (dependiendo de la gravedad de la hemorragia).
28. El corazón del donante debe reanudar superando en cuestión de minutos.
29. Preste mucha atención a los signos vitales del beneficiario, la profundidad de la anestesia, y administrar el volumen de reanimación, según sea necesario.
30. Dependiendo de los criterios de valoración experimentales, ya sea cerrar abdomen del animal y dejar que se recupere de la anestesia, o preparar el animal para la evaluación cardiovascular.
    NOTA: Los ejemplos de evaluación de injerto incluyen en las medidas in vivo de la hemodinámica dependiente de la carga y la independiente de la carga, las medidas in vitro de la función en Langendorff y modos de trabajo del corazón y (en la cirugía de la supervivencia) ecocardiográficos o investigaciones de resonancia magnética.
31. En elfinal de los experimentos terminales agudas, los animales son sacrificados por desangramiento.

Resultados

La técnica HAHLT descrito anteriormente es muy técnico y requiere mucha atención a los detalles. Tabla 1 se destacan algunos de los principales factores asociados con éxito frente a los procedimientos fallidos, y pueden ser utilizados como una guía para la solución de problemas dificultades técnicas.

Después se suelta la aorta destinatario, las arterias coronarias del injerto deben ser vistos a llenarse de sangre oxigenada. En consecuencia, el miocardio se convierta en rosa ...

Discusión

El éxito con la técnica descrita aquí se basa en varios factores. Clave entre ellos será garantizar la estabilidad tanto de los animales donantes y receptores, la adopción de la técnica quirúrgica meticulosa que es seguro y asociado con mínima pérdida de sangre, lo que garantiza la detención cardioplégica completo con un enfriamiento uniforme del injerto, lo que minimiza el tiempo de isquemia total y adecuadamente de-a transmitirse el injerto. Como ha reconocido anteriormente, la complejidad técnica de la técnica es su ...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Celsior Cardiopleji Soution	Genzyme		La solución se mantiene en hielo durante todo el procedimiento. Preparamos nuestra propia solución, con ligeras modificaciones.
Ventilador para roedores	Harvard Apparatus	Modelo 683
Monitor de signos vitales	Nonin	Modelo 9847V	Muestra SpO2 y frecuencia cardíaca.
Cánulas intravenosas	Jelco	3063	24 - 26 G x 3/4" cánulas.
Tubo intravenoso	CareFusion	MP9259-C	Tubo conector de longitud corta (18 cm).
Pinzas quirúrgicas	Teleflex Medical	001204	Horizon pinzas de ligadura de titanio.
Suturas	Ethicon, Sharpoint	LA54G, carrete de seda AK-0107	3-0 y sutura de prolene 9-0 (un brazo, aguja DR5).
Instrumentos quirúrgicos	No aplicable	No aplicable	Los instrumentos utilizados son genéricos y se pueden comprar en cualquier empresa de suministros quirúrgicos.