Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

Artículo de método

Th17 Inflamación Modelo de candidiasis orofaríngea en ratones inmunodeficientes

9.2K vistas

⸱

DOI:

10.3791/52538

⸱

18 de febrero de 2015

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, School of Dental Medicine, Case Western Reserve University

En este artículo

Resumen

Aunque los modelos de infección por Candida están disponibles para estudiar la resistencia inmune del huésped, no existe un modelo para estudiar la inmunopatología mediada por células T en el contexto de la infección por Candida. En este trabajo describimos un método para establecer la inmunopatología Th17 asociada a la infección oral por Candida en ratones inmunodeficientes.

Resumen

La enfermedad de candidiasis orofaríngea (OPC) se debe no solo a la falta de resistencia inmunitaria del huésped, sino también a la ausencia de una regulación adecuada de la inmunopatología inducida por la infección. Aunque las células Th17 están implicadas en la defensa antifúngica, su papel en la inmunopatología no está claro. Este estudio presenta un método para establecer la inmunopatología oral Th17 asociada a la infección oral por cándida en ratones inmunodeficientes. El método se basa en la reconstitución de ratones linfopenicos con células Th17 cultivadas in vitro, seguidas de una infección oral por Candida albicans (C. albicans). Los resultados muestran que las células Th17 sin restricciones provocan inflamación y patología, y se asocian con varias lecturas medibles, como la pérdida de peso, la producción de citocinas proinflamatorias, la histopatología de la lengua y la mortalidad, lo que demuestra que este modelo puede ser valioso en el estudio de la inmunopatología de OPC. La transferencia adoptiva de células reguladoras (Tregs) controla y reduce la respuesta inflamatoria, lo que demuestra que este modelo puede utilizarse para probar nuevas estrategias para contrarrestar la inflamación oral. Este modelo también puede ser aplicable en el estudio de la inmunopatología oral Th17 en general en el contexto de otras enfermedades orales.

Introducción

Las infecciones orales y la inflamación se han relacionado con el cáncer y las enfermedades cardiovasculares, y tienen un impacto dramático en la salud humana en general2,3. Las infecciones oportunistas y la inflamación causada por C. albicans se asocian a inmunodeficiencias primarias (EIP)4,5, trastornos inflamatorios como periodontitis 6,7, síndrome de Sjögren y enfermedad de las glándulas salivales8,9, así como carcinoma oral de células escamosas 10-12. C. albicans es un hongo comensal dimórfico que coloniza asintomáticamente la boca del 60% de los humanos sanos, sin embargo, es el patógeno fúngico más común que causa infecciones cuando la defensa del huésped está debilitada13-15. Causa infecciones recurrentes y crónicas e inflamación en pacientes con SIDA y EIP, y también en otros individuos inmunocomprometidos. Como comensal, su carga de colonización se asocia con el cambio en la diversidad del microbioma oral general16. Como patógeno, causa varias formas de candidiasis orofaríngea, como la pseudomembranosa aguda, la atrófica aguda, la atrófica crónica, la hipertrófica/hiperplásica crónica y la queilitis angular.

La protección contra C. albicans está determinada no solo por la resistencia inmunitaria del huésped, sino también por la capacidad de controlar adecuadamente la inmunopatología inducida por Candida. Aunque los comensales como C. albicans contribuyen a la modulación y exacerbación de otras afecciones inflamatorias orales, los mecanismos por los cuales se produce la disbiosis durante las infecciones oportunistas no están claros. Además del papel conocido de las células Th17 adaptativas en la respuesta de memoria a C. albicans17, su papel en el inicio y la perpetuación de la patología inflamatoria durante las infecciones crónicas sigue sin estar claro. Además, las enfermedades inflamatorias orales como el síndrome de Sjögren y la periodontitis se asocian a patología mediada por Th17. Curiosamente, estas enfermedades también están fuertemente asociadas con OPC frecuentes. Sin embargo, las interacciones entre las células Th17, la inmunopatología oral de OPC y otras enfermedades inflamatorias orales no están estudiadas.

Aunque se dispone de modelos de ratón de infección primaria y secundaria de candidiasis oral, no se dispone de un modelo de ratón para estudiar la infección por Candida asociada a la inflamación Th17, especialmente en el contexto de la inmunodeficiencia. Este estudio presenta un método para establecer la inflamación oral por Th17 asociada con la infección oral por Candida en ratones. La infección por Candida en ratones se caracteriza por lesiones fúngicas, inflamación en la lengua, disminución de la ingesta de alimentos, pérdida de peso y, finalmente, un estado moribundo. La patología oral se asemeja a las lesiones crónicas por infección por cándida, así como a la displasia epitelial en modelos de cáncer oral en ratones12,18.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

NOTA: Los experimentos con ratones se realizaron de acuerdo con el comité de bienestar de los animales institucional (IACUC) directrices.

1. Reconstitución de la RAG-1 - / - ratones con células I n Vitro Cultivadas Th17 (Tres días antes de la infección)

  1. Para el establecimiento de las células Th17, cultura CD4 + CD25 CD44low CD62Lhigh células T naïve (3 x 104) en placas de 96 pocillos de fondo en U solo, o co-cultivo ellos junto con 3 x 104 células CD4 + CD25 + Foxp3 + Treg en presencia de solubles α-CD3 (1 mg / ml), α-CD28 (2 g / ml) anticuerpos y células presentadoras de antígeno, en condiciones Th17 (polarizados usando IL-6 (25 ng / ml), TGF-β (2 ng / ml) , α-IFN-γ (2 mg / ml) y α -IL-4 (2 mg / ml)) durante tres a cuatro días.
    NOTA: Las células ingenuo y T regs fueron ordenados usando células activadas por fluorescencia (FACS) und procedimientos de aislamiento celular magnética y se cultivaron como se ha descrito previamente 19-22.
  2. El día 4, después de resuspensión de las células Th17 utilizando la pipeta, recogerlos a partir de cultivos, y centrifúguelas en condiciones estériles.
    1. Tomar una pequeña alícuota de estas células para examinar su viabilidad y por el fenotipo. Resuspender en 500 l de medio RPMI, añadir yoduro de propidio (200 ng / ml) y evaluar su viabilidad inmediatamente por citometría de flujo. Realizar fenotipificación por citometría de flujo de evaluación de la producción de IL-17A después de la re-estimulación (ver sección 6.3).
  3. Centrifugar y lavar el grueso de las células en PBS estéril a 480 xg durante 6 min a 4 ° C en todos los pasos a menos que se especifique lo contrario.
  4. Utilice estas células para la transferencia adoptiva en 6-8 semanas de edad CD45.2 Rag1 - / - ratones inmunodeficientes.
    1. Resuspender las células a la densidad celular 1 x 10 7 células / ml usando PBS estéril frío.
    2. Inyectar 100 l de las células por intrapinyección eritoneal, utilizando 25 G agujas en 1 ml jeringas de tuberculina, de tal manera que un ratón recibe 1 x 10 6 células. Algunos ratones recibirán células PBS o Th17 solamente, y otros ratones recibirán las células Th17 que fueron co-cultivadas con células Treg.
      NOTA: Realice todos los pasos de forma aséptica.

2. Crecimiento C. albicans para la infección (un día antes de la infección)

  1. Antes de la inoculación, dispersar cinco colonias de la CAF2-1 C. cepa albicans laboratorio en 100 l de suspensión de PBS estéril, y añadir la suspensión al caldo estéril.
  2. Inocular 5 colonias de la C. albicans en 50 ml de la base de nitrógeno de levadura (YNB sin aminoácidos) / Peptona medio / caldo de dextrosa y se incuba en un incubador agitador a 30 ° C durante 15-18 horas a 130 rpm.
  3. Monitorear el caldo de nubosidad, ya que es una indicación para el crecimiento del hongo.

3. CandidaLa cosecha y el procedimiento de conteo (En el Día de la infección)

  1. Recoger 10 ml de caldo de Candida en tubos de 15 ml. Para volúmenes mayores, recoger Candida en tubos de 50 ml.
  2. Centrifugar las blastosporas en 1900 xg durante 5 min a RT en todos los pasos a menos que se especifique lo contrario. Sedimentar las blastosporas por centrifugación, seguido por la eliminación del sobrenadante.
  3. Si hay más de un tubo, agrupar los blastosporas de Candida a partir de múltiples tubos, la adición de PBS estéril para los pellets y resuspender en 10 ml de PBS para el conteo.
  4. Tomar 20 l de blastosporas en 1,5 ml tubos de microcentrífuga, añadir 20 l de la paraformaldehído 2X e incubar a temperatura ambiente durante 15 a 20 min. Contar las blastosporas fijos utilizando el hemocitómetro bajo el microscopio.
    NOTA: El paraformaldehido es cancerígeno. Abra la solución sin diluir sólo en la campana de humos.
  5. Mientras tanto, repetir el lavado de las blastosporas al menos dos veces, por centrifugación tdobladillo en PBS, y la granulación las blastosporas. Mantenga las pastillas en tubos de 15 ml a temperatura ambiente, en la campana ABSL1, listas para la infección.
  6. Deje algo de PBS estéril a temperatura ambiente durante la resuspensión de las blastosporas de infección.
  7. Después de contar, añadir PBS estéril al sedimento blastospore para ajustar el número de células de levadura blastosporo a 2 x10 8 de levadura células / ml. Esta es la suspensión blastospore que se utilizó para infectar los ratones.
    NOTA: Realice todos los pasos de forma aséptica.

4. Los ratones Infección (3-5 días después de la transferencia de la célula)

NOTA: El procedimiento básico infección se realizó como se describió anteriormente 19,23-25.

  1. Pese la RAG-1 - / - ratones que recibieron PBS o las células tres días antes.
  2. Calcular la dosis de los agentes anestésicos que utilizan su peso corporal. Anestesiar a los ratones mediante la administración de ketamina / mezcla de xilazina (16,1 mg / ml y 1,6 mg / ml), utilizando 25 g de agujas en 1 ml jeringas de tuberculina, por intrinyección aperitoneal.
    1. Administrar 50 l por 10 gramos de peso corporal. (Es decir, 0,8 mg de ketamina y 0,08 mg de xilazina / 10 g de peso corporal o 80 mg de ketamina y 8 mg de xilazina por kg de peso corporal, respectivamente). Observe la respuesta pizca dedo cada 15 minutos después de la anestesia.
      NOTA: Esta dosis inducirá 60-90 min de la anestesia, lo cual es suficiente para el procedimiento de infección.
    2. Aplique el ungüento lubricante oftálmica a los ojos de los ratones para evitar las córneas se sequen. A medida que el lubricante ocular podría secarse y repetir lubricación oftálmica cada 45 min.
  3. Inyectar 1 ml de solución salina (0,9% NaCl) por vía subcutánea en la parte posterior adyacente a la extremidad anterior, para ayudar a la rehidratación de los ratones durante la anestesia.
  4. Obtener una nueva, jaula limpia. Siga la infección procedimiento de un ratón a la vez, la colocación de cada ratón en la nueva jaula una vez infectados. Realice la infección PBS / farsa primero, y luego proceder a las gro de infección por Candidaups.
  5. Coge el ratón anestesiado y abrir la boca para revelar la base de la lengua.
    1. Coloque una bola de algodón diámetro 3 mm saturado con 50 l de PBS o blastospore suspensión, por vía sublingual en la cavidad oral durante 90 min. Da la vuelta al ratón todos los frentes 15 min y la espalda para evitar la congestión pulmonar, lo que garantiza que las bolas de algodón no se mueven.
  6. Establecer un temporizador para cada ratón para asegurar 90 min de Sham o Candida inoculación en la cavidad oral.
  7. Manténgalos en una jaula bajo la lámpara de calor (4 metros de distancia), y cada ratón sobre almohadillas de gel de calor.
  8. Asegúrese de que la lengua se retira dentro y fuera de los dientes, para evitar los dientes lacerantes la lengua.
  9. Al final de 90 minutos, retire la bola de algodón de la boca del ratón. Esté atento a cualquier ratón que pueden recuperarse de la anestesia antes de 75 minutos. En tal caso, anestesiar a ellos de nuevo con ketamina (40 mg / kg) solamente.

5. Publicar Procedure Monitoreo (durante los 90 minutos de anestesia)

  1. Use almohadillas de gel de calor durante la anestesia 90 min.
    1. Para mantener la temperatura del cuerpo y para evitar la asfixia, no permita que los ratones que se recuperan en la ropa de cama regular de ratón mazorca de maíz.
  2. Después de la recuperación de la anestesia, administrar un adicional de 1 ml de solución estéril de NaCl al 0,9% por vía subcutánea en dos lugares en la parte posterior.
  3. Infórmate de los cinco PBS (simulado) los ratones inoculados por jaula. Casa sólo 1-2 ratones infectados por jaula.
  4. Llene la tarjeta de procedimiento con las iniciales todos los días después del procedimiento para anotar los cambios en el peso corporal, hábitos de aseo y la salud en general.

6. Evaluación de la inflamación

6.1) La pérdida de peso

  1. Pesar los ratones cada día durante la infección, comenzando en el día antes del procedimiento infección.
    NOTA: Por lo general, los ratones inmunodeficientes inyectados con células Th17 y sin T regs sucumben a 20Pérdida de peso -30% debido al aumento de la carga de hongos 19 y exacerba la inflamación.

6.2) Histología de puntuación de la lengua

  1. Sacrificar los ratones por asfixia de CO 2 seguido por dislocación cervical.
  2. Abra las mordazas y diseccionar la lengua con tijeras y pinzas. El uso de fórceps romos para sostener la lengua, y el uso de las tijeras llegan a la parte posterior de la boca para incidir el extremo posterior de la lengua.
  3. Para hematoxilina inmuno y eosina (H & E) tinción de los tejidos de la lengua, enjuague los tejidos de la lengua con helado de PBS. Añadir 5 ml de formalina al 10% durante 2-3 lenguas y fijarlos O / N en tubos de 15 ml.
    1. Al día siguiente, eliminar el formol y sumergir los tejidos en 5 ml de etanol al 70% para evitar la hiper-fijación. Enviarlos a un servicio comercial para continuar con la inclusión en parafina, corte y tinción de secciones de parafina.
      NOTA: El servicio de histología comercial se utiliza para realizar estos pasos.
  4. Una vez que los portaobjetos están de vuelta desde el servicio de histología comercial, el grado de la inflamación mediante la observación de las secciones de tejido bajo un microscopio de luz.
    1. Puntuación de 0 a 5, siendo 0 ausencia de inflamación, y 5 la inflamación más severa. Partitura la inflamación usando la Tabla 1.

6.3) La producción de citocinas por las células Th17

NOTA: la producción de TNF-α excesiva es una de las lecturas para inmunopatología excesivas. Cuando los ratones se transfieren adoptivamente con células Th17 sólo, hace que la inmunopatología que está asociada con la producción excesiva de TNF-α en células Th17.

  1. Recoger una suspensión de células de bazo, los ganglios linfáticos cervicales, ganglios linfáticos axilares, y la lengua, usando métodos descritos previamente 19,26.
  2. Reestimular las células con miristato acetato de forbol (PMA) (50 ng / ml) e ionomicina (500 ng / ml) durante 4 h con Brefeldina A (10 mg / ml) añadido en el last 2 hr. Lavar las células con PBS y fijarlos utilizando un kit de fijación / permeabilización comercial según las instrucciones del fabricante.
  3. Realizar tinción de citoquinas intra celular utilizando el anti-TNF-α conjugados con fluorocromo, anti-IL-17A y anticuerpos ROR-γt como se describió anteriormente 19.
  4. Brevemente, resuspender las células en el tampón de permeabilización 1X con el cóctel de anticuerpos anti-TNF-α, los anticuerpos ROR-γt anti-IL-17A y, cada anticuerpo a 2-3 mg / ml de concentración final.
  5. Se incuban las células durante 1 hora a RT.
  6. Después de la incubación, se lavan las células con tampón de permeabilización 1X.
  7. Resuspender el sedimento celular en 500 l de PBS con 0,5% de albúmina de suero bovino para citometría de flujo análisis.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

En este modelo, tanto los ratones infectados con Candida y ratones no infectados en RAG-1 - / - de fondo inmunodeficiente se transfirieron de forma adoptiva con células Th17 3-5 días antes de la infección. Un total de 10-12 ratones fueron utilizados para los experimentos, con 2 ratones en cada Sham infectados grupos y 4-5 en cada uno de los grupos infectados Candida. Naive células se obtuvieron a partir Thy1.1 o CD45.1 congenic ratones, de modo que las células Th17 inyectados fueron rastread...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

Este modelo se basa en la inducción de C. Oral infección albicans inflamación dependiente Th17. Debido a la ausencia de T regs, la inflamación de células Th17 inducida es desenfrenada y conduce a la inmunopatología mal resuelto. In vitro derivan las células CD4 naive polarizados ya que se utilizaron células Th17 para la transferencia adoptiva. 40 - 50% de las células CD4 + cultivadas muestran detectable la expresión de IL-17A alrededor de 3 días (células Th17), y por lo tanto se uti...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Agradecimientos

Agradecemos a la Dra. Helene Bernstein por proporcionarnos acceso a su citómetro de flujo. También agradecemos al centro de citometría de flujo CFAR por los servicios de citometría de flujo. Este proyecto fue financiado en parte por los fondos de utilización básica de CTSC y la subvención de la División de Enfermedades Infecciosas de la Corporación STERIS/Hospitales Universitarios a PP.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
CAF-2Universidad de Pittsburgh (Sarah Gaffen)-Cultivo de cándida
en U placas de 96 pocillos Fisher055588Se utiliza para el cultivo
celular a-CD3 eBiosciences16-0031-85La polarización de las células a las condiciones Th17
a-CD28 eBiosciences16-0281-85Polarización de las células a las condiciones Th17
m-IL-6Bio BasicRC232Polarización de las células a las condiciones Th17
h-TGF-b R& D240-BPolarización de las células a las condiciones Th17
a-IFN-g eBiosciences16-7311-85La polarización de las células a las condiciones Th17
a-IL-4 eBiosciences16-7041-85Polarización de las células a las condiciones Th17
α-IL17A ef660eBiosciences50-7177-82Utilizado para el cultivo celular - 1:50
α-TNFa-PE-Cy7eBiosciences25-7423-41Utilizado para el cultivo celular - 1:100
α-RORgt PE eBiosciences12-6981-82Utilizado para cultivo celular - 1:50
YNB sin aminoácidos)/Peptona/Medio de caldo de dextrosa Bio BásicoS507. TAMAÑOMediium para el crecimiento de cándida
Incubadora Shaker New Brunswick ScientificInnova 4300Incubación de crecimiento para cándida
Tubos de 15 mlBio BasicBT888-SYSe utiliza para el cultivo celular y el crecimiento de cándida
Tubos de 50 mlBio BasicCT 788-YSSe utiliza para el cultivo celular y el crecimiento de cándida
Centrífuga de mesaVWR International LLC82017-654Para peletización de cándida -900 g
CentrífugaAllegraBeckman Coulter392302Cultivo celular - 480 g
Tubos Eppendorf de 1,5 mlBasicBT620-NSPreparación de la concentración final de cándida
2x paraformaldehídoElectrónica Microscopy Sciences15710Fijación de cándida para el recuento
HemocitómetroVWR International LLC15170-172Recuento
de células PBS - Solución salina tamponada con fosfatoBio BasicPD8117Preparación de tampones
Ketamina/xilacina Case Western Reserve University - Centro de Recursos paraAnimales-Obtenidodel protocolo aprobado por ARC para anestesia
Pomada lubricante oftálmica Allergan-Ungüentooftálmico para animales para prevenir la sequedad
Solución salina (0,9% NaCl)G Biosciences786-561Administrado a animales para prevenir la deshidratación
Bola de algodón de 3 mm de diámetro VWR International LLCBP7603Bolas de 3 mm para la infección por cándida
Almohadillas de gel térmicoCase Western Reserve University - Animal ResourceCenter-paramantener la temperatura corporal y una recuperación rápida
Tinción de hematoxilina y eosinaHistoserv - MD-Histologíatisular
10% formalina Ciencias de la Microscopía ElectrónicaJC1111/MCHistología tisular
70% etanol VWR International LLC97064-490 Propósito deesterilización
PMA - Forbol 12-miristato 13-acetatoSigma-AldrichP1585-1MGReestimulación de células
IonomicinaLife Technologies124222 1mgReestimulación de células Kit de
permeabilizacióneBiosciencesE16913-106Células de fijación para citometría de flujo
Jeringas de tuberculinaBD Biosciences309659Ratones inyectable
25 G x 3/8 agujasBD Biosciences309626Ratones inyectable
Rag1 -/- ratonesJackson laboratoriesNº de inventario: 002216Ratones receptores
CD45.1 ratones congénitos Jacksonlaboratories Nº de inventario:002014 Células Th17 del donante
Ratones CB17-SCID LaboratoriosJacksonNº de inventario: 001303Ratones receptores Ratones
Balb/cLaboratorios JacksonNº de inventario: 000651Células Th17 donantes
Bio de fijación

Referencias

  1. Allam, J. P., et al. IL-23-producing CD68(+) macrophage-like cells predominate within an IL-17-polarized infiltrate in chronic periodontitis lesions. Journal of Clinical Periodontology. 38 (10), 879-886 (2011).
  2. Loesche, W. J. Periodontal disease: link to cardiovascular disease. Compendium Of Continuing Education In Dentistry. 21 (6), 463-466 (2000).
  3. Sfyroeras, G. S., Roussas, N., Saleptsis, V. G., Argyriou, C., Giannoukas, A. D. Association between periodontal disease and stroke. Journal Of Vascular Surgery. 55 (4), 1178-1184 (2012).
  4. Huppler, A. R., Bishu, S., Gaffen, S. L. Mucocutaneous candidiasis: the IL-17 pathway and implications for targeted immunotherapy. Arthritis Research & Therapy. 14 (4), 217(2012).
  5. Sitheeque, M. A., Samaranayake, L. P. Chronic hyperplastic candidosis/candidiasis (candidal leukoplakia). Critical Reviews In. Oral Biology And Medicine : An Official Publication Of The American Association Of Oral Biologists. 14 (4), 253-267 (2003).
  6. Canabarro, A., et al. Association of subgingival colonization of Candida albicans and other yeasts with severity of chronic periodontitis. Journal Of Periodontal Research. 48 (4), 428-432 (2013).
  7. Urzua, B., et al. Yeast diversity in the oral microbiota of subjects with periodontitis: Candida albicans and Candida dubliniensis colonize the periodontal pockets. Medical Mycology. 46 (8), 783-793 (2008).
  8. Ergun, S., et al. Oral status and Candida colonization in patients with Sjogren's Syndrome. Medicina Oral, Patologia Oral Y Cirugia Bucal. 15 (2), e310-e315 (2010).
  9. Hernandez, Y. L., Daniels, T. E. Oral candidiasis in Sjogren's syndrome: prevalence, clinical correlations, and treatment. Oral Surgery, Oral Medicine, And Oral Pathology. 68 (3), 324-329 (1989).
  10. Gall, F., et al. Candida spp. in oral cancer and oral precancerous lesions. The New Microbiologica. 36 (3), 283-288 (2013).
  11. Grady, J. F., Reade, P. C. Candida albicans as a promoter of oral mucosal neoplasia. Carcinogenesis. 13 (5), 783-786 (1992).
  12. Dwivedi, P. P., Mallya, S., Dongari-Bagtzoglou, A. A novel immunocompetent murine model for Candida albicans-promoted oral epithelial dysplasia. Medical Mycology. 47 (2), 157-167 (2009).
  13. Cheng, S. C., Joosten, L. A., Kullberg, B. J., Netea, M. G. Interplay between Candida albicans and the mammalian innate host defense. Infection and Immunity. 80 (4), 1304-1313 (2012).
  14. Marodi, L., Johnston, R. B. Invasive Candida species disease in infants and children: occurrence, risk factors, management, and innate host defense mechanisms. Current Opinion In Pediatrics. 19 (6), 693-697 (2007).
  15. Kumamoto, C. A. Inflammation and gastrointestinal Candida colonization. Current Opinion In. Microbiology. 14 (4), 386-391 (2011).
  16. Kraneveld, E. A., et al. The relation between oral Candida load and bacterial microbiome profiles in Dutch older adults. PloS One. 7 (8), e42770(2012).
  17. Hernandez-Santos, N., et al. Th17 cells confer long-term adaptive immunity to oral mucosal Candida albicans infections. Mucosal Immunology. 6 (5), 900-910 (2013).
  18. Hasina, R., et al. ABT-510 is an effective chemopreventive agent in the mouse 4-nitroquinoline 1-oxide model of oral carcinogenesis. Cancer Prevention Research. 2 (4), 385-393 (2009).
  19. Pandiyan, P., et al. CD4(+)CD25(+)Foxp3(+) regulatory T cells promote Th17 cells in vitro and enhance host resistance in mouse Candida albicans Th17 cell infection model. Immunity. 34 (3), 422-434 (2011).
  20. Pandiyan, P., et al. The role of IL-15 in activating STAT5 and fine-tuning IL-17A production in CD4 T lymphocytes. J Immunol. 189 (9), 4237-4246 (2012).
  21. Pandiyan, P., Lenardo, M. J. The control of CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T cell survival. Biology Direct. 3 (6), (2008).
  22. Pandiyan, P., Zheng, L., Ishihara, S., Reed, J., Lenardo, M. J. CD4(+)CD25(+)Foxp3(+) regulatory T cells induce cytokine deprivation-mediated apoptosis of effector CD4(+) T cells. Nat Immunol. 8 (12), 1353-1362 (2007).
  23. Conti, H. R., Huppler, A. R., Whibley, N., Gaffen, S. L., et al. Animal models for candidiasis. Current Protocols In Immunology. Coligan, J. E., et al. 105, 11-19 (2014).
  24. Conti, H. R., et al. Th17 cells and IL-17 receptor signaling are essential for mucosal host defense against oral candidiasis. J Exp Med. 206 (2), 299-311 (2009).
  25. Kamai, Y., et al. New model of oropharyngeal candidiasis in mice. Antimicrobial Agents And Chemotherapy. 45 (11), 3195-3197 (2001).
  26. Pandiyan, P., Bhaskaran, N., Zhang, Y., Weinberg, A. Isolation of T cells from mouse oral tissues. Biological Procedures Online. 16 (1), 4(2014).
  27. Gladiator, A., Wangler, N., Trautwein-Weidner, K., LeibundGut-Landmann, S. Cutting edge: IL-17-secreting innate lymphoid cells are essential for host defense against fungal infection. J Immunol. 190 (2), 521-525 (2013).
  28. Leppkes, M., Roulis, M., Neurath, M. F., Kollias, G., Becker, C. Pleiotropic functions of TNF-alpha in the regulation of the intestinal epithelial response to inflammation. International Immunology. 26 (9), 509-515 (2014).
  29. Bishu, S., et al. The adaptor CARD9 is required for adaptive but not innate immunity to oral mucosal Candida albicans infections. Infection and Immunity. 82 (3), 1173-1180 (2014).
  30. Quintin, J., et al. Differential role of NK cells against Candida albicans infection in immunocompetent or immunocompromised mice. Eur J Immunol. 44 (8), 2405-2414 (2014).
  31. Ramirez-Garcia, A., et al. Candida albicans and cancer: Can this yeast induce cancer development or progression. Critical Reviews In Microbiology. , 1-13 (2014).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Transferencia adoptiva de c lulas Tinfecci n por Candida albicansan lisis de citometr a de flujoan lisis de inmunohistoqu micatransferencia de c lulas Tregmedici n de la p rdida de pesohistopatolog a de la lengua
Th17 Inflamación Modelo de candidiasis orofaríngea en ratones inmunodeficientes
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.