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Artículo de método

El inducible Modelo BM12 del lupus eritematoso sistémico (LES) en ratones C57BL / 6 ratones

18.3K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/53319

⸱

1 de noviembre de 2015

 , 
1Division of Immunobiology, Cincinnati Children's Hospital Medical Center and University of Cincinnati College of Medicine

En este artículo

Resumen

La transferencia de linfocitos bm12 a un receptor C57BL/6 es un modelo establecido de lupus eritematoso sistémico. Aquí describimos cómo iniciar la enfermedad utilizando este modelo y cómo caracterizar las células T foliculares auxiliares, las células B del centro germinal y las células plasmáticas mediante citometría de flujo.

Resumen

El lupus eritematoso sistémico (LES) es una enfermedad autoinmune con diversas manifestaciones clínicas e inmunológicas. Varios modelos animales espontáneos e inducibles reflejan componentes comunes de la enfermedad humana, incluido el modelo de transferencia bm12. Tras la transferencia de esplenocitos bm12 o células T CD4 purificadas, los ratones C57BL/6 desarrollan rápidamente grandes frecuencias de células T foliculares auxiliares (Tfh), células B del centro germinal (GC) y células plasmáticas seguidas de altos niveles de anticuerpos antinucleares circulantes. Dado que este modelo utiliza ratones en un fondo C57BL/6 puro, los investigadores pueden estudiar rápida y fácilmente la progresión de la enfermedad en cepas de ratones transgénicos o knockout en un período de tiempo relativamente corto. En este trabajo se describen los protocolos para la inducción del modelo y la cuantificación de Tfh, células B GC y células plasmáticas mediante citometría de flujo multicolor. Es importante destacar que estos protocolos también se pueden utilizar para caracterizar la enfermedad en la mayoría de los modelos murinos de LES e identificar Tfh, células B GC y células plasmáticas en otros modelos de enfermedad.

Introducción

El lupus eritematoso sistémico (LES) es una enfermedad compleja caracterizada prototípicamente por el anticuerpo antinuclear (ANA) la producción y la glomerulonefritis. Numerosas otras secuelas, incluyendo dérmica, cardio-pulmonar y lesiones hepáticas están asociadas con la enfermedad en algunas personas. Las estimaciones de prevalencia en los EE.UU. varían ampliamente, desde 150,000-1,500,000 1,2, con especial incidencia en las mujeres de alto y las minorías 3. Aunque la etiología de LES ha sido difícil de discernir, se cree que surgen de la interacción de diversos factores genéticos y ambientales, que culminan en la autoinmunidad sistémica.

Se han empleado numerosos modelos animales para estudiar los factores que conducen a la aparición de enfermedades y la progresión. Los modelos clásicos de ratón de LES incluyen cepas de ratones genéticamente predispuestos incluido el NZB x NZW modelo F1 y sus derivados NZM, la cepa / lpr MLR, y la cepa BXSB / Yaa, y los sistemas inducibles, tales como el penfermedad crónica de injerto contra huésped (cGVHD) modelos de 4 y ristane. Los primeros informes de la producción de autoanticuerpos en los modelos de EICH utilizan diversas cepas de ratón o cepas de hámster para padres en las transferencias de F1 5 - 8; métodos más comunes utilizados para estudiar la enfermedad similar al lupus incluyen actualmente el DBA / 2 padres → (C57BL / 6 x DBA / 2) F1, y el modelo de transferencia BM12 se describe aquí. Cada modelo tiene sus propias advertencias, pero generalmente comparten un conjunto común de características que se correlacionan con las características clínicas de la enfermedad humana. Los parámetros más frecuentemente reportados en modelos de ratón incluyen esplenomegalia, linfadenopatía, la nefritis, la producción de ANA, y en el nivel celular, la expansión de las células T helper (foliculares TFH), centro (GC) células B germinales y células plasmáticas.

El modelo BM12 inducible se consigue mediante la transferencia adoptiva de linfocitos de IA BM12 B6 (C) - H2 - Ab1 BM12 / KhEgJ (BM12) ratones, una cepa identical de C57BL / 6 a excepción de 3 sustituciones de aminoácidos en el MHC de clase II, en IA b / 6 (B6) ratones C57BL. Alloactivation de donantes de células T CD4 por destinatario APC lleva a cGVHD con síntomas muy parecidas a LES. Específicamente, éstos incluyen expansión de donante derivado Tfh, la expansión de las células B GC receptores derivados y células plasmáticas, y la producción de ANAs incluyendo anti-dsDNA, anti-ssDNA, anti-cromatina, y los anticuerpos anti-RBC 9. Con el tiempo, los ratones receptores desarrollan glomerulonefritis asociada con depósitos de IgG en el glomerular, intersticial, y regiones vasculares de los riñones 10. Recientemente hemos demostrado que, similar a la enfermedad humana, también hay un papel crítico para la IFN de tipo I en este modelo 11. En particular, los criterios que definen para SLE humano incluyen el desarrollo de nefritis compatible con SLE ​​en presencia de anticuerpos anti-dsDNA 12, ambos de los cuales son características prominentes de este modelo de ratón.

Hay seVeral ventajas del modelo BM12 en los modelos espontáneos. Los modelos clásicos que se desarrollan signos-LES como espontáneamente se basan en cualquiera de las cepas de ratón híbridos, cepas puras ratón no en el fondo B6, o grande loci genéticos en el fondo B6, que hacen que cruzan a octavos de final, o de lo contrario los ratones modificados genéticamente difícil y lleva mucho tiempo. Con el modelo inducible BM12, los ratones modificados genéticamente pueden servir ya sea como el donante o el receptor, lo que permite más rápida identificación del compartimento celular en el que genes en particular puede ser importante para la enfermedad. Además, el desarrollo de la enfermedad en el modelo BM12 es mucho más rápido, que requiere sólo 2 semanas hasta la aparición de ANA, en comparación con varios meses para los modelos más espontáneas. Además, en contraste con los modelos espontáneos que se desarrollan la enfermedad en diferentes puntos de tiempo, el inicio de la enfermedad y la progresión en el modelo B6 BM12 → es altamente sincronizadas. Esto permite la generación de cohortes de tamaño apropiado que se be utiliza para estrategias de intervención o terapéuticos en cualquier etapa del desarrollo de la enfermedad.

Lo que sigue es un protocolo detallado para iniciar-LES como autoinmunidad por la transferencia adoptiva de linfocitos BM12, los cuales en ratones C57BL / 6, o variantes genéticas en el fondo B6. Además, se describe un protocolo de tinción de citometría de flujo para enumerar Tfh, las células B GC, y los tipos de células células plasmáticas asociadas con la enfermedad humana. Es importante destacar que estos protocolos también pueden ser utilizados para caracterizar la enfermedad en la mayoría de los modelos de ratón de SLE e identificar Tfh, las células B GC y células plasmáticas en otros modelos de enfermedad.

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Protocolo

Trabajo con animales se realizó en condiciones libres de patógenos específicos, de acuerdo con las directrices establecidas por la Asociación para la Evaluación y Acreditación de Laboratorio Animal Care International y nuestra Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comisión (IACUC).

NOTA: Incorporar los ratones que expresan un marcador congenic como CD45.1 a cada donante o animales receptores, si es posible, ya que esto permite la monitorización de la eficiencia de injerto donante y ampliación específica del donante población de células T CD4. Si está considerando el uso de ratones modificados genéticamente, como lo contrario de donantes o receptores, garantizar la cepa se backcrossed correctamente al fondo B6, o se tratará con mayor detalle en los resultados representativos y secciones de discusión células transferidas puede ser este rechazó.

NOTA: Los siguientes procedimientos volúmenes de detalle para la cosecha 4 donantes BM12 ratones, que debe producir suficientes células para inyectar 12-16 ratones. Seisa doce ratones BM12, los cuales semanas de edad dió aproximadamente 100-140 million linfocitos con aproximadamente 25% de células T CD4. Si a partir de un número diferente de los ratones, o diferentes cepas de ratón, los volúmenes de escala hacia arriba o hacia abajo en consecuencia. C57BL / 6 ratones generalmente dan rendimientos similares con más cerca de sólo el 20% las células T CD4.

NOTA: Realice todos los pasos a temperatura ambiente y el uso de los medios de comunicación RT para evitar el calor y el frío de choque, lo que puede poner en peligro la viabilidad de los linfocitos a largo plazo. Realizar tejido-cosecha y los pasos de procesamiento de tejidos en una campana de cultivo de tejidos utilizando una técnica aséptica. Todos los medios de comunicación en este protocolo es IMDM con 10% de SFB, a menos que se indique lo contrario, y será denominado simplemente inactivado por calor "medio completo".

1. Novela Método de Genotipado BM12 Ratones

NOTA: Un protocolo de restricción breve basada en la digestión para el genotipado se ofrece aquí, como una alternativa sencilla y barata de secuenciación, que es actualmente el único método de genotipificación publicadapara estos ratones.

  1. Aislar el ADN genómico de colas de ratón. Por favor, consulte a un artículo JoVe anterior para los protocolos detallados en el recorte de la cola del ratón y la generación de cDNA a partir de la cola digiere 13.
  2. Realizar una reacción en cadena polimerizada con transcriptasa inversa (PCR) 14 para amplificar un fragmento de ADN común 474 pb de MHC-II IA IA b y BM12 usando cebadores y condiciones de termociclado enumerados en la Tabla 1.
  3. Realice digestión de restricción en ~ 7 l del producto de PCR utilizando la enzima PsuI, o uno de sus isoesquizómeros (BstX2I, BstYI, MflI o XhoII), que corta tipo salvaje IA b, pero no IA BM12 mutante. Siga digerir protocolo proporcionado por el fabricante, que especificará una mezcla de agua, tampón y enzima, y ​​una incubación de 5 min. a varias horas a 37 ° C 15.
  4. Cargar digerir producto y ejecutar en 1% en gel de poliacrilamida con bromuro de etidio 14 durante 30-45 min. a 150V, aunque los valores óptimos de voltaje y de tiempo variarán dependiendo del aparato de gel de PCR utilizado. Visualizar bandas de ADN con un iluminador de UV. Los resultados representativos se muestran en la Figura 1.

figure-protocol-1
Figura 1. Representante BM12 genotipo resultados.
Para identificar los ratones homocigotos para IA BM12 / BM12, el ADN de la cola se proyectó para BM12 por PCR / digestión de restricción genotipado (Paso 1). Tipo salvaje homocigotos (IA b / b) ADN produce dos bandas de 227 y 247 pb (visualizado como una banda gruesa en ~ 250 pb); BM12 homocigotos (IA BM12 / BM12) rendimientos de ADN una banda a 474 pb; y heterocigóticos (IA BM12 / b) ADN produce dos bandas a ~ 250 y 474 pb. Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Donantes 2. CosecharLas células

  1. Ratones donantes Sacrificio utilizando Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comisión (IACUC) -aprobada métodos de eutanasia de primaria y secundaria. Por ejemplo, la eutanasia a los ratones por asfixia con CO 2 seguido por dislocación cervical.
  2. Utilizando una técnica aséptica, bazos de cosecha y de los ganglios linfáticos (cervical superficial, mandibular, braquial, axilar, mesentérica, e inguinales) en tubos de 15 ml que contienen 10 ml de medio completo como en 11-13.
    NOTA: Consulte los informes anteriores para los protocolos de disección de ganglios linfáticos detallada 16 - 18. Este modelo también tiene éxito usando sólo esplenocitos de ratón para la transferencia, pero la adición de los ganglios linfáticos reduce significativamente el número requerido de ratones donantes.
  3. Generar una suspensión de una sola célula por maceración tejidos linfoides recogidos en el paso 2.2 a través de 70 micras coladores celulares utilizando el émbolo de una jeringa. Para obtener mejores rendimientos, no sobrecargue los coladores de uso ~ 6 coladores por cada 4ratones procesada, y enjuagar los coladores con frecuencia al procesar. Combinar los tejidos de 4 ratones en dos tubos cónicos de 50 ml, a continuación, centrifugar las células durante 5 min a 400 xg y decantar el sobrenadante.
  4. Resuspender las células de ambos tubos cónicos de 50 ml de medio completo y traslado al nuevo tubo cónico. Mantenga este tubo a temperatura ambiente.
    NOTA: La grasa se adhiere a los lados del tubo, y si el tubo no se sustituye, los rendimientos celulares finales puede sufrir.

3. Donantes Recuento celular

NOTA: Para preservar la lisis mayor viabilidad, de glóbulos rojos (RBC) de toda la muestra, no se recomienda.

  1. Mezclar suspensión de células individuales desde el paso 2.4 así, quite 1 ml y transferirlo a un cónico de 50 ml separado. Set restante a un lado, las células intactas (49 ml) a temperatura ambiente mientras cuenta.
  2. Añadir 3 ml de una sangre roja tampón de lisis celular basada en cloruro de amonio a la muestra de células 1 ml de donantes. Mezclar suavemente durante 1 min. oscilando, luego llenar hasta 50 ml con medio completo, unnd centrifugar durante 5 min. a 400 xg y el sobrenadante decante.
  3. Resuspender las células de glóbulos rojos se lisaron en 10 ml de medio completo y recuento (por ejemplo, con azul de tripano usando un hemocitómetro). Multiplicar el resultado por 49 que es el número total de células que permanecen en la muestra no lisadas que fue puesto a un lado. Células Descartar RBC lisada.

4. donante de la célula de etiquetado y / o CD4 T Purificación celular

  1. Si se desea, purificar las células T CD4 en esta etapa, aunque esto no es necesario. Además, si se desea, las células de la etiqueta con CFSE, como en 19, u otros colorantes de rastreo celular, un ejemplo del cual se muestra en la Figura 4 de la sección de resultados representativo.
    NOTA: Para la purificación de células T CD4, se recomienda la selección magnética negativa, ya que puede alcanzar una alta pureza y deja intactas las células con alta viabilidad como se describe en 20. Es importante que se utilizan tampones libres de endotoxina; Por lo tanto, en lugar de BSA, hacer la separación ingenio búferh 2% de FBS y la concentración recomendada de EDTA.

5. La inyección de células donantes BM12, los cuales

  1. Después de contar los linfocitos del donante en el paso 3 (y purificada o etiquetado como en el paso 4, según se desee), las células de centrifugación durante 5 min a 400 x g. Decantar células sobrenadante y resuspender en PBS a 120 millones de linfocitos por ml (o 30 millones de células CD4 T purificadas por ml). La transferencia de células a un tubo estéril de 5 ml de fondo redondo, u otro tubo estéril que se adapta fácilmente a una jeringa de 1 ml, equipado con un 27,5 G mm aguja x 13.
  2. Antes de la inyección, a un lado una pequeña muestra de células del donante desde el paso 5.1 a 4 ° C para la tinción de flujo para determinar el porcentaje de células T CD4 dentro de las muestras de los donantes. Tinción de estas muestras como se describe en el Paso 8 usando el panel de anticuerpos mínimo (Tabla 2).
    NOTA: Si las células de diferentes cepas de ratón se utilizan como donantes separados, esto es una consideración importante, y si porcentajes de células T CD4 varían sustancialmente, purficación puede ser requerida.
  3. Mezclar suavemente las células, pero a fondo. Esto se puede hacer pipeteando las células arriba y hacia abajo utilizando una jeringa de 1 ml sin aguja. Después de mezclar, dibujar células en la jeringa de 1 ml. Adjuntar aguja después de la eliminación de las burbujas de aire. Mantener la aguja de la jeringa mientras cebado ayuda a mantener la viabilidad celular.
  4. Inyectar 250 l por ratón (que es igual a 30 millones de linfocitos, o 7,5 millones de células CD4 T purificadas por ratón) por vía intraperitoneal, como se describe en 21.
    NOTA: En los experimentos que se muestran aquí y en nuestro trabajo previo 11, cada ratón se inyecta con 30 millones de linfocitos totales de BM12, los cuales los donantes, en lugar de los 100 millones de esplenocitos totales utilizados tradicionalmente. En los datos no publicados de nuestro laboratorio, no se observaron diferencias en el suero anti-dsDNA a los 14 días después de las inyecciones de 30 o 100 millones de linfocitos por ratón. Si bien esto reduce significativamente el número de ratones necesarios para los experimentos, el desarrollo de nefritis ingenioh este número de células no ha sido evaluada.

6. Determinar eficiencia de injerto

NOTA 1: En esta sección se describe cómo determinar el grado de injerto de células del donante en el receptor en el día 3 con el fin de identificar cualquier ratones que pueden haber recibido inyecciones subóptimos (por ejemplo, el injerto en un ratón es <10% de la observada en todos los otros ratones del mismo grupo). Estos datos también pueden ayudar a determinar si las células de una cepa de ratón modificado genéticamente son rechazados en los puntos de tiempo posteriores (para más detalles, véase la sección de resultados representativos, Figura 6).

NOTA 2: Esta sección sólo es posible si los donantes y los receptores son de los ratones en diversos fondos congénicos, por ejemplo, cuando se utilizan donantes CD45.1 BM12, los cuales y CD45.2 C57BL / 6 destinatarios, o cuando las células del donante se etiquetan con un tinte de células de seguimiento. Es importante destacar que, a los 3 días después de la inyección, las células T CD4 han experimentado una expansión mínima (SEe la sección representativa resultados, la figura 4), ​​por lo que las diferencias observadas en el grado de injerto son debido a la variabilidad en las inyecciones, no de expansión.

  1. Anestesiar ratones con 4% de isoflurano o cualquier otro método aprobado por el IACUC. Pon a prueba los reflejos del pie trasero para asegurar ratón se anestesiados adecuadamente antes de proceder a la extracción de sangre.
  2. Cosecha 100-200 l de sangre usando un método aprobado por el IACUC, como la punción retro-orbital como en 22. Recoger la sangre en tubos de microcentrífuga de 0,5 ml individuales que contienen un anti-coagulante, tales como los tubos de recogida de plasma que se hace referencia en la tabla de materiales, que contienen EDTA dipotásico liofilizado. Después de la extracción de sangre, aplique una leve presión sobre el ojo del ratón usando una toalla o gasa estéril para asegurar el sangrado se detenga, a continuación, coloque el ratón de nuevo en su jaula donde permanecerá hasta la cosecha final de tejido (Paso 7).
    NOTA: No deje sin vigilancia hasta que los ratones ratones han recuperado el conocimiento suficiente paramantener decúbito ventral, y no vuelva a ratones para la compañía de los demás hasta que se recupere totalmente.
  3. Llevar el volumen de sangre a 500 l con 21 ° C PBS y transferir al tubo de microcentrífuga cónica inferior, entonces subyacer lentamente 200 l de solución de separación de células de alta densidad C 21 ° con un 200 l pipeta, teniendo cuidado de minimizar la mezcla entre las dos fases ( véase la Tabla de Materiales para las soluciones recomendadas). Células centrifugar a 700 xg durante 20 minutos a 20-25 ° C con freno centrífuga ajustado en baja.
  4. Quite la capa superior que contiene linfocitos con una pipeta de 1 ml y la transferencia a un nuevo tubo de microcentrífuga que contiene 800 l medio completo frío. Vórtice suavemente para mezclar las células. Las células se centrifuga a 700 g durante 5 min a 4 ° C y el sobrenadante decante.
  5. Resuspender las células en 200 l de medios de comunicación completa, transferencia a una placa de 96 pocillos de fondo en U, y las manchas de citometría de flujo como se describe en el Paso 8 utilizando un panel de anticuerpos mínimo (Tabla 2) para determinar tél abundancia relativa del injerto de células T CD4 como un porcentaje de PBMCs.

7. final del tejido de la cosecha

NOTA: Los experimentos descritos en la sección de resultados se cosecharon 14 días después de la inyección de las células del donante (o en algunos casos menos de tiempo), ya que se centran en el desarrollo inicial de las células TFH y células plasmáticas; sin embargo, ya que este modelo es un modelo de EICH crónica del LES, la enfermedad se puede controlar a tantos puntos de tiempo posteriores. El marco de tiempo óptimo dependerá de la pregunta de investigación planteada en cada experimento individual.

  1. En un punto de tiempo predeterminado después de la inyección de BM12, los cuales las células del donante (paso 5.4), sacrificar los ratones usando un método de eutanasia aprobado por la IACUC. Se recomienda asfixia con CO 2 seguido por desangramiento. La dislocación cervical puede funcionar como un método secundario de la eutanasia, pero esto puede reducir el rendimiento de extracción de sangre.
  2. Moje el abdomen del ratón ligeramente con una botella de spray que contiene 70%etanol. Haga una incisión pequeña, superficial con tijeras quirúrgicas aproximadamente 1 cm por encima de los genitales. Tirar hacia atrás la piel del abdomen hacia el esternón, teniendo cuidado de mantener intacta la fascia peritoneal.
    NOTA: los ratones enfermos suelen presentar 0,5-3 ml ascitis en el día 14, que, a pesar de que aún no ha sido bien caracterizado, pueden ser medidos y analizados como un parámetro de la enfermedad adicional.
  3. Coloque una jeringa de 5 ml con una aguja de 18 G. Inserte la aguja en el cuadrante inferior derecho del abdomen con la aguja dirigida hacia la cabeza del animal y al 15 ° ángulo con el plano de la fascia. Coloque la punta de la aguja cerca del ciego para ayudar a prevenir que la aguja se obstruya con intestino mientras se aspira ascitis.
  4. Gire cuidadosamente el ratón sobre su lado, a continuación, dibuje lentamente ascitis en la jeringa. Una vez ascitis se ha recuperado, retire la jeringa y registrar el volumen aspirado, en base a los indicadores volumétricos en el lado de la syriENS.
  5. Ascitis descarga en un tubo de fondo redondo de 5 ml y almacenar en hielo para su posterior procesamiento.
  6. Cosecha de sangre a través de sorteo de la vena cava inferior (VCI) esencialmente como en el 22. El uso de pinzas embotadas, mover suavemente los intestinos hacia el lado izquierdo del ratón, el descubrimiento de la IVC. Inserte una aguja 27.5 G montado en una jeringa de 1 ml en la vena cava inferior y dibujar lentamente 400-500 l de sangre.
  7. Para minimizar la hemólisis, inyectar lentamente sangre en un tubo de microcentrífuga de 0,5 ml de suero o recogida de plasma. Para el análisis de suero después de ANA por ELISA, mantener la sangre en el hielo.
  8. Diseccionar y obtener tejidos pertinentes adicional (bazo y, si se desea, los ganglios linfáticos y en los riñones, en particular si la recogida en posteriores momentos de la hora y la glomerulonefritis se marcarán). Retirar el bazo colocando suavemente los intestinos de vuelta hacia el lado derecho del animal, y tirando del páncreas, que es el tejido conectivo primario del bazo.
  9. Retire el páncreas restante, entonces sopesarbazos en una balanza de alta precisión inmediatamente después de la disección, como esplenomegalia bruto es un parámetro comúnmente reportados en modelos de ratón de LES. Coloque los tejidos linfoides en individuales tubos de 1,5 ml con 1 ml llenas medio completo en hielo. Fijar riñones en 10% de formalina tamponada neutra o broche congelar los riñones para histología más tarde como en 23.
  10. Centrifugar la sangre dentro de 2 horas de la recolección durante 3 min. a 10.000 xg (4 ° C). Retire el suero y se almacena a -80 ° C para su posterior análisis de ANA por ELISA. Consulte los informes anteriores para los protocolos de ANA ELISA detallados 24,25. Suero tienda en múltiples 10-20 alícuotas para minimizar los ciclos de congelación / descongelación, y permitir que un mayor número de ensayos futuros.
  11. Centrifugar ascitis 400 xg durante 5 min. Eliminar el sobrenadante con una pipeta de 1 ml y en varias alícuota 0,5 ml tubos. Congelar sobrenadante a -80 ° C para los análisis posteriores de los anticuerpos anti-nucleares (ANA) u otros mediadores inflamatorios solubles.
  12. Fract celular Resuspender ION en aproximadamente 1 ml de medio completo y la transferencia de 200 l a una placa de 96 pocillos de fondo en U para la tinción de flujo (como en el paso 8).
  13. Mash cada bazo a través de 70 micras coladores de células en tubos separados y enjuague con medio completo. Resuspender esplenocitos con 1 ml de tampón de lisis RBC fría durante 1 min. y mezclar suavemente por balanceo. Llevar el volumen a 10 ml con medio completo frío y centrifugar durante 5 min a 400 xg y decantar el sobrenadante.
  14. Resuspender el sedimento celular en 5 ml de medio completo y recuento usando un hemocitómetro. Ajuste el volumen de tal manera que 200 l de medio completo contiene 1-3 millones de células. Comience la tinción para citometría de flujo (Paso 8) usando un panel extendido (Tabla 2) para cuantificar los donantes de células T CD4 y el receptor B diferenciación celular y la expansión.
    NOTA: Dependiendo de lo láser, combinaciones de tubo fotomultiplicador (PMT), y el conjunto de filtros están disponibles, que separa el panel de análisis de células T y B en múltiples paneles puede ser necesario.
ve_title "> 8. Flujo de tinción

  1. Transferencia de 1-3 millones de esplenocitos en 200 l en medio completo individuales tubos de 5 ml de fondo redondo, o en pocillos separados de una placa de 96 pocillos de fondo en U.
    NOTA: El uso de una placa de 96 pocillos es una forma eficaz para teñir múltiples muestras, pero tenga cuidado a la placa muestras en todos los demás y con el fin de prevenir la contaminación cruzada. Una placa de 96 pocillos en consecuencia puede almacenar 24 muestras.
  2. Placa Centrifugar a 500 xg durante 3 min., Entonces sobrenadante película de placa en su caso (riesgo biológico) contenedor.
  3. Resuspender los sedimentos celulares con 100 l de tampón de flujo (1% de FBS en PBS) que contienen un colorante de viabilidad se puede fijar a una concentración recomendada por el fabricante y purificado anti-CD16 / anti-CD32 cóctel de anticuerpos a 1 mg / ml. Incubar durante 10 minutos a 20-25 ° C, a continuación, añadir 100 l medio completo frío para saciar tinte viabilidad.
    NOTA: Los esplenocitos de los ratones enfermos por lo general contienen relativamente alto número de células muertas o moribundas;Por lo tanto, se recomienda la inclusión de un colorante de viabilidad para evitar el etiquetado de anticuerpos no específica de las células que mueren, dando como resultado, datos más fiables más limpios. Del mismo modo, el cóctel anti-CD16 / anti-CD32 se incluye para bloquear el anticuerpo marcado fluorescentemente unión no específica por los receptores Fc.
  4. Placa Centrifugar a 500 xg durante 3 min., Entonces sobrenadante película de la placa en un contenedor de riesgo biológico. Resuspender las células en 200 l de tampón de flujo. Placa Centrifugar a 500 xg durante 3 min., Entonces sobrenadante película de la placa en un contenedor de riesgo biológico.
  5. Resuspender las células en tampón de flujo de 50 l de cóctel que contiene anticuerpo (Tabla 2). Incubar durante 20 minutos a 4 ° C, a continuación, añadir 150 l buffer de flujo. Repita el paso de lavado 8.4.
  6. Resuspender las células con 100 l 2% de paraformaldehído en PBS. Incubar durante 30 minutos a 4 ° C, a continuación, añadir tampón flujo l 100. Placa Centrifugar a 500 xg durante 3 min., Entonces sobrenadante película de la placa en un contenedor de riesgo biológico.
  7. Resuspend en 200 l de tampón de flujo, transferir a fluir insertos de tubo o tubos de flujo estándar, agregue un búfer flujo 100-200 l adicional, y se almacena a 4 ° C en la oscuridad hasta la adquisición en citómetro de flujo.
  8. Adquirir en un citómetro de flujo equipado con los rayos láser y PMT apropiadas para los paneles de anticuerpos elegidos dentro de varios días de tinción. Record anchura de dispersión hacia adelante y / o la altura además que transmitan la zona de dispersión, área de dispersión lateral, y el área de los parámetros fluorescentes utilizados. Para obtener resultados fiables, adquirir ≥ 1000 células del donante en cada muestra WT, o un número equivalente de linfocitos totales en los ratones manipulados genéticamente modificados o de otro tipo que muestran una mínima expansión de las células del donante, donde la recolección de tantos eventos puede no ser factible.
    NOTA: La citometría de flujo análisis se describen en detalle en la sección de resultados representativo (Figuras 3 - 6).

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Resultados

Ratones enfermos desarrollan esplenomegalia en tan sólo 14 días, exhibiendo bazos 2-3 veces el tamaño de ratones sanos en términos de masa y celularidad (Figura 2).

Los esplenocitos se secuencialmente cerrada en dispersión de la luz (FSC-A por SSC-A), la eliminación de dobletes (FSC-W o -H por FSC-A), células viables (bajo tinción de colorante de viabilidad) y CD4 + TCRβ + (Figura 3A). Las células donantes se distinguen de las células r...

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Discusión

El modelo inducible BM12 es una manera relativamente fácil y eficiente para estudiar los procesos celulares y moleculares de la LES. La activación crónica de las células T CD4 adoptivamente transferidas dirigidas contra antígenos propios conduce a la acumulación de Tfh, las células B GC, y las células plasmáticas que puede ser medida por citometría de flujo, tal como se describe aquí. Futuros estudios que utilizan este modelo de forma rápida y sencilla puede interrogar al papel de los genes candidatos y nuevas terapias ...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue financiado en parte por el Instituto de Investigación del Lupus, el CA138617 de subvenciones del NCI, el DK090978 de subvenciones del NIDDK, el Premio Charlotte Schmidlapp (a E.M.J.) y la Beca Albert J. Ryan (a J.K.). Estamos agradecidos por el apoyo y la instrumentación proporcionados por el Centro de Citometría de Flujo de Investigación en la División de Reumatología del Centro Médico del Hospital Infantil de Cincinnati, respaldado en parte por NIH AR-47363, NIH DK78392 y NIH DK90971.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
B6. SJL-Ptprca Pepcb/BoyJEl Laboratorio Jackson001162CD45.1+ Cepa de ratón BoyJ
B6(C)-H2-Ab1bm12/KhEgJEl Laboratorio Jackson001162cepa de ratón Bm12
FastDigest PsuILife TechnologiesFD1554Enzima de digestión de restricción para el genotipado
1X Tampón de lisis de glóbulos rojoseBioscience00-4333-57
IMDMGE HealthcareSH30228.01
Tubo de separación de plasma (PST)BD365974Tubo de extracción de sangre con EDTA dipotásico
Tubo de separación de suero (SST)BD365967Tubo de extracción de sangre con activador de coágulos / SST Gel
FicollGE Healthcare17-1440-02 Solución de separación celular de alta densidad
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1,2 ml Insertos de tubo FACS, bastidorUSA Scientific1412-1400
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Referencias

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