Artículo de método

Un modelo basado en células epiteliales del plexo coroideo de la barrera de fluido cerebroespinal humano Sangre-para estudiar la infección bacteriana desde el lado basolateral

DOI:

10.3791/54061

⸱

6 de mayo de 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University, 2Department of NDU Life Sciences, Nippon Dental University

En este artículo

Resumen

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Las células epiteliales del plexo coroideo (CP) forman la barrera sangre-líquido cefalorraquídeo (BCSFB). Un modelo in vitro del BCSFB emplea células de papiloma del plexo coroideo humano (HIBCPP). Este artículo describe el cultivo y la infección basolateral de células HIBCPP utilizando un sistema de inserción de filtro de cultivo celular.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las células epiteliales del plexo coroideo (CP), ubicadas en el sistema ventricular del cerebro, forman la barrera sangre-líquido cefalorraquídeo (BCSFB). El BCSFB funciona separando el líquido cefalorraquídeo (LCR) de la sangre y restringiendo el intercambio molecular en un grado mínimo. Un modelo in vitro del BCSFB se basa en células derivadas de un papiloma del plexo coroideo humano (HIBCPP). Las células HIBCPP muestran funciones de barrera típicas, como la formación de uniones estrechas (TJ), el desarrollo de una resistencia eléctrica transepitelial (TEER), así como permeabilidades menores para las macromoléculas. Hay varios patógenos que pueden ingresar al sistema nervioso central (SNC) a través del BCSFB y, posteriormente, causar una enfermedad grave como la meningitis. Uno de estos patógenos es Neisseria meningitidis (N. meningitidis), una bacteria específica de humanos. El empleo de las células HIBCPP en un sistema de inserto de filtro de cultivo celular invertido permite estudiar las interacciones de los patógenos con las células del BCSFB desde el lado de la célula basolateral, lo cual es relevante in vivo. En este artículo, describimos la siembra y el cultivo de células HIBCPP en insertos de cultivo celular. Además, se demuestra la infección de las células con N. meningitidis junto con el análisis de las bacterias invadidas y adheridas mediante inmunofluorescencia doble. Dado que las células de la PC también están implicadas en otras enfermedades, incluidos los trastornos neurodegenerativos como la enfermedad de Alzheimer y la esclerosis múltiple, así como durante la metástasis cerebral de las células tumorales, el sistema modelo también puede aplicarse en otros campos de investigación. Ofrece el potencial de descifrar los mecanismos moleculares e identificar nuevas dianas terapéuticas.

Introducción

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La barrera sangre-líquido cefalorraquídeo (BCSFB) es uno de los tres sitios de barrera entre la sangre y el cerebro 1. Su correlato morfológico son las células epiteliales del plexo coroideo (CP) 2,3, un convoluta endotelial-epitelial, que es fuertemente vascularizada y situado en los ventrículos del cerebro. El CP sirve para producir el líquido cefalorraquídeo (CSF), así como para separar esta última de la sangre. Con el fin de lograr la función de barrera, las células epiteliales CP muestran una actividad pinocíticas baja, expresan transportadores específicos, y están densamente conectadas por una red continua de las uniones estrechas (TJs) 2,3.

Las células humanas del papiloma del plexo coroideo (HIBCPP), derivado de un papiloma del plexo coroideo maligna de una mujer japonesa 4, se utilizaron para construir un modelo funcional en vitro de la BCSFB. HIBCPP células muestran un par de características de un BCSFB funcional como la formación de TJhebras, el desarrollo de un potencial de membrana de alta transepitelial que puede ser determinado como la resistencia eléctrica transepitelial (TEER), y permeabilidades menores de macromoléculas. Por otra parte, las células expresan transportadores HIBCPP característicos, que pueden servir para regular el microambiente iónica, y mostrar apical / basolateral 5,6,7 polaridad.

El BCSFB se ha demostrado que funcionan como un sitio de entrada para los patógenos (bacterias, virus y hongos) en el sistema nervioso central (CNS) 8. La invasión de patógenos, incluyendo Neisseria meningitidis (N. meningitidis), una bacteria Gram-negativas, puede causar enfermedades graves como la meningitis. La evidencia de que supera la barrera del epitelio de protección de la CP es apoyado por observaciones histopatológicas en pacientes con enfermedad meningocócica que exhibe una mayor cantidad de meningococos en los vasos y células epiteliales CP 9,10. Para poder entrar en las células huésped bacteria menudo secuestrar mecanismos endocytotic, que están mediadas o provocados por los receptores de superficie específicos localizados en las células huésped. Dado que las interacciones de patógenos con estos receptores pueden ser especies modelos 11, específicas de animales sólo pueden ser consultados en un grado limitado. La línea celular HIBCPP ofrece la oportunidad de estudiar el proceso de invasión, así como los mecanismos moleculares subyacentes en un sistema modelo humano. El empleo de insertos de cultivo celular nos permite analizar las interacciones de los agentes patógenos con células huésped desde dos lados distintos. Muchas bacterias, incluyendo N. meningitidis, están firmemente sujeto a los efectos de la gravedad durante ensayos de la infección. Para la interacción óptima de patógenos con las células HIBCPP durante los ensayos, las bacterias se añaden inicialmente en el compartimento superior del sistema de inserción de filtro de cultivo celular. Para permitir la infección de la apical o el lado basolateral de células, respectivamente, dos variaciones del sistema in vitro han sido thiscidos: En el sistema estándar células HIBCPP se siembran en el compartimiento superior del inserto de filtro, imitando la situación cuando los microorganismos se encuentran en el lado del CSF y se meten en contacto con el lado apical de las células (Figura 1A, C). Por el contrario, el uso de las células HIBCPP en un sistema de filtro de inserto de cultivo celular invertida refleja las condiciones cuando las bacterias han entrado en la corriente sanguínea. Los microorganismos difunden en la sangre y las células epiteliales CP encuentro desde el lado basolateral (Figura 1 B, C). Digno de mención, en este sistema modelo se ha demostrado que las bacterias invaden las células HIBCPP de una manera polar específicamente del 5,7 lado celular basolateral.

Posteriormente a la infección de la CP, los patógenos invadido pueden ser reconocidos por el sistema inmune innato a través de la ligadura a receptores de reconocimiento de patrones (PRR). los miembros descritos bien de los derechos y responsabilidades parentales pertenecen a la familia de receptores de tipo Toll (TLR). TLRs puede cubod para estructuras características de los microorganismos infecciosos, que son patrones moleculares asociados a patógenos (denominado PAMPS). La ligación de los receptores conduce a la activación de la célula huésped cascadas de señalización que activan la expresión de citocinas y quimiocinas 12, que a su vez estimulan la transmigración de las células inmunes a través de la BCSFB 13,14. Se ha demostrado que las células HIBCPP expresan varios TLRs a nivel de mRNA y que la infección con N. meningitidis resulta en la secreción de varias citocinas y quimiocinas, incluyendo CXCL1-3, IL6, IL8 y TNF 15,16.

A continuación, describimos el cultivo y la infección de la línea celular humana HIBCPP en un sistema de inserción de cultivo celular invertida que imita la BCSFB. Este sistema modelo permite estudiar las interacciones de patógenos con el lado in vivo relevante celular basolateral, así como la respuesta celular posterior.

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Protocolo

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1. Preparar los elementos filtrantes de cultivo celular para células Siembra HIBCPP en un sistema invertido Modelo

  1. Pre-caliente DMEM / F12 (HAM) suplementado con 5 mg / ml de insulina, 100 U / ml de penicilina, 100 mg / ml de estreptomicina y 10% de suero de ternera fetal (FCS).
  2. El uso de fórceps estériles para colocar en la zona de crecimiento de los cartuchos de filtro cultivo de células de 0,33 cm² con un tamaño de poro de 3 micras boca abajo en una placa de 12 pocillos (Figura 1E).
  3. Llenar medio en el compartimento inferior del filtro de inserción de cultivo de células (alrededor de 3 ml) y 100 l en la parte superior del inserto de filtro. Inundar la placa, así como el compartimiento inferior con el medio. Aspirar el medio excesiva de tal manera que el compartimiento inferior del inserto de filtro permanece lleno (Figura 1E).
    Nota: Se recomienda utilizar una pipeta serológica para este paso.
  4. Cubrir la placa de 12 pocillos con la tapa y transferir los insertos de filtro de cultivo celular preparado a la incubadora, 37 ° C,5% de CO 2 hasta la adición de las células.

2. Cultivo y pases de células HIBCPP

  1. Preparar DMEM / F12 (HAM) suplementado con 5 g / ml, 100 U / ml de penicilina, 100 mg / ml de estreptomicina y 10% FCS.
  2. Pre-caliente medio y PBS en un baño de agua a 37 °. Aspirar medio del frasco. Añadir 10 ml de PBS al matraz y remolino. Repita este paso una vez.
  3. Añadir 3 ml 0,25% de tripsina-EDTA al matraz y remolino. Colocar en la incubadora, 37 ° C, 5% de CO 2.
  4. Después de aproximadamente 20 minutos sacar el matraz de la incubadora. Asegúrese de que las células se separan del fondo del matraz y muestran una forma redonda cuando encuestados con el microscopio.
    Nota: Las células no se separan completamente una de otra y se encuentran a menudo en los aglomerados. Se recomienda el uso de las células hasta el paso 38.
  5. Para detener la tripsinización añadir 17 ml de medio. Resuspender las células pipeteando arriba y abajo y transferir la suspensiónen un tubo de 50 ml. Centrifugar a 50 xg durante 10 min a temperatura ambiente.
  6. Resuspender las células en un volumen apropiado de medio y contar las células usando un hemocitómetro.
    Nota: La concentración de las células resuspendidas HIBCPP debe ser de 1 x 10 6 células / ml. Para el mantenimiento de las células HIBCPP se sugiere para transferir una cantidad de 1-6 x 10 6 células en 10 ml de medio a un T75-matraz. Cambio de medio cada segundo día.

3. Siembra de insertos de cultivo celular invertida de filtro con células HIBCPP

  1. En la parte superior de cada elemento filtrante invertida (es decir, el lado inferior del filtro) añadir 80 l de suspensión de células (es decir. 8 x 10 4 células) (Figura 1E).
    Nota: Asegúrese de que las células se distribuyen de manera uniforme en la suspensión invirtiendo el tubo antes de la siembra.
  2. Cubrir los insertos de filtro de cultivo sembrado de células con la tapa de la placa de 12 pocillos y la transferencia a la incubadora, 37 ° C, 5% de CO 2.
  3. En el primer día, llenar 1 ml de medio en los pocillos de una placa de 24 pocillos. Levantar los elementos filtrantes de cultivo de células mediante el uso de fórceps fuera de la placa de 12 pocillos, se elimina el medio en el interior, a su vez los elementos filtrantes y colocarlos en la orientación estándar en la placa de 24 pocillos preparada (Figura 1E).
  4. Colocar las células en medio fresco cada dos días. Preparar 24 pocillos con medio fresco y transferir los insertos de filtro a la misma. Llenar inserciones con 0,5 ml de medio fresco. Compruebe TEER todos los días como se describe en la sección 4.
  5. Cuando los valores de TEER de HIBCPP células sembradas en insertos de cultivo celular supera el 70 Ω x cm² (aproximadamente 4 días después de la siembra), y luego continuar el cultivo de células en un medio que contiene 1% de FCS y 5 mg / ml de insulina. Preparar placas de 24 pocillos con 1 ml de medio de cada pocillo. Transferencia de elementos filtrantes a los pocillos preparados y medio de intercambio en el compartimiento superior.
    Nota: Esta retirada del suero después de la confluencia conduce a la formación deun potencial de membrana superior.
  6. Aspirar medio del compartimiento del filtro, traslado al bien preparado y rellenar con 500 l de medio. Repita este paso una vez. Poner las células durante la noche en la incubadora, 37 ° C, 5% de CO 2.

4. La medición de la resistencia eléctrica transepitelial (TEER)

  1. Sumergir las puntas de los electrodos de voltohmmeter tejido epitelial durante 15 min en 80% de etanol. Transferir voltohmmeter bajo el capó y dejar que seque el electrodo por un momento. Coloque electrodo en medio de cultivo respectivo utilizado para las células durante otros 15 min para equilibrar.
  2. Realizar mediciones colocando el brazo más largo del electrodo de modo que toque la parte inferior del compartimiento inferior cada vez, coloque el brazo más corto en el compartimento de inserción del filtro.
    Nota: Los valores de resistencia de los cartuchos de filtro de cultivo celular sin células en el medio se debe utilizar como valores en blanco ((valor medido (Ω) - valor en blanco (Ω)) x Filtrosuperficie (es decir, 0,33 cm $ ² $)).
  3. Después de medir lugar el electrodo de nuevo en 80% de etanol durante 15 min. Almacenar en un tubo seco.

5. Determinación de la permeabilidad paracelular

  1. Disolver 1 g FITC-inulina en 200 ml de medio de cultivo suplementado con 5 mg / ml de insulina 1% de FCS. Aplicar 50 mg / ml de la solución en el compartimento superior del filtro antes de la infección de las células.
  2. Después de la infección recoger muestras de medio desde el pozo inferior para determinar la cantidad de inulina pasa desde el compartimiento del filtro a través de la capa de células.
  3. Preparar una solución estándar FITC-inulina y llevar a cabo diluciones 1: 2, 10 veces (100%, 50%, 25%, 12,5%, 6,25%, 3,13%, 1,56%, 0,78%, 0,39%, 0,2% y 0%) . Detectar la fluorescencia mediante la medición de todas las muestras en un lector de microplacas.

6. Preparación de bacterias para la infección de células en cultivo celular HIBCPP Filtrar insertos

  1. Un día antes del experimento, rascado tél N. congelada meningitidis cepas de una glicerol-social y consecutivas a cabo en agar chocolate con Vitox. Crecer durante la noche en la incubadora, a 37 ° C, con 5% de CO 2.
  2. Extraer 20-30 colonias del cultivo durante la noche y transferir a un tubo que contiene 8 ml Proteosa Peptona medio suplementado con 0,042% de NaHCO3, 0,01 M MgCl 2 y 1% Polyvitex.
  3. Agitar las bacterias durante 1,25 horas a 220 rpm, 37 ° C. Sedimentar las bacterias por centrifugación a 2684 g durante 10 min a temperatura ambiente. Desechar el sobrenadante y resuspender el sedimento bacteriano con medio libre de suero 8 ml. Vórtice para asegurar una suspensión uniforme.
  4. Para determinar la densidad de cultivo, medir una dilución de 1:10 en una densidad óptica (DO) de 600 nm. Ajustar la suspensión bacteriana a una DO 600 de 0,1.
    Nota: Esta suspensión contiene aprox. 1 x 10 8 UFC / ml.
  5. Para confirmar la concentración de células bacterianas, se diluye la suspensión por pasos (01:10) hasta unadilución de 10 -5 y placa sobre placas de agar chocolate.
    Nota: diluciones seriadas similares necesitan ser realizados para calcular las curvas de crecimiento bacteriano.

7. Infección de células en cultivo celular HIBCPP filtro inserciones y Determinación de la invasión bacteriana por inmunofluorescencia doble

  1. Después de continuar el cultivo de células en medio que contiene 1% de FCS y 5 mg / ml de insulina, medir las células cada día usando un voltohmmeter tejido epitelial. Si las células han alcanzado un TEER de alrededor de 500 Ω x cm², llevar a cabo la infección.
  2. Infectar las células con la suspensión bacteriana preparada a una multiplicidad de infección (MOI) de 10. Tienda de las células infectadas en la incubadora, a 37 ° C, con 5% de CO 2 durante el período de tiempo indicado.
    Nota: La MOI se puede calcular teniendo en cuenta el número de células por filtro de inserto de cultivo celular a confluencia (1,21 x 10 6 células / cm 2).
  3. Detener el Infection lavando tres veces con 500 l de medio libre de suero (SFM) que contiene albúmina de suero bovino 1% (BSA) aplicada al compartimiento del filtro, 1 ml para el compartimiento inferior.
  4. Bloquear con 500 l SFM que contenía tampón de BSA 1% en el compartimiento del filtro y 1 ml en el compartimiento inferior para 20 min a temperatura ambiente para evitar la adherencia de los anticuerpos a los sitios de unión no específica.
  5. Incubar con 100 l de anticuerpo primario contra N. meningitidis α-OMP (1: 200) en el compartimiento del filtro y 500 l en el compartimiento inferior para 20 min a temperatura ambiente.
    Nota: Si es necesario, la concentración de anticuerpo necesita ser valorada.
  6. Se lavan las células aspirando el medio desde el compartimiento del filtro, transferir el elemento filtrante a una SFM bien con 1 ml de preparado que contiene 1% de BSA y llenar el compartimiento del filtro de vaciado con SFM 500 l que contiene 1% de BSA. Repita este paso dos veces.
  7. Fijar las células con 500 l 4% de formaldehído en el filtro de compartamento, 1 ml en el compartimiento inferior durante 10 min a temperatura ambiente.
  8. Se lavan las células aspirando el medio desde el compartimiento del filtro, transferir el elemento filtrante a un bien preparado con 1 ml de PBS y llenar el compartimiento del filtro de vaciado con 500 l de PBS. Repita este paso una vez.
    Nota: Las muestras pueden ser almacenadas durante la noche en PBS a 4 ° C.
  9. Cut cultivo celular fijo filtra de los insertos y se lava con 250 l de PBS que contiene 1% de BSA. Se incuban las células durante 15 min a temperatura ambiente con 250 l fluorescente marcada (longitud de onda de excitación 594 nm) de pollo anticuerpo secundario anti conejo (1: 500) para teñir las bacterias extracelulares.
    Nota: Si es necesario, la concentración de anticuerpo necesita ser valorada.
  10. Permeabilizar las células con 250 l de PBS que contiene 1% de BSA y 0,5% de Triton X-100 durante 1 hora a temperatura ambiente. Lavar las células tres veces con 250 l de PBS que contiene 1% de BSA.
  11. Incubar con 250 l de anticuerpo primario contra N. meningitidis α-OMP (1: 200) durante 30 minutos para teñir bacterias extra e intracelulares. Lavar las células tres veces con 250 l de PBS que contiene 1% de BSA.
  12. Aplicar 250 l de marcado fluorescente (excitación de longitud de onda 488 nm) anticuerpo secundario (1: 500), marcado fluorescente (excitación de longitud de onda 660 nm) faloidina (1: 250) y 4 ', dihidrocloruro de 6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) ( 1: 50000) durante 1 hora a temperatura ambiente para teñir bacterias extra e intracelulares, citoesqueleto de actina y núcleos.
    Nota: Si es necesario, la concentración de anticuerpo necesita ser valorada.
  13. Lavar las células tres veces con 250 l de PBS que contiene 1% de BSA. Incrustar las células en el medio y se almacena a 4 ° C hasta que el examen de montaje a través del microscopio.
  14. Determinar el número de bacterias invadidas por campo predefinido. Para ello, contando 20 campos por filtro de membrana. Calcular el porcentaje de bacterias invadidas.
    Nota: Multiplicar el número de bacterias media de los 20 campos microscópicos con un área de Coefficient. El resultado se expresa la cantidad de bacterias totales presentes en un filtro de cultivo de células de inserción 0,33 cm². Divida este valor por la cantidad de bacterias cultivadas en medios durante la duración de la infección.

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Resultados

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Aquí se describe el cultivo y la infección de las células HIBCPP en un sistema de inserción de cultivo celular invertida. Este modelo nos permite estudiar los mecanismos de invasión y las vías de señalización molecular subyacente desde el lado basolateral de células, que reproduce una situación fisiológica de las bacterias que entran y difusión de las células epiteliales a través del torrente sanguíneo (Figura 1).

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Discusión

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Las células epiteliales de la CP forman la BCSFB que separa el CSF desde el 2,3 sangre. Recientemente se estableció la línea celular HIBCPP como un modelo humano funcional de la BCSFB. Las células muestran importantes funciones de barrera de la BCSFB in vitro, incluyendo el desarrollo de un alto potencial de membrana, una baja permeabilidad para las macromoléculas, así como la presencia de hebras continuas de TJs 5. Las proteínas TJ contribuyen a una polaridad apical / basolateral de las c...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores desean agradecer al Prof. Hartwig Wolburg por realizar la microscopía electrónica.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
0,25% Tripsina-EDTAGibco25200-056
4&agudo;,6 diamidino-2-fenilindol (DAPI)Life TechnologiesD1306
Placas de 12 pocillosStarlabCC7682-7512
Placas de 24 pocillosStarlabCC7682-7524
Anti Neisseria meningitidis α-OMPEste anticuerpo fue un regalo de los Dres. H. Claus y U. Vogel (Universidad de Wü rzburg, Alemania)
Alexa Fluor 488 (pollo anti conejo)InvitrogenA21441
Alexa Fluor 594 (pollo anti conejo)InvitrogenA21442
Alexa Fluor 660 PhalloidinInvitrogenA22285
Albúmina sérica bovina (BSA)Calbiochem12659
Platos de agar chocolateBiomerieux43109
Citocalasina DSigmaC8273
DMEM/F12 + L-Glut + 15 mM HEPESGibco31330-095
DMEM/F12 + L-Glut + 15 mM HEPES sin FenolGibco11039-047
Dimetilsulfóxido SigmaD2650
Suero fetal de ternera (FCS)Life Technologies10270106
FITC-InulinaSigmaF3272
InsulinaSigma19278
MgCl2Sigma2393
NaHCO3Sigma55761
PBS + Mg + CaGibco14040-174
Penicilina/EstreptomicinaMP Biomedicals 1670049
PolyvitexBiomerieux55651
Proteose peptonaBD211684
Medio sin sueroGibco10902-096
Insertos de cultivo celular Thincert para placas de 24 pocillos, tamaño de poro 3 y micro; mGreiner662630
Matraz de cultivo de tejidos 75 cm² tapa roja estérilGreiner658175
Triton X-100SigmaT8787
Voltímetro-Ohm Millicell-ERS2 con electrodo MERSSTX01MilliporeMERSSTX00

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Abott, N. J., Patabendige, A. A. K., Dolman, D. E. M., Yusof, S. R., Begley, D. J. Structure and function of the blood-brain barrier. Neurobiol Dis. 37, 13-25 (2009).
  2. Wolburg, H., Paulus, W. Choroid plexus: biology and pathology. Acta Neuropathol. 119, 75-88 (2010).
  3. Engelhardt, B., Sorokin, L. The blood-brain and the blood-cerebrospinal fluid barriers: function and dysfunction. Semin Imunopathol. 31, 497-511 (2009).
  4. Ishiwata, I., Ishiwata, C., Ishiwata, E., Sato, Y., Kiguchi, K., Tachibana, T., et al. Establishment and characterization of a human malignant choroid plexus papilloma cell line (HIBCPP). Hum Cell. 18, 67-72 (2005).
  5. Schwerk, C., Papandreou, T., Schuhmann, D., Nickol, L., Borkowski, J., Steinmann, U., et al. Polar invasion and translocation of Neisseria meningitidis and Streptococcus suis in anovel human model of the blood-cerebrospinal fluid barrier. PloS One. 7, e30069(2012).
  6. Bernd, A., Ott, M., Ishikawa, H., Schroten, H., Schwerk, C., Fricker, G. Characterization of efflux transport proteins of the human choroid plecus papilloma cell line HIBCPP, a functional in vitro model of the blood-cerebrospinal fluid barrier. Pharm Res. , (2014).
  7. Gründler, T., Quednau, N., Stump, C., Orian-Rousseau, V., Ishikawa, H., Wolburg, H., et al. The surface proteins InlA and InlB are interdependently required for polar basolateral invasion by Listeria monocytogenes in a human model of the blood-cerebrospinal fluid barrier. Microbes Infect. 15, 291-301 (2013).
  8. Schwerk, C., Tenenbaum, T., Kwang, S. K., Schroten, H. The choroid plexus - a multi-role player during infectious diseases of the CNS. Front Cell Neurosci. 9, 80(2015).
  9. Pron, B., Taha, M. K., Rambaud, C., Fournet, J. C., Pattey, N., Monnet, J. P., et al. Interaction of Neisseria meningtidis with the components of the blood-brain barrier correlates with increased expression of PilC. J Infect Dis. 176, 1285-1292 (1997).
  10. Guarner, J., Greer, P. W., Whitney, A., Shieh, W. J., Fischer, M., White, E. H., Carlone, G. M., et al. Pathogenesis and diagnosis of human meningococcal disease using immunohistochemical and PCR assays assays. Am J Clin Pathol. 122, 754-764 (2004).
  11. Pizarro-Cerda, J., Kuhbacher, A., Cossart, P. Entry of Listeria monocytogenes in mammalian epithelial cells: an updated view. Cold Spring Harb Perspect Med. 2, (2012).
  12. Beutler, B. Microbe sensing, positive feedback loops and the pathogenesis of inflammatory diseases. Immunol. Rev. 227, 248-263 (2009).
  13. Wilson, E. H., Weninger, W., Hunter, C. A. Trafficking of immune cells in the central nervous system. J Clin Invest. 120, 1368-1379 (2010).
  14. Meeker, R. B., Williams, K., Killebrew, D. A., Hudson, L. C. Cell trafficking through the choroid plexus. Cell Adh Migr. 6, 390-396 (2012).
  15. Borkowski, J., Li, L., Steinmann, U., Quednau, N., Stump-Guthier, C., Weiss, C., et al. Neisseria meningitidis elicits a pro-inflammatory response involving I kappa B zeta in a human blood-cerebrospinal fluid barrier model. J Neuroinflammation. 11, 163(2014).
  16. Steinmann, U., Borkowski, J., Wolburg, H., Schroppel, B., Findeisen, P., Weiss, C., et al. Transmigration of polymorphnuclear neutrophils and monocytes through the human blood-cerebrospinal fluid barrier after bacterial infection in vitro. J Neuroinflammation. 10, 30(2013).
  17. McGuiness, B. T., Clarke, I. N., Lambden, P. R., Barlow, A. K., Poolman, J. T., Heckels, J. E. Point mutation in meningococcal por A gene associated with increased endemic disease. Lancet. 337, 514-517 (1991).
  18. Ram, S., Cox, A. D., Wright, J. C., Vogel, U., Getzlaff, S., Boden, R. Neisserial lipopolysaccharide is a target for complement component C4b. inner core phosphoethanolamine residues define C4b linkage specificity. J Biol Chem. 278, 50853-50862 (2003).
  19. Claus, H., Maiden, M. C., Maag, R., Frosch, M., Vogel, U. Many carried meningococci lack the genes required for capsule synthesis and transport. Microbiology. 148, 1813-1819 (2002).
  20. Claus, H., Maiden, M. C., Wilson, D. J., Mccarthy, N. D., Jolley, K. A., Urwin, R., et al. Genetic analysis of meningococci carried by children and young adults. J Infect Dis. 191, 1263-1271 (2005).
  21. Tenenbaum, T., Papandreou, T., Gellrich, D., Friedrichs, U., Seibt, A., Adam, R., et al. Polar bacterial invasion and translocation of Streptococcus suis across the blood-cerebrospinal fluid barrier in vitro. Cell Microbiol. 11, 323-336 (2009).
  22. Laflamme, N., Echchannaoui, H., Landmann, R., Rivest, S. Cooperation between toll-like receptor 2 and 4 in the brain of mice challenged with cell wall components derived from gram-negative and gram-positive bacteria. Eur J Immunol. 33, 1127-1138 (2003).
  23. Laflamme, S., Rivest, S. Toll-like receptor 4: the missing link of the cerebral innate immune response triggered by circulating gram-negative bacterial cell wall components. FASEB J. 15, 155-163 (2001).
  24. Zughaier, S. M. Neisseria meningitidis capsular polysaccharides indice inflammatory responses via TLR2 and TLR4-MD-2. J Leukoc Biol. 89, 469-480 (2011).
  25. Yamamoto, M., Yamazaki, S., Uematsu, S., Sato, S., Hemmi, M., Hoshino, K., et al. Regulation of Toll/IL-1-receptor -mediated gene expression by the inducible nuclear protein IkappaBzeta. Nature. 430, 218-222 (2004).
  26. Lorenz, J., Zahlten, J., Pollok, I., Lippmann, J., Scharf, S., N'Guessan, P. D., et al. Legionella pheumophila-induced IkappaBzeta-dependent expression of interleukin-6 in lung epithelium. Eur Respir J. 37, 648-657 (2011).
  27. Jaerve, A., Muller, H. W. Chemokines in CNS injury and repair. Cell Tissue Res. 349, 229-248 (2012).
  28. Schneider, H., Weber, C. E., Schoeller, J., Steinmann, U., Borkowski, J., Ishikawa, H., et al. Chemotaxis of T-cells after infection of human choroid plexus papilloma cells with Echovirus 30 in an in vitro model of the blood-cerebrospinal fluid barrier. Virus Res. 170, 66-74 (2012).
  29. Chodobski, A., Szmydynger-Chodobska, J. Choroid plexus: Target for polypeptides and site of their synthesis. Microsc. Res. Tech. 52, 65-82 (2001).
  30. Dickson, P. W., Schreiber, G. High levels of messenger RNA for transthyretin (prealbumin) in human choroid plexus. Neurosci. Lett. 66, 311-315 (1986).
  31. Stylianopoulou, F., Herbert, J., Soares, M. B., Efstratiadis, A. Expression of the insulin-like growth factor II gene in the choroid plexus and the leptomeninges of the adult rat central nervous system. Proc Natl Acad Sci USA. 85, 141-145 (1988).
  32. Lim, L., Zhou, H., Costa, R. H. The winged helix transcription factor HFH-4 is expressed during choroid plexus epithelial development in the mouse embryo. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 94, 3094-3099 (1997).
  33. Vandenhaute, E., Stump-Guthier, C., Lasierra Losada, M., Tenenbaum, T., Rudolph, H., Ishikawa, H., et al. The choroid plexus may be an underestimated site of tumor invasion to the brain: an in vitro study using neuroblastoma cell lines. Cancer Cell Int. , 15-102 (2015).

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