Summary
Da Mitochondrien nur ein kleiner Prozentsatz der Pflanzenzelle sind, benötigen sie für eine Reihe von Studien gereinigt werden. Mitochondrien können aus einer Vielzahl von Pflanzenorganen durch Homogenisierung, gefolgt von Differential und Dichte Gradienten Zentrifugation zu einem hochgereinigten mitochondriale Bruchteil isoliert werden.
Abstract
Mitochondrien sind wesentliche Organellen beteiligt zahlreiche Stoffwechselwege in Pflanzen, vor allem die Produktion von Adenosintriphosphat (ATP) aus der Oxidation von reduzierten Verbindungen wie Nicotinamid-Adenin-Dinucleotide (NADH) und Flavin Adenin Dinucleotide (FADH2). Die vollständige Kommentierung der Arabidopsis Thaliana Genom wurde es festgestellt, als die am weitesten Modell der Anlage verbreitete, und somit die Notwendigkeit, Mitochondrien aus einer Vielzahl von Organen (Blatt, Wurzel oder Blüte) zu reinigen notwendig ist, die Werkzeuge in vollem Umfang nutzen, sind jetzt verfügbar für Arabidopsis, mitochondriale Biologie zu studieren. Mitochondrien sind durch Homogenisierung des Gewebes mit einer Vielzahl von Ansätzen, gefolgt von einer Reihe differentielle Zentrifugation Schritte produzieren einen groben mitochondriale Pellet, der weiter gereinigt wird mit kontinuierlicher kolloidales Dichtegradienten isoliert Zentrifugation. Das kolloidale Dichte Material wird anschließend durch mehrere Zentrifugation Schritte entfernt. Ausgehend von 100 g frisches Blattgewebe, 2-3 mg der Mitochondrien routinemäßig erhalten. Atemwege Experimente auf diese Mitochondrien zeigen typische Preise von 100-250 Nmol O2 min-1 mg Gesamtprotein mitochondriale-1 (NADH-abhängige Rate) mit der Fähigkeit, verschiedene Substrate und Inhibitoren zu verwenden, um festzustellen, welche Substrate werden oxidiert wird und die Kapazität der Alternative und Cytochrom terminal Oxidasen. Dieses Protokoll beschreibt eine Isolierung der Mitochondrien von Arabidopsis Thaliana Blätter mit kontinuierlichen kolloidales Dichtegradienten und eine effiziente Atemwege Messungen der gereinigten Anlage Mitochondrien.
Introduction
Die Geschichte der mitochondrialen Pflanzenforschung reicht über 100 Jahre1. Intakte Mitochondrien wurden zuerst in den frühen 1950er Jahren isoliert mit differentielle Zentrifugation. Das Aufkommen der kolloidalen Dichtegradient in den 1980er Jahren erlaubt Mitochondrien gereinigt werden, ohne Leiden osmotische Anpassung. Während gradient gereinigte Mitochondrien geeignet für die meisten Zwecke wegen der Empfindlichkeit der Massenspektrometrie sind, auch relativ geringfügige Verunreinigungen können erkannt werden und eine mitochondriale Lage2unangemessen zugewiesen werden können. Die Verwendung von der free Flow-Elektrophorese kann beide plastidic entfernen und Peroxisom Kontamination3, aber frei fließen Elektrophorese ist eine hochspezialisierte Technik und ist für die überwiegende Mehrheit der Studien nicht erforderlich. Darüber hinaus tritt bei Bestimmung der Lage eines Proteins muss es sein, dass zwei oder mehrere targeting von Proteinen erinnert in Zellen. Über 100 dual gezielte Proteine sind beschrieben für Chloroplasten/Plastiden und Mitochondrien4und eine Reihe Proteine gezielt an Mitochondrien und Peroxisomen sind auch5bekannt. Darüber hinaus befindet sich re Proteine unter spezifischen Reize, z. B. oxidativen Stress, eine aufkommende Thema in Zelle Biologie6. So die Position der Proteine im Kontext der studierte Biologie betrachtet werden muss, und eine Vielzahl von Ansätzen dienen zu ermitteln und überprüfen der Position2.
Mitochondrien sind in der Regel von Pflanzengewebe durch Homogenisierung isoliert, ein Gleichgewicht zwischen Aufbrechen der Zellwand um Mitochondrien zu lösen, und nicht zu schädigen die Mitochondrien erforderlich ist. Traditionell werden mit Kartoffeln und Blumenkohl, Homogenisierung Haushalt Mixer/Entsafter Apparat zu einem Flüssigextrakt in einem Puffer mit verschiedenen Komponenten zu erhalten. Isolation von Mitochondrien aus Erbse Blätter (ein beliebtes Material für mitochondriale Isolierung mit Jungpflanzen (~ 10 Tage alt), nutzt ein Blender, um Zellen zu lösen, da das Blattmaterial weich ist. Mit der Verfügbarkeit von Arabidopsis Thaliana T-DNA insertional Knock-out-Linien erforderte die Notwendigkeit, Mitochondrien, funktionelle Untersuchungen durchzuführen zu reinigen können die Entwicklung von Methoden zur Mitochondrien aus Blatt, Wurzel oder Blüte isolieren Gewebe. Insgesamt arbeitete für andere Pflanzen entwickelten Methoden gut7mit Perquisite, die Schleifen des Materials musste optimiert werden. Für Arabidopsis dies in eine Vielzahl von Möglichkeiten (siehe unten) erreicht werden kann, und unterscheidet sich zwischen Gewebetypen (Wurzel im Vergleich zu schießen). Die Verwendung des kontinuierlichen Verlaufs auch optimiert werden als die Dichte von Mitochondrien aus verschiedenen Organen oder Entwicklungsstufen bedeutet, dass sie anders migrieren können. Für maximale Trennung kann so die Dichte des Gradienten verfeinert, um sicherzustellen, um beste Trennung zu erreichen.
Einmal gereinigt, die Mitochondrien können für eine Vielzahl von Studien, einschließlich Protein und tRNA-Aufnahme-Experimente, Enzym-Aktivität-Assays, Atmungskette Messungen und western-Blot Analysen verwendet werden. Isolierte Mitochondrien können auch für Massenspektrometrie Analysen der Protein Fülle verwendet werden. Gezielte mehrere Reaktion monitoring (MRM) Analysen ermöglicht die Quantifizierung der Proteine definiert, aber erfordern erhebliche Assay-Entwicklung. Im Gegensatz dazu bietet Quantifizierung von Dimethyl oder anderen Isotop Etiketten8, einen Entdeckung Ansatz bei der Identifizierung von Differenzen über das ganze Proteom, das verwendet werden kann, um neue biologische Einblicke aufzudecken.
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Protocol
Dieses Protokoll dient zur Isolierung von intakte Mitochondrien von Arabidopsis Thaliana Organe auf Boden mit kontinuierlichen kolloidales Dichtegradienten angebaut. Alle Verfahren, die nach der Sammlung des Materials erfolgt bei 4 ° C.
1. Vorbereitung des Schleifens Medium, Waschpuffer und Gradient Lösungen
- Bereiten Sie 300 mL des Schleifens Medium (minus Ascorbat und Cystein) und 200 mL 2 X Waschpuffer pro Tabelle 1 einen Tag vor der Isolation, bei 4 ° c halten kühl
Hinweis: Fügen Sie Natrium Ascorbat und L-Cystein (freie Base hinzu), eine Endkonzentration von 17,84 und 20,36 mM, bzw. auf das Schleifen Medium am Morgen der Isolation. Wenn die Mitochondrien verwendet werden für western-Blot oder blau Native-Polyacrylamid gel-Elektrophorese (BN-Seite) Analysen, machen 2 x Waschpuffer ohne BSA. - Bereiten Sie Steigungen am Morgen des mitochondrialen Isolierung (Abbildung 1 und Tabelle 1).
- Machen Sie die schweren und leichten Farbverlauf Lösungen in zwei Becher; jeweils 35 mL ist ausreichend für zwei Gradienten Röhren.
- Die Kammern der gradient aufschrauben und peristaltische PVC-Schläuche mit entionisiertem Wasser waschen und sorgen für gleichmäßigen durch die Schläuche aus allen Rohren.
- Platz 2 Zentrifuge Rohre (50 mL) in einem leichten Winkel auf Eis mit PVC peristaltischen Schläuche Steckdosen mit Klebeband an der Innenseite der Rohre um sicherzustellen, dass die Steigung Lösung auf der Seite der Rohre läuft.
- Schließen Sie die Verbindung zwischen den inneren und äußeren Kammern (schwarzen Hebel nach unten). Ein Magnetrührer mit einer kleinen Stir Bar in der Innenkammer gradient Ölspender aufsetzen.
- Die schwere Steigung Lösung 35 mL in der inneren Kammer (Kammer mit Schlauch austritt) gießen. Die schwere Steigung Lösung in die zwei Zentrifugen-Röhrchen auf Eis gelegt, bis die Hälfte übrig ist, mit der peristaltischen Pumpe Zinssatz (300 mL/h) schnell zu verzichten.
- Füllen Sie die 35 mL leichte Steigung Lösung in der äußeren Kammer (Kammer ohne Schlauch austritt). Öffnen Sie die Verbindung zwischen den Kammern (schwarzes Druckhebels bis zur Hälfte) und ermöglichen Sie Lösungen für vorsichtig mischen. Mischen Sie die Lösungen mit den Magnetrührer.
- Die Lösungen langsam laufen lassen (60 mL/h), bis alle des Gradienten-Mix hat verzichtet, aus den resultierenden in zwei Kammern 0 - 4,4 % (w/V) Polyvinylpyrrolidon (PVP) Farbverlauf gefüllte Schläuche. Halten Sie die Steigungen auf Eis bis zum Gebrauch in Schritt 2.12.
Hinweis: Sobald die Steigung vorbereitet ist, verdünnen Sie 2 x waschen Mittel-und 1 X mit prechilled entionisiertem Wasser und halten Kälte bei 4 ° C.
(2) Homogenisierung und mitochondriale Isolation
- Ganze Rosette Gewebe aus 4 - Wochen alten Arabidopsis-Pflanzen am Boden mit einer Schere zu schneiden, sind mindestens 80 Pflanzen für 1 Prep erforderlich.
Hinweis: Wasser 10-14 Tag alte Kulturen, mindestens 5 Töpfe/Prep oder 2 - Wochen alten Sämlinge angebaut auf Agarplatten Murashige & Skoog basale Salz Mischung (MS), mindestens 4 Platten können auch verwendet werden. - Legen Sie die Hälfte des Pflanzenmaterials, die in kleine Stücke in einem vorgekühlten 4 ° C große Mörser und Stößel mit 75 mL Schleif-Mittel (Tabelle 1) geschnitten wurde, und Schleifen Sie ausgiebig für einige Minuten, bis keine großen Stücke des Gewebes übrig sind.
- Vornässen Sie 4 Schichten aus Filtermaterial (22-25 µm Porengröße) mit Schleifen Medium und Filtern Sie Homogenat durch die 4 Schichten von Filtermaterial durch ein Kunststofftrichter in einer konischen 500 mL-Flasche.
- Schleifen Sie die andere Hälfte des Gewebes mit einer anderen 75 mL Medium Schleifen.
- Homogenates in die Filtermaterialien zu kombinieren und so viel wie möglich Homogenat durch Filtern.
- Schleifen Sie das restliche Gewebe noch auf das Filtermaterial wieder mit die restlichen 150 mL Medium, Filter wieder in den 500 mL konische Kolben Schleifen.
- Zentrifugieren Sie die gefilterte Homogenat in 8 vorgekühlt 50 mL Kunststoff Zentrifuge Röhren bei 2.500 x g bei 4 ° C in einem festen Winkel-Rotor für 5 min.
- Den Überstand in sauberen Zentrifuge Rohre gießen (50 mL; nicht zu stören das grüne Pellet) und Zentrifuge bei 17.500 x g bei 4 ° C für 20 min in einem festen Winkel-Rotor.
- Entsorgen Sie alles andere als < 3 mL Überstand durch Absaugen (oder vorsichtig abgießen, ohne zu stören das Pellet). Sanft Aufschwemmen der Pellets in die verbleibende Überstand mit einem kleinen feinen Pinsel.
- Jede Röhre 10 mL 1 x Waschpuffer hinzufügen und kombinieren 4 Röhren in 1 sauber Zentrifugenröhrchen (d.h., was in 2 Röhren).
- Füllen Sie diese Rohre mit 1 X Waschpuffer bis 50 mL, und wiederholen Sie Schritte 2.7-2.9.
- Pool Rohöl mitochondriale Pellets in 1 Rohr mit einer Pipette und gleichmäßig zu verteilen, mit dem feinen Pinsel (eine kleine Menge von Waschpuffer verwendet werden, aber das Endvolumen muss weniger als 3 mL zu passen auf den Farbverlauf). Sanft Schicht der mitochondrialen Suspension mit einer Pipette auf die 2 kontinuierliche 0 - 4,4 % (w/V) PvP-Gradienten.
- Rohre nach Gewicht (mit 1 x Waschpuffer) auszugleichen und Zentrifugieren bei 40.000 x g bei 4 ° C für 40 min. Vergewissern Sie sich die Pause ausgeschaltet ist. Mitochondrien migrieren auf ein Band in der Nähe der Unterseite des Rohres, oder möglicherweise vorhanden, in der schweren Lösung an der Unterseite des Rohres (gekennzeichnet durch eine trübe, gelbliche Band; ( Abbildung 2).
- Entfernen Sie vorsichtig die oberen 5 cm der Lösung über die mitochondriale Band durch Absaugen.
- Verteilen Sie die restliche Lösung mit den Mitochondrien in 2 saubere Rohre und füllen Sie mit 1 x Waschpuffer. Kolloidales Dichtegradienten und Mitochondrien durch Abdecken der Mündung des Rohres mit einem Kunststoff Paraffin-Film und invertieren mehrmals gleichmäßig zu verteilen. Zentrifuge für 15 min bei 31.000 X g bei 4 ° C mit langsamen Bremsen.
Hinweis: Vor der Zentrifugation, stellen Sie sicher, dass die Mitochondrien und die verbleibende kolloidale Dichtegradient gleichmäßig verteilt werden. Andernfalls kann die kolloidalen Dichtegradient konzentrieren sich an der Unterseite des Rohres und verhindern Pelletierung der Mitochondrien. - Entfernen Sie den Überstand durch Absaugen, füllen Sie der Schlauch mit 1 X waschen Puffer bis zu 50 mL und kehren wieder um Mischen sicherzustellen. Zentrifuge für 15 min bei 31.000 x g bei 4 ° C mit langsamen Bremsen.
- Den Überstand abgesaugt und sammeln die mitochondriale Pellets in möglichst kleinem Volumen (~ 500 µL) wie möglich mit einer Pipette mit modifizierten 200 µL Spitzen (schneiden Sie die Spitze ein wenig über seinem Ende zu seiner Eröffnung zu erhöhen). Legen Sie die Mitochondrien in ein 1,5 mL-Tube und halten Sie auf dem Eis für sofortigen Einsatz oder Speicher bei-80 ° C.
Hinweis: Wenn Mitochondrien für Sodium Dodecyl Sulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (SDS-PAGE) verwendet werden, verwenden BN-Seite oder Immunoblot Analysen, 1 x Waschpuffer ohne BSA für die endgültige wäscht (d.h. Schritt 2.15 und 2.16). - Bestimmen Sie die Konzentration des Proteins der Mitochondrien mit der Methode von Bradford.
Hinweis: Für BN-Seite Zentrifuge Aliquote bei 4 ° C und Shop Pellet bei-80 ° C bis zur Verwendung. Für Sauerstoff-Verbrauch-Messungen können nur frisch isolierte Mitochondrien verwendet werden.
(3) Sauerstoff-Verbrauch-Messungen
Hinweis: Sauerstoff-Verbrauch von isolierten frisch Pflanze, die Mitochondrien mit Clark-Typ-Sauerstoff-Elektrode, ermöglicht die Bestimmung der mitochondrialen Unversehrtheit, Cytochrom c Weg Aktivität und alternativen Wegs Aktivität analysiert werden können.
- Software-installation
- Installieren Sie lizenzierte Sauerstoff monitoring-Software auf dem Computer für Sauerstoff Verbrauch Messungen verwendet.
- Vorbereitung der Atmung Medium, Substrate und chemische Stammlösungen der Clark-Typ-Sauerstoff-Elektrode
- Bereiten Sie Atmung Medium (300 mM Saccharose, 10 mM NaCl, 5 mM KH2PO4, 2 mM MgSO4, 0,1 % (w/V) Rinderserumalbumin (BSA), 10 mM TES (pH 7,2)) für Sauerstoff-Verbrauch-Assays verwendet.
- Bereiten Sie vor, Substrate, Inhibitoren und Effektoren verwendet zur Messung der mitochondrialen Atmung (Tabelle 2). Diese können zuvor zubereitet und bei-20 ° c gelagert
Hinweis: Neutralisieren den pH-Wert des sauren Lösungen wie organische Säuren, pH 7,0 mit NaOH vor Gebrauch. - Wärmen Sie die Atmung Medium auf die gleiche Temperatur wie der Assay-Kammer (25 ° C).
- Montieren Sie die Clark-Typ-Sauerstoff-Elektrode wie im Protokoll des Herstellers beschrieben.
- Legen Sie 1 mL Luft-gesättigten Wasser (Luft-gesättigten Wasser erhält man durch kräftig schütteln eine kleine Menge entionisiertem Wasser in einem großen konischen Kolben) in der Messkammer. Um auf den Rührer zu wechseln, klicken Sie auf "Rührer Speed". Klicken Sie auf "On" und stellen Sie die Rührer-Geschwindigkeit auf 65 u/min ein. Klicken Sie auf "OK", um fortzufahren. Rühren Sie das Wasser ständig bei 25 ° C.
- Kalibrierung der Sauerstoff-Elektrode
- Warmes Wasser, das für die Kalibrierung auf die gleiche Temperatur wie der Assay-Kammer (25 ° C) verwendet werden.
- Warten Sie, bis des Stroms zu stabilisieren und die Sauerstoff-Elektrode zu kalibrieren.
- Zur Kalibrierung von der Sauerstoff-Elektrode zu starten, klicken Sie auf "Kalibrieren", wählen Sie "Flüssige Phase Kalibrierung" und dann "Luft gesättigtem Wasser."
- Ein neues Fenster öffnet sich (Sauerstoff Kalibrierung (Flüssigphase) - Schritt 1 von 5). Wählen Sie den Kanal (den Kanal, dem die Elektrode-Control-Box verbunden ist) zu kalibrieren und geben Variablen (Set "Temperatur" auf 25 ° C und "Luftdruck", 101.32 kPa). Klicken Sie auf "OK", um fortzufahren.
- Im nächsten Schritt (Schritt2 von 5), Einrichtung der Rührer Geschwindigkeit (65 u/min) und klicken Sie auf "OK", um fortzufahren.
- Warten Sie in Schritt 3 von 5 auf das Signal, ein Plateau zu erreichen. Der Begriff "Plateau erreicht drücken Sie OK, um fortzufahren", wird im Feld angezeigt. Klicken Sie auf "OK", um fortzufahren.
- In Schritt 4 von 5 Null Sauerstoff in der Kammer durch Zugabe von 5 mg Natrium Dithionite zu etablieren. Klicken Sie auf "OK", um fortzufahren.
Hinweis: Ein Rückgang der Sauerstoffkonzentration in der Ablaufverfolgung sichtbar sein soll und sollte 0 erreichen. - Warten Sie im letzten Schritt der Kalibrierung (Schritt 5 von 5) auf das Signal, ein Plateau zu erreichen. Der Begriff "Plateau erreicht drücken Sie OK, um fortzufahren", wird im Feld angezeigt. Klicken Sie auf "OK", um fortzufahren.
- Klicken Sie auf "Kalibrierung speichern", um die Kalibrierung zu speichern. Ein neues Fenster wird geöffnet. Klicken Sie auf "OK" zu bestätigen, um die neue Kalibrierung für die Sauerstoff-Control-Box zu speichern.
Hinweis: Nach erfolgreicher Kalibrierung wird die Kennzeichnung "Sauerstoff (Nmol/mL)" auf der y-Achse angezeigt. - Reinigen Sie nach der Kalibrierung die Messkammer durch Spülen der Kammer mit Wasser (mindestens 5 - 10 Mal) um die ordnungsgemäße Reinigung zu gewährleisten. Platz 1 mL Atmung Medium in der Messung der Kammer und ermöglichen die Membran zu equilibrate für ein paar Minuten, bis die Sauerstoff-Verbrauch-Ablaufverfolgung linear ist.
- Passen Sie das Ausmaß der Sauerstoff Verbrauch Spur um gute Neigung zu sehen. Klicken Sie auf "Zoom XY" und geben Sie Variablen (set "Oxygen" 0 - 300 und der "Zeitachse" auf 0 - 45 min).
- Bestimmung der mitochondriale Integrität
- Mit Kolben offen 970 µL Luft gesättigt Atmung Medium hinzufügen der Reaktionskammer.
- Fügen Sie 30 µL isolierte Mitochondrien oder 150 µg Gesamt mitochondrialen Proteins bestimmt nach Mitochondrien Isolierung (Gesamt-Protein muss danach in Kalkulationen einbezogen werden) in die Reaktionskammer mit einer Pipette mit einer abgeschnittenen Spitze.
- Rühren Sie die mitochondriale Aussetzung kontinuierlich mit einem Magnetrührer bar (65 u/min) bei 25 ° C Luft-sättigen die Lösung.
- Versiegeln Sie die Kammer mit den Kolben zu, klicken Sie auf "Aufzeichnung starten", um Sauerstoff-Verbrauch zu erfassen und lassen Sie Sauerstoff-Verbrauch-Spur (1-2 min) zu stabilisieren.
- Die Geschwindigkeit des Sauerstoffverbrauchs manuell nach Zugabe von 10 mM Ascorbat und 25 µM Cytochrom c für 5 min. zu Fuß die "vor dem Waschmittel" Rate bestimmt.
Hinweis: Um die Zugabe von Substrate, Inhibitoren und Effektoren direkt in der Ablaufverfolgung zu kennzeichnen, klicken Sie auf die Schaltfläche "Add Event markieren" und geben Sie die entsprechende Bezeichnung Bezeichnung. Klicken Sie auf "OK", um fortzufahren. - Bestimmen Sie die Rate der Sauerstoffverbrauch manuell für 3 min nach dem Hinzufügen von 0,05 % (V/V) Waschmittel "nach Waschmittel" Preis zu geben. Klicken Sie auf "Aufnahme stoppen".
- Klicken Sie auf "Preise der Änderungstabelle". 2 Cursor werden als vertikale Linien auf dem Grafik-Bildschirm angezeigt. Klicken Sie und ziehen Sie das Paar der Rate Cursor an den gewünschten Positionen in der Ablaufverfolgung, die Rate-Intervall zu definieren. Bewegen Sie das Rate-Intervall entlang der Ablaufverfolgung mit dem linken Rate Cursor. Festlegen Sie das Rate-Intervall selbst mit dem richtigen Rhythmus-Cursor. Die monitoring-Software automatisch Sauerstoff zeichnet eine Linie Ausgleichsgerade zwischen den zwei Cursor während der Bewegung die Rate Intervall Cursor entlang der Spur.
- Sobald die gewünschte Rate Intervall und Position definiert wurde, geben Sie die Rate auf 1 der 2 Cursor in der Tabelle mit der rechten Maustaste, und wählen Sie "Rate zur Tabelle hinzufügen." Klicken Sie auf die Schaltfläche "Hinzufügen" bestätigen, um die Rate der Leitzins-Tabelle angezeigt.
- Berechnen Sie mitochondriale Integrität zu, indem man die Rate "vor dem Waschmittel" durch die "nach Waschmittel"-Rate, ausgedrückt als Prozentsatz, und subtrahieren sie von 100.
- Bestimmung der mitochondrialen Atmung
- Fügen Sie mit Kolben offen 970 µL Medium Luft gesättigt Atmung zu der Reaktionskammer hinzu. Fügen Sie 500 µM ATP und 30 µL isolierte Mitochondrien oder 150 µg Gesamt mitochondrialen Proteins mit einer Pipette mit einer geschnittenen Spitze auf das Medium der Atmung in der Reaktionskammer hinzu.
- Rühren Sie die mitochondriale Aussetzung kontinuierlich mit einem Magnetrührer bar (65 u/min) bei 25 ° C.
- Schließen Sie Kolben zu, klicken Sie auf "Start Recording" um Sauerstoffverbrauch aufzeichnen, und warten Sie 1-2 min für Sauerstoff-Verbrauch zu stabilisieren (wenn die Sauerstoff-Verbrauch-Ablaufverfolgung linear ist). Fügen Sie 5 mM Succinat. Die Rate der Sauerstoffverbrauch für ca. 2 min aufnehmen.
Hinweis: Um die Zugabe von Substrate, Inhibitoren und Effektoren direkt in der Ablaufverfolgung zu kennzeichnen, klicken Sie auf die Schaltfläche "Add Event markieren" und geben Sie die entsprechende Bezeichnung Bezeichnung. Klicken Sie auf "OK", um fortzufahren. - Fügen Sie 1 mM Adenosin diphosphat (ADP). Aufnahme der Sauerstoffverbrauch für 2 min weiter.
- Fügen Sie 1 mM NADH. Die Rate der Sauerstoffverbrauch für 4-8 min. aufzeichnen. Diese Rate ist die Kapazität der Atmung über Cytochrom-Oxidase.
- 1 mM Kaliumcyanid (KCN) (oder 2,5 µM Myxothiazol oder 5 µM Antimycin A) hemmen die Cytochrom c Weg, und weiter für ca. 2 min Sauerstoff-Verbrauch über die alternative Oxidase beobachten aufzeichnen.
- Fügen Sie 5 mM Dithiothreitol (DTT) und 10 mM Pyruvat, die alternative Oxidase vollständig zu aktivieren. Für ca. 5-7 min aufnehmen: Dies ist die Kapazität von der alternative Oxidase.
- Fügen Sie 500 µM n-Propyl Gallat (nPG) und für 2 min. aufzeichnen. Hierbei wird beurteilt Restsauerstoff-Verbrauch, die chemisch gehemmt werden kann nicht. Subtrahieren Sie diese Rate von den anderen Preisen aufgenommen, da es keine mitochondrialen Ursprungs sein dürfte. Sauerstoff-Verbrauch weiterhin auftritt nachdem Hemmung von Cytochrom c und AOX Weg (von KCN und nPG) sehr wahrscheinlich aus Peroxidasen als Verunreinigungen in den isolierten Mitochondrien9vorhanden ist.
- Klicken Sie auf "Aufnahme stoppen".
- Klicken Sie auf "Preise der Änderungstabelle" und geben Sie den Kurs in die Tabelle mit der rechten Maustaste auf eines der zwei Cursor, und wählen Sie "Rate zur Tabelle hinzufügen". Klicken Sie auf die Schaltfläche "Hinzufügen" bestätigen, um die Rate der Leitzins-Tabelle angezeigt.
Hinweis: Beim Hinzufügen von Effektoren in organischen Lösungsmitteln aufgelöst (zB., Antimycin A, nPG, Myxothiazol), die Kammer und die Kolben mit Ethanol gespült werden muss und dann Wasser um ordnungsgemäße Reinigung zu gewährleisten.
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Representative Results
Dieses Protokoll konnten wir verschiedene mitochondriale Proteine durch SDS-PAGE und Immunoblotting erkennen. Wie in Abbildung 3Adargestellt, ist das Protein isoliert vom Wasser Kultur Gewebe ausreichen, um ein schwaches Band (2 µg) zu erkennen. Signalintensität steigt proportional zu den Beträgen geladen. Für Mitochondrien isoliert von Gewebe gewachsen auf Tellern (Abb. 3 b), die Reaktion auf hohe Lichtstress kann Behandlung in verschiedenen Genotypen von Immunodetection mit alternative Oxidase Antikörper analysiert werden.
Die Unversehrtheit der Mitochondrien, Cytochrom c Weg Aktivität und alternativen Wegs kann mit frisch isolierte mitochondriale Proben gemessen werden. Mitochondriale Integrität ist gut erhalten, während des Verfahrens beschrieben Isolierung (Abb. 4A). Isolierte Mitochondrien verschiedene Substrate, Inhibitoren und Effektoren hinzufügen, Sauerstoff-Verbrauch durch die Cytochrom c Weg und alternative Oxidase Weg beeinflusst wird (Abbildung 4 b).
Abbildung 1: Setup für die Vorbereitung der Gradienten. Links: Zentrifuge Rohre (50 mL) mit einem leichten Winkel auf Eis gelegt mit PVC peristaltischen Schläuche Steckdosen mit Klebeband an der Innenseite der Rohre; Mitte: Peristaltische Pumpe; Rechts: Farbverlauf Aufschrauben auf einen Magnetrührer mit den schweren Verlauf (Innenraum) und leichte Steigung (Außenkammer) Lösungen. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 2: Reinigung der Mitochondrien von Arabidopsis schießt mit einer kontinuierlichen 0 - 4,4 % (w/V) PVP/28% kolloidales Dichtegradient. Das dunkle grüne Band ist die Thylakoids und andere Verunreinigungen wie im oberen Teil der Steigungen Lösungen angegeben. Mitochondriale Bruchteil erschien als weiß-grünlich Band näher an der Unterseite des Rohres. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3: Trennung der mitochondrialen Proteine durch SDS-PAGE und Immunodetection mit spezifischen Antikörpern. (A) Mitochondrien isoliert von zwei-Woche-alten Wasser kultiviert Arabidopsis Thaliana wild geben (Columbia-0, Col-0) Pflanzen wurden ausgesetzt, SDS-PAGE und sondiert mit Antikörpern gegen NADH: Ubichinon Oxidoreductase Untereinheit S4 (erhoben Ndufs4, At5g67590). Molekulargewicht ungefärbten Marker auf der äußeren Spur des Gels geladen wurden und die Größe der zehn repräsentative Bands sind in Kilo-Dalton (kDa) angegeben. Die scheinbare molekulare Masse des Ndufs4 Proteins erkannt ist 18 kDa. Bezogen auf den Wert von 2 µg Gesamt-Protein, Protein Fülle zeigt. (B) zwei Wochen alte Sämlinge angebaut am Gamborg B5 Medien mit 3 % (w/V) Saccharose und 0,8 % Agar (w/V) 750-µE m-2 s-1 ausgesetzt waren (HL) zu markieren und nach 6 Uhr geerntet Mitochondrien wurden gereinigt und der mitochondrialen Proteine wurden getrennt durch SDS-PAGE und sondiert mit Antikörpern gegen alternative Oxidase (AOX) erhoben. Das Vorhandensein eines Immunodetectable AOX-Proteins mit einer scheinbaren molekulare Masse von 34 kDa wird angezeigt. Protein-Fülle wird im Verhältnis zum Wert des Steuerelements (2 µg) angezeigt. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4: Repräsentative Spuren der O2 -Verbrauch von isolierten Pflanzen Mitochondrien. (A) Mitochondrien von Arabidopsis Thaliana Wildtyp Pflanzen (Col-0) isoliert, wie oben beschrieben für die äußere Membran Integrität vor Sauerstoff Messungen analysiert wurden. 30 µL isolierte Mitochondrien (150 µg mitochondriale Gesamtprotein) dienten. Mitochondriale Integrität wurde als 90 % bestimmt, wie oben beschrieben. (B) Sauerstoff Verbrauch Messungen durchgeführt wurden mit 30 µL isolierte Mitochondrien (150 µg mitochondriale Gesamtprotein) von Arabidopsis Thaliana Wildtyp Pflanzen. Insgesamt mitochondriale Atmung und der AOX-Weg wurden bestimmt. Aus diesen Daten kann Sauerstoff-Verbrauch durch die Cytochrom c Weg und AOX Weg bestimmt werden. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
| Schleifen von medium | |
| Chemische | Konzentration |
| Saccharose | 0,3 M |
| Tetrasodium Pyrophosphat (Na4P2O7 · 10 H2O) | 25 mM |
| EDTA Binatrium Salz | 2 mM |
| Kalium Phosphat monobasic (KH2PO4) | 10 mM |
| Polyvinylpyrrolidon (PVP40) | 1 % (w/V) |
| Rinderserumalbumin (BSA) | 1 % (w/V) |
| Deionisiertes Wasser | |
| Anpassen der pH-Wert auf 7,5 (mit HCl) | |
| Hinweis: für 300 mL Schleif-Mittel, 1,06 g Natrium Ascorbat (Endkonzentration: 17,84 mM) und 0,74 g Cystein (Endkonzentration: 20,36 mM) nur vor dem Gebrauch hinzugefügt werden. PH-Wert nach Zugabe zu überprüfen und auf 7,5 mit 1 M NaOH bei Bedarf anpassen. | |
| 2 X waschen Puffer | |
| Chemische | Konzentration |
| Saccharose | 0,6 M |
| TES | 20 mM |
| Rinderserumalbumin (BSA) | 0,2 % (w/V) |
| Deionisiertes Wasser | |
| Anpassen der pH-Wert auf 7,5 (mit NaOH) | |
| Farbverläufe | |
| Schweren Verlauf Lösung (4,4 % (w/V) PVP) | 2 gradient Röhren |
| 2 X waschen Puffer | 17,5 mL |
| Colloidial Dichtegradient | 9,8 mL |
| PVP-40 (20 % (w/V)) | 7,7 mL |
| Leichte Steigung Lösung (0 % (w/V) PVP) | 2 gradient Röhren |
| 2 X waschen Puffer | 17,5 mL |
| Colloidial Dichtegradient | 9,8 mL |
| Deionisiertes Wasser | 7,7 mL |
Tabelle 1: Zusammensetzung der Puffer und Steigungen für Mitochondrien Isolierung verwendet.
| Abkürzung | Konzentration der Stammlösungen | Lagerung | Endkonzentration | Volumen für 1 ml Reaktion hinzugefügt | |
| Substrate | |||||
| Cytochrom c | CYT c | 2,5 mM (H2O) | -20 ° C | 25 ΜM | 10 μl |
| NADH | NADH | 0,1 M (H2O) | -20 ° C | 1 mM | 10 μl |
| Succinat | Succ | 500 mM (in H2O) | -20 ° C | 5 mM | 10 μl |
| Inhibitoren | |||||
| Antimycin A | AA | 1 mM (in EtOH) | -20 ° C | 5 ΜM | 5 μl |
| Cyanid | KCN | 100 mM (H2O) | 4 ° C | 1 mM | 10 μl |
| Myxothiazol | Myxo | 500 μM (in EtOH) | -20 ° C | 2,5 ΜM | 5 μl |
| n-Propyl Gallat | nPG | 100 mM (EtOH) | -20 ° C | 500 ΜM | 5 μl |
| Effektoren | |||||
| ADP | ADP | 100 mM (H2O) | -20 ° C | 1 mM | 10 μl |
| Ascorbat | ASC | 500 mM (in H2O) | Am Tag der Verwendung frisch machen | 10 mM | 20 μl |
| ATP | ATP | 100 mM (H2O) | -20 ° C | 500 ΜM | 5 μl |
| Dithiotreitol | DVB-T | 1 M (in H2O) | Am Tag der Verwendung frisch machen | 10 mM | 10 μl |
| Pyruvat | Pyr | 1 M (in H2O) | -20 ° C | 10 mM | 10 μl |
| Waschmittel | 10 % (V/V) (H2O) | 4 ° C | 0,05 % (V/V) | 5 μl | |
Tabelle 2: Liste der Substrate, Inhibitoren und Effektoren für Sauerstoff Verbrauch Messungen verwendet.
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Discussion
In der Regel verlässt Isolation von Mitochondrien aus Arabidopsis Renditen bis 3 mg der Mitochondrien von ca. 80-100 3 - 4 - Wochen alten Pflanzen, obwohl Renditen von mehr als 5 mg oft mit gründlichen Schleifen erreicht werden können. Der Ertrag variiert je nach Wachstumsbedingungen und sinkt dramatisch, als Senesce, verlässt obwohl Mitochondrien Struktur scheint während der Seneszenz9gut gepflegt werden. Eines der wichtigsten Features, einen guten Ertrag zu erhalten ist die Methode des Schleifens zur lyse der Zellen Mitochondrien zu lösen. Während eine Reihe von mechanischen Schleifen Apparat käuflich erworben werden, erzielt für Arabidopsis Schleifen in einem Mörser und Stößel konstant gute Ergebnisse in Bezug auf Ertrag, da es die Zellen mit wenig Schaden zu Organellen lyses. Während mechanische Mühlen schnell sind, sie erfordern Optimierung und die Höhe der Schleifen erforderlich kann variieren je nach Gewebe. Mit einem Mörser und Stößel, es oft bequemer und effizienter, wenn das Gewebe geschnitten wird oder Schnitt mit einem Messer oder einer Schere vor dem Schleifen. Wie beschrieben, alle Schritte bei 4 ° C durchgeführt werden müssen und die ganze Prozedur vom Ende des Schleifens zur Erlangung eines gewaschenen Pellets der gereinigten Mitochondrien dauert ca. 4 h. Da Spuren von Reinigungsmitteln oder anderen Reagenzien auf Röhren oder Farbverlauf Ausgießer Ertrag drastisch reduzieren können, sind alle Komponenten, die in diesen Verfahren verwendet ohne Waschmittel gewaschen und nicht in anderen Verfahren verwendet. Zu guter Letzt ist es wichtig, dass die Mitochondrien ausreichend, von den anderen Fraktionen auf der Steigung getrennt sind, die es ihnen ermöglichen, abnehmbar und waschbar. Wenn auch sie im unteren Bereich der Röhre sind, bedeutet dies, dass die Mischung von leichten und schweren Lösungen angepasst werden, um die schweren Lösung vor der Mischung gießen kann muss. Umgekehrt, wenn die Band diffuser erscheint und hoch in der Röhre, Mischen muss ein wenig früher eintreten.
Die hier beschriebene Methode kann leicht zur Isolation von Mitochondrien von Arabidopsis Blume und Wurzel Gewebe11,12verwendet werden. Aus Wurzeln ist es sinnvoll in Hydrokultur wachsen und benötigen 100 g Frischgewicht, 2 mg Mittel der Mitochondrien zu erhalten. Zum Schleifen von Wurzeln sollte in kleine Stücke vor dem Schleifen in einem Mörser und Stößel geschnitten werden, und Erhöhung der Erträge erzielt werden, durch Nachschleifen der Wurzel Gewebe, entweder in einem Mörser und Stößel oder in einen Mixer geben. Für florale Gewebe wo mitochondriale Funktion ist oft verstärkte13, Schleifen mit einem Mörser und Pistill funktioniert gut, aber die begrenzte Menge an Material bedeutet, muss eine große Menge an Pflanzen angebaut werden, um Gewebe zu ernten. Mitochondrien sind aus einer Vielzahl von Arabidopsis Organe mit ähnlichen Methoden oder geringfügige Änderungen14,15 und von Reis (Oryza Sativa)16isoliert gewesen.
Die Einschränkungen des oben beschriebenen Verfahrens sind (i) die großen Mengen an Samen für die mitochondriale Isolierung Ii) nur bestimmte Gewebe aus Arabidopsis und Reis in diesem Isolationsmethode Iii) kleine Mengen von verschiedenen Schadstoffen (z. B. angewendet peroxisomale Proteine) gab es noch in den gereinigten Mitochondrien. Mitochondrien, die unter Verwendung der oben beschriebenen Methoden eignen sich für eine Vielzahl von Studien, von Sauerstoff Aufnahme Studien bis hin zu quantitativen Massenspektrometrie Analysen der Protein-Fülle. Gradient gereinigte Mitochondrien enthalten noch kleine Mengen von verschiedenen Verunreinigungen, z. B. peroxisomale Proteine3. Ein Vergleich mit definierten Organellen Listen kann verwendet werden, um Veränderungen der mitochondrialen Proteine bestimmen, solange die Menge der Verunreinigungen durch nicht-mitochondrialen Proteine klein ist (< 10 %) und ähnliche Proben verglichen werden, so dass die Art und den Grad der nicht-mitochondrialen Proteine ist ähnlich. Analysen der Protein Fülle von SDS-PAGE oder andere Gel-basierte Ansätze können mit relativ geringen Mengen an Mitochondrien (2-20 µg), verwenden unterschiedliche Mengen an Mitochondrien um zu überprüfen, die Linearität der Erkennung von Antikörpern (Abbildung 3) durchgeführt werden. Während porin (Spannung abhängigen Anion Channel (VDAC)) oft als Steuerelement laden zur Quantifizierung verwendet wird, kann nach unserer Erfahrung die relativ große Fülle dieses Proteins bedeuten, dass die Antwort ist oft nicht linear, wenn große Mengen an Protein auf das Gel geladen werden , so Linearität der Antikörper-Reaktion immer überprüft werden, sollte wenn solche laden-Steuerelemente verwenden. Die Bedeutung dieses Ansatzes der Isolierung der Mitochondrien ist, dass im Gegensatz zu Steigungen, die Saccharose als Material zu verwenden, um die Dichtegradienten bilden, kolloidale Dichtegradienten nicht osmotische Anpassung der gereinigten Mitochondrien benötigen wie mit erforderlich ist Saccharose. Dies bedeutet, dass es weniger Chancen der Brechung der gereinigten Mitochondrien und nach dem Waschen das kolloidale Dichte Material entfernen, sie können direkt in eine Vielzahl von Tests oder Anwendungen verwendet werden.
Gewebe Flecken, wo ganze Blatt oder Gewebe-Extrakte mitochondrialen Proteine erkannt werden, sind ein attraktiver Ansatz zur Messung der mitochondrialen Proteine in diesem Gewebe. Angesichts des allgemein geringen Volumens der Mitochondrien im Vergleich zu anderen Organellen, extrahiert die Erkennung des mitochondrialen Proteins auf das ganze Gewebe muss mit einer gewissen Vorsicht interpretiert werden, mitochondrialen Proteins über Erkennung in solche Ansätze auch sein mag. Sorgfältige Kontrollen, wo gereinigte Mitochondrien zusammen mit Gewebe-Extrakte damit identische Migration und Linearität der Erkennung electrophoresed sind, müssen durchgeführt werden, um Vertrauen in solche Ansätze haben.
Mit Hilfe einer Sauerstoffelektrode Clark-Typ können Änderungen in der Sauerstoff-Partialdruck einer Lösung gemessen werden. Die eigentliche Elektrode besteht aus einer Platin Kathoden und eine Silberanode, die durch eine KCl-Brücke verbunden sind und ein Elektrolyt befeuchtete Papier (Zigarette) und eine Sauerstoff-durchlässige Membran (Polytetrafluorethylen Membran) gedeckt. Eine Spannung von 600-700 mV führt zur Reduktion von Sauerstoff, so dass eine lineare Beziehung zwischen Sauerstoff-Konzentration und Spannung. Sauerstoff-Elektroden sind im Handel von verschiedenen Herstellern erhältlich. Jedes Unternehmen haben eigene Anweisungen in Bezug auf die Montage und Einrichtung von der Sauerstoff-Elektrode. Müssen jedoch in der Regel die Silberanode und Platin Kathoden der Elektrode Scheibe mit Hilfe einer Elektrode reinigen Kit oder einem Radiergummi-Stift vor der Montage gereinigt werden. Es ist darauf zu achten, dass während der Montage (z. B. zwischen der Polytetrafluorethylen Membran und das Zigarettenpapier) keine Luftblasen bilden. Nach der Montage muss die Elektrode-Festplatte an die Kammer mit der Platin Kathode nach oben an der Basis der Reaktionskammer befestigt werden. Die Kammer selbst ist umgeben von einem Wassermantel Temperaturregelung zu gewährleisten. Es ist äußerst wichtig, dass der Saal ist immer voll verlassen des Wassers, da die Membran austrocknen und sonst zu knacken. Ebenso muss die Membran von Pipetten oder Spritzen nicht berührt werden, beim Hinzufügen von Verbindungen zu der Kammer, um Risse zu vermeiden.
Vor der Test sollte die Atmung-Medium auf die gleiche Temperatur wie der Assay-Kammer erwärmt werden (in den meisten Fällen 25 ° C) und die Membran darf in Atmung Puffer für ein paar Minuten equilibrate. Nach dem Schließen des Kolbens für Sauerstoffverbrauch Proben, sollte die Zugabe von Effektor Moleküle mit nicht-Einweg Mikroliter Spritzen (z.B. Mikro Spritzen) oder Einweg-Gel laden Pipettenspitzen durchgeführt werden. Wenn Mikro Spritzen verwenden, muss es sichergestellt werden, dass die Spritze mit 100 % Ethanol und Wasser zwischen Ergänzungen zur Vermeidung einer Kontamination Stammlösungen gründlich gespült wird. Dies gilt auch für das Waschen der Kammer zwischen den Messungen. Die meisten Reagenzien in Sauerstoff-Verbrauch-Assays sind in Wasser löslich und können leicht durch mehrere Spülung mit Wasser (ca. fünf Mal) zwischen den Messungen entfernt werden. Einige Chemikalien verwendet für Assays sind jedoch nur löslich in organischen Lösungsmitteln wie Antimycin A, Myxothiazol und nPG. Daher muss die Kammer mit einem organischen Lösungsmittel (50 % (V/V) Ethanol) gespült werden zwischen Assays, Restspuren dieser Moleküle, und dann mit Wasser (ca. fünf Mal) zu entfernen, um Rückstände zu erschöpfen.
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Disclosures
Die Autoren erklären keinen Interessenskonflikt.
Acknowledgments
Diese Studie wurde unterstützt durch eine australische Forschung Rat Centre of Excellence in Anlage Energie Biologie CE140100008, eine australische Rat Zukunft Forschungsstipendium (FT130100112), MWM und ein Feodor-Lynen-Forschungsstipendium (Alexander von Humboldt Stiftung, Deutschland), JS.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| ADP | Sigma-Aldrich | A2754 | Chemical |
| Antimycin A | Sigma-Aldrich | A8674 | Chemical, dissolve in ethanol |
| AOX antibody | from Tom Elthon | Elthon et al., 1989 | |
| Ascorbate | Sigma-Aldrich | A0157 | Ascorbate Oxidase from Cucurbita sp. |
| ATP | Sigma-Aldrich | A26209 | Chemical |
| Bovine serum albumin (BSA) | Bovogen | BSAS 1.0 | Chemical |
| Clarity western ECL substrate | Bio-Rad Laboratories | 1705061 | Chemical |
| Criterion Stain-Free Precast Gels 8-16% 18 Wells | Bio-Rad Laboratories | 5678104 | Chemical |
| Cyanide | Sigma-Aldrich | 60178 | Chemical |
| Cytochrome c | Sigma-Aldrich | C3131 | Chemical |
| Difco Agar, granulated | BD Biosciences | 214530 | Chemical |
| Dithiotreitol | Sigma-Aldrich | D0632 | Chemical |
| EDTA disodium salt | Sigma-Aldrich | E5134 | Chemical |
| Gamborg B-5 Basal Medium | Austratec | G398-100L | Chemical |
| Gamborg Vitamin Solution (1000x) | Austratec | G219-100ML | Chemical |
| Goat Anti-Mouse IgG (H + L)-HRP Conjugate | Bio-Rad Laboratories | 1706516-2ml | Chemical |
| Goat Anti-Rabbit IgG (H + L)-HRP Conjugate | Bio-Rad Laboratories | 1706515-2ml | Chemical |
| L-Cysteine | Sigma | C7352-100G | Chemical |
| Magnesium sulfate | Sigma-Aldrich | 230391 | Chemical |
| Murashige & Skoog Basal Salt Mixture (MS) | Austratec | M524-100L | Chemical |
| Myxothiazol | Sigma-Aldrich | T5580 | Chemical, dissolve in ethanol |
| NADH | Sigma-Aldrich | N8129 | Chemical |
| Ndufs4 antibody | from Etienne Meyer | Meyer et al., 2009 | |
| n-Propyl gallate | Sigma-Aldrich | P3130 | Chemical, dissolve in ethanol |
| Percoll | GE Healthcare | 17-0891-01 | Chemical, colloidal density gradient |
| Polyvinylpyrrolidone (PVP40) | Sigma-Aldrich | PVP40 | Chemical |
| Potassium cyanide | Sigma-Aldrich | 60178 | Chemical |
| Potassium phosphate monobasic (KH2PO4) | Sigma-Aldrich | P5655 | Chemical |
| Pyruvate | Sigma-Aldrich | P2256 | Chemical |
| Sodium chloride | Chem-Supply | SA046 | Chemical |
| Sodium dithionite | Sigma-Aldrich | 157953 | Chemical |
| Sodium L-ascorbate | Sigma | A4034-100G | Chemical |
| Succinate | Sigma-Aldrich | S2378 | Chemical |
| Sucrose | Chem-Supply | SA030 | Chemical |
| TES | Sigma-Aldrich | T1375 | Chemical |
| Tetrasodium pyrophosphate (Na4P2O7 · 10H2O) | Sigma-Aldrich | 221368 | Chemical |
| Trans-Blot Turbo RTA Midi Nitrocellulose Transfer Kit | Bio-Rad Laboratories | 1704271 | Chemical |
| Triton-X 100 | Sigma-Aldrich | X100 | Chemical, detergent |
| Western Blocking Reagent | Sigma | 11921681001 | Chemical |
| Balance | Mettler Toledo | XS204 | Equipment |
| Beakers | Isolab | 50 mL | |
| Centrifuge | Beckman Coulter | Avanti J-26XP | Equipment |
| Centrifuge tubes | Nalgene | 3117-9500 | Equipment |
| Circulator | Julabo | 1124971 | Attached to oxygen electrode chamber |
| Conical flask | Isolab | 500 mL | |
| Dropper | 3 mL | ||
| Fixed angle rotor | Beckman Coulter | JA25.5 | Equipment |
| Funnel | Per Alimenti | 14 cm | For filtering |
| Gradient pourer | Bio-Rad | 165-4120 | For preparation of gradients |
| Magnetic Stirrer ATE | VELP Scientifica | F20300165 | Equipment |
| Miracloth | VWR | EM475855-1R | Filtration material |
| Mortar and pestle | Jamie Oliver | Granite, 6 Inch | Equipment |
| O2view | Hansatech Instruments | Oxygen monitoring software | |
| Oxygraph Plus System | Hansatech Instruments | 1187253 | Clark-type oxygen electrode |
| Paintbrush | Artist first choice | 1008R-12 | |
| Parafilm | Bemis | PM-996 | plastic paraffin film |
| Peristaltic pump | Gilson | F155001 | For preparation of gradients |
| PVC peristaltic tubing | Gilson | F117930 | For preparation of gradients |
| Water bath | VELP Scientifica | OCB | Equipment |
References
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