Porcina como un módulo de capacitación para la reconstrucción Microvascular de cabeza y cuello

Resumen

Aquí presentamos un protocolo para el uso de la aleta de perforador de la arteria epigástrica superior de cerdo como un módulo de aprendizaje para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello.

Resumen

Modelos vivos que se asemejan a las condiciones quirúrgicas de los seres humanos son necesarios para la formación libre-aleta cosecha y anastomosis. Modelos animales para propósitos de capacitación han estado disponibles por años en muchos campos quirúrgicos. Utilizamos la hembra (porque son fáciles de manejar para el procedimiento) Yorkshire cerdos para la reconstrucción de cabeza y cuello por la recolección de los colgajos de perforantes de la arteria epigástrica inferior profunda o la aleta del perforador de la arteria epigástrica superior. El sitio de anastomosis (defecto de la piel del cuello o defecto de la pared traqueal) fue preparado a través de la disección de la arteria carótida común y la vena yugular interna, en que 3,5 × aumento Lupa fue utilizada para la anastomosis como utilizamos en casos humanos en la vida real. Este procedimiento muestra un nuevo método de entrenamiento usando un modelo de aprendizaje confiable y proporciona una detallada anatomía en un escenario vivo. Nos centramos en el tiempo de isquemia, cosecha, anastomosis de vasos y el diseño de la aleta para caber el sitio del defecto. Este modelo mejora el manejo de tejido y con el uso de instrumentos apropiados puede repetirse muchas veces para que el cirujano es plena confianza antes de iniciar la cirugía en seres humanos.

Introducción

Reconstrucción después de la cirugía para las enfermedades malignas de cabeza y cuello es un procedimiento difícil, asociado con una morbilidad significativa. Reconstrucción microvascular de la libre-aleta se ha establecido así como el acercamiento estándar a la reconstrucción de más de 20 años^1,2,3. Transferencia de la aleta libre juega un papel importante en la mejora de la gestión de cabeza y cuello en pacientes con cáncer y lesiones poste-traumáticas tal modo empujando los límites de la supresión quirúrgica de la enfermedad más allá de las técnicas anteriores, resultando en mayor paciente calidad de vida y supervivencia más precios^1,2,3. El varios colgajos para la reconstrucción incluyen rotación, injerto y libre de las aletas.

Se ha ampliado el papel de los colgajos libres en la reconstrucción de cabeza y cuello. Es la aleta más difícil para trabajar, que requieren manejo especializado y delicado. Fallo del colgajo es un evento catastrófico, con una morbilidad significativa^4,5. Por lo tanto, tiempo de entrenamiento considerable es necesaria para desarrollar la precisión necesaria para el éxito de los resultados quirúrgicos^{3,4,5,6,7,8, 9}. La curva de aprendizaje asociada a dicha cirugía puede influir en el resultado para los pacientes y afectan tratamiento gestión^{3,4,5,6,7, 8,9}. Para reducir el tiempo de entrenamiento y aprendizaje para los cirujanos nuevo, un modelo de formación es necesario que imita la biología humana y brinda campo quirúrgico similar condiciones⁸.

El objetivo de este estudio es mostrar la visibilidad de porcino como un módulo de buen entrenamiento para la reconstrucción microvascular de cabeza y cuello que se asemeja el caso humano con habilidades mejoradas de manera activa.

Este estudio investigó el uso de un modelo porcino para suplen de nuevos compañeros de entrenamiento en la cabeza y el cuello reconstrucción microvascular para la transferencia de la libre-aleta proporcionar un rentable y menos estresante para el entrenamiento de campo clínico con confiablemente similares características para los procedimientos de la libre-aleta. Cerdos se han utilizado para muchos estudios y como modelos para varias reconstrucciones quirúrgicas, por ejemplo, reconstrucción de la mama; ⁵ sin embargo, los cerdos nunca han sido utilizados para reconstrucción de cabeza y cuello excepto en nuestro estudio para la reconstrucción traqueal debido a estenosis traqueal¹⁰.

La idea nació después de Frederic Bodin⁷, que describen la aleta similar para la reconstrucción de la mama. La ventaja principal para el estudio sobre el otro módulo de formación microvascular es el módulo livening activo con un resultado real inmediato del procedimiento.

Protocolo

Este estudio fue dirigido y aprobado por el Departamento de laboratorio Animal recursos, Yonsei Instituto de investigaciones biomédicas, Universidad de Yonsei University College of Medicine, acreditado por la Asociación para la evaluación y acreditación de laboratorio Animal Care Internacional. Este estudio siguió las directrices para el cuidado y uso de animales de laboratorio del Instituto de laboratorio Animal recursos Comisión en Consejo Nacional de investigaciones de Ciencias de la vida. Todos los cerdos se aclimataron durante una semana antes de la operación.

1. preparación

1. Mantenga los cerdos sin alimento por más de 12 h antes de anestesia general con acceso gratuito al agua.
   Nota: Seis cerdos Yorkshire hembra se utilizaron 25 – 30 kg de peso.
2. Use una aguja de calibre 16 de 1 cm de longitud para inyectar por vía intramuscular alfaxan (1 mg/kg) y xilacina (2 mg/kg) azaperone (2 mg/kg) detrás y debajo de la oreja para iniciar la anestesia.
3. Afeitado la línea media anterior del cuello y la pared abdominal del cerdo con una afeitadora de eliminación de cabello quirúrgica.
4. Asegurar una vía intravenosa (IV) a través de la vena central o marginal de la oreja en el lado posterior de la aurícula con una aguja de 22 G. Inyectan ketorolaco (1 mg/kg) a través de una línea IV.
5. Entonces inyectar atropina (0,04 mg/kg) por vía intramuscular como se describe en 1.2. Inyectar por vía intramuscular como se describe en 1.2 cefazolina (30 mg/kg).
6. Poner el cerdo acostado en posición supina sobre la mesa de quirófano.
7. Permitir que el cerdo a la respiración 2 L de oxígeno con el 5% de isoflurano mediante anestesia porcina máscara espontáneamente.
8. Exponer las cuerdas vocales por la boca mediante el uso de un laringoscopio y rociar con dos soplos de la solución tópica de lidocaína 2% para prevenir el Laringoespasmo inducido por intubación.
9. Intubar con un tubo de 6.5 mm, inflar el manguito del tubo con 3-5 mL de aire con una jeringa sin aguja que se le atribuye.
   Nota: Realice capnometría para asegurar que el tubo traqueal, que es una parte de la máquina de anestesia, es en la posición correcta y hay CO₂ a la máquina como una indicación de oxigenación adecuada.
10. Mantener la anestesia después de la intubación con 2% de isoflurano.
11. Use el ungüento veterinario en ojos de cerdo y cerrar con un remiendo del ojo cubierta.

2. procedimiento: Sitio de recepción

1. Desinfectar el cuello y la pared abdominal con el scrub base de yodo solución 1%.
2. Iniciar una incisión vertical línea media del cuello anterior utilizando lámina Nº 23 hasta el esternón.
3. Diseccionar los músculos de la correa y se retraen lateralmente con Kelly tejido scissor y retractor de Lahey.
4. Exponer la tráquea desde el primer anillo a la entrada torácica.
5. Luego, exponer la arteria carótida común y la vena yugular interna para la anastomosis.
6. Crear una ventana en el segundo o tercer cartílago traqueal, ~ 1 cm de ancho con hoja nº 11.
7. Busca el tubo endotraqueal a través del defecto traqueal creado y asegúrese de que la aireación a través del tubo se continúa utilizando el ventilador sin fugas.

3. procedimiento: Aleta sitio

Nota: La arteria epigástrica superior perforador (SEAP) aleta la cosecha puede realizarse, según el método descrito por Frederic Bodin⁷.

1. Diseño de un colgajo en la parte superior del abdomen por un rotulador quirúrgico (figura 1A).
2. Crear una incisión cutánea elíptica 4 x 3 cm con un bisturí Nº 23 a la vaina anterior de la pared abdominal en el lado medial del colgajo dibujado (figura 1B).
3. Elevar la vaina (cáscara) de la aleta del músculo de los Abdominis del músculo recto en busca de los perforadores que la aleta de la piel manteniendo la fascia por el allis.
4. Realizar la disección intramuscular y seguir los perforadores a los vasos epigástricos superiores (figura 1B)
5. Ahora realizar la incisión en la piel lateral en la solapa diseño (figura 1A) con un bisturí Nº 23 (figura 1)
6. Abrazadera superior de los vasos epigástricos superiores y venas comitantes con la pinza hemostática y Kelly tejido tijeras para cortar por debajo de la pinza hemostática y ligar el vaso encima de la pinza de sutura 3-0. Luego retire la pinza.

4. anastomosis y cierre

1. Poner en una lupa quirúrgica.
2. Abrazadera de la arteria carótida con dos pinzas hemostáticas de 1-2 cm de distancia entre ellos.
3. Uso micro-tijeras para cortar entre la arteria carótida y atar la parte superior de doble sutura aseguran de que no hay supuración.
4. Utilice la abrazadera doble sin marco entre la arteria carótida y la arteria del colgajo.
5. Iniciar anastomosis mediante 10-0 sutura simple espesor total interpretado.
6. La primera estancia dos suturas separadas en la circunferencia de la nave y luego entre lugar 2-3 puntadas aproximadamente 120 grados.
7. Suelte la abrazadera. Si hay sangre rezuma hace la sutura similar en el sitio supurando.
8. Buscar el reflujo venoso de venas comitantes.
9. Realizar anastomosis como se describe en el paso 4.1 a 4.7 para la vena yugular interna y venas comitantes (figura 1).
10. Use un tamaño de aguja de jeringa 18 para pinchar la piel para asegurar la viabilidad de la aleta al ver una gota de sangre.
11. Cierre la ventana traqueal y la sutura con fascia del músculo de la SEAP colgajo con sutura 3-0.
12. Exteriorizar y sutura de una pala de piel de la aleta de la SEAP para la incisión en la piel de la línea media cervical (figura 2A).
13. Cerrar la incisión de la piel del abdomen (figura 2B).

5. postoperatorio cuidado

1. Regresar el cerdo en la posición propensa.
2. Deje el isoflurano y retirar el cerdo del ventilador.
3. Permitir que el cerdo recuperar en la jaula del animal y vigilar de cerca para asegurar su recuperación suave del procedimiento.
4. Busque la aleta en el sitio de la reconstrucción después de la cura (figura 2).
5. Buscar en el sitio donante en el animal después de la cura (Figura 2D).
6. Iniciar lactato de Ringer a razón de 150 mL/h hasta recuperación completa y administrar 0.3 mg buprenorfina para la analgesia.
7. Después de la extubación, monitorear el cerdo estrechamente hasta que recuperó la conciencia suficiente para mantener la posición y la respiración y es capaz de beber espontáneamente.
8. Mantenga los cerdos después de la cirugía en lugar separado de animales no operados.
9. Inicio amoxicilina – clavulanato intramuscular (14 mg/kg) durante 1 semana.
10. Inicio Meloxicam intramuscular (0,2 mg/kg) durante 1 semana.

6. eutanasia

1. Inicio anestesia del cerdo mediante la inyección de propofol por i.v. (5-10 mL) y mantener con isoflurano 5%.
2. Intubación del cerdo tal como se describe en el paso (1.1, 1.2, 1.6-1.10).
3. Inducir el paro cardíaco por la inyección intravenosa de 40 mmol de KCl.

Resultados

Realizamos el procedimiento en seis cerdos: reconstrucción del defecto de piel cervical en dos cerdos, dos cerdos y libre de la aleta para probar dispositivos de anastomosis vascular en dos cerdos reconstrucción traqueal. Los cerdos fueron supervisados por 3 meses y no había ningún signo clínico de déficit neurológico.

El tiempo medio de isquemia fue de 50 minutos (rango, 35-80 min); el tiempo disminuido como el procedimiento se...

Discusión

Defectos y morbilidad significativa pueden ocurrir en cabeza y cuello a pacientes malignidad durante el tratamiento quirúrgico. Transferencia de tejido libre microvascular se ha convertido en esencial para la reconstrucción en la mayoría de los casos. La viabilidad de la aleta es una cuestión fundamental, que requiere estabilidad, precisa manipulación del pedículo, sensación táctil, habilidad visuoespacial y excelente flujo operativo del cirujano⁸. Para desarrollar estas habilidades, se necesita e...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Cerdos XP Bio, Seúl, Corea
Depilación Quirúrgica afeitadora	3M
Catéter de calibre 22	B.BRAUN
jeringa con aguja tamaño 18	Jung Rim Medical
Alfaxan Intramuscular	Careside		10ml/VAL
Intramuscularxylazine	Bayer
Azaperona intramuscular	Sigma-aldrich		34223
Atropina intramuscular	Daewon		0,5 mg/A
Cefazolina intramuscular	Yuhan		1 g
Ketorolaco intravenoso	Hana Pharm		30 mg
Mascarilla de anestesia porcina	DRE		1392
tubo de manguito endotraqueal 6,5 mm	SMITH medical		100/150/065
Máquina de anestesia	Drä ger		PRIMUS IE
2% lidocaína solución tópica	Taejoon
pomada veterinaria	Pfizer		terramicina
parche cubreojos	Innomed		S-universal010S
betadine solution 1%.	Corea Pharma
gasa 4 * 4	Primera hoja médica		22 * 30CM 320S
No. 23	Paragon		23
retractor lahey	V.Mueller		SU3960
tijeras de tejido Kelly	SOLCO		05-1990
hoja No. 11	Paragon		11
rotulador quirúrgico	Aspen Surgical		Regular #2750
allis	V.Mueller		SU4055
sutura de amarre	Covidein		sin aguja
3.5× lupa quirúrgica	zeiss		eyemag smart
doble abrazadera sin marco	V.Mueller		CH7155
microtijeras	AESCULAP		FD038R
Ringer's lactato	Daehan		500 ml / 1 bolsa
de amoxicilina – clavulanato	Ilsung		0,6 g/V
Meloxicam	Samil		7,5 mg
propofol	Dong Kook		120 mg/V
solución intravenosa de KCl	Daehan		20ml/50P
mosquito curvo	SOLCO		013-0111
mosquito recto	SOLCO		05-1050
etilona 10-0 sutura	ethicone		10/0W1756
Vicryl 3-0.	eticona		3/0W9890
buprenorfina	Hanlim		0.3mg