Artículo de método

Completa y parcial obstrucción aórtica para el tratamiento del choque hemorrágico en cerdos

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DOI:

10.3791/58284

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24 de agosto de 2018

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1Department of Surgery, University of Michigan, 2Hays Innovations

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Aquí, presentamos un protocolo de demostración de un modelo de shock hemorrágico en el cerdo que utiliza Oclusión aórtica como puente a la atención definitiva en trauma. Este modelo tiene aplicación en las pruebas de una amplia gama de estrategias terapéuticas quirúrgicas y farmacológicas.

Resumen

La hemorragia sigue siendo la principal causa de muerte evitable en trauma. Administración endovascular de la hemorragia del torso no compresible ha estado a la vanguardia de la atención de trauma en los últimos años. Desde completa Oclusión aórtica presenta serias preocupaciones, el concepto de Oclusión aórtica parcial ha adquirido una atención creciente. Aquí, presentamos un modelo animal grande del choque hemorrágico para investigar los efectos de un catéter de globo novela parcial oclusión y compararlo con un catéter que trabaja en los principios de Oclusión aórtica completa. Porcina es anestesiado y equipado para llevar a cabo el control de volumen fijo de hemorragia, y se monitorean los parámetros hemodinámicos y fisiológicos. Tras hemorragia, catéteres de oclusión con balón de contrapulsación se inserta e inflados en la aorta del supraceliac de 60 minutos, durante el cual los animales reciben resucitación de la sangre entera como 20% del volumen total de sangre (TBV). Después de desinflado del balón, los animales son supervisados en un entorno de cuidados críticos durante 4 h, durante la cual reciben reanimación con líquidos y vasopresores si es necesario. La oclusión parcial de balón de contrapulsación demostró mejor presiones arteriales media distales (mapas) durante el inflado del balón, disminuyó los marcadores de isquemia y disminución de la reanimación con líquidos y uso de vasopresor. Fisiología de cerdos las respuestas homeostáticas después de la hemorragia han sido bien documentadas y son como los de los seres humanos, una hemorrágica PORCINA choque modelo puede utilizarse para probar diversas estrategias de tratamiento. Además de tratar la hemorragia, catéteres de oclusión con balón de contrapulsación se han convertido en populares por su papel en paro cardiaco, cirugía cardiaca y vascular y otros procedimientos quirúrgicos electivos alto riesgo.

Introducción

La hemorragia sigue siendo la dominante causa de muertes evitables en pacientes sometidos a eventos traumáticos, representando el 90% de las muertes relacionadas con trauma en el ambiente militar y 40% de muertes postraumáticos en la población civil1, 2. aunque presión directa puede tratar hemorragia compresible, hemorragia no compresible torso sigue siendo difícil de tratar y puede ser letal sin control hemostático pronto. El enfoque histórico de resucitación toracotomía o laparotomía con pinzamiento aórtico ha demostrado para ser extremadamente invasor3,4. Esta intervención también requiere un algoritmo de selección complejas para determinar la candidatura de los pacientes que han sufrido insultos traumático5.

En los últimos años ha habido un resurgimiento del interés en un enfoque descrito anteriormente — obstrucción de balón de resucitación endovascular de la aorta (REBOA)6,7,8. Aunque REBOA ha conferido una ventajas de supervivencia a corto plazo en la hemorragia, una prolongada obstrucción completa de la aorta durante el inflado del balón plantea serias preocupaciones que incluyen isquemia de órganos irreversible9,10. En un intento por superar el esta morbosidad potencial, se están preparando estrategias alternativas endovasculares para manejar la hemorragia. Una estrategia de este tipo que ha visto una creciente atención es una oclusión parcial de la aorta11,12. La idea de la obstrucción parcial de balón de contrapulsación permite la perfusión vascular camas distal al sitio de oclusión, mapas aórticas proximal fisiológicas mejoradas y una reducción del afterload gradual después de la deflación del globo. Estos cambios en los parámetros son deseados modificaciones a las características fisiológicas de un animal sangrante. Antes de la traducción de este método a los seres humanos, completar y catéteres de oclusión con balón de contrapulsación parciales han sido muy probados en modelos porcinos de choque hemorrágico11,12,13.

Cerdos se han utilizado en estudios que implican shock hemorrágico durante muchos años. La mayor parte de la comprensión actual de la fisiopatología del choque hemorrágico se deriva de estudios que han utilizado modelos animales, como cerdos. Su fisiología y respuestas homeostáticas en el ajuste de depleción de volumen patológico siguiente especialmente los relativos a las respuestas cardiovascular y coagulación de la sangre hemorragia, ha sido bien documentadas y es como los de los seres humanos14. Porcina modelos de choque hemorrágico también proporcionan oportunidades para investigar estrategias de tratamiento para el shock hemorrágico y otras lesiones traumáticas.

En este estudio, demostramos un modelo clínico realista del choque hemorrágico en cerdos para evaluar estrategias de tratamiento endovascular, incluyendo obstrucción aórtica del globo completa y parcial. Presumimos que una obstrucción parcial de la aorta provoca un mejor fisiológica y Perfil de laboratorio en comparación con una obstrucción completa de la aorta en cerdos sometidos a una control hemorragia de volumen fijo.

El objetivo fue comparar los efectos fisiológicos de la Oclusión aórtica parcial y completo como un tratamiento para el shock hemorrágico en un modelo porcino. Oclusión aórtica parcial fue alcanzada usando una oclusión selectiva de balón de contrapulsación en catéter de trauma (SABOT) (figura 1). El catéter SABOT es un sistema de dos globos que permite el flujo de sangre intra-luminal, proporcionando así un flujo aórtico parcial a los lechos vasculares distales a la obstrucción. Obstrucción aórtica completa fue alcanzada usando un catéter de globo solo obstrucción aórtica (p. ej.,CODA) (figura 1). Grupos de tratamiento fueron asignados al azar para someterse a resucitación obstrucción aórtica con los completos o con los catéteres de oclusión con balón de contrapulsación parcial (n = 2/Grupo).

Los pasos principales del modelo incluyen la inducción de la anestesia y la intubación, el mantenimiento de la anestesia, instrumentación, 35% TBV hemorragia (20 min total; la mitad durante los primeros 7 minutos y medio sobre los 13 minutos restantes), obstrucción aórtica del globo y reanimación con sangre entera (60 minutos de oclusión, reanimación con sangre entera 20% durante los últimos 20 minutos de la oclusión), supervisión (240 min) con observación hemodinámica y la eutanasia con tejidos en cuidados críticos. Figura 2 muestra el modelo utilizado en este experimento.

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Protocolo

En investigaciones con animales, los investigadores se adhirieron a los reglamentos de la ley de Bienestar Animal y otras leyes federales relacionadas con animales y experimentos con animales y los principios establecen en la actual versión de la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio del Consejo de investigación nacional. Este protocolo de estudio fue aprobado por la Universidad de Michigan institucional Animal Care y el Comité uso (IACUC). Los experimentos se realizaron en cumplimiento de todas las normas y directrices en materia de bienestar animal en la investigación.

1. animal selección y aclimatación

  1. Mestizas de uso femenino Yorkshire-Landrace cerdos (n = 2/Grupo, rango de edad: 5-6 meses, gama del peso: 40-60 kg) para el experimento.
  2. Después de su llegada en las instalaciones, los animales individualmente en jaulas de la casa pero asegúrese de que existe una amplia interacción entre los animales en jaulas de vecinos.
  3. Casa de los animales durante al menos 5 d por lo que ellos están totalmente aclimatados antes de realizar el experimento. Durante este período, alimentar los animales con una dieta estándar y observar para comprobar que están en buen estado de salud.
  4. Mantener los animales de comer y beber después de la medianoche antes de la cirugía para evitar el riesgo de aspiración durante la intubación.

2. anestesia e intubación

  1. SEDAR el animal con 5 mg/kg tiletamina/zolazepam dado intramuscular (IM) en el músculo glúteo mientras el animal está en el área de la cubierta. Al mismo tiempo, dar atropina de 0,05 mg/kg IM como un agente anticolinérgico para reducir al mínimo las secreciones durante la intubación.
  2. El animal de la zona de vivienda a la sala de operaciones de transporte y coloque en la posición supina en una mesa de operaciones.
  3. Uso de isoflurano inhalado (2% - 5%) para inducir la anestesia. Utilizar oxígeno 21% (0,4 L/min) mezclado con aire (4 L/min) como los gases de la compañía para entregar el gas anestésico inhalado.
  4. Mientras que se está logrando la profundidad deseada de la anestesia, colocar 20 G periférica intravenosa (IV) catéter en la vena de la oreja para la administración IV de fluidos, medicamentos o anestesia, según sea necesario.
  5. Como el animal adquiere la profundidad deseada de la anestesia, suavemente Limpie toda la basura y desechos de los sitios operativos, incluyendo las regiones inguinales derecha e izquierdas, lados izquierdo y derecho del cuello y el abdomen. Utilice un cortapelos eléctrico para quitar todo el pelo de los sitios operativos. Evaluar la profundidad de la anestesia por las extremidades del animal se atore y observar su respuesta (falta de).
  6. Asegure el animal a la mesa de operaciones mediante el uso de cuerdas de algodón quirúrgico alrededor de cada extremidad, antes de la intubación.
  7. Use un trozo pequeño de cuerda de algodón quirúrgico para levantar la mandíbula y la lengua para abrir el orificio oral. Utilizar otro pedazo de cuerda de algodón para el maxilar superior hacia abajo. En el caso de la relajación de la mandíbula es insuficiente o las cuerdas vocales se contraen, aumenta el nivel de isoflurano brevemente y repita este paso.
  8. Use la mano no dominante para sostener el mango del laringoscopio convencional equipado con un 12 en hoja iluminada de Miller. Pase la punta de la hoja Miller a través de la orofaringe. Práctica de precaución para preservar los dientes y mucosa oral mientras que maniobrar la cuchilla en la cavidad bucal. Haga avanzar lentamente la punta de la cuchilla hasta la epiglotis puede ser claramente visualizada y avance más allá de la entrada laríngea. Usando la muñeca, levante la cuchilla, elevación de la epiglotis, que se obtiene una visión clara de la laringe.
  9. Lugar a 6.5 Fr o 7 Fr el tubo endotraqueal (ETT) con un estilete entre las cuerdas vocales en la tráquea. En caso de Laringoespasmo debido a irritación de la mucosa, aplicar lidocaína al 2% en las cuerdas vocales y el campo gloso epiglottic mediana y reevaluar.
  10. Retire el estilete antes de avanzar completamente el tubo en la tráquea mientras se mantiene un agarre firme en el tubo. Inflar el manguito del balón con 10-15 cm3 de aire para evitar cualquier fuga de aire alrededor de la bocamanga y la aspiración de contenido gástrico.
  11. Conecte la ETT al ventilador mecánico a través de un filtro de respiración (intercambiador de calor y humedad). Asegure la ETT por atar la cinta de algodón alrededor del hocico (maxilar).
  12. En el caso de una intubación fallida, deje el oxigeno animal y ventile brevemente antes de cualquier intento adicional.
  13. Asegurar la configuración de ventilador mecánico apropiado: una mezcla de 21% de oxígeno y de aire; un volumen corriente de 7 a 10 mL/kg de peso corporal; una frecuencia respiratoria de 10-15 respiraciones/min para mantener un fin-de marea pCO2 de 40 mmHg ± 2 mmHg.
  14. Colocar un oxímetro de pulso en la oreja, lengua o cola para medir la oxigenación de la sangre y ritmo cardíaco. Avanzar una sonda rectal a través del orificio anal para el monitoreo continuo de la temperatura.
    Nota: La temperatura del animal debe ser mantenido entre 38 ° C a 40 ° C usando una tabla de funcionamiento regulado de temperatura climatizada, estera de calor o manta.
  15. Uso de isoflurano (1-3%) para el mantenimiento de la anestesia durante el procedimiento. Durante este tiempo, evaluar la profundidad de la anestesia por la prueba de reflejos de dolor con una pizca de extremidades. Además, vigilar la frecuencia respiratoria en el ventilador para ver si coincide con la velocidad del ventilador programada.
    Nota: Respiración excesiva indica una inadecuada profundidad de la anestesia.

3. quirúrgico esterilización (preparación y drapeado)

  1. Preparar los sitios de incisión, así como una extensa área circundante para los procedimientos experimentales. Los sitios de incisión para el experimento son el abdomen, regiones inguinales bilaterales y cuello bilateral. Desinfectar los sitios operativos por modo de fregar con abundante povidona yodada durante 5 minutos.
  2. Use gasa seca y estéril para eliminar el jabón de povidona yodada de la piel.
  3. Coloque toallas quirúrgicas estériles alrededor de los sitios operativos para preservar los campos quirúrgicos estériles. Utilice fórceps de la toalla para sujetar las toallas en su lugar. Cubrir el animal con un paño estéril para evitar cualquier contaminación de los sitios quirúrgicos.

4. canulación

  1. Canulación de vena y arteria femoral
    Nota: Se realiza la canulación de la arteria femoral, arteria femoral izquierda y vena femoral izquierda. La arteria femoral derecha es canulada con una vaina de inserción de 14 Fr para la inserción de catéter balón oclusión. La arteria femoral izquierda es canulada usando un catéter de 5 Fr para el control de mapa distal. Un catéter Fr 8 se coloca en la vena femoral izquierda para la retirada de sangre y administración de fluidos. La técnica de Seldinger abierta se emplea para obtener acceso vascular para las cánulas15.
    1. Antes de hacer la incisión, evaluar la profundidad de la anestesia por pellizcar las extremidades del animal.
    2. Con un bisturí equipados con una cuchilla quirúrgica estéril número 10, hacer una incisión de 8 cm vertical en la derecha de la ingle 4 cm y 4 cm por debajo del pliegue inguinal derecha.
    3. Disecar a través del tejido subcutáneo y músculo y utilizar dos retractores de Carlos para obtener una exposición adecuada. Usar un retractor de ejército marina de guerra para retracción adicional si es necesario.
    4. Utilice pinzas de ángulo recto de Mixter y electrocauterización para disecar a través de los tejidos conectivos hasta que claramente se expone el paquete neurovascular.
    5. Disecar cuidadosamente la arteria. Preservar el nervio, que es la estructura más lateral.
    6. Disecar cuidadosamente la vena, que se encuentra más medial de la arteria.
    7. Hacerse con el control proximal y distal de la arteria con lazos de seda 2-0.
    8. Utilice una aguja angulada introductor de 20 G para pinchar la arteria. Asegurar una posición adecuada en el lumen del vaso mediante la observación de la pulsátil flujo de sangre por el otro extremo de la aguja.
    9. Avanzar un 0,35 de punta redondeada en guía a través del lumen de la aguja inclinada.
    10. Retire la aguja sobre la guía. Asegúrese de que no hay migración de la guía manteniendo en su lugar.
    11. Pasar el dilatador 10 Fr sobre la guía para dilatar la abertura de la arteria. Retire el dilatador Fr 10. Introduzca una vaina de inserción de 14 Fr por la guía.
    12. Cuidadosamente retire el dilatador de la vaina de inserción junto con la guía, manteniendo la cánula dentro de la arteria.
    13. Descarga la vaina de inserción para asegurar su posición dentro del lumen del vaso.
    14. Asegure el extremo del catéter en su lugar con una sutura de Poliglactina 3-0.
    15. Utilizar una sutura de nylon 3-0 para realizar un cierre temporal de funcionamiento de la piel.
    16. Repita los pasos antes mencionados para la canulación de la arteria femoral izquierda con un catéter de 5 Fr (no dilatación inicial). Aislar la vena femoral izquierda de forma similar y usando un catéter Fr 8 canule. Utilizar una sutura de nylon 3-0 para realizar un cierre temporal de funcionamiento de la piel.
  2. De la arteria carótida y la canulación de la vena yugular externa
    Nota: Se realiza la canulación de las venas yugulares externas bilaterales y arteria carótida común izquierda. Un catéter 5 Fr se coloca en la arteria carótida común izquierda para el próximo mapa monitoreo y un catéter Fr 8 en la vena yugular externa izquierda para acceso venoso central adicional para administración de líquidos y vasopresor infusión. Un catéter Fr 9 se coloca en la vena yugular externa correcta para el cateterismo de arteria pulmonar con una arteria pulmonar (p. ej., Swan-Ganz) catéter, mientras que una punta de prueba de flujo carotídeo se coloca alrededor de la arteria carótida común derecha para el flujo carotídeo monitoreo. El método de Seldinger se utiliza para obtener acceso vascular para cánulas de todos.
    1. Usando un bisturí de hoja de 10, haga una incisión vertical de 6 cm de 2 cm lateral a la línea media en el lado izquierdo del cuello.
    2. Uso de electrocauterio para disecar a través del tejido subcutáneo hasta que quede expuesto el músculo esternocleidomastoideo (SCM).
    3. Coloque retractores de Carlos en los aspectos proximales y distales de la incisión para una retracción completa.
    4. Diseca a lo largo del borde lateral del músculo del SCM para exponer la vena yugular externa izquierda.
    5. Canulación de vasos puede lograrse siguiendo los pasos 4.1.8 - 4.1.14. Insertar, eliminar y asegurar un catéter Fr 8 en la vena.
    6. Para la exposición de la arteria carótida común izquierda, disecar el borde medial del músculo del SCM. Colocar un retractor de Carlos para mejorar la exposición.
    7. Diseca a través del tejido conectivo longitudinalmente a lo largo de la frontera lateral de la tráquea. Preservar las glándulas timo si se encuentran.
    8. Exponer el triángulo carótido, que contiene la arteria carótida, la vena yugular interna y nervio vago. Palpar la arteria carótida común para determinar su trayectoria.
    9. Cuidadosamente se diseca la arteria carótida común de la vena y el nervio.
    10. Realizar la canulación carótida siguiendo los pasos 4.1.8 - 4.1.14. Insertar, eliminar y asegurar un catéter 5 Fr en la arteria como se describió anteriormente.
    11. Repita los pasos 4.1. para la disección y aislamiento de la vena yugular externa derecha y arteria carótida común derecha.
    12. Colocar una sonda de flujo de la arteria carótida de 4 mm alrededor de la arteria carótida común derecha. Aplique el gel transductor entre la punta de prueba de flujo y el buque para un flujo óptimo de señalización y capturar.
    13. Siguiendo los pasos 4.1.8-4.1.14, canule la vena yugular externa correcta usando un introductor de Fr 9. Ras y fije el catéter en su lugar. Utilizar una sutura de nylon 3-0 para realizar un cierre temporal de funcionamiento de la piel.

5. PA insertar el catéter

  1. Limpie el puerto de inyección, el puerto proximal y el puerto distal del catéter con solución salina normal (NS) y conectar a la tubería del transductor. El puerto distal es señalado como el puerto de la arteria pulmonar (PA), mientras que el puerto proximal es señalado como el puerto de presión venosa central (PVC).
  2. Verifique rastreo del artefacto en el monitor al mover el catéter. Esto se hace para asegurarse de que el catéter está en funcionamiento.
  3. Haga avanzar el catéter del PA a través de la funda estéril.
  4. Utilizando una jeringa de3 cm 3, infle el globo del catéter de PA con no más de 1,5 cm3 de aire a prueba de inflación. Desinflar el balón para insertar el catéter en la vaina de inserción.
  5. Inserte el catéter del PA la vaina de inserción p 9. Una vez que se inserta el catéter del PA para por lo menos 18 cm, infle el globo con no más de 1,5 cm3 de aire.
  6. Lentamente haga avanzar el catéter del PA y Compruebe al monitor de arritmias durante la inserción. En caso de Ectopia ventricular, infle y desinfle el globo con el fin de prevenir la progresión. Si la inserción se convierte en difícil de cualquier manera, el balón debe ser desinflado y el catéter debe ser retirado y reinsertado.
  7. Observar el monitor para evaluar la transición desde la aurícula derecha (RA) para el ventrículo derecho (RV) el PA para la presión de enclavamiento de arteria pulmonar (PWP).
  8. Desinflar el balón y confirmar que un rastro PA regresa al monitor.
    Nota: La longitud adecuada del catéter desde el sitio de inserción en la vena yugular externa derecha es aproximadamente de 45-55 cm.
  9. Conecte el extremo de la manga estéril a la vaina de inserción para asegurar la posición del catéter dentro de el PA
  10. Conectar los puertos de inserción del catéter de PA a la unidad de captura para obtener el gasto cardíaco (CO) y la saturación de oxígeno venoso (SVO2).
  11. Calibre del catéter del PA sistema de monitoreo. Usando la longitud del cuerpo y el peso del animal, realizar una calibración en vivo del catéter PA sistema de monitoreo para el animal. Utilice un gas de sangre venosa para una calibración más con niveles de hemoglobina y saturación de oxígeno.

6. cystostomy la colocación del tubo

  1. Hacer una incisión abdominal menor de 5 cm en la línea media con un bisturí de hoja de 10.
  2. Uso de electrocauterización, disecar a través del tejido subcutáneo y la linea alba. Visualizar cada capa durante la disección.
  3. Extracorporealize la vejiga urinaria.
  4. Con dos pinzas de DeBakey, agarre la vejiga urinaria en la superficie ventral de los orificios ureterales.
  5. Usando el electrocauterio, hacer una pequeña abertura en la vejiga, exponiendo la luz interna.
  6. Use succión para quitar cualquier orina dentro del lumen de la vejiga. Esponjas quirúrgicas pueden ser utilizados para cualquier derrame accidental de orina fuera de la vejiga.
  7. Utilizar una sutura de polipropileno 4-0 para realizar un cierre temporal de la jareta de la vejiga.
  8. Coloque un catéter de Fr Foley 18 dentro del lumen de la vejiga y utilizar una jeringa de 10 cm3 para inflar el balón. Conecte una bolsa de drenaje urinario a la sonda de Foley y segura al lado de la mesa de operaciones.
  9. Anudar la sutura de polipropileno 4-0 para fijar el catéter de Foley en el lumen de la vejiga.
  10. Utilizar una sutura de nylon 3-0 para realizar un cierre temporal de funcionamiento de la piel de la pared abdominal.

7. inserción de catéter de balón de contrapulsación completos y parciales

  1. Aleatorizar los animales para recibir ya sea el catéteres de oclusión con balón de contrapulsación completa o parcial.
  2. Inserte un 0,035, 260 cm guía rígida Amplatz a través de la inserción de Fr 14 vaina en la arteria femoral derecha y guiarla en la aorta del supraceliac (zona 1) con ecografía de aorta abdominal y torácica.
  3. Inserte el catéter balón de oclusión sobre la guía 1 de la zona de la aorta para llevar a cabo la oclusión después de la hemorragia.
  4. Confirmar la ubicación final del catéter balón oclusión en zona 1 de la aorta con la sonografía.

8. intraoperatoria hemodinámica y monitorización de laboratorio

  1. Asegurar la conexión de los catéteres invasivos en el sistema de monitoreo utilizando tubería, transductores y tubo de los monitores hemodinámicos. Sistemas de monitoreo invasivos deben ser 'cero' a nivel del corazón del animal para garantizar un control preciso.
  2. Registrar datos fisiológicos durante todo el experimento, incluyendo el proximal y el mapa distal, frecuencia cardiaca (FC), la CVP, el CO, la presión PA, la SVO2, fin-de marea CO2y la temperatura central del cuerpo.
  3. Registrar estas variables cada 5 min durante la hemorragia y la fase de inflado de globo, así como cada 15 minutos durante el resto del experimento.
  4. Obtener muestras de sangre en 4 momentos: basal (BL), choque posterior (PS), post-resucitación (PR) y al final (E) del experimento. 10 mL de sangre se recoge para el análisis de suero y plasma en cada momento.
  5. Realizar toma de muestras de sangre arterial (ABG) de gas por recoger a 1 mL de sangre en la jeringa de la ABG. Realizar el muestreo de ABG en cada uno de los puntos de tiempo ya mencionado y también cuando sea necesario durante el experimento. Utilice un analizador de gas de sangre para el análisis.
    Nota: Cada muestra debe analizarse dentro de 10 minutos de dibujo de la sangre debido a retrasos de más de 10 minutos pueden disminuir la eficacia de los resultados16.

9. hemorragia

  1. Calcular el TBV.
    TBV en mL = peso en g × 0.06 + 0.77
  2. Hemorragia el 35% del TBV mediante una bomba automática durante un periodo de 20 minutos Retire la mitad durante los primeros 7 minutos y la otra mitad sobre el minuto 13 siguiente.
  3. Recoger la sangre en bolsas recolectoras de sangre estándar. Almacenarlas a 4 º C en previsión de una futura transfusión.
  4. Si el mapa disminuye por debajo de 30 mmHg, detener la hemorragia, apague el isoflurano y administrar bolos de 50-100 mL de NS.
  5. Reiniciar la hemorragia cuando el mapa vuelve a 30 mmHg.

10. balón obstrucción catéter inflación y resucitación de la sangre entera

  1. Infla el catéter de balón de contrapulsación oclusión con 9-12 cm3 de aire o hasta ninguna disminución en el siguiente mapa distal que se observa una inflación del globo adicional.
  2. Quite el cable del catéter de balón de contrapulsación parcial oclusión para facilitar el flujo aórtico distal, dejando para el catéter de balón de contrapulsación completa oclusión. Confirmar la colocación del catéter balón oclusión en la zona 1 con ecografía para descartar la migración del catéter.
  3. Asegure el catéter a la piel mediante una sutura de nylon 3-0 interrumpido.
  4. Tras 40 min de obstrucción aórtica, resucitar al animal con sangre igual en volumen a 20% de la TBV mediante el catéter de la vena femoral izquierda en un periodo de 20 minutos usando la bomba automatizada. Usar un calentador de la sangre para transfusiones, a una temperatura de 40 ° C.
  5. Después de la resucitación, desinflar el balón gradualmente sobre 5 minutos.
  6. Retire el catéter de balón de contrapulsación la obstrucción de la vaina de inserción de 14 Fr.
  7. Monitorizar la hemodinámica estrechamente durante este tiempo, dado el conocido riesgo de isquemia-reperfusión con la hipotensión asociada.

11. critical Care, recuperación y observación

  1. Observar los animales durante 4 h con un monitoreo continuo de sus parámetros fisiológicos y de laboratorio.
  2. Ofrecer líquidos por vía intravenosa (infusión de NS a 50 ml/h).
  3. Objetivo un CVP de 6 mmHg mediante la administración de bolos de 30 ml/kg de NS seguido por bolos de 20 ml/kg cuando la CVP desciende por debajo de la meta. Evaluar la capacidad de respuesta de líquido por hora.
  4. Destino mapa de 60 mmHg utilizando una infusión de norepinefrina (0,024 mg/ml).
  5. Mantener una temperatura fisiológica de 38-40 ° C con una manta.
  6. Al final del período de 4 h, eutanasia a los animales con una inyección de sodio pentobarbital (100 mg/kg).

12. la necropsia

  1. Retire todos los tubos y líneas esenciales del animal.
  2. Preparar un recipiente con hielo regular y colocarlo al lado de la mesa de operaciones para congelar el tejido órgano inmediatamente después del retiro del cuerpo.
  3. Utilice un bisturí para hacer una incisión de 6 cm de largo vertical a lo largo del borde esternal izquierdo, disección a través de la piel, tejidos subcutáneos, músculo pectoral músculos y cartílagos costales. Entrar en la cavidad torácica para exponer el corazón y el pulmón.
  4. Quitar la membrana pericárdica del corazón haciendo una incisión con el bisturí y agarrar el ápice del corazón con unas pinzas. Utilice un bisturí para cortar una sección de 5 x 5 cm del corazón en el ápice.
  5. Utilice tijeras para cortar una sección de 5 x 5 cm del pulmón desde el borde anterior de la base de la pulmonar.
  6. Extender la incisión de la toracotomía en la línea media anterior del abdomen, exponiendo las visceras abdominales.
  7. Use pinzas para mantener el lóbulo izquierdo del hígado y corte una sección de 5 x 5 cm.
  8. Repetir el mismo proceso para conseguir muestras del bazo.
  9. Utilizar la mano derecha para crear una ventana para entrar en el retroperitoneo izquierdo para agarrar el riñón. Después de que el parénquima renal se moviliza, transecto la arteria renal, vena y el uréter. Retire la cápsula renal.
  10. Suavemente apriete el taburete de una sección larga de 5 cm de intestino y utilice tijeras para cortar una sección larga de 5 cm de intestino del mesentery.
  11. Utilice el bisturí para cortar una sección larga de 5 x 2 cm del músculo cuadriceps del muslo.
  12. Procesar estas muestras más por cortándolos en pequeñas secciones para ser colocados en tubos de microcentrífuga. Flash-congela estas muestras de tejido mediante la colocación de los tubos en hielo seco o nitrógeno líquido.
  13. Utilizar tubos cónicos de 50 ml que contiene una solución de formol para fijar 3 cm de largo, finamente, cortar secciones de tejido para una evaluación histológica.

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Resultados

Parámetros hemodinámicos y fisiológicos:

El mapa disminuyó inmediatamente después de la hemorragia (figuras 3A - 3D). Durante la fase de inflado del globo, los animales del grupo de oclusión completa experimentaron mapa proximal superior en comparación con los animales en el grupo de oclusión parcial (figuras 3A y 3B). El mapa media distal durante el inflado del ba...

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Discusión

En este protocolo, destacamos un modelo de shock hemorrágico en los cerdos. Este modelo ha demostrado ser fiable y reproducible16,17,18,19. Modelos similares a este han sido empleados en diversos estudios científicos investigaron los efectos del choque hemorrágico en fisiología animal16,20. Además, este modelo también se ha utilizado pa...

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Divulgaciones

Este trabajo es apoyado por el nosotros médicos investigación del ejército y comando de material bajo contrato no. W81XWH-16-C-0102. Los puntos de vista, opiniones y/o conclusiones que figuran en este informe son los del autor y no deben considerarse como un departamento oficial de la posición de ejército, política o decisión a menos que lo señalado por otra documentación.

Agradecimientos

Nos gustaría reconocer Rachel O'Connell y Jessica Lee por su ayuda con los estudios en animales. También quisiéramos reconocer el mayor General Harold Timboe, MD, MPH, los E.E.U.U. ejército (Ret.), quien ha sido asesor y mentor de este proyecto.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Yorkshire-Landrace Swine MichiganState University Veterinary Farm
Anestesia: TelazolPfizerDosis: 2-8 mg/kg;
IM Anticolinérgico: AtropinaPfizerDosis: 1 mg,
IM Anestesia: IsofluranoBaxterDosis: 1-5%, INH
BetadineHumco
Alcohol 70%HumcoNDC 0395-4202-28
Datex-Aespire Máquina de anestesiaGE Healthcare7900
Tubo endotraquealDEE Veterinaria20170518Tamaño apropiado para el animal (6.5 o 7.0F)
LaringoscopioMiller85-0045
EstileteHudson RCI5-151--1
Jelco 20G Catéter intravenosoSmiths Medical4054
Monitor de quirófano (monitor de signos vitales)SurgiVet AdvisorV9201Puede requerir al menos 2
batas quirúrgicasKimberly Clark90142Use el tamaño apropiado para el cirujano.
Guantes quirúrgicos estérilesCardinal Health (Allegiance)22537-570Utilice el tamaño adecuado para el cirujano.
Lápiz de cauterizaciónMedlineESPB 2000
Tubo de succiónMedlineDYND50251
Sunction tip: YankauerMedlineDYND50130
Bovie Aaron 1250 Unidad de ElectrocauterizadoBovie Medical Co. FLBOV-A1250U
Cuchilla de Salpel - Tamaño #10Cardinal Health (Allegiance)32295-010
Bisturí MangoMartin10-295-11
Pinza DebakeyRobozRS-7562
Weitlander RetractorRobozRS-8612
Tijeras MayoRobozRS-76870SC
Retractor del Ejército-ArmadaTeleflex Mezclador164715
Pinzas de ángulo rectoTeleflex 175073
5F (1,7 mm) Funda de inserción de 11 cm con guía de 0,35"Boston Scientific16035-05B
8F (2,7 mm) Funda de inserción de 11 cm con guía de 0,35''Boston Scientific16035-08B
20G angulada Aguja introductoraArrowAK-09903-S
14F (4,78 mm) Funda de inserción de 13 cm con dilatador 10FCook MedicalG08024
2-0 Seda 18'' 45 cmEthiconA185H
3-0 Vicryl 36'' 90 cmEthiconJ344H
3-0 Nylon 18'' 45 cmEthicon663G
4-0 Prolene 30'' 75 cmEthicon8831H
Jeringa 20 mlMetronic/Covidien8881512878
Jeringa 3 mLMetronic/ Jeringa Covidien1180300555
6 mLMetronic/Covidien1180600777
1000ml 0.9% Solución SalinaBaxter2B1324X
Catéter Foley (18F 30 cc)Bard0166V18S
Bolsa de drenaje urinarioBard154002
9F 10 cm Funda de inserciónArrowAK-09903-S
Catéter para la arteria pulmonar Swan-Ganz (8F)Edwards Lifesciences co. CA746F8
Sistema de sonda de flujo carotídeoTransonic, Ithaca, NYSondas de 3, 4 o 6 mm
Catéter SABOTHayes Inc.
catéter de balón CODACook Medical8379144
Ultrasonido, M-TurboSonoSite
Amplatz Guía rígida (0,035 pulgadas, 260 cm)Cook MedicalG03460
Jeringas de gases en sangre arterialSmiths Medical4041-2
Analizador de gases en sangre arterialNova BiochemicalABL800
Masterflex PumpCole PalmerHV-77921-75
Bolsas de extracción de sangreTerumo1BBD606A
Macro IV drip setHospira12672-28
PentobarbitalPfizerDosis: 100 mg/kg; Tubos intravenosos
EppendorfSorenson11590
tubos cónicos de 50 ccFalcon352097
FormalinaFisherbrand 431121
Bair Hugger Sistema de NormothermiaArizant Healthcare, Inc.
de

Referencias

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