Artículo de método

Inducir y caracterizar la esteatosis vesicular en células hepa-repartidas diferenciadas

DOI:

10.3791/59843

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18 de julio de 2019

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1Department of Molecular Medicine, Sapienza University, 2Department of Internal Medicine - DMISM, Sapienza University, 3Center for Life Nano Science@Sapienza, Istituto Italiano di Tecnologia, 4Pasteur Institute Italy-Fondazione Cenci Bolognetti, 5INSERM U1052-Cancer Research Center of Lyon, 6Department of Hepatology, Croix Rousse Hospital, Hospices Civils de Lyon

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

En este estudio, describimos un protocolo detallado para inducir esteatosis vesicular hepática en células HepaRG diferenciadas con el oleato de sodio de sal de ácido graso y empleamos métodos para la detección y cuantificación de la acumulación de lípidos, incluyendo anti-Stokes coherentes Microscopía de dispersión Raman (CARS), análisis citofluorimétrico, tinción O de color rojo aceite y qPCR.

Resumen

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La esteatosis hepática representa una disfunción metabólica que resulta de una acumulación de gotas lipídicas que contienen triglicéridos en hepatocitos. La acumulación excesiva de grasa conduce a una enfermedad del hígado graso no alcohólico (NAFLD), que es potencialmente reversible y puede evolucionar a esteatohepatitis no alcohólica (NASH) y, finalmente, a cirrosis y carcinoma hepatocelular (HCC). Los mecanismos moleculares que vinculan la acumulación de lípidos en hepatocitos con la progresión a NASH, daño hepático irreversible, fibrosis, cirrosis, e incluso HCC todavía no está claro. Para ello, se han desarrollado varios modelos in vitro e in vivo para dilucidar los procesos patológicos que causan la NAFLD. En el presente estudio, describimos un modelo celular para la inducción de esteatosis vesicular hepática que consiste en células HepaRG hepáticas humanas diferenciadas por DMSO tratadas con el oleato de sodio de sal de ácido graso. De hecho, las células HepaRG tratadas con oleato sódico acumulan gotas lipídicas en el citoplasma y muestran características típicas de la esteatosis. Este modelo humano in vitro representa una alternativa valiosa a los modelos de ratones in vivo, así como a los principales hepatocitos humanos. También presentamos una comparación de varios métodos para la cuantificación y evaluación de la acumulación de grasa en células HepaRG, incluyendo la tinción de aceite rojo O, la medición de Bodipy citofluorimétrica, el análisis de la expresión génica metabólica por qPCR y los anti-Stokes coherentes Microscopía de dispersión Raman (CARS). La imagen CARS combina la especificidad química de la espectroscopia Raman, una técnica de análisis químico bien conocida en aplicaciones de ciencia de materiales, con los beneficios de las microscopías ópticas no lineales de alta velocidad y alta resolución para permitir una precisión precisa cuantificación de la acumulación de lípidos y la dinámica de gotas de lípidos. El establecimiento de un modelo in vitro eficiente para la inducción de esteatosis vesicular, junto con un método preciso para la cuantificación y caracterización de la acumulación de lípidos, podría conducir al desarrollo de un diagnóstico en etapa temprana de NAFLD a través de la identificación de marcadores moleculares, y a la generación de nuevas estrategias de tratamiento.

Introducción

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La esteatosis hepática se define como acumulación de grasa intrahepática, dentro de las gotas lipídicas que contienen triglicéridos, de al menos el 5% del peso hepático. El almacenamiento prolongado de lípidos hepáticos es un proceso potencialmente reversible, sin embargo, puede conducir a disfunción metabólica hepática, inflamación y formas avanzadas de enfermedad del hígado graso no alcohólico (NAFLD), la causa predominante de la enfermedad hepática crónica en muchas partes de el mundo1,2. La NAFLD es una enfermedad multifactorial que puede evolucionar a la esteatohepatitis no alcohólica (NASH) más agresiva, que a su vez puede progresar a cirrosis y, en un pequeño porcentaje de pacientes, al carcinoma hepatocelular (HCC)1,3. Actualmente no se dispone de terapia aprobada como tratamiento específico para el NAFLD y la combinación de modificaciones de dieta y estilo de vida sigue siendo el pilar de la gestión de NAFLD y NASH4,5,6.

Los mecanismos moleculares que conducen al desarrollo de esteatosis hepática en la patogénesis de la NAFLD todavía están por esclarecer 7 . En este contexto, se han desarrollado modelos de ratón para estudiar la progresión de la enfermedad de la esteatosis humana. Existe una gran variedad de modelos diferentes, y cada uno tiene sus ventajas y desventajas, incluyendo modelos genéticos, nutricionales y químicamente inducidos que combinan diferentes enfoques. Los ratones genéticamente modificados (transgénicos o noqueadores) desarrollan espontáneamente enfermedad hepática. Sin embargo, cabe señalar que estas mutaciones son muy raras en los seres humanos y la deleción o la sobreexpresión de un solo gen (por ejemplo, ratón ob/ob) pueden no imitar la etiología de la enfermedad humana multifactorial a nivel molecular8,9. Del mismo modo, la enfermedad adquirida por los ratones después de la manipulación dietética o farmacológica puede no imitar los efectos de las dietas humanas asociadas con el desarrollo de NAFLD en el hombre8. Sin embargo, los modelos animales han facilitado la evolución de la NAFLD y este enfoque es actualmente la estrategia más utilizada en la investigación de laboratorio. Sin embargo, la replicación en humanos de los resultados obtenidos en modelos animales ha fracasado repetidamente, causando una mala traducción a la clínica10.

Por lo tanto, los modelos in vitro de NAFLD pueden desempeñar un papel fundamental en la esclarecimiento de los mecanismos moleculares de la progresión de la NAFLD, y representan una herramienta valiosa para examinar un gran número de compuestos. Cultivos celulares primarios, líneas celulares inmortalizadas y biopsias hepáticas se han utilizado ampliamente con fines de investigación11. Los hepatocitos humanos primarios se asemejan mucho a las condiciones clínicas humanas, pero hay un número limitado de donantes, y los cultivos celulares primarios muestran una reproducción deficiente debido a la variabilidad de las células. Estas observaciones, junto con cuestiones éticas y logísticas, han dado lugar a que el uso de hepatocitos primarios humanos sea limitado12. Por lo tanto, las líneas de células hepáticas representan una alternativa conveniente, teniendo varias ventajas esenciales sobre el cultivo primario, ya que las líneas celulares hepáticas crecen constantemente, tienen una vida útil casi ilimitada, y tienen un fenotipo estable. Además, las líneas celulares son fácilmente accesibles y las condiciones de cultivo de las líneas celulares hepáticas son más simples que las de los hepatocitos primarios y están estandarizadas entre diferentes laboratorios.

Aquí, describimos en detalle un modelo in vitro basado en células de esteatosis vesicular hepática, representado por células HepaRG diferenciadas hepáticas tratadas con el oleato de sodio de ácido graso. La línea celular hepargal se estableció a partir de una paciente afectada por la infección por hepatitis C y un tumor hepático bien diferenciado de grado I de Edmondson14. La línea celular HepaRG es una línea celular progenitora bipotente humana capaz de diferenciarse al exponerse al 2% de sulfóxido de dimetil (DMSO) hacia dos fenotipos celulares diferentes: células biliares y células similares a hepatocitos. Las células HepaRG diferenciadas (dHepaRG) comparten algunas características y propiedades con hepatocitos adultos y poseen la capacidad de expresar de forma estable genes específicos del hígado como la albúmina, AldolaseB, el citocromo P450 2E1 (CYP2E1) y el citocromo P450 3A4 (CYP3A4)13 (paso 3). El tratamiento de las células dHepaRG con el oleato sódico de sal de ácido graso (250 m) durante 5 días conduce a la generación de gotas lipídicas citoplásmáticas, imitando los efectos del hígado graso14,15,17,18 ( paso 4). La acumulación de gotas lipídicas puede ser fácilmente detectada por la tinción de aceite rojo O (paso 5), un tinte soluble en grasa lisocromo que mancha triglicéridos neutros y lípidos rojo-naranja. Para cuantificar eficientemente los lípidos en dHepaRG graso, aquí ilustramos el análisis citofluorimétrico después de la tinción con 4,4-difluoro-1,3,5,7-tetrametil-4-bora-3a,4a-diaza-s-indacene (Bodipy 505/515) (paso 6), una sonda fluorescente lipofílica que localiza a cuerpos de lípidos intracelulares y se ha utilizado para etiquetar las gotas de lípidos19. Además, aquí mostramos cómo evaluar la esteatosis mediante la reacción cuantitativa en cadena de la polimerasa (qPCR) (paso 7) desregulación de la expresión génica de varios genes metabólicos en células dHepaRG. Para caracterizar y cuantificar aún más la acumulación de gotas de lípidos después del tratamiento con oleato sódico, realizamos una microscopía coherente de dispersión anti-Stokes Raman (CARS) (paso 8), una técnica innovadora que permite la visualización y cuantificación de gotas de lípidos sin etiquetar20,21.

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Protocolo

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1. Preparación de medios y reactivos culturales

  1. Medio proliferante: suplemento medio E de William con GlutaMAX, suero bovino 10% fetal (FBS), 1% penicilina/estreptomicina, 5 g/ml y hemisuccinato de hidrocortisona de 0,5 m.
  2. Medio de diferenciación: suplemento medio E de William con GlutaMAX, 10% FBS, 1% penicilina/estreptomicina, insulina de 5 g/ml, hemisuccinato de hidrocortisona de 50 oM y 2% DMSO.
  3. Medio de congelación: suplemento proliferando medio con 10% DMSO.
  4. Oleato de sodio: disolver en metanol al 99% a una concentración de 100 mM, agitar O/N y almacenar a -20 oC.
  5. Oil Red O: preparar una solución de stock. Pesar 0,35 g de aceite rojo O y disolver en 100 ml de isopropanol. Revuelva O/N, filtre (0,2 m) y guárdelo en RT. Prepare una solución de trabajo: mezcle 6 ml de solución Oil Red O Stock con 4 ml de ddH2O. Deje sentarse a temperatura ambiente (RT) durante 20 minutos y, a continuación, filtre con un filtro de 0,2 m. Se recomienda una filtración adecuada para una tinción exitosa para evitar el fondo.
  6. Bodipy (505/515): disolver el tinte Bodipy (505/515) en DMSO a una concentración de stock de 100 oM, almacenar a -20 oC en la oscuridad y utilizar en una concentración final de 100 nM.
  7. Adquiera platos transparentes con fondo de vidrio para los experimentos CARS.

2. Descongelación, amplificación y criopreservación de células HepaRG

  1. Descongelar las células HepaRG de nitrógeno descongelando sumergiendo un lote en un baño de 37 oC hasta que se descongelen. Seleccione un lote de paso bajo (<20). Las células hepaRG están disponibles comercialmente.
  2. Transfiera rápidamente las células a un tubo de 15 ml que contenga 10 ml de medio proliferante y centrífuga durante 5 min (200 x g, 4 oC).
  3. Deseche el sobrenadante y resuspenda las células con 5 ml de medio proliferante.
  4. Cuente las células y diluya para placar 2,5 x 104 celdas/cm2.
  5. Renueve el medio cada 2 o 3 días. Las células proliferan con un tiempo de duplicación de alrededor de 24 h.
  6. Separe las células HepaRG cuando esté al 80% de confluencia por 3-5 min de incubación con solución de trippsina 0.05%. Recoger las células en medio proliferante y centrifugar durante 5 min (200 x g,4 oC).
  7. Deseche el sobrenadante y resuspenda las células con 5 ml de medio proliferante.
  8. Cuente las células y diluya para placar 2,5 x 104 celdas/cm2.
  9. En esta etapa, amplificar las celdas repitiendo los pasos 2.5-2.8 para alcanzar un número adecuado de celdas para iniciar experimentos, o criopreservar como en el paso 2.10.
  10. Para criopreservar las células HepaRG, separe las células 24 h después del enchapado por 3-5 min de incubación con solución de trippsina 0.05%. Recoger las células en medio proliferante y centrifugar durante 5 min (200 x g,4 oC). Deseche el sobrenadante, resuspenda las células en 1 ml/lote de medio de congelación, 1,5 x 106 células/lote y criopreserve los lotes en nitrógeno líquido.

3. Diferenciación de células HepaRG (Día 0–21) (Figura1A)

  1. Día 0. Células hepa-repartidas de semillas a baja densidad (2,5 x 104 células/cm2) en platos tratados con cultivo con un volumen adecuado de medio de proliferación (Figura1B). Se deben chapar dos platos para cada ensayo (tinción de aceite rojo O, análisis FACS, qPCR): uno para células de control y otro para células tratadas con oleato. Si realiza mediciones CARS (paso 8), sembra rinde las células en paralelo en platos transparentes con fondo de vidrio. Como control, cosecha un plato no tratado (células proliferantes Día 0) para realizar análisis de expresión génica de genes marcadores de diferenciación (ver paso 3.6).
  2. Día 2 y Día 4. Cambiar el medio con el volumen adecuado de medio de proliferación y dejar que las células crezcan hasta la confluencia.
  3. Día 7. Las celdas deben ser 100% confluentes (Figura1C). Lave las células una vez con 1 solución salina tamponada con fosfato (PBS). Retire 1x PBS y agregue un volumen adecuado de medio de diferenciación.
  4. Día 8, 9, 12, 15, 18.  Lave las células una vez con 1x PBS. Retire 1x PBS y agregue un volumen adecuado de medio de diferenciación.
  5. Día 21. Observe las células HepaRG bajo un microscopio y asegúrese de que las células sean confluentes cultivos diferenciados (Figura1D).
  6. Como control, cosere una antena de control (células diferenciadas Día 21) para realizar análisis de expresión génica (paso 7) de genes marcadores de diferenciación (Figura1E).
  7. En el día 21, las células HepaRG diferenciadas se pueden crioreservar en nitrógeno líquido.

4. Inducción de esteatosis vesicular (día 21–26)

  1. Día 21. Diluir el oleato sódico (100 mM) con un volumen adecuado de medio de diferenciación completo a una concentración final de 250 m (1:400). Añadir 99% de metanol 1:400 (mismo volumen que el de oleato de sodio) en otra alícuota de diferenciación para realizar el tratamiento de control del vehículo. (Por ejemplo: añadir 25 ml de oleato sódico a 10 ml de medio y en paralelo añadir 25 ml de metanol al 99% a 10 ml de medio). Lave las células una vez con 1pbS y agregue el vehículo o el medio de oleato sódico.
  2. Día 23 y Día 25. Cambie el medio con el volumen adecuado de medio recién preparado como en el paso 4.1.
  3. Día 26. Observe por microscopio óptico que las gotas lipídicas se acumulan en las células tratadas con oleato sódico y son fácilmente visibles como gotas translúcidas en el citoplasma como en la Figura 2A.

5. Evaluación de la sobrecarga de lípidos y la inducción de esteatosis: aceite rojo O tinción

  1. Lávese las células una vez con 1pbS y retire 1x PBS completamente.
  2. Añadir 4% paraformaldehído (diluido en 1x PBS) e incubar durante 15 min a RT.
    PRECAUCION: Paraformaldehyde es tóxico, por lo que este paso debe realizarse en una campana de humo, con equipo de protección, incluyendo guantes, una capa de laboratorio y una máscara.
  3. Retire el paraformaldehído y lave las células dos veces con 1 pbS. Las células se pueden mantener en 1pbS a 4 oC durante un par de días antes de la tinción. Envuelva con parafilm y cubra con papel de aluminio para evitar que las células se sequen.
  4. Retire 1x PBS. Incubar las células con 60% de isopropanol durante 5 min a RT.
  5. Retire el isopropanol y deje que las células se sequen completamente en RT.
  6. Añadir aceite rojo O solución de trabajo e incubar a RT durante 30 min. El volumen de solución de trabajo necesario para cada muestra corresponde al volumen de medios utilizados para el cultivo de las celdas.
  7. Retire la solución de aceite rojo O y agregue inmediatamente ddH2O. Lavar las células 4 veces con ddH2O.
  8. Adquirir imágenes bajo el microscopio para su análisis (Figura 2B).
  9. Para eluir el aceite tinte rojo O: eliminar toda el agua y dejar secar; añadir 1 mL de 100% isopropanol e incubar durante 10 minutos con suave temblor a RT.
  10. Pipet a la isopropanol con aceite eludado tinte rojo o varias veces, asegurando que todo el aceite rojo O está en la solución. Transfiera la solución a una cubeta. Mida OD500 nm por espectrofotometría y utilice 100% isopropanol en blanco (Figura2C).

6. Evaluación de sobrecarga de lípidos e inducción de esteatosis: Tinción de Bodipy y Análisis Citofluorimétrico

  1. Lave las células una vez con 1x PBS. Incubar con 100 nM de Bodipy diluido en 1x PBS en la oscuridad durante 40 min a 37oC. Se debe incluir un control sin mancha en las mediciones de citometría de flujo. A partir de este punto, proteja las muestras de la luz tanto como sea posible.
    NOTA: El volumen de solución de tinción necesaria para cada muestra corresponde al volumen de medios utilizados para el cultivo de celdas.
  2. Retire la solución de tinción y lave las células una vez con 1 pbS. Continúe con los pasos 6.3-6.6. para el análisis facS (clasificación celular activada por fluorescencia) o para el paso 6.7 para la toma de imágenes por microscopio.
  3. Raspar suavemente las células con 1pbS y transferirlas a un tubo de 15 ml. Centrífuga durante 10 min (200 x g,4oC).
  4. Retire suavemente los sobrenadores sin perturbar los pellets y lávelos con 3 ml de 1pbS. Centrífuga durante 5 min (200 x g, 4oC).
  5. Retire los sobrenadores y resuspenda en 300 s de PBS 1x, luego transfiera a un tubo FACS.
  6. Mida inmediatamente la intensidad de la fluorescencia de Bodipy mediante análisis citofluorimétrico con longitudes de onda de excitación/emisión de 505/515 nm (Figura3A,B).
  7. Lave las células una vez con 1pbS y retire PBS por completo.
  8. Añadir 4% paraformaldehído (diluido en 1x PBS) e incubar durante 15 min a RT.
    PRECAUCION: Paraformaldehyde es tóxico, por lo que este paso debe realizarse en una campana de humo, con equipo de protección, incluyendo guantes, una capa de laboratorio y una máscara.
  9. Retire el paraformaldehído y lave las muestras 3 veces durante 5 min en PBS. Las celdas se pueden mantener en 1x PBS a 4 oC o se pueden crear imágenes inmediatamente (Figura3C). Para el almacenamiento, envuelva con parafilm y cubra con papel de aluminio para evitar que las células se sequen.

7. Evaluación de sobrecarga de lípidos e inducción de esteatosis: qPCR

  1. Lave las células una vez con 1x PBS. Raspa las células con 1x PBS, centrífuga a 200 x g,y descarta el sobrenadante. En este paso, las células pueden ser cosechadas a -80 oC o procesadas como en el paso 7.2.
  2. Realice un aislamiento total del ARN mediante métodos estándar utilizando reactivos comerciales siguiendo las instrucciones del fabricante.
  3. Evaluar la concentración de ARN mediante medición espectrofotométrica UV, asegurando que la pureza del ARN sea alta (cerca de 2.0) basada en la lectura A260/A280.
  4. Sintetice el ADNc a partir de 1 g de ARN total con un kit de síntesis de ADNc estándar.
  5. Diluir el ADNC a un volumen final de 50 l con H2O.
  6. Analizar cada muestra de ADNc en triplicado por qPCR: preparar una mezcla maestra qPCR (Tabla 1) que sea suficiente para las reacciones necesarias para cada imprimación, incluyendo imprimaciones específicas para los tres genes de limpieza como controles: gliceraldeide-3-fosfato deidrogenasi (GAPDH), actinB y ribosomal 18S (ver Tabla de Materiales para secuencias de imprimación):
  7. Dispensar 18 l de mezcla maestra por pozo en una placa multipared PCR.
  8. Añadir 2 s de muestra de ADNc en cada poca. Selle el plato.
  9. Ejecute las muestras de acuerdo con la instrucción Thermal Cycler.

8. Evaluación de sobrecarga de lípidos e inducción de esteatosis: CARS

  1. Fije las células previamente preparadas en platos con fondo de vidrio, como se describe en los pasos 5.1-5.3.
  2. Encienda un sistema láser pulsado de picosegundo ajustable comercial, afinándolo para obtener dos salidas de diferentes longitudes de onda. La diferencia de frecuencia entre las salidas debe ser de 2.840 cm-1 para generar la señal de luz CARS intensa correspondiente al estiramiento simétrico de metileno; para una salida de longitud de onda fija a 1.064 nm (luz ("Luz de los estomos"), la otra longitud de onda debe ajustarse a 817 nm ("luz de la bomba").
  3. Asegúrese de que la salida de 817 nm se superponga espacial y temporalmente con la salida de 1.064 nm: utilice un espejo dicroico apropiado (es decir, con un corte entre 817 y 1.064 nm) para combinar espacialmente los haces y utilizar una línea de retardo óptico para obtener la superposición temporal del láser Pulsos.
  4. Asegurar que los dos haces copropagadores estén colimados y que sus diámetros tengan valores similares que sean apropiados para el sistema óptico dentro del microscopio que los enfocará en la muestra; si es necesario, colisione por separado las vigas antes del espejo dicroico que las combina.
  5. Encienda un sistema de microscopio invertido comercial, que debe incluir una unidad de escaneo láser infrarrojo y una unidad de detección de epi rojo/verde de doble canal y alinear los rayos láser copropagadores en la unidad de escaneo.
  6. Abrir la unidad de detección epi de doble canal, quitar el cubo de filtro y reemplazar su filtro de detección de longitud de onda roja por un filtro de paso de banda que puede seleccionar la señal de 2.840 cm-1 CARS que se centra en 663 nm para la excitación de la bomba/Stokes de 817/1.064 nm Esquema. Se prefiere un filtro de ancho de banda estrecho (20 nm) para evitar la recopilación de altos niveles de señales de fondo fluorescentes.
  7. Coloque un plato en el escenario del microscopio CARS invertido, y usando un objetivo de inmersión en aceite de 100x, cambie la posición vertical del objetivo para centrarse en las células.
  8. Configure el software del microscopio para recopilar imágenes de alta resolución (1024 x 1024 píxeles) sobre un campo de visión que abarca 127 mm x 127 m.
  9. Configure el software del microscopio para que adquiera y muestre continuamente imágenes del campo de visión de 127 m x 127 m y compruebe las imágenes mostradas mientras optimiza los parámetros de la colección de imágenes. Asegúrese de que las potencias láser estén equilibradas para una rápida recopilación de imágenes y un daño mínimo, insertando filtros de densidad neutra apropiados en los trazados de haz según sea necesario, y seleccione un tiempo de permanencia de píxeles que permita la recolección de imágenes con una buena señal de ruido en las condiciones de potencia láser seleccionadas.
  10. Adquirir y guardar imágenes de varios campos de visión diferentes dentro del plato bajo las condiciones optimizadas. Opcionalmente, las imágenes de fluorescencia multifotón, generadas por una emisión de longitud de onda verde (principalmente a partir de excitación de dos fotones a 817 nm), pueden recogerse simultáneamente a través del otro detector epi. Repita los pasos 8.7-8.10 para cada plato.
  11. Para el análisis de imágenes CARS, procese imágenes utilizando la implementación FIJI de ImageJ. Utilice la función Despeckle (o una herramienta de denosonación similar) en cada imagen antes de realizar un análisis posterior para mejorar las relaciones señal-ruido sin pérdida de detalle.
  12. Utilice FIJI para seleccionar celdas manualmente y luego contar automáticamente las gotas de lípidos dentro de celdas individuales segmentadas para producir estadísticas sobre las áreas y números de gotas de lípidos para cada celda y para todo el conjunto de datos de imágenes para cada plato.

9. Ensayo de viabilidad celular MTT

  1. Placa diferenciada células HepaRG en una placa de 96 pocillos con una densidad de 1 x 105 células/pozo en un volumen final de 100 oL de medio de cultivo de diferenciación.
  2. 24 h después de la sembrada, tratar las células con 99% de metanol (vehículo) y con 100 m, 250 m y 500 oM de oleato sódico y palmitato sódico diluido en 100 ml de cultivo de diferenciación medio/bien en triplicado.
  3. Cambiar el medio con 99% de metanol y con 100 m, 250 m y 500 m de oleato sódico y palmitato de sodio diluido en 100 oL de cultivo de diferenciación medio/bien cada 24 h.
  4. 96 h después del tratamiento con metanol/oleato de sodio/palmitato de sodio, tratar las células con doxorubicina de 2 M diluidas en 100 ml de cultivo de diferenciación medio/bien en triplicado como control.
  5. 18 h después del tratamiento con doxorubucina, cambie el medio por 100 ml de medio de cultivo de diferenciación.
  6. Pipet20 l de 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-5-(3-carboxymethoxyphenyl)-2-(4-sulfophenyl)-2H-tetrazolium reactivo MTT (Tabla de materiales) en cada pozo de la placa de ensayo de 96 pocillos que contiene las células en 100 ol de medio de cultivo de diferenciación . Incluya un control de fondo pipeteando 20 ml de reactivo en un pozo de control sin células en 100 oL de medio de cultivo de diferenciación en triplicado.
  7. Incubar la placa a 37oC en una atmósfera humidificada y al 5% de CO2.
  8. Después de incubar durante 30, 60 y 90 minutos con el reactivo DE tetrazolium MTT, registre la absorbancia a 490 nm utilizando un lector de placas de 96 pocillos. Restar la absorbancia de fondo de los pozos de control sin celda de los valores de absorbancia para las otras muestras.

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Resultados

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Este protocolo describe un método eficaz para inducir y caracterizar la esteatosis vesicular en células HepaRG diferenciadas por DMSO mediante tratamiento con oleato sódico (Figura1A).

Diferenciación de células HepaRG.
Para inducir eficientemente la diferenciación, las células que proliferan deben ser sembradas a baja densidad (2,5 x 104 células/cm2)en el medio de proliferación. Cuando se sembran a baja de...

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Discusión

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Este protocolo describe cómo diferenciar las células HepaRG y cómo inducir esteatosis vesicular mediante el tratamiento con oleato sódico (Figura1A). De hecho, en comparación con otras líneas celulares de carcinoma hepatocelular humano (HCC), la línea celular HepaRG presenta características de hepatocitos humanos adultos, lo que representa una valiosa alternativa a los hepatocitos humanos primarios cultivados ex vivo13,14 ...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Agradecemos al profesor Christian Trepo (INSERM U871, Lyon, Francia), quien amablemente proporcionó células HepaRG. Estamos agradecidos a Rita Appodia por su ayuda administrativa. Este trabajo fue apoyado por MIUR- Ministero dell'istruzione, dell'universitá e della ricerca (FIRB 2011-2016 RBAP10XKNC) y la Universidad Sapienza de Roma (prot. C26A13T8PS; Prot. C26A142MCH; Prot. C26A15LSXL).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Hyclone HyClone Clon Fetal II GE HealthcareSH30066
William' s E medio con GlutaMAX Thermofisher32551087
Penicilina/estreptomicina SIGMAP4333
Insulina SIGMAI9278
Hemisuccinato de hidrocortisonaSIGMAH2270
DMSO, sulfóxido de dimetiloSIGMAD2438     
Oleato de sodioSIGMAO7501 
MetanolSIGMA179337
IsopropanolSIGMA278475
BODIPY 505/515ThermofisherD3921
PBSThermofisher14190-250
Solución de formaldehídoSIGMA252549
ADNasa libre de ARNasaPromegaM198A 
Platos con fondo de vidrioWillco WellsGWST-5040
Oil Red solutionSIGMAO625
CellTiter 96 AQueous One SolutionPromega G3582
q-PCR oligo nameSequence
ACACB PARACAAGCCGATCAAGAAGAAA
ACACB REVCCCTGAGTTATCAGAGGCTGGGG&
BETA;-ACTINA PARAGCACTCTTCCAGCCTTCCT
β-actina REVAGGTCTTTGGGATGTCCAC
ALBÚMINA PARATGCTTGAATGTGCTGATGACAGG ALBÚMINA
REVAAGGCAAGTCAGCAGGCATCATC
ALDOB PARAGCATCTGTCAGCAGAATGGA 
ALDOB REVTAGACAGCAGCCAGGACCTT
APOB FORCCTCCGTTTTGGTGGTAGAG
APOB REV  CCTAAAAGCTGGGAAGCTGA
APOC3 FORCTCAGCTTCATGCAGGGTTA
APOC3 REVGGTGCTCCAGTAGTCTCTCTCAG
CPT1A FORTCATCAAGAAATGTCGCACG
CPT1A REVGCCTCGTATGTGAGGCAAAA
CYP2E1 FORTTGAAGCCTCTCGTTGACCC
CYP2E1 REVCGTGGTGGATACAGCCAA
CYP3A4 FORCTTCATCCAATGGACTGCATAAAT
CYP3A4 REVTCCCAAGTATAACACTCTACACAGACAA
GAPDH FORTGACAACTTTGGTATCGTGGAAGG
GAPDHREV AGGGATGTTCTGGAGAGCC
GPAM FORTCTTTGGGTTTGCGGAATGTT
GPAM REVATGCACATCTCGCTCTTGAATAA
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