Waiting
Procesando inicio de sesión ...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

מדידת כוח טטוני איזומטרי מקסימלית של שריר השוקיות בעכברוש

Published: June 26, 2021 doi: 10.3791/61926
Automatic Translation
1,2, 1,2, 1, 1, 1, 1
1Department of Orthopedic Surgery, Mayo Clinic, 2Radboud University Medical Center, Radboud Institute for Health Sciences, Department of Plastic Surgery, Nijmegen, The Netherlands

Summary

הערכת התאוששות מוטורית נותרה מדד התוצאה של בחינת ביצועים במחקרי עצבים היקפיים ניסיוניים. מדידת הכוח הטטוני איזומטרי של השריר הראשי tibialis בחולדה הוא כלי שלא יסולא בפז כדי להעריך את התוצאות התפקודיות לאחר שחזור של פגמים עצביים sciatic. השיטות והניואנסים מפורטים במאמר זה.

Abstract

פציעות עצביות טראומטיות גורמות לאובדן תפקודי משמעותי ומומים עצביים מגזריים מחייבים לעתים קרובות שימוש בשתלי עצבים אוטולוגיים. בשל זמינותם המוגבלת ותחלואה בצד התורם, מחקרים רבים בתחום התחדשות העצבים מתמקדים בטכניקות חלופיות לגשר על פער עצבי מגזרי. על מנת לחקור את התוצאות של אפשרויות טיפול ניסיוני כירורגי או תרופתי, מודל העצב הסיאטי החולדה משמש לעתים קרובות כמו bioassay. ישנן מגוון של מדידות תוצאה המשמשות במודלים חולדה כדי לקבוע את היקף התחדשות העצבים. כוח התפוקה המרבי של שריר היעד נשאר התוצאה הרלוונטית ביותר לתרגום קליני של טיפולים ניסיוניים. מדידת כוח איזומטרי של התכווצות שרירים tetanic תוארה בעבר כטכניקה לשחזור ותקף להערכת התאוששות מוטורית לאחר פגיעה עצבית או תיקון בדגמי חולדה וארנב כאחד. בסרטון זה, אנו נספק הוראה צעד אחר צעד של הליך זה שלא יסולא בפז להערכת התאוששות תפקודית של השריר הקדמוני tibialis במודל פגם עצבי sciatic חולדה באמצעות פרמטרים אופטימיזציה. נתאר את ההכנות הקדם-ניתוחיות הדרושות בנוסף לגישה הכירורגית ולניתוח של עצב הפרונל המשותף וגיד השרירים הקדמוניים של השוקית. טכניקת מדידת הכוח הטטוני איזומטרית תהיה מפורטת. קביעת אורך השריר האופטימלי ותדירות דופק גירוי מוסבר ומדידת התכווצות שרירים tetanic המרבי הוא הפגין.

Introduction

אובדן תפקוד מוטורי בעקבות פגיעה עצבית היקפית טראומטית יש השפעה משמעותית על איכות החיים ומצב סוציו-אקונומי של חולים1,2,3. הפרוגנוזה של אוכלוסיית חולים זו נשארת גרועה עקב שיפורים מינימליים בטכניקות כירורגיות לאורך השנים4. תיקון אפינואלי ישיר מקצה לקצה ללא מתח יוצר את השחזור הכירורגי הסטנדרטי לזהב. עם זאת, במקרים עם פערים עצביים מורחבים interposition של שתל עצבי אוטולוגי הוכיח להיות מעולה5,6. תחלואה באתר התורמים הקשורים וזמינות מוגבלת של שתלי עצב אוטולוגיים הטילו את הצורך בטכניקות חלופיות7,8.

מודלים ניסיוניים של בעלי חיים שימשו כדי להבהיר את המנגנון של התחדשות העצבים ההיקפיים ולהעריך את התוצאות של מגוון רחב של אפשרויות טיפול שחזור ופרמקולוגי8,9. מודל העצבים הסיאטיים של החולדה הוא המודל החייתי הנפוץ ביותר10. הגודל הקטן שלהם עושה אותם קל לטפל בבית. בשל הפוטנציאל הנוירו-רגנרטיבי המופלג שלהם, הזמן המופחת בין התערבות להערכת התוצאות יכול לגרום לעלויות נמוכות יחסית11,12. יתרונות נוספים של השימוש בו כוללים דמיון מורפולוגי לסיבי עצב אנושיים ומספר גבוה של מחקרים השוואתיים /היסטוריים13. למרות האחרון יש לגשת בזהירות, כמו מגוון רחב של מדדי תוצאה שונים בין מחקרים מקשה להשוות תוצאות14,15,16,17,18.

מדדי התוצאה להערכת התחדשות העצבים נעים בין אלקטרופיזיולוגיה להיסטומורפומטריה, אך שיטות אלה מרמזות על מתאם אך אינן בהכרח מודדות ישירות את חזרתה של פונקציה מוטורית14,15. התחדשות סיבי עצב לא יכול לעשות חיבורים מתאימים אשר יכול לגרום להערכת יתר של מספר חיבוריםפונקציונליים 14,15,19,20. המדידה הטובה ביותר ורלוונטית ביותר קלינית כדי להדגים reinnervation הנכון של איברי הקצה נשאר הערכה של תפקוד השריר21,22,23. עם זאת, יצירת כלים להערכת תפקוד מוטורי עבור מודלים של בעלי חיים היא מאתגרת. Medinaceli et al. תיאר לראשונה את ניתוח מסלול ההליכה, אשר מאז היה השיטה הנפוצה ביותר להערכת התאוששות תפקודית במחקרי עצב היקפי ניסיוני21,24,25,26,27,28. ניתוח מסלול ההליכה מכמת את המדד הפונקציונלי הסיאטי (SFI) בהתבסס על מדידות של כפות רגליים מעכברושיםמהלכים 21,29. מגבלות עיקריות של ניתוח מסלול ההליכה, כגון חוזים בוהן, automutilation, מריחת ההדפסה מתאם לקוי עם מדדים אחרים של reinnervation, חייבו את השימוש בפרמטרים אחרים לכימות של התאוששות תפקודית30,31.

במחקרים קודמים בחולדות לואיס32 וניו זילנד ארנבות33, אימתנו את מדידת הכוח הטטני האיזומטרי (ITF) לשריר השוקאי (ת"א) והדגמנו את יעילותו בהערכת התאוששות השרירים לאחר סוגים שונים של תיקון עצבים34,35,36,37,38,39. שריר ת"א מתאים היטב בגלל גודלו הגדול יחסית, innervation על ידי הענף peroneal של העצב הסיאטי ותכונות ביוכימיות מוארות היטב40,41,42,43. כאשר אורך השריר (כוח preload) ופרמטרים חשמליים ממוטבים ITF מספק שונות מצד לצד של 4.4% ו 7.5% בחולדות32 וארנבות33, בהתאמה.

מאמר זה מספק פרוטוקול מפורט של מדידת ITF במודל העצב הסיאטי של החולדה, כולל תיאור יסודי של התכנון הקדם ניתוחי הדרוש, גישה כירורגית וניתוח של עצב הצפק המשותף וגיד שריר TA דיסטלי. באמצעות ערכים קבועים מראש עבור עוצמת הגירוי ומשך הזמן, אורך השריר האופטימלי ותדירות הדופק גירוי יוגדרו. עם ארבעת הפרמטרים האלה, ניתן למדוד את ה- ITF באופן עקבי ומדויק.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

כל ההליכים בבעלי חיים בוצעו באישור הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC A334818).

1. כיול מתמר הכוח

  1. ודא שהמחשב מחובר כראוי להתקן רכישת נתוני קלט/פלט רב-תכליתי (DAQ) מסוג USB-6009, אשר בתורו אמור להיות מחובר לתמר הכוח.
    הערה: זנים ומינים אחרים של חולדות עשויים לדרוש מתמר כוח תא עומס שונה כמו כוחות גבוהים יותר צפויים 44.
  2. חבר מהדק מותאם אישית המעוצב מהמוסטט כירורגי שונה למתמר הכוח המותקן לזרוע ידית מתכווננת בבסיס ואקום.
    הערה: המהדק המותאם אישית מורכב מהמוסטט כירורגי שונה עם בורג הידוק המאפשר התאמת המתח (איור 1).
  3. מקם על השולחן את פלטפורמת בדיקות הזכוכית האקרילית המותאמת אישית, המכילה שני גושי עץ לקיבוץ האיבר האחורי של החולדה.
    הערה: חומרים אחרים כגון urethane יכול לשמש גם במקום עץ כל עוד K-חוטים מסוגלים לחדור ולהתקבע.
  4. חבר את המהדק, מתמר כוח ושילוב זרוע ידית מתכווננת אנכית לפלטפורמת הבדיקה באמצעות בסיס הוואקום שלו.
  5. הדק וו או לולאה למהדק עבור משקולות הכיול.
  6. הפעל את המחשב ופתח את התוכנה (למשל, LabVIEW).
  7. לאחר פתיחת התוכנה, הפעל את המכשיר הווירטואלי (VI) המותאם אישית למדידת ITF (איור 2).
    הערה: איור 2 מכיל את קוד LabVIEW בקטע VI. ניתן לגרור קטע VI זה אל דיאגרמת הבלוקים ב- LabVIEW. הוא יהפוך באופן אוטומטי לקוד גרפי. עבור ניסוי זה קצב הדגימה נקבע על 2000 הרץ עם 25 דגימות לקרוא עבור כל איטרציה.
  8. הפעל את ה- VI על-ידי הקשה על החץ הלבן בפינה השמאלית העליונה ובחר כיול חדש. ייפתח חלון חדש.
  9. התחל את תהליך הכיול עם אפס משקל (רק מהדק עם וו מחובר או לולאה) ולחץ על אישור.
  10. ברצף, להוסיף 10, 20, 30 ו 50 גרם של משקל ולחץ אישור בין כל מדידת משקל.
  11. לאחר איסוף כל חמשת המידות, לחץ על תהליך.
  12. קבלו את הערכים רק אם התרשים ב-VI מציג עקומה ליניארית חיובית (איור 3).
  13. מקם מחדש את המהדק, מתמר הכוח ושילוב זרוע ידית מתכוונן אופקית בפלטפורמת הבדיקה. זו תהיה המיקום המשמש למדידת ה- ITF.
  14. לחץ על אפס והחלון ייסגר באופן אוטומטי.

2. נושאי בעלי חיים

  1. השתמש בחולדות לואיס זכר במשקל בין 300-500 גרם.
    הערה: להשוואה של התחדשות עצבים, זה הכרחי להשתמש באותו זן החולדה הן בקבוצות הבקרה והן בקבוצות הניסוי, שכן משקל ושכיחות של אוטוטומיה תלויים במתח ויכולים להשפיע מאוד על התוצאות של ITF10,32,45,46,47.

3. הכנה כירורגית

  1. הכינו את כל המכשירים הכירורגיים הנדרשים לפני הניתוח(טבלת החומרים).
  2. לשקול את בעלי החיים כדי לקבוע את הכמות הנדרשת של הרדמה.
  3. לגרום להרדמה על ידי הצבת החולדה בתא גזים עם 3% isoflurane בחמצן.
  4. הרדמה עמוקה של החולדה באמצעות קוקטייל של קטמין עשרה חלקים (100 מ"ג / מ"ל) ו xylazine חלק אחד (100 מ"ג / מ"ל) במינון של 1 מ"ל / קילוגרם משקל גוף באמצעות הזרקה תוך אישית. לפקח על עומק ההרדמה בהתבסס על התגובה לצביטת בוהן ועל ידי התבוננות בקצב הנשימה.
  5. כ -30 דקות לאחר המינון הראשוני של קוקטייל קטמין / xylazine, לנהל מנה משלימה של 0.3-0.6 mL /kg משקל גוף של קטמין בלבד (100 מ"ג / מ"ל) תוך-פיתון כדי לשמור על הרדמה נאותה לאורך כל ההליך, אשר מוגדר כקצב נשימה נמוך ותגובה נעדרת קמצוץ בוהן.
    התראה: חשוב לנהל בקפדנות את ההרדמה הנדרשת כמו מנת יתר לא ניתן לנטרל.
  6. לגלח בזהירות את הגפיים האחוריות של החולדה באמצעות קוצץ חשמלי.
  7. מניחים את החולדה במצב נוטה על כרית חימום כדי לשמור על טמפרטורת הגוף ב 37 מעלות צלזיוס. באופן אופציונלי, ניתן לפקח על טמפרטורת הגוף באמצעות מדחום רקטלי.
  8. להזריק 5 מ"ל של 0.9% נתרן כלורי (NaCl) תת עורית לתוך העור רופף על הצוואר של החולדה כדי לשמור על מצב הידרציה נאותה לאורך כל ההליך.
  9. בשל האופי הלא הישרדותי של הליך זה, השדה הכירורגי והמכשירים אינם דורשים להיות סטריליים. המנתח צריך להשתמש בציוד מגן אישי (PPE) וזכוכית מגדלת כירורגית מומלץ הדמיה נכונה של המבנים האנטומיים.

4. גישה כירורגית לעצב הפרונלי המשותף

  1. מניחים את החולדה במצב שכיבה לרוחב ימין או שמאל בהתאם לאיזה צד יימדד ראשון.
  2. צור חתך של 2-3 ס"מ בעור הירך האחורית במקביל לעצם הירך החל מהטרוצ'נטר הגדול יותר באמצעות להב כירורגי מס '15.
  3. זהה את המישור בין שריר הזרועות femoris לבין gluteus maximus ו vastus lateralis השרירים ולבצע ניתוח בוטה באמצעות מספריים tenotomy להפריד את השרירים האלה ולחשוף את העצב הסיאטי הבסיסי.
  4. אתר את הטריפורציה של העצב הסיאטי והנח מפשק כדי להשיג גישה טובה יותר. שלושת הענפים של העצב הסיאטי כוללים את העצב הפרונלי המשותף, את עצב השוקי ואת העצבים הקוליים.
  5. לבודד את ענף העצבים הפרונליים המשותף (בדרך כלל הענף הגחוני ביותר) של העצב הסיאטי באמצעות מלקחיים מיקרוכירורגיים מעוגלים.
    הערה: במקרה של חוסר ודאות, בעדינות לעורר את העצב המבודד עם מגרה עצב כירורגי להתבונן בתגובה המוטורית. גירוי של העצבים הצפקים הנפוצים תוצאות dorsiflexion של הכף.

5. ניתוח של גיד השרירים הדיסטליים של השוקיים

  1. על מנת לחשוף את שריר הת"א והכנסתו, יש להסית את העור בהיבט האטרולרואלי של הרגל התחתונה, החל במפרק הברך ויורד לצד הבינוני של הכף האחורית.
  2. לנתח את גיד שריר TA דיסטלי מהרקמה שמסביב באמצעות אזמל עם להב כירורגי מס '15.
  3. באמצעות מלקחיים יתוש, לנתח בבוטות את גיד שריר TA לכיוון החדרה לחתוך את הגיד דיסטלי ככל האפשר. השאירו את שריר הת"א הפרוקסימלי ללא הפרעה, תוך שמירה על הפדיקל העצבי.
    הערה: באופן קבוע (בערך כל 5 דקות), לחות שריר ת"א עם מחומם 0.9% NaCl (37 °C (37 °F) כדי למנוע קירור והתייבשות.

6. מדידת כוח טטוני איזומטרי

  1. חבר את כבלי האלקטרודה הדו-קוטבית ואת כבל הקרקע בהתאם לצבעם להתקן גירוי דו-קוטבי.
  2. חבר את הקצה השני של כבלי האלקטרודה הדו-קוטבית לאלקטרודה תת-קרקעית.
    הערה: אלקטרודה הפניה (אדום, אנודה) צריך להיות ממוקם דיסטלי אלקטרודה פעילה (שחור, קתודה) קרוב.
  3. מעבירים את החיה יחד עם כרית החימום לפלטפורמת הבדיקה.
  4. מקובעים את האיבר האחורי של החולדה לבלוק העץ באמצעות שני חוטי קירשנר 1 מ"מ דרך הקרסול ואת הקונדיל לרוחב של עצם הירך הדיסטלית הימנעות ההיבט האחורי של הברך.
    התראה: יש להימנע מפגיעה בכלי הדם בעורק הווריד המוקפץ הממוקם בגב לקונדיל עצם הירך.
  5. חבר מחזיק עם מהדק מותאם אישית לפלטפורמת הבדיקה באמצעות בסיס הוואקום שלו.
  6. אבטחו את גיד שריר הת"א הדיסטלי למהדק המחובר לתמר הכוח.
    הערה: יש למקם את מתמר המהדק והכוח במקביל למהלך שריר הת"א.
  7. מניחים את הרקטור על הירך האחורית של החולדה על מנת לגשת לעצב הפרונלי המשותף.
    הערה: יש לשמור על העצב הסיאטי וענפיו לחים עם 0.9% NaCl מחומם (37 °C (37 °F) כדי למנוע קירור והתייבשות.
  8. הכנס את כבל הקרקע לשרירים שמסביב (למשל, שריר הרוחב העצום).
    הערה: ממריץ SD9 דשא דורש כבל קרקע כדי להפחית חפצים חשמליים. ממריץ חדש יותר עשוי שלא לדרוש כבל קרקע נוסף.
  9. תחברו את העצב הפרונלי המשותף לאלקטרודה התת-קרקעית ותיקנו את מיקומו באמצעות המחזיק בפלטפורמה (איור 4).
    הערה: ודא שרק עצב הצפק הנפוץ מחובר לאלקטרודה התת-קרקעית.
  10. אופטימיזציה של אורך השריר
    1. הפעל את מכשיר הגירוי הדו-קוטבי והתאם את ההגדרות כהמשך: דופק מונופאזי מרובע, השהיה 2 אלפיות השנייה, משך דופק גירוי 0.4 אלפיות השנייה, עוצמת גירוי 2 V.
      הערה: ההשהיה קובעת את השעה בין פעימת הסינכרון לבין המסירה של הקצה המוביל של הדופק.
    2. בחר בדיקת פרמטר והפעל את אוסף הגורמים המפעילים ב- VI.
    3. הגדל את אורך השריר (preload) על ידי התאמת זרוע הידית המחוברת למתמר הכוח.
    4. התחל ב 10 גרם של preload ולהשתמש במרווחים של 10 גרם עד כוח השריר הפעיל המרבי נקבע.
    5. עבור כל טעינה מראש, יש למרוח שתי עוויתות בודדות אחת אחרי השנייה באמצעות הכפתור במכשיר הגירוי הדו-קוטבי. הפלט יהיה גלוי על המסך והחולדה צריכה להראות דורסיפלקסיה של הכף.
      הערה: לפני גירוי העצב, תמיד להסיר כל עודף 0.9% NaCl המקיף את העצב באמצעות אפליקטורים כותנה הטה כדי להבטיח את האות לא מתבצע לרקמה שמסביב.
    6. כדי להפסיק את המדידה, לחץ שוב על אוסף גורמים מפעילים ב- VI.
    7. אם התוכנית מזהה באופן אוטומטי את שני כוחות הפלט שיא לחץ על קבל. במקרה שהתוכנית אינה בוחרת באופן אוטומטי כוחות פלט אלה, הקש Decline ובחר את הפסגות באופן ידני. שני כוחות התפוקה הגבוהים יגיעו בממוצע לכוח תפוקת שיא ממוצע (איור 5).
    8. חשב את כוח השריר הפעיל על-ידי הפחתת הטעינה מראש מכוח פלט השיא הממוצע.
    9. רשום את הכוח הפעיל עבור כל טעינה מוקדמת כדי להציג את המגמה ולזהות את הכוח הפעיל המרבי (איור 6). ניתן להשתמש גם בגיליון אלקטרוני.
  11. מדידת כוח טטוני איזומטרי
    1. לאחר קביעת אורך השריר האידיאלי, תן לשריר לנוח באפס טעינה מראש במשך 5 דקות לפני תחילת התכווצויות השרירים הטטוניים.
    2. בינתיים, לעבור ממבחן פרמטר לבדיקת תדירות על VI ולהתאים את עוצמת הגירוי ל 10 V על מכשיר גירוי דו קוטבי.
    3. שמור על משך הדופק עיכוב וגירוי ב 2 ms ו 0.4 ms, בהתאמה.
    4. למדוד את כוח השריר tetanic איזומטרי באמצעות הגדלת תדרי גירוי החל מ 30 הרץ עם הפרשים של 30 הרץ עד רמת הכוח המרבית נצפתה.
    5. לחץ על אוסף הדק ולהגדיר את אורך השריר האופטימלי שנקבע מראש.
    6. לחץ על לחצן חזור על מכשיר הגירוי הדו קוטבי כדי לגרום לגירוי tetanic לכל היותר 5 שניות או עד שיא כוח הוא הבחין בבירור.
      הערה: לפני גירוי העצב, תמיד להסיר כל עודף 0.9% NaCl המקיף את העצב באמצעות אפליקטורים כותנה הטה כדי להבטיח את האות לא מתבצע לרקמה שמסביב.
    7. כדי לאסוף את הנתונים, הקש שוב על איסוף גורמים מפעילים ותיעד את כוח הפלט המרבי. במקרה שהתוכנית אינה מזהה באופן אוטומטי את כוח הפלט המרבי שיא, הקש Decline ובחר את השיא באופן ידני.
    8. תן לשריר לנוח שוב באפס טעינה מראש במשך 5 דקות לפני תחילת התכווצויות השרירים הטאניות הבאות.
      הערה: באופן קבוע (בערך כל 5 דקות), לחות את שריר ת"א עם מחומם 0.9% NaCl (37 °C (37 °F) כדי למנוע קירור והתייבשות.
    9. המשך להגדיל את תדירות הגירוי עד לרמת הכוח המרבית. רמת הכוח תוגדר ככוח הטטוני ה איזומטרי המרבי.
      הערה: לאחר שלב זה, להסיר את K-חוטים, סיכה או לתפור את העור ולחזור על ההליך כולו לאיבר האחורי contralateral, החל בשלב 4.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

חמישה פרמטרים משמשים למדידת מדידת ITF. אלה כוללים מתח שרירים (כוח preload), עוצמת גירוי (מתח), תדירות הדופק גירוי, משך גירוי של 0.4 ms ועיכוב של 2 ms. לפני מדידת ITF, מתח השרירים האופטימלי צריך להיקבע באמצעות שני התכווצויות שריר עווית אחת בעוצמה של 2 V במהלך בדיקת הפרמטר. גירויים אלה גורמים ל-dorsiflexion של הכף ומייצרים אות פלט על הגרף ב-VI (איור 5). עקומות עווית יחיד אלה באופן אידיאלי יש עלייה אנכית מהירה המייצגת את תקופת ההתכווצות ישירות ואחריו תקופת ירידה אנכית איטית יותר המדגימה את תקופת ההרפיה. התוכנית תהיה ממוצע אלה שני כוחות פלט שיא, אבל הכוח הפעיל צריך להיות מחושב באופן ידני על ידי חיסור כוח preload מכוח הפלט הממוצע. בדוגמה באיור 5, טעינה מוקדמת של 10 גר' גורמת לשני כוחות פלט שיא של 411.09 גרם (4.03 N) ו- 379.78 גרם (3.73 N), ממוצע לכוח פלט שיא ממוצע של 395.43 גרם (3.88 N). כאשר הכוחות הפעילים של כל טעינה מוקדמת הם התוויה בגרף, ניתן לזהות את הכוח הפעיל המרבי. כוחות פעילים אלה מייצרים בדרך כלל עקומה בצורת פעמון והכוח הפעיל המרבי עבור חולדות לואיס במשקל 300-500 גרם צריך להיות סביב 30-40 גרם (0.29-0.39 N)(איור 6).

עבור גירויים tetanic במהלך בדיקת התדר, עוצמת הגירוי הוא גדל למתח סופרה מקסימלית (10 V) כדי להבטיח הפעלה מקסימלית של כל יחידות מנוע שריר TA באמצעות תדרים גוברים. העקומה הטטונית האופטימלית עולה ויורדת בחדות ויש לה שלב רמה ההולך ופוחת עם תנודות מינימליות. איור 7 מתאר דוגמה לעקומה טטונית בתדר גירוי של 30 הרץ עם כוח טטוני איזומטרי של 803.25 גרם (7.88 N). רמת הכוח הגבוהה ביותר מוגדרת כ- ITF המרבי.

Figure 1
איור 1: תמונה של מהדק מותאם אישית שעוצב מהמוסטט כירורגי ושונה עם בורג הידוק המאפשר התאמה של המתח.

Figure 2
איור 2: קוד גרפי לכלי וירטואלי למדידת כוח טטוני איזומטרי ב- LabVIEW.

Figure 3
איור 3: כיול מתמר הכוח. כיול מוצלח של מתמר הכוח עם חמישה משקולות (0, 10, 20, 30 ו -50 גרם) אמור לגרום לעקומה ליניארית חיובית. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 4
איור 4: סקירה סכמטית של כיוונון ניסיוני למדידת כוח טטוני איזומטרי. (מוגן בזכויות יוצרים ומשמש באישור קרן מאיו לחינוך ומחקר רפואי; כל הזכויות שמורות. הודפס מחדש מ: שין, ר.ה. ואח'. שיטת מדידת כוח טטוני איזומטרית של השוקיים לפני החולדה. מיקרו-כירורגיה. 28 (6), 452-457 (2008)). לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 5
איור 5: עקום עווית יחיד מייצג למיטוב אורך השריר. עבור כל מדידת טעינה מראש, שתי עוויתות בודדות מוחלות. עקומות עווית יחיד אלה יש עלייה אנכית מהירה (תקופת התכווצות) ואחריו ירידה אנכית (תקופת הרפיה). שני כוחות התפוקה שיא יהיה ממוצע לכוח תפוקת שיא ממוצע. בדוגמה זו עם חולדת לואיס, טעינה מוקדמת של 10 גרם גורמת לשני כוחות פלט שיא של 411.09 גרם (4.03 N) ו- 379.78 גרם (3.73 N), אשר ממוצע כוח פלט שיא ממוצע של 395.43 גרם (3.88 N). לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 6
איור 6: אורך שריר אופטימלי (טעינה מראש). ניתן לחשב את כוח השריר הפעיל על ידי הפחתת העומס מראש מכוח פלט השיא הממוצע. יש לתעד את כוח השריר הפעיל עבור כל טעינה מוקדמת עד לירידה בכוח השריר הפעיל. העומס המקדים המניב את כוח השריר הפעיל הגבוה ביותר ישמש למדידת הכוח האיזומטרי הטטאני. העומס האופטימלי עבור חולדות לואיס במשקל 300-500 גרם צריך להיות סביב 30-40 גרם (0.29-0.39 N) (N = 10). לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 7
איור 7: עקומת כוח איזומטרית מייצגת. העקומה הטטונית האופטימלית עולה בחדות, ולאחר מכן יש שלב רמה יורד לאט ואחריו ירידה חדה. רמת הכוח הגבוהה ביותר מוגדרת כ- ITF המרבי. דוגמה זו מתארת את העקומה הטטונית בתדר גירוי של 30 הרץ עם כוח טאטאני איזומטרי של 803.25 גרם (7.88 N). לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

פרוטוקול זה מתאר שיטה מאומתת בעבר לרכישת מדידות ITF מרביות מדויקות של שריר ת"א במודל עכברוש32. ההתאוששות של כוח מרבי לאחר טיפולים ניסיוניים שחזור עצבי הוא עניין ראשוני בסביבה הקלינית כפי שהוא מוכיח כי העצב לא רק התחדש, אלא גם עשה חיבורי עבודה עם שריר היעד. ניתן להשתמש ב- ITF במודל פער עצבי קטן, כגון דגם העצב הסיאטי החולדה32, ועם כמה שינויים בפרוטוקול, ניתן להשתמש בו גם ב- ארנב פער עצבי גדול יותר מודל33.

ישנם מספר צעדים קריטיים שיש לקחת בחשבון כדי להבטיח מדידות עקביות ואמינות של כוח שריר איזומטרי מקסימלי. החשיבות של בחירה בקפידה את סוג ההרדמה כדי למנוע תופעות לוואי של שרירי השלד תוארה בעבר32,33. השימוש isoflurane הוכיחה ירידה תלוית זמן בכוח השריר, אשר ניתן להסביר על ידי יכולתו לגרום reticulum סרקופלזמית מגורה שחרור של סידן33,48. ההשפעה של קטמין / xylazine על כוח השריר הוכיחה להיות מינימלית בהתבסס על הניסיון שלנו מחקר קודם32. חיבור מאובטח של גיד שריר TA דיסטלי מתמר כוח הוא גם בעל חשיבות רבה עבור מדידות מדויקות. החלקה או קריעה של הגיד יש למנוע או לתקן ישירות. לכן, מהדק בהתאמה אישית נוצר מהמוסטט כירורגי ושונה עם בורג הידוק. קבוצות מחקר אחרות תיארו טכניקה של ייבוש הגיד במשך כ -30 דקות כדי לחזק מכנית את הממשק בין הגיד לבין מהדק49. על מנת לשמור על סיבולת של השריר זה קריטי כדי למנוע התייבשות של שריר ת"א וגיד עם חם 0.9% NaCl וליישם תקופת מנוחה של 5 דקות בין כל גירוי tetanic. תקופת המנוחה מבוססת על פעילות מערכת הפוספגן, הידועה גם כמקור האנרגיה המיידי, החשוב להתכווצויות שרירים נפיצות. הוא מורכב מפעילות אדנוזין טריפוספט (ATP) וקריאטין פוספט ומספק אנרגיה פחות מ -10 שניות של פעילות מקסימלית. זה דורש בערך 3-5 דקות כדי לחדש 100% של פוספגנים50.

אנו מכירים במגבלות השיטה המתוארת בסרטון זה. אופי אי ההישרדות של ההליך אינו מאפשר מדידות סדרתיות לאורך זמן. בנוסף, זהו פרוטוקול בדיקה מפורט וגוזל זמן. במהלך 1 עד 2 שעה זמן הבדיקה, העצב והשריר עוברים מספר משמעותי של גירויים אשר עלול לגרום עייפות שרירים עם ירידה פוטנציאלית ITF. זה, עם זאת, הוכיח להיות פחות בולט במודל החולדה לעומת הארנב33.

לסיכום, מדידת ITF המתוארת בסרטון זה היא כלי רב ערך במחקרי עצבים היקפיים ניסיוניים לכימות התאוששות מוטורית. כאשר מוצגים עם מדדי תוצאה אחרים כגון אלקטרופיזיולוגיה והיסטומורפומטריה, ניתן לספק הערכה גלובלית של תפקוד העצבים.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

למחברים אין מה לחשוף.

Acknowledgments

מחקר שדווח בפרסום זה נתמך על ידי המכון הלאומי להפרעות נוירולוגיות ושבץ של המכונים הלאומיים לבריאות תחת פרס מספר RO1 NS 102360. התוכן הוא באחריות המחברים בלבד ואינו מייצג בהכרח את השקפותיהם הרשמיות של המכונים הלאומיים לבריאות.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Sodium Chloride Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA G130203
1 mm Kirshner wires Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ N/A
Adson Tissue Forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-6801226
Bipolar electrode cables Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Bipolar stimulator device Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Cotton-tip Applicators Cardinal Health, Waukegan, IL, USA C15055-006
Curved Mosquito forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-1201112
Force Transducer MDB-2.5 Transducer Techniques, Temecula, CA N/A
Gauze Sponges 4x4 Covidien, Mansfield, MA, USA 2733
Ground cable Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Isoflurane chamber N/A N/A Custom-made
Ketamine Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ 42023-115-10
LabView Software National Instruments, Austin, TX
Loop N/A N/A Custom-made
Microsurgical curved forceps ASSI, Westbury, NY, USA JFA-5B
Microsurgical scissors ASSI, Westbury, NY, USA SAS-15R-8-18
Microsurgical straight forceps ASSI, Westbury, NY, USA JF-3
Retractor ASSI, Westbury, NY, USA AG-124426
Scalpel Blade No. 15 Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA 371115
Slim Body Skin Stapler Covidien, Mansfield, MA, USA 8886803512
Subminiature electrode Harvard Apparatus, Holliston, MA N/A
Surgical Nerve Stimulator Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA 9094
Terrell Isoflurane Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA H961J19A
Testing platform N/A N/A Custom-made
Tetontomy Scissors ASSI, Westbury, NY, USA ASIM-187
Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch Fisher Scientific, Waltham, MA, USA S407992
USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device National Instruments, Austin, TX 779026-01
Vacuum Base Holder Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal N/A Attached clamp is custom-made
Weight (10 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820010.4
Weight (20 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820020.4
Weight (50 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820050.4
Xylazine Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada 1XYL002

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
  2. Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
  3. Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
  4. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  5. Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
  6. Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
  7. Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
  8. Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
  9. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  10. Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
  11. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  12. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  13. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
  14. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
  15. Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
  16. Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
  17. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  18. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  19. Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
  20. Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the "de Medinaceli" and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
  21. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  22. Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
  23. Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
  24. Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
  25. Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
  26. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  27. Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
  28. Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), Kaunas. (2019).
  29. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  30. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  31. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  32. Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
  33. Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
  34. Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
  35. Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
  36. Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
  37. Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
  38. Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
  39. Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
  40. Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
  41. Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
  42. Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
  43. Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
  44. Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
  45. Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
  46. Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
  47. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  48. Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
  49. Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
  50. Paul, R. J. Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). Sperelakis, N. , Academic Press. 801-821 (2012).

Tags

מדעי המוח גיליון 172 פגיעה עצבית התחדשות עצבים עצבים סיאטיים התאוששות תפקודית תפקוד מוטורי כוח שרירים tetanic דגם עכברוש
מדידת כוח טטוני איזומטרי מקסימלית של שריר השוקיות בעכברוש
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Bedar, M., Saffari, T. M.,… More

Bedar, M., Saffari, T. M., Friedrich, P. F., Giusti, G., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat. J. Vis. Exp. (172), e61926, doi:10.3791/61926 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter