Se han demostrado técnicas microquirúrgicas detalladas para establecer un modelo de rata de canulación de vena yugular a largo plazo para la recolección secuencial de sangre en el mismo animal. Los parámetros fisiológicos y hematológicos han sido monitoreados durante la fase de recuperación de la rata. Este modelo se ha aplicado para estudiar la farmacocinética del polifenol administrado por vía oral sin inducir estrés animal.
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Artículo de método
Habilidades microquirúrgicas para establecer la canulación permanente de la vena yugular en ratas para el muestreo de sangre en serie del medicamento administrado por vía oral
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En este artículo
Resumen
Resumen
El muestreo de sangre en pequeños animales de laboratorio es necesario para la optimización del plomo farmacéutico, pero puede causar un gran daño y estrés a los animales de experimentación, lo que podría afectar los resultados. La canulación de la vena yugular (JVC) en ratas es un modelo ampliamente utilizado para la recolección repetida de sangre, pero requiere un entrenamiento adecuado de las habilidades quirúrgicas y el cuidado de los animales. Este artículo detalla los procedimientos microquirúrgicos para establecer y mantener un modelo permanente de rata JVC con un enfoque específico en la colocación y sellado de la cánula yugular. Se destacó la importancia de monitorear los parámetros fisiológicos (por ejemplo, peso corporal, ingesta de alimentos y agua) y hematológicos, con resultados presentados durante 6 días después de la cirugía durante la recuperación de la rata. El perfil fármaco-concentración plasmática-tiempo del ácido elágico fenol natural administrado por vía oral se determinó en el modelo de rata JVC.
Introducción
La adquisición repetida de muestras de sangre de pequeños animales de laboratorio, como roedores, cobayas y conejos, es un aspecto importante para la optimización del plomo farmacéutico y también para reducir el número de animales utilizados en la investigación 1,2. La cartera para desarrollar nuevas herramientas de diagnóstico y formulación de medicamentos (por ejemplo, vacunas) requiere acceso a diferentes volúmenes de sangre para evaluar su robustez y rendimiento in vivo, como la farmacocinética (PK), la toxicidad y la sensibilidad 3,4,5.
El enfoque de laboratorio para la recolección de muestras de sangre se clasifica ampliamente en dos tipos, quirúrgico y no quirúrgico6. El enfoque no quirúrgico es relativamente fácil de comprender para el investigador, que incluye técnicas comunes, como la punción cardíaca, la punción del seno orbitario y el sangrado de la vena safena y de la cola. El muestreo múltiple de sangre es posible mediante algunos métodos no quirúrgicos, pero el volumen de la muestra es pequeño y puede causar heridas físicas y estrés psicológico a los animales1. Por otro lado, el abordaje quirúrgico es una alternativa favorita a la venopunción repetida, e implica la colocación de una cánula temporal o permanente en los vasos sanguíneos de los animales 7,8,9. El gran volumen de sangre podría extraerse repetidamente a través de la cánula en ratas conscientes, evitando el estrés y el dolor debido a la técnica de manipulación, la restricción y la anestesia 7,8,10,11. Sin embargo, la implantación de la cánula requiere un investigador experimentado con la capacitación adecuada para recolectar con éxito la sangre.
La recolección de sangre a través de la canulación de la vena yugular (JVC) en ratas es el método más utilizado para estudiar el fármaco PK 6,10,12,13. Sin embargo, el establecimiento del modelo de rata JVC necesita una práctica cuidadosa de las habilidades microquirúrgicas y el conocimiento de la atención y el mantenimiento postquirúrgicos. Especialmente, después de la cirugía, la rata requiere la administración de analgésicos y el tiempo de recuperación suficiente para alcanzar una condición fisiológica estable para experimentos posteriores 13,14,15. Aunque el aumento de peso corporal (es decir, >10 g) es un indicador válido y comúnmente aplicado para la recuperación de la rata, no es raro que las ratas tengan una muerte inesperada después de la operación debido a deshidratación, infección e inflamación, que podría ser sutil notar al inicio temprano14,15. Además, la obstrucción del catéter en el modelo JVC sigue siendo un problema durante la extracción de sangre.
El presente protocolo ha demostrado en detalle los procedimientos microquirúrgicos para JVC en una rata anestesiada con un enfoque específico en la identificación, aislamiento y canulación de la vena yugular. Se destaca la importancia del seguimiento fisiológico y hematológico de las ratas durante la fase de recuperación. Finalmente, se recogieron muestras de sangre seriadas a través del catéter venoso para estudiar el PK del ácido elágico fenol natural administrado por vía oral con mala biodisponibilidad (es decir, baja concentración sistémica) para verificar el modelo de rata JVC.
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Protocolo
Los procedimientos que se describen a continuación se realizaron como parte de un protocolo aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Politécnica del Noroeste (No. 202101117).
1. Preparación preoperatoria (el día antes de la cirugía)
NOTA: Soluciones requeridas: solución salina normal (cloruro de sodio al 0,9% p/v), solución salina heparinizada (1% p/v heparina sódica), solución de bloqueo del catéter, fármaco antiinflamatorio no esteroideo (AINE), como solución de meloxicam (2 mg/ml).
- Preparación de la solución
- Alícuota de 200 μL de solución de bloqueo de catéter preempaquetada en un tubo de microcentrífuga estéril de 1,5 ml.
NOTA: La solución de bloqueo del catéter está compuesta de solución salina heparinizada (0,4% v/v de heparina sódica) mezclada con glicerol (v/v,1:1). - Mezcle 1 g de heparina sódica en 100 ml de solución salina normal para preparar solución salina heparinizada al 1%.
- Disuelva el meloxicam en solución salina normal para preparar una solución de concentración de 2 mg/ml para el alivio del dolor postoperatorio.
NOTA: La solución salina heparinizada preparada y la solución de meloxicam se filtran a través de un filtro de 0,22 μm. Todas las soluciones se esterilizan y almacenan a 4 °C para su uso futuro.
- Alícuota de 200 μL de solución de bloqueo de catéter preempaquetada en un tubo de microcentrífuga estéril de 1,5 ml.
- Instrumentos y materiales quirúrgicos
- Empaque todas las herramientas quirúrgicas limpias en una bolsa y péguelas con cinta adhesiva con un trozo de cinta de esterilización en autoclave. Consulte la Figura 1A para conocer los instrumentos quirúrgicos específicos utilizados.
- Autoclave la bolsa quirúrgica a 121 °C durante 30 min para el uso al día siguiente.
- Preparación animal
- Antes de la cirugía, aloje a todas las ratas macho Sprague-Dawley (SD) en la sala de animales estándar con temperatura controlada a 22 ± 1 ° C. Aliméntelos con los alimentos y agua de laboratorio estándar ad libitum durante al menos 7 días.
NOTA: Tanto las ratas macho como las hembras se pueden usar para el modelo JVC, y sus edades y pesos corporales típicos varían de 9 a 14 semanas y 294 ± 57 g, respectivamente. - Anestesiar a la rata con 3%-3.5% de isoflurano mezclado con oxígeno en una cámara de preanestesia. Determine si la rata queda inconsciente por la falta de respuesta al pellizco del pie.
- Saque suavemente la rata, coloque la nariz de la rata en una pieza nasal anestésica que suministre 2% -2.5% de isoflurano.
- En la posición ventral y dorsal, retire el pelaje a fondo alrededor de su hombro derecho y las áreas posteriores del cuello con crema depilatoria y una maquinilla de afeitar para mascotas. Devuelva la rata a la jaula para la cirugía que se realizará al día siguiente.
- Antes de la cirugía, aloje a todas las ratas macho Sprague-Dawley (SD) en la sala de animales estándar con temperatura controlada a 22 ± 1 ° C. Aliméntelos con los alimentos y agua de laboratorio estándar ad libitum durante al menos 7 días.
2. Antes de la cirugía en el día
- Preparar la estación de trabajo aséptica
- Rocíe alcohol medicinal al 75% para desinfectar el área de operación y luego coloque la almohadilla térmica cubierta con un cojín limpio. Coloque la lámpara LED con una fuente de luz fría al lado de la estación de trabajo.
- Precaliente las soluciones requeridas (paso 1.1) a temperatura ambiente.
- Llene 0,6 ml de solución salina heparinizada y 0,15 ml de solución de bloqueo de catéter en dos jeringas estériles de punta roma de 1,0 ml, respectivamente. Retire 2,5 ml de la solución salina normal con una jeringa estéril de 5,0 ml.
- Remoje las bolas de algodón en alcohol medicinal al 75%. Exprima el exceso de etanol antes de usarlo.
- Pesa y registra el peso corporal de la rata.
3. Durante la cirugía
- Preparación quirúrgica
- Use la bata quirúrgica, los guantes estériles y la máscara facial. Luego abra la bolsa quirúrgica esterilizada, deje todas las herramientas quirúrgicas en alcohol medicinal al 75% y séquelas antes de usarlas.
- Aislamiento de la vena yugular
NOTA: El tiempo estimado de operación para esta parte es de 10 min.- Anestesiar a la rata lista para la cirugía y afeitada con 3%-3.5% de isoflurano mezclado con oxígeno en una cámara de inducción y determinar si la rata queda inconsciente por la falta de respuesta al pellizco del pie.
- Coloque la nariz de la rata en la pieza nasal suministrada con 2% -2.5% de isoflurano para mantener la anestesia.
- Inyecte por vía subcutánea (s.q.) solución de meloxicam a una dosis de 2 mg/kg.
NOTA: Asegúrese de seleccionar analgésicos que no interactúen con el compuesto farmacológico de interés en el estudio farmacocinético. - Usando cinta adhesiva, sujete los antebrazos de la rata en su posición ventral a cada lado de la plataforma quirúrgica.
- Frote suavemente el área quirúrgica alternando entre bolas de algodón empapadas en alcohol medicinal al 75% y exfoliante a base de yodo para un total de tres veces.
- Levante cuidadosamente la piel cerca de la clavícula en el lado derecho de la línea media del cuello con fórceps y haga una incisión hacia el pecho de aproximadamente 1.5-2.0 cm de longitud con un par de tijeras quirúrgicas.
- Diseccionar la cubierta de tejido delgado con tijeras de iris para exponer la vena yugular inferior. El extremo cefálico proximal de la vena yugular externa consta de dos ramas, que se pueden identificar visualmente.
NOTA: Dependiendo de la edad y el sexo de la rata, el tejido blando (por ejemplo, glándulas salivales, ganglios linfáticos y tejidos grasos) que cubre la vena yugular varía. En comparación con las ratas jóvenes, las ratas viejas son más gordas (por ejemplo, BW > 300 g) y, por lo tanto, necesitan más separación de tejido antes de que la vena yugular sea visible. - Levante la vena yugular junto con sus tejidos membranosos conectivos para visualizar el ganglio linfático unido a la vena yugular. Separe cuidadosamente la vena a lo largo de la dirección vascular del músculo circundante, la grasa y otros tejidos.
- Empuje las pinzas debajo de la vena yugular sin dañar los vasos sanguíneos colaterales y pase dos piezas de sutura 6-0 debajo de la vena para marcar los dos extremos del vaso sanguíneo individualmente.
- Tire de una pieza de la sutura lo más lejos posible hacia la cabeza de la rata y ligar la vena cranealmente con 2-3 nudos usando fórceps.
- Coloque la segunda ligadura en el extremo caudal de la vena con 1 nudo suelto.
- Canulación de la vena yugular
NOTA: El tiempo estimado de operación para esta parte es de 15 min.- Abra el envase que contiene el catéter de poliuretano (PU) de 11 cm (I.D. 0,6 mm x O.D. 0,9 mm, Figura 1B) y conecte el catéter a la jeringa de punta roma preparada llena de solución salina heparinizada.
- Empuje lentamente la solución salina heparinizada en el catéter para evitar burbujas de aire.
- Empuje el lado plano sin punta de las pinzas debajo de la vena yugular para salir por el otro lado. Haga un pequeño corte en forma de V en la vena cerca de la corbata craneal con un par de micro tijeras castroviejo y abra suavemente la incisión con la punta de las pinzas dilatadoras del vaso del codo.
NOTA: Enjuague la incisión con solución salina normal precalentada (37 °C) si brota una pequeña cantidad de sangre. - Corte la abertura oblicua del extremo frontal del catéter de la vena yugular. Sujete el extremo oblicuo del tubo con fórceps y deslícelo en la vena yugular.
NOTA: Este paso puede necesitar otra persona para facilitar el deslizamiento del catéter. - Mientras avanza el catéter, retire lentamente las pinzas microquirúrgicas del codo y sujete la superficie externa del vaso con fórceps.
NOTA: Si se selecciona el vaso sanguíneo derecho y la punta del catéter se desliza con éxito en el vaso sanguíneo, todo el proceso de inserción del catéter no debe sentir ninguna resistencia al flujo. - Deje de insertar el catéter al golpear la primera marca azul del tubo de PU (Figura 1B), que tiene aproximadamente 3,0 cm de longitud.
- Asegure el catéter insertado a la vena con ligaduras caudales y rostrales con fórceps.
- Enhebrar una sutura 6-0 a través del tejido expuesto en el lado derecho de la incisión con una aguja de sutura (1/2 corte curvo, 12 mm) y atar la ligadura con un hemostático.
- Doble el catéter en la segunda marca azul (Figura 1B) para unirse con la misma ligadura (en el paso 3.3.8) y evitar ocluir el tubo de PU.
- Corte todo el hilo de sutura adicional y cierre el catéter reemplazando la jeringa de punta roma con un tapón de acero inoxidable de 22 G.
- Exteriorización del catéter
NOTA: El tiempo estimado de operación para esta parte es de 10 min.- Coloque la rata en la posición dorsal y limpie suavemente el área entre las escápulas con la bola de algodón empapada en alcohol medicinal al 75%.
- Haga una incisión muy pequeña en el centro del cuello dorsal con tijeras quirúrgicas. A través de la incisión dorsal, guíe y empuje suavemente el trochar debajo de la piel hacia la incisión ventral en el lado derecho del cuello.
- Coloque el catéter venoso en el trochar y luego extraiga y guíe el catéter venoso hacia la incisión dorsal.
- Asegure el catéter exteriorizado en la capa muscular de la misma manera que con la sutura (consulte el procedimiento en los pasos 3.3.8 y 3.3.9).
- Cierre la capa cutánea de las incisiones ventrales y dorsales con la sutura de nylon 6-0 y la aguja de sutura (corte curvo de 3/8, 17 mm). Frote todas las incisiones quirúrgicas con yodóforo.
NOTA: Los clips de la herida son un método alternativo para cerrar la incisión en la piel. - Retire el tapón del catéter sujetando el catéter con las yemas de los dedos. Coloque una jeringa nueva con punta roma y retire lentamente la jeringa para analizar el flujo sanguíneo.
NOTA: Dado que la rata está en posición supina, es posible que no se puedan obtener muestras de sangre. Las muestras de sangre se pueden obtener cambiando a una posición lateral del cuerpo. - Sostenga el catéter nuevamente con las yemas de los dedos e inyecte 0.2 ml de solución salina heparinizada y 0.1 ml de solución de bloqueo en el catéter usando la jeringa de punta roma.
- Sostenga el catéter con las yemas de los dedos y reemplace la jeringa con un tapón de acero inoxidable. Desenganche el catéter y empuje el tapón ligeramente hacia adentro para asegurar la estanqueidad del catéter.
4. Atención postquirúrgica inmediata
- Recupere la rata en la posición de decúbito dorsal enjaulando individualmente con ropa de cama de mazorca de maíz fresca. A menudo, proporcione una almohadilla térmica con temperatura regulada para mantener la temperatura corporal central.
NOTA: Para el bienestar animal, dejar comida y agua en la ropa de cama es una forma efectiva de aliviar el dolor causado por los movimientos del cuello al comer y beber. - Registre la hora de finalización de la cirugía y controle a la rata a intervalos de 2 h durante al menos 4 h. Proporcione analgesia adicional para la recuperación si la rata muestra signos de dolor o angustia.
5. Seguimiento fisiológico y hematológico durante la fase de recuperación
- Controle el peso corporal y la ingesta de alimentos y agua diariamente y registre los datos.
- Para recolectar un pequeño volumen de sangre fresca para la prueba hematológica, coloque a la rata en un retenedor. Abra el tapón e inserte la jeringa en el catéter venoso de PU para asegurarse de que el catéter no esté obstruido.
NOTA: La extracción de sangre se realizó al mismo tiempo diariamente durante 6 días consecutivos. - Deseche la sangre extraída inicialmente, que contiene una mezcla de sangre, solución salina heparinizada y solución de bloqueo del catéter.
- Use una jeringa nueva para recolectar 150 μL de muestra de sangre fresca y transfiera la muestra de sangre al tubo de 0.5 ml que contiene K2EDTA (1.8 mg / ml de sangre) secado por pulverización en la pared del tubo.
NOTA: Si el catéter está bloqueado, se pueden inyectar 0,2 ml de solución salina heparinizada en el catéter para enjuagar el catéter unos minutos antes de la próxima hora de extracción de sangre. - Inyecte solución salina estéril en el mismo volumen para compensar la sangre extraída. Inyecte 150 μL de solución salina normal precalentada (37 °C) e infunda 0,2 ml de solución salina normal heparinizada estéril a través del catéter.
- Inyecte 100 μL de la solución de bloqueo en el catéter para asegurar el sellado y la esterilidad del catéter antes de la siguiente recolección de muestras.
- Analice las muestras de sangre dentro de las 2 h posteriores a la recolección utilizando un contador automatizado de células sanguíneas.
6. Muestreo de sangre repetido para estudios farmacocinéticos de fármacos administrados por vía oral
NOTA: Se sugiere que las ratas con aumento de peso >10 g y nivel hematológico estable se inscriban para futuros estudios. Siguiendo el protocolo actual, las ratas JVC requirieron de 4 a 6 días para recuperarse.
- Después de 4-6 días de cirugía, ayune a la rata durante 12 h con acceso gratuito al agua.
NOTA: Dependiendo del objetivo experimental, el ayuno del animal es opcional. - Sonda oral de la rata en ayunas con ácido elágico bioactivo fenol natural a una dosis de 6 mg/kg con una aguja de sonda recta16.
- Recolectar 200 μL de muestras de sangre en los tubos heparinizados a través de la cánula de la vena yugular en puntos de tiempo predeterminados durante 24 h después de la administración oral. El proceso de recolección de sangre sigue el procedimiento en el paso 5.5.
NOTA: No es necesario cerrar el catéter con la solución de bloqueo hasta que se complete la extracción de sangre. - Centrifuga inmediatamente la muestra de sangre a 3000 x g a 4 °C durante 10 min.
- Analizar la muestra de plasma extraída mediante cromatografía líquida-espectroscopia de masas17,18.
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Resultados
Este protocolo ha demostrado a fondo cómo establecer un modelo JVC a largo plazo utilizando habilidades microquirúrgicas para la recolección de sangre en serie. La Figura 1A muestra los instrumentos y materiales quirúrgicos esenciales utilizados para llevar a cabo la cirugía. También se ilustra la especificación del catéter de PU con tres marcas azules, lo que es útil para guiar al investigador a colocar la cánula venosa en el paso 3.3., cómo usar las marcas en el catéter de PU para...
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Discusión
Dominar la técnica de canulación de vasos requiere una práctica significativa y aprender la lección de cada operación. Christakis et al. utilizando el análisis de suma acumulativa (CUSUM), encontraron que un investigador necesita practicar 200 ratas durante un período de un año antes de estar listo para la evaluación pk de los candidatos a fármacos20. Sin embargo, el tiempo de operación requerido para la canulación de la vena puede reducirse significativamente por el número de ratas realizadas
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Este trabajo cuenta con el apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (No. 82003692) a R.X. Zhang; Beca Académica Superior en la Universidad Politécnica del Noroeste a R. Miao.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Tubo de ensayo de 0,5 mL que contiene anticoagulante EDTA | Xinkang | N/A | Recogida de muestras de sangre para pruebas de hematología |
| 0,5*20 mm Jeringa de 1,0 mL | KLMEDICAL | N/A | lavado o sustitución del líquido por solución salina |
| 0,6*28,5 mm Jeringa de 5,0 mL | HD | N/A | Inyección subcutánea |
| de 1,0 mL Jeringa de punta roma (22G) | skillsmodel | S4-PKT22G | Inyecte la solución salina y recoja muestras de sangre a través del catéter |
| 1,5 mL tubo de microcentrífuga estéril | Axygen | MCT-150-C-S | Almacene la solución de bloqueo de catéter estéril solución salina heparinizada y meloxicam |
| 1.5 mL tubos de microcentrífuga Biosharp | BS-15-M extracción de | sangre | |
| 1/2 corte circular 5*12 mm aguja de sutura | skillsmodelo | S4-FHZ | Enhebrar la capa muscular para fijar el catéter |
| corte circular 3/8 7*17 mm aguja de sutura | habilidadesmodelo | S5-FHZ | Sutura la incisión de la corteza de rata |
| 6-0 estéril hilo de sutura de seda no absorbible | JUNSHENG | N/A | |
| 75% de alcohol medicinal | HONGSONG | N/A | Desinfección |
| Cinta | adhesiva LIUTAI | N/A | posicionamiento de la rata |
| Cinta de esterilización en autoclave | Biosharp | BS-QT-028 | Marcar artículos esterilizados |
| Contador de células sanguíneas automatizado | Sysmex | XN-550 Prueba de | hematología |
| Castroviejo micro tijeras | habilidadesmodelo | WA1010 | Cortar la abertura en el vaso sanguíneo |
| Centrífuga | Thermo Fisher Scientific | 75002402 | Preparación de plasma |
| Cojín limpio | Qingjie | N/A | Preparar el área de operación |
| Bolas | de algodón HC | N/A | Desinfección y esterilización de heridas |
| Bastoncillos de algodón | BEITAGOGO | N/A | Desinfección |
| Hemostático | curvoskillsmodel | N/A | ligadura |
| DN50 Restricción de ratas de acero inoxidable | skillsmodel | S4-RGDQ1 | Restrinja el movimiento de las ratas para facilitar la operación |
| Ácido elágico | Aladdin | E102710-25g | fenol natural para administración oral |
| Pinzas semicurvadas | skillsmodel | 53072 | Levante la capa muscular y el tejido, aísle la vena yugular y ate la sutura |
| Almohadilla térmica | Warm mate | N/A | evitando la pérdida de calor de los animales |
| Heparina sódica | Solarbio | H8060 | anticoagulante |
| Yodoforo | Xidebao | N/A | Limpiar la herida |
| Tijeras de iris | habilidadesmodelo | 54002 | Bluent separación de la capa muscular |
| Isoflurano | RWD | R510-22-16 | anestesia |
| lámpara | LEDEMPERORFEEL | N/A | sugery |
| Cromatografía líquida-espectroscopia de masas | Thermo Fisher Scientific | VQF01-20001/ TSQ02-10002 | detección de la concentración de fármaco en plasma |
| Meloxicam | Hongqiang | N/A | Analgésico |
| Solución salina normal | KL | N/A | Prepare la solución y proteja los vasos sanguíneos de la desecación |
| Maquinilla de afeitar para mascotas | Codos | 3180 | Afeitar el pelaje |
| Solución salina tamponada con fosfato | ZHHC | PW012 | Preparación de solución de ácido elágico |
| Catéter de PU | skillsmodel | RJVC-PU | Canulación de la vena yugular Operación |
| animales pequeños consola de anestesia | RWD | 68620 | Estación de trabajo de operación |
| Botella de spray | Otro | N/A | estación de trabajo aséptica |
| Tapón de acero inoxidable (22G) | skillsmodel | S4-PKD22G | Tapar el catéter para asegurar su sellado |
| Trochar de acero inoxidable | habilidadesmodelo | S$-PKDGZ | Guía la exteriorización del catéter |
| Habilidades de solución de bloqueo estérilmodelo | SK-FB | bloquear el catéter para garantizar su esterilidad | |
| Habilidades de aguja de alimentación rectamodelo | N/A | Sondógama bucal | |
| Bolsa quirúrgica | BKMAM | N/A | Contenedor para la esterilización de instrumental quirúrgico |
| Tijeras quirúrgicas | habilidadesmodelo | J21070 | Incisión de corte en piel |
| rata Dilatador de vasos fórceps equilibrado | habilidadesmodelo | WA3020 | Expanda el vaso sanguíneo y guíe la cánula para que se deslice en |
| ZS-MV Máquina de anestesia para animales pequeños | ZSLab | 1057003 | inducir y mantener la anestesia |
Referencias
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