Summary
En este trabajo describimos un método sencillo y reproducible que puede inducir infarto de miocardio o lesión por isquemia-reperfusión miocárdica en ratones mediante ligadura de precisión de la arteria coronaria descendente anterior izquierda mediante micromanipulación.
Abstract
El infarto agudo de miocardio es una enfermedad cardiovascular frecuente con alta mortalidad. La lesión por reperfusión miocárdica puede contrarrestar los efectos beneficiosos del reflujo cardíaco e inducir una lesión miocárdica secundaria. Un modelo simple y reproducible de infarto de miocardio y lesión por isquemia-reperfusión miocárdica es una buena herramienta para los investigadores. Aquí, se describe un método personalizable para crear un modelo de infarto de miocardio (IM) y MIRI mediante ligadura de precisión de la arteria coronaria descendente anterior izquierda (DA) mediante micromanipulación. El posicionamiento preciso y reproducible de la ligadura del LAD ayuda a obtener resultados consistentes para la lesión cardíaca. Los cambios en el segmento ST pueden ayudar a identificar la precisión del modelo. El nivel sérico de troponina T cardíaca (cTnT) se utiliza para evaluar la lesión miocárdica, la ecografía cardíaca se emplea para evaluar la función sistólica miocárdica y la tinción con cloruro de Evans-Blue/trifenil tetrazolio se utiliza para medir el tamaño del infarto. En general, este protocolo reduce la duración del procedimiento, garantiza un tamaño de infarto controlable y mejora la supervivencia de los ratones.
Introduction
El infarto agudo de miocardio (IAM) es una enfermedad cardiovascular frecuente en todo el mundo y conlleva una alta mortalidad1. Los avances en las tecnologías hacen que la revascularización temprana y eficaz esté disponible para los pacientes con IAM. Después de estos tratamientos, en algunos pacientes, puede ocurrir una lesión por isquemia-reperfusión miocárdica (IRI)2. Por lo tanto, es de gran importancia comprender los mecanismos de acción y cómo mejorar el IM/MIRI. Los ratones son ampliamente utilizados como modelos debido a su bajo costo, rápido tiempo de reproducción y facilidad para realizar alteraciones genéticas3. Los estudiosos han desarrollado diferentes métodos para modelar MIRI y MI en animales 4,5,6,7,8,9. Esta estrategia promueve la investigación, pero los diferentes criterios y métodos empleados complican la interpretación de los resultados entre los equipos de investigación.
En ratones, el infarto de miocardio ha sido inducido por isoproterenol10, criolesión 11,12 o cauterización13. El infarto de miocardio puede ser inducido fácilmente por el isoproterenol, pero el proceso fisiopatológico es diferente al del infarto de miocardio clínico. El infarto de miocardio inducido por criolesión tiene poca consistencia, provoca un daño miocárdico excesivo alrededor de la arteria coronaria descendente anterior izquierda (DA) y puede inducir fácilmente arritmia. El infarto de miocardio inducido por cauterización es bastante diferente del proceso natural del infarto de miocardio, y la reacción inflamatoria en el área de quemadura es más intensa; Además, el abordaje quirúrgico tiene dificultades técnicas. Por otra parte, hay algunos laboratorios14 que están desarrollando un modelo de infarto de miocardio en minicerdos utilizando el bloqueo con balón o el método de embolización o trombosis mediante técnica intervencionista. Todos estos métodos pueden causar la oclusión de la arteria coronaria directamente, pero la necesidad de dispositivos de angiografía coronaria y, sobre todo, las arterias coronarias de ratón demasiado delgadas hacen que estas operaciones no sean prácticas. Para el MIRI, las diferencias entre los diferentes modelos fueron bastante modestas, como el uso de respiradores/micromanipulación o no 5,6.
Aquí, se describe un método simple y confiable que puede inducir IM y el modelo MIRI, adaptado de los métodos previamente publicados 4,5,6,7,8,9,15. Este método puede simular procesos fisiopatológicos mediante el bloqueo directo de la DA a través de la ligadura. Además, al aliviar la ligadura, este modelo también puede simular una lesión por reperfusión. En este protocolo, se utiliza un microscopio de disección para la visualización de la LAD. De este modo, el investigador puede identificar fácilmente la LAD. Posteriormente, la ligadura precisa de la DA conduce a una oclusión sanguínea e isquemia ventricular reproducibles y predecibles. Además, los cambios en el electrocardiograma (ECG) se pueden utilizar para confirmar la isquemia y la reperfusión, además de los cambios de color de la DA observados al microscopio. Esta estrategia conduce a una duración más corta del procedimiento, un menor riesgo de complicaciones quirúrgicas y la necesidad de menos ratones experimentales. También se describen los métodos para la prueba de troponina-T, la ecografía cardíaca y la tinción con cloruro de trifenil tetrazolio (TTC). En general, este protocolo es útil para estudios del mecanismo MI/MIR, así como para el descubrimiento de fármacos.
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Protocol
Los estudios en animales han sido aprobados por el Comité de Cuidado y Utilización de Animales de la Universidad de Ciencia y Tecnología de Huazhong (Wuhan, China).
NOTA: Se utilizan ratones machos C57BL/6J (8-10 semanas) como modelos. Los ratones tienen libre acceso a alimentos y agua y se crían en condiciones específicas libres de patógenos. La habitación se mantiene bajo temperatura controlada (22 °C ± 2 °C) y humedad (45%-65%). Los ratones son expuestos a un ambiente de luz/oscuridad de 12 horas en el Centro de Cuidado de Animales de la Escuela de Medicina de Tongji (Wuhan, China) de acuerdo con las pautas establecidas por esta institución. Use instrumentos microquirúrgicos estériles y suministros quirúrgicos. Se requieren guantes quirúrgicos y mascarillas durante todo el procedimiento. El flujo de trabajo experimental se muestra en la Figura 1A.
1. Preparación preoperatoria
- Utilice una mesa de operaciones rectangular (OT) con una almohadilla térmica precalentada (37 °C) durante todo el procedimiento quirúrgico (Figura 1B). Desinfecte la tabla con luz ultravioleta y alcohol al 70% antes de iniciar el procedimiento.
- Pesar a todos los ratones con precisión para calcular la dosis de fármacos anestésicos necesarios. A continuación, anestesiar a los ratones con ketamina (80 mg/kg) y xilacina (10 mg/kg) mediante inyección intraperitoneal. Asegure la profundidad adecuada de la anestesia mediante la ausencia de un reflejo de retirada para pellizcar los dedos de los pies y los reflejos de parpadeo.
- Coloque el ratón en decúbito supino sobre el OT con una gasa debajo de la cabeza para evitar el sobrecalentamiento de los ojos. Aplique ungüento oftálmico en los ojos para evitar que se sequen.
- Afeita el pelaje del pecho precordial izquierdo con una maquinilla de afeitar eléctrica. Use una crema para quitar el pelo en el tórax previamente afeitado y masajee uniformemente con un hisopo de algodón estéril durante ~ 1 min. Limpia el exceso de pelo suelto con una gasa.
- Use povidona yodada, seguida de alcohol al 70% para limpiar el área. Cubra el tórax con una gasa.
- Utilice una sutura 4-0 debajo de los incisivos superiores y asegúrela al punto de anclaje (cerca del borde del OT sobre la nariz) para mantener la boca ligeramente abierta y facilitar la canulación.
- Tira de la cola para mantener el cuerpo recto y asegúrala al OT con cinta adhesiva. Asegure las cuatro extremidades y apriételas en los otros puntos de anclaje. Es importante que no estire demasiado las extremidades delanteras; de lo contrario, puede producirse un compromiso respiratorio.
- Use fórceps curvos y fórceps para abrir la mandíbula y levantar la lengua. Usa un iluminador para visualizar claramente la garganta y la glotis.
- Inserte suavemente una cánula de 22 G con una aguja desafilada y truncada en la tráquea a través de la boca ~ 1 cm por la garganta. Use una mano para sostener la lengua, muévala ligeramente hacia arriba con pinzas romas y, simultáneamente, use la otra mano para insertar suavemente el tubo en la tráquea. Tenga cuidado de no insertar el tubo en el esófago.
- Retire la aguja suavemente. Verifique la intubación colocando el tubo en el agua para ver si se forman burbujas antes de conectarlo al ventilador.
- Conecte el tubo endotraqueal a un ventilador ajustado a 120/min y al volumen corriente ajustado a 250 μL.
NOTA: La configuración del ventilador se ajusta según el peso corporal (en general, un peso corporal más alto requiere un volumen corriente más alto). - Verifique la intubación comprobando la expansión torácica simétrica bilateral. A continuación, la conexión se fija al OT con cinta adhesiva para evitar que el tubo se caiga.
- Coloque electrodos de ECG en las patas y conéctelos a la grabadora de ECG. Monitoree la electrofisiología cardíaca durante todo el procedimiento.
2. Toracotomía
- Retire la gasa del tórax. Desinfecte nuevamente con alcohol al 70% para las áreas de incisión usando tres ciclos de frotado. Luego, cubra el ratón con un paño quirúrgico estéril con un orificio sobre el campo quirúrgico para reducir la contaminación del sitio quirúrgico.
- Realice una incisión oblicua en la piel (0,8-1,0 cm) a lo largo de la línea medioclavicular izquierda con un bisturí estéril.
- Realice una disección roma de los tejidos subcutáneos para exponer las costillas que se encuentran debajo. Tenga cuidado de no lesionar los vasos, las costillas y los pulmones. Detenga el sangrado usando aplicadores de algodón estériles.
- Identifique y haga una incisión de unos 6-8 mm en el tercer espacio intercostal. A continuación, realizar una disección roma de los tejidos en el espacio intercostero para abrir la cavidad torácica. Tenga cuidado de no lesionar la arteria torácica interna.
- Use fórceps para abarcar el espacio intercostal. Inserte retractores caseros preesterilizados (Figura 1C) en la caja torácica y tire hacia atrás para extender la incisión a ~ 6 mm de ancho. Fije los retractores al OT con bandas elásticas.
- Retire los tejidos circundantes con cuidado para exponer el corazón por completo. Retire el pericardio suavemente con pinzas curvas sin lesionar el corazón. Ahora se dispone de una visión clara del corazón.
3. Ligadura de la DA
NOTA: La DA aparece como una delgada línea roja que corre perpendicular desde cerca del ápice y hacia abajo a través del ventrículo izquierdo. El LAD es de color rojo brillante, así que tenga cuidado de no confundirlo con una vena. Por lo general, el sitio de ligadura está ~ 1-2 mm por debajo de la aurícula izquierda. Esta posición de ligadura producirá alrededor del 40%-50% de la isquemia en el ventrículo izquierdo. Una posición más alta creará una zona de infarto más extensa. Un sitio más distal creará una zona de infarto más pequeña.
- Utilice un microscopio de disección y dirija una luz enfocada y apropiada para la visualización de la LAD. Presione suavemente el sitio debajo de la posición de ligadura elegida para agrandar la DA temporalmente (≤5 s por vez). Vuelva a verificar el LAD de esta manera.
- Usa una aguja cónica (3/8, 2.5 x 5) para pasar un 8-0 ligadura de seda debajo de la DA bajo un microscopio de disección. Tenga cuidado con la profundidad de la aguja: no demasiado profunda para entrar en el ventrículo izquierdo y no demasiado superficial para evitar dañar la DA.
- Ata la ligadura con un nudo doble suelto. El diámetro del bucle es de unos 2-3 mm.
- Coloque un tubo de PE-10 de 2-3 mm en un bucle paralelo a la arteria.
- Apriete suavemente el lazo de la abrazadera hasta que quede alrededor de la arteria y el tubo. Luego, asegure el lazo con un nudo corredizo. Tenga cuidado de no dañar la pared miocárdica con una presión de tensión excesiva.
NOTA: La ligadura no se lleva a cabo para el grupo de operación simulada. - Confirmar el cese del flujo sanguíneo en la DA: observar un color más pálido en la pared anterior del VI después de la ligadura. Además, la elevación significativa del ST en unos pocos latidos también indica oclusión16. Si se requiere una ligadura permanente (p. ej., infarto de miocardio), retire el tubo de PE-10 y ate el LAD directamente con un nudo. Reanude el procedimiento restante como se menciona en el paso 4.3 a continuación.
- Retire los retractores de la incisión. Luego, cierre la herida temporalmente con una pinza de bulldog. La duración de la isquemia es de acuerdo con el diseño experimental. Asegúrese de que el mouse siga conectado al ventilador.
4. Reperfusión
- Cuando termine el período de isquemia, retire la pinza bulldog e inserte los retractores nuevamente para abrir la incisión y exponer el corazón (especialmente el sitio de la ligadura).
- Desate el nudo corredizo y retire el tubo de PE-10. Confirme la restauración del flujo sanguíneo en este paso observando el cambio de color a rosa-rojo dentro de los 20 segundos. Al mismo tiempo, observe el ECG cuidadosamente: una posible disolución de la elevación del segmento ST también sugiere reperfusión.
- Deja el 8-0 ligadura in situ para la posterior tinción con Evans-Blue y TTC. En otros casos, retire la sutura en este paso.
- Retire los retractores y cierre la incisión suturando la tercera y cuarta costilla con una sutura de nailon 4-0. Tenga cuidado de no lesionar el pulmón. Expulse el aire que pueda quedar atrapado en la cavidad torácica presionando suavemente el pecho mientras ata los nudos de sutura.
- Cerrar las capas musculares con suturas continuas. Cerrar la piel con una sutura de nylon 4-0; Se aceptan suturas continuas y suturas interrumpidas.
5. Cuidados postoperatorios
- Observe atentamente al ratón para detectar signos de recuperación de la anestesia, por ejemplo, el movimiento de la cola o los bigotes. Después de eso, el ratón generalmente reanuda un patrón de respiración normal con una frecuencia respiratoria de alrededor de 150 lpm. Extuba el ratón retirando el tubo lentamente.
- Vigile el ratón durante 3-5 minutos más para asegurarse de que no haya dificultad respiratoria.
- Administrar 100 μL de buprenorfina (0,1 mg/mL, s.c.) después de que el ratón comience a respirar. Durante las siguientes 24 h, administre una dosis adicional cada 4-6 h. Proporcione ibuprofeno como alivio adicional del dolor en el agua potable como una solución de 0.2 mg/ml durante 2 días antes y ≤7 días después de la cirugía.
- Mantenga a los ratones calientes y reduzca el riesgo de mortalidad mediante el uso de mantas de aislamiento térmico, ya que los ratones son propensos a la hipotermia después de la anestesia.
6. Validación después del procedimiento
- Prueba de troponina-T
- Recoger muestras de sangre de los plexos retroorbitarios y aislar los sueros por centrifugación (3.000 × g, 10 min, temperatura ambiente).
- Diluir 20 μL de suero a 100 μL con solución salina para la prueba de troponina-T. Almacenar el resto de las muestras a -80 °C.
- Detecte la troponina T (cTnT utilizando un kit comercial siguiendo las instrucciones del fabricante.
- Ecografía cardíaca
NOTA: La ecografía cardíaca se utiliza para evaluar la función cardíaca y las anomalías del movimiento de la pared en diferentes etapas antes y después de la cirugía de acuerdo con el diseño experimental17,18. Se miden diferentes parámetros como el grosor de la pared ventricular, el volumen ventricular, el diámetro de la cavidad ventricular, la fracción de eyección y la fracción de acortamiento del eje corto.- Anestesiar a los ratones con ketamina (80 mg/kg) y xilacina (10 mg/kg) mediante inyección intraperitoneal.
- Afeita el pecho con una maquinilla de afeitar eléctrica. Use crema para quitar el pelo y masajee uniformemente. Limpia el exceso de pelo suelto con una gasa.
- Coloque el ratón en el OT y asegure las cuatro extremidades con cinta adhesiva.
- Coloque la sonda de ultrasonido (30 MHz) en la región anterior del corazón a ~ 30° del esternón. La sonda en esta vista está alineada con el eje largo del corazón. Configure el ultrasonido en modo B; El ventrículo izquierdo, la aurícula izquierda, la válvula mitral y la aorta ascendente se pueden identificar claramente. Utilice la captura de vídeo para obtener datos para su posterior análisis.
- Al girar el transductor 90° en el sentido de las agujas del reloj, obtenga una vista paraesternal de eje corto a nivel de los músculos papilares para detectar claramente los ventrículos izquierdo y derecho. A continuación, utilice el modo B y el modo M para evaluar la función cardíaca y la morfometría.
- Calcule el diámetro telediastólico (Dd) del ventrículo izquierdo, el diámetro telesistólico (Ds) y el grosor del tabique interventricular especificando la ubicación correspondiente en las imágenes ecográficas.
NOTA: La máquina calcularía manualmente el volumen telediastólico del ventrículo izquierdo (VVIDI) y el volumen sistólico final (VVI). Además, la máquina calcularía los valores de acortamiento fraccional (FS) y fracción de eyección (EF) utilizando las fórmulas FS = (Dd-Ds)/Dd × 100% y EF= (LVEDV-LVESV)/LVEDV × 100%. Elija cinco ciclos cardíacos consecutivos y obtenga sus valores medios.
- Medición del tamaño del infarto de miocardio
NOTA: La tinción con azul de Evans/TTC se utiliza para medir el tamaño del infarto porque puede evaluar la viabilidad del tejido19. Se recomienda teñir dentro de las 72 h posteriores a la reperfusión porque la cicatriz se encogerá. Este paso se realiza después de sacrificar al animal con 200 mg/kg de pentobarbital sódico mediante inyección intraperitoneal.- Vuelva a exponer el corazón siguiendo los procedimientos anteriores de los pasos 2.2-2.5. A continuación, vuelva a ligar el DA en el sitio inicial validado por la sutura mencionada en el paso 4.3 al final de la duración de reperfusión deseada.
- Cánula de la aorta y luego perfundir el corazón con 0,3 ml de solución de Evans Blue al 1%. El miocardio de la región no isquémica está teñido de azul. Después de la perfusión, extirpe el corazón rápidamente cortando la aorta con unas tijeras.
- Luego, lave el corazón en una solución de KCl (30 mM) para detener el latido del corazón. Conservar a -20 °C durante ≥4 h después de retirar el tejido graso circundante.
- Corta el corazón en sentido transversal en cinco rodajas de 1 mm de grosor con un bisturí afilado. Pesar las rodajas y luego incubarlas con TTC al 2% durante 40 min a 37 °C.
NOTA: Después de la incubación, las áreas del infarto se demarcan como blancas, mientras que los tejidos viables en las áreas sin infarto permanecen rojos. - Fije las rodajas con formaldehído al 4% durante la noche.
NOTA: Esta acción mejorará el contraste entre el área del infarto y el área sin infarto. También encogerá las rodajas. - Fotografía las rebanadas con una cámara digital. A continuación, calcule el área de riesgo (AAR), el área del infarto y la zona no isquémica utilizando un software gráfico.
NOTA: Después de la doble tinción de Evans-Blue/TTC, el área azul es el área "normal". Las áreas restantes (incluidas la blanca y la roja) son las áreas de "riesgo de isquemia": el área blanca es el área de infarto de miocardio (IA) y el área roja es el área isquémica (pero no infartada). Teniendo en cuenta la inconsistencia de los tamaños de los cortes de corazón, los resultados se ajustan por peso.
Asignar:
A1-A5 para el área de la zona del infarto/área del corte del corazón;
B1-B5 para el área de la zona sin infarto/área del corte del corazón;
W1-W5 para el peso de la rebanada de corazón.
Entonces:
Peso total del miocardio infartado: W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5;
Peso total del miocardio no infartado: W1 × B1 + W2 × B2 + W3 × B3 + W4 × B4 + W5 × B5;
Peso total de AAR = (G1 + W2 +W3 + W4 + W5) - (W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5)
Finalmente:
El área de isquemia miocárdica se calcula como el porcentaje de AAR en el ventrículo izquierdo:
El área de infarto de miocardio se calcula como el porcentaje de IA en el AAR:
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Representative Results
El flujo de trabajo experimental se muestra en la Figura 1A. El investigador puede programar los nodos de tiempo de acuerdo con el diseño experimental al inicio del estudio. La duración de la ligadura de la DA depende del propósito de la investigación. En el caso del IM, la investigación puede ignorar el paso de reperfusión. La ecografía cardíaca está disponible en diferentes etapas del estudio porque no es invasiva, mientras que la tinción de Evans-Blue/TTC solo se puede realizar cuando se sacrifica el ratón. Para la investigación que se centra en la fibrosis y la remodelación ventricular, el tiempo de observación es mucho más largo.
En la Figura 2A se muestran las imágenes típicas de parte del proceso experimental, desde la intubación endotraqueal, la incisión en la piel, la toracotomía, la identificación de la DA, la ligadura de la DA hasta la reperfusión. Para verificar la isquemia miocárdica y la reperfusión, en la Figura 2B se muestran las imágenes representativas del ECG con elevación significativa del ST después de la ligadura y la disolución de la elevación del ST cuando se desata el nudo corredizo.
Después de obtener muestras de sangre de todos los ratones, se puede realizar la prueba de troponina-T para validar el infarto. La Figura 3A muestra un aumento significativo de cTnT en los grupos MIRI e IM en comparación con los grupos simulados. La Figura 3B muestra la doble tinción de Evans-Blue y TTC para cinco secciones transversales consecutivas del corazón entre el grupo simulado y el grupo MIRI. El área azul sugiere el área normal, el área blanca sugiere el área de infarto de miocardio y el área roja sugiere el área isquémica pero no infartada. La figura 3C representa las imágenes de eje largo de la ecografía cardíaca entre el grupo simulado y el grupo IM. Las aplicaciones de software se pueden utilizar para calcular diferentes parámetros funcionales, como un valor más alto de la fracción de eyección para el grupo simulado en la Figura 3C en comparación con el grupo IM.
Figura 1: Configuración quirúrgica. (A) Visión general de la cronología experimental. (B) Mesa de operaciones con una almohadilla térmica precalentada y conexión para electrodos de ECG. (C) Retractores caseros. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Proceso experimental y cambios en el ECG. (A)Las imágenes de la intubación endotraqueal, la incisión en la piel, la toracotomía, la identificación de la DA, la ligadura de la DA y la reperfusión se muestran en 1, 2, 3, 4, 5 y 6, respectivamente. (B) Imágenes típicas de ECG de IM y MIRI después de la ligadura y la reperfusión. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Validación después del procedimiento. (A) Expresión de troponina cardíaca entre los grupos simulados, MIRI 24 h y MI 3 días. (B) Doble tinción Evans -Blue/TTC para grupos simulados y MIRI de 24 h. (C) Ecografía cardíaca para grupos simulados y de infarto de miocardio. LVID; d: dimensión interna del ventrículo izquierdo telediastólico; LVID; s: dimensión interna sistólica del ventrículo izquierdo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
En los últimos años, la creación de modelos para IM y MIRI en investigación clínica y científica se ha desarrollado rápidamente20,21. Sin embargo, todavía hay algunas cuestiones, como los mecanismos de acción y cómo mejorar el IM/MIRI, que deben resolverse. Aquí, se describe un protocolo modificado para establecer un modelo murino de IM y MIRI. Hay varios puntos clave que deben considerarse cuidadosamente.
El primer punto clave es la intubación endotraqueal. Algunos procedimientos6,9 implican la incisión de la piel cervical, la separación del tejido, seguida de la exposición del músculo esternohioideo para ver la tráquea. De esa manera, el investigador puede visualizar la inserción del tubo en la tráquea. Este es un buen paso para reducir el riesgo de dificultad respiratoria. En el método actual, el investigador puede visualizar claramente el cierre y la apertura de la glotis con la respiración bajo un iluminador y luego insertar el tubo en la tráquea fácilmente. Por lo tanto, no se realiza una incisión cervical para reducir el traumatismo cutáneo y las posibles infecciones, lo cual es importante en la investigación sobre la señalización inflamatoria. Los laringoscopios visuales se utilizan ampliamente en la intubación traqueal clínica: tal vez también se puedan usar en ratones. Mares et al.22 relataron la anestesia inhalatoria continua con mascarilla sin intubación endotraqueal, que se realizó mediante inhalación de isoflurano al 2% después de la inducción de isoflurano al 5% con oxígeno administrado a través de una máscara no invasiva colocada sobre la nariz y la boca del animal. Puede evitar daños en los tejidos y mejorar la seguridad y la eficiencia de la anestesia. Sin embargo, se necesita una máquina especial de anestesia inhalatoria. Además, los anestésicos volátiles pueden causar daños físicos al operador.
El segundo y más importante punto clave es la identificación y ligadura de la DA. Cada error en la identificación y ligadura de la DA conducirá a resultados inconsistentes: un tamaño de infarto demasiado grande que resultará en la muerte o un tamaño de infarto demasiado pequeño que resultará en un fracaso. Se pueden aplicar varios métodos para identificar la DA y verificar su ligadura. En este caso, se utiliza un microscopio de disección para localizar la DA. Por lo general, la DA aparece como una delgada línea roja que corre perpendicular desde cerca del ápice y hacia abajo a través del ventrículo izquierdo. Presionando suavemente el sitio debajo de la posición de ligadura elegida para agrandar la DA temporalmente (≤5 s por vez), se puede volver a verificar la DA. Después de la ligadura, la oclusión de la DA se verifica por un color más pálido en la pared anterior del ventrículo izquierdo y una elevación significativa del segmento ST en pocos latidos. A continuación, se desata la ligadura y se valida la reperfusión mediante un cambio de color a rojo-rosado en 20 s y una posible disolución de la elevación del ST en el ECG. Por último, se emplea la prueba de troponina-T, la tinción TTC y la ecografía cardíaca para evaluar la lesión miocárdica. Estos múltiples seguros y verificaciones mutuas hacen que los resultados experimentales sean altamente confiables. Además, la micromanipulación provoca una mayor precisión y menos complicaciones (p. ej., hemorragia). Otra cuestión importante es la suposición de que los vasos sanguíneos de los ratones son normales, pero en realidad algunas arterias coronarias varían mucho, e incluso la circulación colateral puede presentar23,24. Por lo tanto, los tamaños de los infartos a veces no son consistentes a pesar de que se considera que las ligaduras están al mismo nivel. Aquí se exponen las ventajas del microscopio. La ligadura no se puede realizar basándose únicamente en la experiencia o en los puntos de referencia anatómicos: la DA y su dirección deben verificarse claramente antes de la ligadura, de lo contrario, los resultados no serán fiables. En algunos experimentos6,8, los ratones se encuentran en la posición de decúbito lateral derecho para la conveniencia de observar la pared anterior del ventrículo izquierdo y las arterias coronarias después de la exposición al corazón.
Este modelo tiene dos limitaciones principales. En primer lugar, la ligadura de la DA no puede simular la oclusión de la arteria coronaria derecha. De hecho, debido a las diferencias anatómicas entre los animales25, la DA suele extenderse hasta el ápice del corazón en ratones y ratas, y las ramas circunflejas izquierdas no están desarrolladas, por lo que los modelos en ratones y ratas se establecen mediante ligadura de la DA. Para animales grandes y medianos, como conejos y cerdos, la DA es relativamente corta, mientras que la arteria circunfleja izquierda cubre una gran área del corazón, por lo que se selecciona la ligadura de la arteria circunfleja izquierda para establecer el modelo. Sicard et al.26 reportaron un método novedoso para investigar la disfunción ventricular derecha y la interacción biventricular mediante la ligadura de la arteria coronaria derecha en ratones, que podría remediar esta limitación. La segunda limitación es un tamaño inconsistente del infarto debido a la variabilidad en la anatomía de las arterias coronarias27 y a la experiencia del cirujano. Como se discutió anteriormente, el microscopio es muy importante para aumentar la consistencia al verificar la DA y su dirección antes de la ligadura, y para un investigador experimentado, se puede lograr el ajuste de la posición de ligadura después de una evaluación completa de la anatomía vascular.
Algunas otras cuestiones merecen ser mencionadas. Por ejemplo, la toracotomía y la perforación con aguja inevitablemente causarán un daño leve a los músculos y al miocardio, lo que puede tener efectos sobre la inflamación. Además, se informó que los agentes analgésicos tenían efectos sobre el IM28. Por lo tanto, estos factores deben tenerse en cuenta a la hora de analizar la inflamación o sus efectos sobre el infarto de miocardio. Para la resolución de problemas, hay varios factores que conducirían a la muerte de los ratones. Por ejemplo, complicaciones relacionadas con el infarto de miocardio, el accidente anestésico y el sangrado. Además, los resultados inconsistentes provienen principalmente de posiciones de ligadura inadecuadas: una posición de ligadura demasiado alta induciría un tamaño de infarto demasiado grande, incluso la muerte de ratones; mientras tanto, la identificación falsa de LAD resultaría en una falla del modelo. Algunos detalles deben mejorarse en este método. Por ejemplo, sería mejor si se pudiera insertar una sonda rectal para controlar la temperatura durante el procedimiento. Por último, pero no menos importante, el experimentador debe tener en cuenta las diferencias entre los estudios en animales y las realidades clínicas, especialmente que el tiempo de isquemia de 30 minutos es bastante corto para la clínica. Alentamos al investigador a organizar los pasos de acuerdo con el diseño de su experimento, incluido el tiempo de isquemia. Solo de esta manera este protocolo puede ser útil para los estudios del mecanismo y tratamiento de la IM/MIRI y el descubrimiento de fármacos.
En resumen, se proporciona un modelo murino simple y reproductivo para MIRI y IM. Este modelo se puede utilizar para el estudio de los mecanismos de IM/MIRI y la investigación terapéutica.
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Disclosures
Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.
Acknowledgments
Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82070317, 81700390 a Jibin Lin, 8210021880 a Bingjie Lv y 82000428 a Boyuan Wang) y el Programa Nacional de Investigación y Desarrollo Clave de China (2017YFA0208000 a Shaolin He).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9 % sodium chloride solution | Kelun Industry Group,China | - | |
| 4% paraformaldehyde fixing solution | Servicebio,China | G1101 | - |
| 4-0 silk suture | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China | C412 | - |
| 8-0 suture | Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China | H801 | - |
| Buprenorphine | IsoReag,China | IR-11190 | - |
| Camera | Canon,Japan | EOS 80D | - |
| Depilatory cream | Veet,French | - | |
| Elecsys Troponin T hs STAT | Roche,Germany | - | |
| Electrochemical luminescence immunoanalyzer | Roche,Germany | Elecsys 2010 | - |
| Evans blue | Sigma,America | E2129 | - |
| Eye scissors | Shanghai Medical Instruments,China | JC2303 | - |
| Haemostatic forceps | Shanghai Medical Instruments,China | J31020 | - |
| High frequency in vivo imaging systems | Visualsonics,Canada | Vevo2100 | - |
| Ibuprofen | PerFeMiKer,China | CLS-12921 | - |
| Intravenous catheter | Introcan,Germany | 4254090B | - |
| Ketamine | Sigma-Aldrich,America | K2753 | - |
| Medical alcohol | Huichang ,China | - | |
| Microneedle holders | Shanghai Medical Instruments,China | WA2040 | - |
| Microscopic shears | Shanghai Medical Instruments,China | WA1040 | - |
| Microsurgical forceps | Shanghai Medical Instruments,China | WA3020 | - |
| Mouse electrocardiograph | Techman,China | BL-420F | - |
| Needle holders | Shanghai Medical Instruments,China | JC3202 | - |
| operating floor | Chico,China | ZK-HJPT | - |
| PE-10 tube | Huamei,China | - | |
| Pentobarbital | Merck,America | 1030001 | - |
| Rodent Ventilator | Shanghai Alcott Biotech,China | ALC-V8S-P | - |
| Stereo microscope | Aomei Industry,China | SZM0745-STL3-T3 | - |
| Surgical thermostatic heating pad | Globalebio, China | GE0-20W | - |
| Triphenyltetrazolium chloride | Servicebio,China | G1017 | - |
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