Artículo de método

Encapsulación rápida del citoesqueleto reconstituido dentro de vesículas unilamelares gigantes

DOI:

10.3791/63332

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10 de noviembre de 2021

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1Department of Mechanical Engineering, University of Michigan, Ann Arbor, 2John A. Paulson School of Engineering and Applied Sciences, Harvard University, 3Department of Cellular and Molecular Biophysics, Max Planck Institute of Biochemistry, 4Department of Biomedical Engineering, University of Michigan, Ann Arbor, 5Department of Biophysics, University of Michigan, Ann Arbor, 6Cellular and Molecular Biology Program, University of Michigan, Ann Arbor

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

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Este artículo presenta un método simple para la producción expedita de vesículas unilamelares gigantes con proteínas citoesqueléticas encapsuladas. El método demuestra ser útil para la reconstitución ascendente de estructuras citoesqueléticas en confinamiento e interacciones citoesqueleto-membrana.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Las vesículas unilamelares gigantes (GUV) se utilizan con frecuencia como modelos de membranas biológicas y, por lo tanto, son una gran herramienta para estudiar los procesos celulares relacionados con la membrana in vitro. En los últimos años, la encapsulación dentro de los GUV ha demostrado ser un enfoque útil para los experimentos de reconstitución en biología celular y campos relacionados. Imita mejor las condiciones de confinamiento dentro de las células vivas, a diferencia de la reconstitución bioquímica convencional. Los métodos para la encapsulación dentro de los GUV a menudo no son fáciles de implementar, y las tasas de éxito pueden diferir significativamente de un laboratorio a otro. Una técnica que ha demostrado ser exitosa para encapsular sistemas de proteínas más complejos se llama encapsulación de cruce de interfaz de gota continua (cDICE). Aquí, se presenta un método basado en cDICE para encapsular rápidamente proteínas citoesqueléticas en GUV con alta eficiencia de encapsulación. En este método, en primer lugar, se generan gotas de lípido-monocapa al emulsionar una solución proteica de interés en una mezcla de lípidos / aceites. Después de ser agregadas a una cámara rotativa impresa en 3D, estas gotas de monocapa lipídica pasan a través de una segunda monocapa lipídica en una interfaz agua/aceite dentro de la cámara para formar GUV que contienen el sistema de proteínas. Este método simplifica el procedimiento general de encapsulación dentro de los GUV y acelera el proceso, y por lo tanto nos permite confinar y observar la evolución dinámica del ensamblaje de la red dentro de las vesículas bicapa lipídicas. Esta plataforma es útil para estudiar la mecánica de las interacciones citoesqueleto-membrana en confinamiento.

Introducción

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Los compartimentos bicapa lipídicos se utilizan como células sintéticas modelo para estudiar reacciones orgánicas cerradas y procesos basados en membranas o como módulos portadores en aplicaciones de administración de fármacos 1,2. La biología de abajo hacia arriba con componentes purificados requiere sistemas experimentales mínimos para explorar propiedades e interacciones entre biomoléculas, como proteínas y lípidos 3,4. Sin embargo, con el avance del campo, existe una mayor necesidad de sistemas experimentales más complejos que imiten mejor las condiciones en las células biológicas. La encapsulación en GUV es un enfoque práctico que puede ofrecer algunas de estas propiedades similares a las células al proporcionar una bicapa lipídica deformable y selectivamente permeable y un espacio de reacción confinado. En particular, la reconstitución in vitro de sistemas citoesqueléticos, como modelos de células sintéticas, puede beneficiarse de la encapsulación en compartimentos de membrana5. Muchas proteínas citoesqueléticas se unen e interactúan con la membrana celular. Como la mayoría de los ensamblajes citoesqueléticos forman estructuras que abarcan la totalidad de la célula, su forma está determinada naturalmente por el confinamiento del tamaño de una célula6.

Se utilizan diferentes métodos para generar GUV, como la hinchazón 7,8, la fusión de vesículas pequeñas 9,10, la transferencia de emulsión 11,12, el chorro pulsado13 y otros enfoques microfluídicos 14,15. Aunque estos métodos todavía se utilizan, cada uno tiene sus limitaciones. Por lo tanto, un enfoque robusto y directo con un alto rendimiento de encapsulación GUV es altamente deseable. Aunque técnicas como la hinchazón espontánea y el electroswelling son ampliamente adoptadas para la formación de GUV, estos métodos son principalmente compatibles con composiciones lipídicas específicas16, tampones de baja concentración de sal17, tamaño molecular encapsulante más pequeño18 y requieren un alto volumen del encapsulante. La fusión de múltiples vesículas pequeñas en un GUV es inherentemente energéticamente desfavorable, por lo que requiere especificidad en las composiciones lipídicas cargadas9 y / o agentes externos inductores de fusión, como péptidos19 u otros productos químicos. La transferencia de emulsión y los métodos microfluídicos, por otro lado, pueden requerir la estabilización de gotas a través de la eliminación de surfactantes y solventes después de la formación de bicapas, respectivamente18,20. La complejidad de la configuración experimental y el dispositivo en técnicas microfluídicas como el chorro pulsado imponen un desafío adicional21. cDICE es un método basado en emulsiones derivado de principios similares que rigen la transferencia de emulsión22,23. Una solución acuosa (solución externa) y una mezcla de lípidos y aceite se estratifican por fuerzas centrífugas en una cámara cilíndrica giratoria (cámara cDICE) formando una interfaz saturada de lípidos. El traslado de gotas acuosas monocapas lipídicas a la cámara cDICE giratoria da como resultado la compresión de una bicapa a medida que las gotas atraviesan la interfaz saturada de lípidos hacia la solución acuosa externa22,24. El enfoque cDICE es una técnica robusta para la encapsulación GUV. Con el método modificado presentado, no solo se logra el alto rendimiento de vesículas típico de cDICE con un tiempo de encapsulación significativamente más corto (unos pocos segundos), sino que el tiempo de generación de GUV que permite la observación de procesos dependientes del tiempo (por ejemplo, la formación de redes citoesqueléticas de actina) se reduce significativamente. El protocolo tarda unos 15-20 minutos desde el inicio de la recolección de GUV y las imágenes. Aquí, la generación de GUV se describe utilizando el método cDICE modificado para encapsular actina y proteínas de unión a actina (ABP). Sin embargo, la técnica presentada es aplicable para encapsular una amplia gama de reacciones biológicas e interacciones de membrana, desde el ensamblaje de biopolímeros hasta la expresión de proteínas libres de células y la transferencia de carga basada en la fusión de membranas.

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Protocolo

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1. Preparación de la mezcla de aceite-lípidos

NOTA: El paso debe realizarse en una campana extractora de humos siguiendo todas las pautas de seguridad para el manejo del cloroformo.

  1. Tome 0,5 ml de cloroformo en un vial de vidrio de 15 ml. Añadir 88 μL de 25 mg/ml de dioleoil-fosfocolina (DOPC), 9,3 μL de colesterol de 50 mg/ml y 5 μL de 1 mg/ml de dioleoil-fosfoetanolamina-lisamina rodamina B (rodamina PE) (ver Tabla de materiales) en el vial de vidrio de 15 ml.
    NOTA: Las fracciones molares finales de DOPC y colesterol en el aceite de silicona / aceite mineral son 69.9% y 30%, respectivamente. Se estableció que el colesterol 20-30 mol% es una concentración optimizada para la fluidez de la membrana y la estabilidad de los GUV generados utilizando la técnica presentada25,26. Fisiológicamente, estos valores están dentro del rango de concentración de colesterol que se encuentra en las membranas plasmáticas de células de mamíferos6. Las existencias de lípidos se adquieren como soluciones en cloroformo y se almacenan a -20 °C. Los viales de stock de lípidos deben aclimatarse a temperatura ambiente antes de abrirse.
  2. Pipetear 7,2 ml de aceite de silicona y 1,8 ml de aceite mineral en un segundo vial de 15 ml (ver Tabla de materiales). En general, esto debe hacerse en una guantera de baja humedad, principalmente si el aceite mineral se reutiliza.
  3. Mezcle los aceites mediante vórtice a la velocidad máxima de rotación (3200 rpm) durante 10 s, agregue la mezcla al vial que contiene la mezcla de lípidos en cloroformo y colóquela inmediatamente en el mezclador de vórtice. Vórtice para 10-15 s a la velocidad máxima de rotación (3200 rpm). La mezcla resultante de lípidos en aceite debe estar ligeramente turbia, ya que los lípidos no se disuelven completamente en el aceite, sino que se dispersan como pequeños agregados24.
  4. Coloque la dispersión de lípidos en aceite en un sonicador de baño (consulte la Tabla de materiales) con una potencia ultrasónica de 80 W y una frecuencia de funcionamiento de 40 kHz a temperatura ambiente durante 30 min. Utilice la mezcla inmediatamente o guárdela a 4 °C durante un máximo de 24 h.

2. Generación de vesículas

  1. Monte el eje impreso en 3D (Archivo suplementario 1) hecho de resina negra (consulte la Tabla de materiales) en la placa de agitación de sobremesa y ajuste la velocidad de rotación a 1200 rpm.
  2. Monte la cámara cDICE impresa en 3D (Archivo Complementario 2) hecha de resina transparente (ver Tabla de Materiales) en el eje (Figura 1A, B).
  3. Prepare las soluciones de actina y proteínas de unión a actina (ABP) por separado en un volumen total de 20 μL.
    1. Preparar 1-10 μM de actina en tampón de actina globular (G-buffer), incluyendo actina ATTO 488 al 10% (ver Tabla de Materiales).
      NOTA: 1x G-buffer comprende 5 mM de Tris-HCl, pH 8.0 y 0.2 mM de CaCl2.
    2. Agregue un tampón filamentoso de polimerización de actina (F-buffer) para comenzar la polimerización de actina en hielo. Mantenga las soluciones en hielo para ralentizar la polimerización de actina antes de la adición de un reticulante.
      NOTA: El 1x F-buffer contiene 50 mM de KCl, 2 mM de MgCl2 y 3 mM de ATP en 10 mM de Tris, pH 7.5.
    3. Espere 15 minutos para permitir el inicio de la polimerización de actina en hielo antes de agregar reticulantes de interés en la relación molar deseada. Mantenga la solución en hielo hasta la encapsulación.
    4. Prepare las proteínas de unión a actina (ABP) por separado en un microtubo (Figura 1C).
      NOTA: Este paso se realiza cuando una combinación de ABP (por ejemplo, miosina, α-actinina, fasina, complejo Arp2/3) encapsula con actina 25,26,27. En tales casos, la cantidad deseada de cada ABP se extrae de su stock y se agrega al microtubo designado para ABP. Como la solución total debe ser de 20 μL, las alícuotas de ABP deben prepararse de manera que la cantidad deseada de la mezcla total de ABP no exceda de 5-6 μL. El único ABP utilizado en los resultados representativos aquí es la fascina, cuya preparación se menciona a continuación.
      1. Alícuota 1,57 μL de fasina a partir de 1,75 mg/ml de cepa de fasina (ver Tabla de materiales), y añádala directamente a la solución de actina en la etapa 2.7. Esto corresponde a 2,5 μM de fascina en la solución.
  4. Agregue un 7,5% del medio de gradiente de densidad (consulte la Tabla de materiales) en la solución de actina para crear un gradiente de densidad entre la fase acuosa externa e interna para facilitar la sedimentación de GUV.
  5. Dispensar 700 μL de la solución externa de 200 mM de glucosa en la cámara (Figura 1D, izquierda).
    NOTA: La osmolaridad de la solución interna determina la concentración de glucosa. Para estos experimentos, la osmolaridad de la solución interna es de ~ 200 mOsm, por lo que se utiliza una solución de glucosa de 200 mM como solución externa.
  6. Agregue una cantidad suficiente de mezcla de lípidos y aceite (>3 ml según el tamaño de la cámara) en la cámara hasta que se llene el 60% -80% de la cámara (Figura 1D, derecha). Se formará una interfaz entre la mezcla de lípidos y aceite y la solución externa.
  7. Transfiera los ABP (preparados en el paso 2.3.4) a la solución de actina. Usando una pipeta regular de 100-1000 μL, transfiera inmediatamente los 700 μL de la mezcla de lípidos y aceite a la mezcla de actina-ABP (Figura 1E, izquierda). Pipetear hacia arriba y hacia abajo 8 veces para generar gotas de lípidos-monocapa del tamaño de una célula con diámetro en el rango de 7-100 μm (Figura 1E, medio).
    NOTA: El paso 2.7 debe completarse en unos segundos para evitar cualquier ensamblaje de red de actina antes de la encapsulación. Por lo tanto, antes de realizar el paso, asegúrese de que las puntas de la pipeta ya estén insertadas en las pipetas y listas para transferir las mezclas.
  8. Usando la misma pipeta de 100-1000 μL, dispense inmediatamente toda la emulsión en la cámara giratoria. Las gotas adquirirán una segunda valva de lípidos cruzando la monocapa lipídica en la interfaz aceite-solución externa, formando así GUV (Figura 1E, derecha).
  9. Retire la cámara de la placa de agitación y deseche la mayor parte de la mezcla de lípidos y aceite inclinando la cámara en el recipiente de desechos para que una gran parte de la mezcla de lípidos y aceite se drene de la gran abertura en el centro de la cámara.
    NOTA: De esta manera, la mezcla de lípidos y aceites se extrae de la cámara, evitando la mezcla de la mezcla de lípidos y aceites con la solución externa en el siguiente paso.
  10. Sostenga la cámara con la tapa mirando hacia el usuario. Abra la tapa de la cámara e incline ligeramente la cámara hacia el usuario. La interfaz entre la solución externa que contiene GUV y la mezcla de lípidos y aceite es visible desde la abertura de la cámara (donde se encuentra la tapa).
  11. Usando una pipeta, recolecte suficiente solución externa que contenga GUV y dispense 50-300 μL de la solución externa en una placa de 96 pocillos para obtener una densidad adecuada de GUV.
    NOTA: Siguiendo este protocolo, se liberan un total de aproximadamente 2 x 105 GUV en la solución externa dentro de la cámara. La dispersión de GUV no se cuantificó; sin embargo, el diámetro de aproximadamente el 90% de los GUV está en el rango de 12-30 μm. Los GUV con cualquier diámetro en el rango de 7-50 μm se pueden encontrar en la población. Dependiendo del medio de gradiente de densidad encapsulado, el tamaño de GUV y la profundidad de la solución en la placa del pozo, los GUV tardan de 2 a 15 minutos en asentarse en la superficie. El rendimiento de los GUV con haces de actina reconstituidos es de aproximadamente el 90%.

3. Imágenes y reconstrucción de imágenes 3D

  1. Configure la placa de 96 pocillos en el escenario de un microscopio invertido equipado con una unidad confocal de disco giratorio (o escaneo láser), una cámara EMCCD o sCMOS y una lente de objetivo de inmersión en aceite 60x (consulte la Tabla de materiales).
  2. Concéntrese en cualquier región de interés (ROI) y tome una secuencia de imágenes z-stack del ROI con un intervalo z-step de 0,5 μm.
    NOTA: Debido a que los GUV pueden desplazarse ligeramente en la superficie con el tiempo, se recomienda capturar un conjunto de imágenes de múltiples longitudes de onda en cada plano z si se están obteniendo imágenes de múltiples fluoróforos, es decir, tomar un grupo de imágenes de 561 nm y 488 nm en cada carril z a la vez para capturar imágenes atto 488 actina y Rhod PE.
  3. Guarde cada secuencia de imágenes de la pila z en formato .tiff.
  4. Abra una secuencia de imágenes de interés en un software de procesamiento de imágenes (ImageJ/Fiji). Identifica la imagen con la mayor intensidad. Mantenga presionado "ctrl + mayús + c" para abrir la ventana Brillo y contraste y haga clic en Restablecer.
  5. En el menú ImageJ/Fiji, vaya a Analizar > establecer escala e introduzca la distancia física conocida y su unidad para cada píxel de imagen.
  6. En el menú ImageJ/Fiji, vaya a Image > Stacks > proyecto 3D para reconstruir una imagen 3D a partir de la pila z. Establezca "Método de proyección" como Punto de brillo, "Espaciado de corte (μm)" como 0.5 y marque interpolar. Las opciones predeterminadas se pueden usar para el resto de la configuración.
    NOTA: los intervalos z en algunos microscopios pueden no estar calibrados, y el movimiento real en la dirección z puede diferir ligeramente del intervalo z introducido (es decir, 0,5 μm). En tales casos, se puede utilizar una muestra de calibración 3D, como microesferas fluorescentes con un diámetro conocido, para obtener el intervalo z real. Por lo tanto, este valor se utilizará como "Slice Spacing (μm)" para la proyección 3D.

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Resultados

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Para demostrar la generación exitosa de GUV citoesqueléticos utilizando el protocolo actual, se reconstituyeron las estructuras del haz de fasina-actina en guV. La fasina es un reticulador corto de filamentos de actina que forma haces de actina rígidos alineados en paralelo y se purifica de E. coli como proteína de fusión26 de glutatión-S-transferasa (GST). Primero se reconstituyeron 5 μM de actina, incluidos 0,53 μM de actina ATTO488 en el tampón de polimerización de actina y el 7,5% del...

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Discusión

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Se han explorado diferentes métodos de generación de GUV para la creación de células sintéticas Sin embargo, la complejidad de los procedimientos, el tiempo prolongado para lograr la encapsulación, la restricción de los tipos de lípidos y la composición molecular del encapsulante, la necesidad de productos químicos no fisiológicos para facilitar la encapsulación, el bajo rendimiento de GUV y las inconsistencias en la eficiencia de la encapsulación han seguido desafiando a los investigadores en este campo. Teniendo en cue...

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Divulgaciones

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Los autores declaran que no hay conflictos de intereses.

Agradecimientos

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APL reconoce el apoyo de una beca de investigación Humboldt para investigadores experimentados y de la Fundación Nacional de Ciencias (1939310 y 1817909) y los Institutos Nacionales de Salud (R01 EB030031).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Lípido 18:1 Liss Rhod PE en cloroformoLípidos polares Avanti810150C
Base polimérica óptica Btm de 96 pozosThermoFisher Scientific165305
Actina del músculo esquelético del conejoCitoesqueleto AKL99-A
ATTO 488-actina del músculo esquelético del conejoHypermol8153-01
Microtubos Axygen (200 &; L)Fisher Scientific14-222-262para el manejo de ABPs
Resina negraFormlabsRS-F2-GPBK-04
Colesterol (polvo)Avanti Polar Lipids700100P
CholoroformSigma Aldrich67-66-3
Resina transparenteFormlabsRS-F2-GPCL-04
CSU-X1 Unidad de escáner confocalYOKOGAWACSU-X1
Medio de gradiente de densidad (Optiprep)Sigma-AldrichD1556
Lípido DOPC en cloroformoAvanti Lípidos polares850375C
FascincaseroN/A Tampón
FcaseroN/A
Microtubos Fisherbrand (1,5 mL)Fisher Scientific05-408-129
FS02 SonicadorFischer ScientificFS20
Tampón GcaseroN/A
GlucosaSigma-Aldrich158968
iXon X3 cámaraAndorDU-897E-CS0
Aceite mineralAcros Organics8042-47-5
Olympus IX81 Microscopio invertidoOlympusIX21
Olympus PlanApo N 60x Aceite Microscopio ObjetivoOlumpus1-U2B933
Aceite de siliconaSigma-Aldrich 317667

Referencias

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