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Artículo de método

Un modelo heterotópico de trasplante de corazón de rata utilizando corazones de donantes de muerte circulatoria

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DOI:

10.3791/63844

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18 de mayo de 2022

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1Division of Cardiothoracic Surgery, Department of Surgery, Virginia Commonwealth University, 2Pauley Heart Center, Virginia Commonwealth University Health System, 3Department of Surgery, McGuire Veterans Administration Medical Center, 4Department of Pharmacotherapy and Outcome Science, School of Pharmacy, Virginia Commonwealth University, 5Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Virginia Commonwealth University

En este artículo

Resumen

Aquí, describimos la preparación y los detalles técnicos del trasplante de corazón heterotópico murino utilizando un corazón de donante de muerte circulatoria.

Resumen

El objetivo de este protocolo es establecer un modelo de trasplante cardiaco heterotópico en rata con donación de corazones de donantes tras la muerte circulatoria (DCD). Hay dos configuraciones para este protocolo: configuración del donante de corazón y configuración del receptor. En la configuración de donantes de corazón, las ratas Sprague Dawley están anestesiadas, intubadas endotraquealmente y ventiladas. Se canulada la arteria carótida derecha para administrar heparina y el agente paralizante bromuro de vecuronio. El proceso de DCD se inicia terminando la ventilación. Después de 20 minutos, se expone el corazón y se pinza la aorta distal a la rama braquiocefálica. A los 25 minutos de terminar el ventilador, se perfunde una solución helada de la Universidad de Wisconsin (UW) a través del catéter carotídeo para enjuagar el corazón. El corazón se obtiene dividiendo la aorta, la arteria pulmonar, las venas cavas y las venas pulmonares y se almacena en una solución UW para su implantación. En la configuración receptora, la rata Lewis se anestesia con isoflurano. La buprenorfina de liberación lenta se administra por vía subcutánea para facilitar una recuperación postoperatoria sin problemas. A través de una incisión abdominal en la línea media, se aísla la aorta infrarrenal y la vena cava inferior y se pinza con una pinza vascular atraumática. La aorta cardíaca y la arteria pulmonar del donante se suturan a la aorta abdominal y la vena cava del receptor, respectivamente, con un 8-0 consecutivo Prolene. Se retira la pinza vascular para reperfundir el corazón. Se cierra la pared abdominal y se recupera la rata. Después de un intervalo establecido (24 h a 2 semanas), se anestesia la rata receptora, se expone el corazón trasplantado y se inserta un catéter con punta de balón en el ventrículo izquierdo a través del ápice para registrar la presión desarrollada y dP/dt utilizando un sistema de adquisición de datos. El tejido cardíaco se recolecta para histología, inmunología o análisis molecular. Un modelo exitoso de trasplante de corazón en ratas con donantes de DCD permitirá realizar más estudios sobre los enfoques cardioprotectores para mejorar los resultados del trasplante de corazón de donantes de DCD.

Introducción

Un modelo animal pequeño de trasplante de corazón (HTx) es fundamental para realizar investigaciones que estudien las condiciones fisiopatológicas que afectan al corazón trasplantado. La HTx heterotópica en un modelo murino, tal y como la describe Oto y Lindsey, ha permitido a los investigadores estudiar los cambios fisiopatológicos observados en las condiciones de isquemia y reperfusión1. Tradicionalmente, los corazones de los donantes para trasplantes se han obtenido de donantes de corazón latente, también conocidos como donantes de donación después de la muerte cerebral (DBD); sin embargo, ha habido un aumento desproporcionado en el número de pacientes que necesitan HTx2. Más recientemente, los corazones de donantes de muerte circulatoria, también conocidos como donantes de donación después de la muerte circulatoria (DCD), se han utilizado para trasplantes en entornos experimentales3. La principal distinción entre los corazones de donantes con DBD y DCD es que, en este último, los corazones están sujetos a diferentes duraciones de isquemia, lo que impide su uso en la práctica rutinaria de HTx.

La literatura previamente descrita sobre la HTx heterotópica murina solo ha utilizado las condiciones de donantes de corazón latiendo 4,5,6. El trasplante cardíaco heterotópico con DCD requiere modificaciones sutiles, sin las cuales el corazón trasplantado no latirá7. Este protocolo tiene como objetivo compartir con los lectores una técnica refinada de DCD HTx en ratas. La isquemia miocárdica global es innata a la donación de órganos con DCD. Un montaje experimental que imita la isquemia miocárdica global ha sido estudiado solo en el montaje ex vivo 5. Es posible que los hallazgos de los estudios ex vivo no se apliquen al trabajo de DCD HTx, ya que existen diferencias significativas entre los modelos de isquemia global in vivo (DCD) y ex vivo 5. Los resultados, o la falta de ellos, de las intervenciones para mitigar la isquemia miocárdica por reperfusión en modelos ex vivo pueden no ser reproducibles en el modelo DCD HTx. Por lo tanto, es esencial simular el DCD HTx humano en un modelo animal, cuyos hallazgos pueden tener un mayor valor traslacional. El modelo DCD HTx descrito aquí permitirá al investigador simular de cerca el DCD HTx clínico y brindará la oportunidad de mitigar la lesión por reperfusión a través de intervenciones tanto en el corazón del donante como en el receptor. Tras la recuperación de la rata receptora, la función, la histopatología y la inmunología del corazón trasplantado se pueden estudiar a intervalos variables desde el momento del trasplante.

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Protocolo

Todos los experimentos con animales se llevaron a cabo de acuerdo con las directrices institucionales y la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, publicada por los Institutos Nacionales de Salud (Publicación de los NIH n.º 86-23, revisada en 2011)8. Los siguientes procedimientos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Virginia Commonwealth University. Todos los procedimientos se realizaron siguiendo las directrices de la OSHA (Administración de Seguridad y Salud Ocupacional) y las técnicas estériles recomendadas9. Las ratas Sprague Dawley se alojaron bajo humedad controlada a una temperatura de 23 °C y ciclos de luz y oscuridad de 12 h.

1. Montaje del laboratorio

NOTA: Asigne un espacio dedicado para realizar cirugías de supervivencia de roedores estériles con un microscopio quirúrgico. Mantener la temperatura ambiente del quirófano lo más cálida posible; El uso de almohadillas térmicas tanto para la cirugía como para el proceso de recuperación es esencial para mantener la temperatura corporal de la rata receptora.

  1. Mantenga los suministros esenciales (Tabla de materiales), incluyendo jeringas, solución salina normal al 0.9% (NaCl), agentes anestésicos (isoflurano, ketamina/xilacina), heparina, bromuro de vecuronio, solución de conservación, una cubeta de hielo y agente analgésico (buprenorfina de liberación lenta) almacenados y fácilmente disponibles.
  2. Coloque cuidadosamente los instrumentos microquirúrgicos (Figura 1A, B) en el campo quirúrgico. Tenga a mano un kit de esterilización rápida para limpiar inmediatamente los instrumentos esenciales contaminados.

2. Preparación in vivo de donantes de DCD en ratas

  1. Anestesiar a la rata para la intubación traqueal y la canulación carotídea. Sedar a la rata Sprague Dawley (8-12 semanas de edad) en una cámara de isoflurano al 3%, luego anestesiarla con ketamina/xilacina (100/10 mg/kg, intramuscular).
  2. Para exponer la tráquea y la arteria carótida derecha, coloque una rata completamente anestesiada en decúbito supino y limpie la parte delantera del cuello y el tórax con una solución de alcohol y povidona. Haz una incisión en forma de V con el pico de la V cerca de la mandíbula de la rata en la línea media y cada extremidad de la V apuntando al hombro correspondiente. Separe la piel del tejido subcutáneo y voltee la piel sobre el pecho para exponer los músculos de la correa del cuello (Figura 2A).
    1. Intuble a la rata separando los músculos de la correa de la línea media (esternomastoideo y esternohioideo) con pinzas para exponer la tráquea (Figura 2B). Rodea la tráquea con una seda 5-0 y ábrela dividiendo parcialmente el tejido muscular entre los anillos traqueales.
    2. Inserte un angiocath de 14 G en la tráquea y asegúrelo con la seda 5-0 (Figura 2C). Conecte el angiocath a un ventilador (1 mL/kg a 90 respiraciones/min).
    3. Para la canulación de la arteria carótida derecha, identifique la arteria carótida común (se encuentra paralela e inmediatamente en el lado derecho de la tráquea), aíslela cuidadosamente a lo largo de todo el cuello y ate el extremo distal (craneal) con una seda 5-0.
    4. Coloque un hemostático en el extremo libre de la corbata para facilitar la tracción y facilitar la canulación de la arteria carótida.
    5. Movilizar la cara más proximal de la arteria carótida (hacia la base del cuello) y pinzarla con un hemostático vascular . Bajo un microscopio quirúrgico, use tijeras de microiris para abrir la arteria carótida dividiéndola parcialmente anteriormente en el extremo más distal. Cánula la arteria carótida con un angiocat de 22 G y asegúrela con una corbata de seda 5-0 (Figura 2D).
    6. Conecte un adaptador de llave de paso de flujo de tres vías al angiocath para facilitar la administración de medicamentos o solución para cardioplejia en la arteria carótida, y conéctelo a un sensor de presión para monitorear la frecuencia cardíaca y la presión durante el proceso de DCD (Figura 2D). Se debe notar un reflujo pulsátil de sangre cuando se libera la pinza vascular proximal.
    7. Una vez asegurado, conecte el catéter de la arteria carótida al sensor de presión y administre heparina (1.000 U/Kg) y bromuro de vecuronio (4 mg/kg).
    8. Inicio del proceso de DCD: Dejar circular el bromuro de vecuronio durante 1 min. Esté atento a cualquier signo de angustia animal y administre anestesia adicional si es necesario. Detenga el ventilador (hipoxia/isquemia) para iniciar el proceso de DCD. Observe la ausencia de actividad respiratoria.
      NOTA: El tiempo isquémico de la DCD comienza desde el momento en que se retira el soporte del ventilador. En ratas, se han identificado 25 min de isquemia como el tiempo máximo que resulta en una lesión significativa pero reversible7. Los trazados de presión demostrarán que, desde el momento de la interrupción del soporte ventilatorio a ~3,5 min, la presión sistémica cae por debajo de 50 mmHg, una presión considerada insuficiente para perfundir eficazmente el corazón (Figura 3).
  3. Obtención de corazón del donante: Asigne ~ 4-7 minutos para obtener el corazón y administrar cardioplejia fría. Para alcanzar el tiempo de isquemia objetivo de 25 min, se debe iniciar la extracción del corazón después de 18-21 min después de la terminación del soporte ventilatorio.
    NOTA: Modifique la duración del tiempo de adquisición en función de la experiencia de la persona que realiza la adquisición.
    1. Divida la pared abdominal a lo largo del margen costal a partir del nivel del xifoides, y luego divida la caja torácica paralela al esternón a ambos lados hasta las clavículas para realizar toracotomías anteriores bilaterales (Figura 4A). Utilice un microscopio quirúrgico con un aumento bajo (5x) para facilitar este paso.
    2. Voltea la pared torácica dividida con bisagras en las clavículas hacia la cabeza y asegúrala con un hemostático (Figura 4B).
    3. Rodear la vena cava inferior (IVC) con una seda 5-0, luego dividirla parcialmente con microtijeras cerca de la cúpula del hígado (Figura 4C). La VCI parcialmente abierta permite la salida de la cardioplejia, ya que distiende el lado derecho del corazón.
    4. Diseccionar el plano entre la aorta ascendente y la arteria pulmonar (AP), luego aislar el tronco pulmonar a través del seno transverso con pinzas curvas de punta roma hasta su bifurcación. Divida cuidadosamente la arteria pulmonar cerca de su punto de bifurcación con unas microtijeras (Figura 4C).
    5. Rodear el arco aórtico con disección roma. Esto es para permitir el acceso de una pequeña pinza vascular en ángulo recto que se colocará a través del arco aórtico distal al origen de la arteria innominada.
    6. A los 25 minutos de la terminación del ventilador, pinza el arco aórtico y administre manualmente la cardioplejia (10 ml de solución de la Universidad de Wisconsin a 4 °C, durante 2-3 minutos) a través del catéter carotídeo (Figura 4D).
    7. Con ayuda de unas microtijeras, divida distalmente la aorta ascendente antes del arco aórtico (Figura 4E).
    8. Ata la VCI hacia el corazón con seda 5-0 y divídela distalmente.
    9. Ligar las venas pulmonares y las venas cavas superiores (VCS) junto con seda 5-0 (Figura 4F). Dado que estas ataduras contienen una gran cantidad de tejido, se prefiere una brida de mano en lugar de una brida de instrumento. Tire suavemente del corazón hacia el abdomen con un hisopo con punta de algodón para facilitar la ligadura de las venas pulmonares sin agrupar los apéndices auriculares en la atadura.
    10. Divida las venas pulmonares con unas tijeras de microiris, recoja el corazón y colóquelo en solución salina normal fría como el hielo (Figura 4G).

3. Trasplante de corazón heterotópico DCD en rata in vivo

  1. Sedar al receptor en una cámara de isoflurano (inducción al 3%), cortar el vello sobre el abdomen y limpiar la región con povidona y alcohol. No anticoagular al receptor; Esto provocará un sangrado excesivo de las anastomosis y el fracaso del injerto.
  2. Coloque la rata en decúbito supino sobre una almohadilla térmica. Coloque una sonda entre la rata y la almohadilla térmica para controlar la temperatura. Mantenga la temperatura corporal de la rata a 38 °C. Coloque dos tubos de centrífuga preesterilizados de 50 mL llenos de solución salina tibia o perlas de vidrio a cada lado del abdomen de la rata para facilitar el mantenimiento de la rata.
  3. A pesar de los pasos mencionados anteriormente, si la temperatura corporal disminuye por debajo de 37.5 °C, aumente la temperatura ambiente (RT) y cubra todas las áreas expuestas del cuerpo con papel de aluminio esterilizado en autoclave para dejar el área suficiente para realizar la cirugía abdominal.
  4. Inducir anestesia general con isoflurano al 3% a través de un cono nasal y disminuir gradualmente hasta el 2%.
  5. Abrir el abdomen a lo largo de la línea alba (Figura 5A) y exponer el espacio de trabajo colocando retractores de pared abdominal (Figura 5B).
  6. Con aplicadores estériles de punta de algodón, mueva el colon dilatado o lleno y colóquelo en una gasa tibia y húmeda a la izquierda del operador, irrigando periódicamente con solución salina tibia (38 °C) (Figura 5C). Mover el colon a un lado proporciona más espacio para los corazones DCD porque son muy rígidos y requieren espacio adicional para acomodarse en el abdomen.
  7. Abrir el retroperitoneo en la línea media con disección roma con hisopos con punta de algodón. Exponga la aorta infrarrenal y la VCI.
  8. Utilizando una pinza vascular multiángulo pediátrica atraumática, aislar 3-5 mm de la aorta infrarrenal y la VCI para la anastomosis (Figura 5D).
  9. Se ingresa a la aorta con una aguja de 30 G montada en una jeringade 1 cm3 llena de solución salina normal mezclada con 100 unidades de heparina. Enjuague con 0,2-0,3 mL de la solución (Figura 5E). Frote el exceso de solución con los aplicadores estériles de punta de algodón, ya que la heparina puede absorberse y causar sangrado de las líneas de sutura.
  10. Con unas microtijeras, abra la aorta a lo largo del eje largo para que coincida con el tamaño de la aorta del donante. La VCI no se abre en este punto, y no se intenta crear un plano entre la VCI y la aorta; Esto provocará sangrado.
  11. La orientación adecuada del corazón del donante durante la anastomosis es fundamental (Figura 5F). Oriente el corazón del donante para la anastomosis de manera que la superficie anterior del ventrículo derecho mire hacia el techo, el ápice apunte hacia la derecha del operador y la aorta del donante esté ligeramente más baja que la arteria pulmonar. Esta orientación da lugar a una menor tensión en la anastomosis de la arteria pulmonar.
    1. Anastomosis aórtica: Utilice un destornillador de aguja de punta puntiaguda y pinzas de precisión para la anastomosis microvascular. Realiza anastomosis con 8-0 Sutura de monofilamento en una aguja cónica de 4 mm cargada en un portaagujas de punta de 0,3 mm con el bloqueo del destornillador de aguja retirado, para evitar traumatismos accidentales del tejido al bloquear y desbloquear.
    2. Coloque una sutura de tirante en la posición de las 6 en punto en la anastomosis aórtica. Esto se hace para proporcionar una línea de sutura simétrica y hemostática. A continuación, comience la anastomosis en la posición de las 12 en punto con de afuera hacia adentro en la aorta del donante y de adentro hacia afuera en la aorta del receptor (Figura 6A, B). Mantenga solo 5-7 cm de sutura de trabajo y trunque el resto.
    3. Muévase en sentido contrario a las agujas del reloj, recorra distancias cortas hacia la posición de las 6 en punto y luego complete la anastomosis en forma de contrareloj hasta la posición de las 12 en punto volteando el corazón hacia la izquierda (Figura 6C).
    4. Compruebe si hay alguna línea de sutura suelta antes de atar.
      NOTA: Una anastomosis segura debe ser simétrica y debe aproximarse a la íntima del donante y del receptor sin espacios.
    5. Anastomosis de la arteria pulmonar: Libere la arteria pulmonar de la aorta y oriéntela para la anastomosis a la VCI sin torceduras. Prepare el volumen de sangre del receptor para llenar el corazón del donante y evitar la hipotensión inyectando 3-5 ml de solución salina normal subcutánea (nuca).
    6. Monitorizar el patrón respiratorio de la rata y disminuir el isoflurano de 2,0% a 1,5% ya que la anastomosis de la arteria pulmonar está a punto de completarse.
    7. Abrir la VCI cefálica en relación con la anastomosis aórtica con microtijeras de iris (Figura 6C). Use 0,2-0,3 ml de solución salina para enjuagar la VCI. Se observará una pequeña cantidad de coágulos de sangre; Enjuágalos con cuidado.
    8. A diferencia de la anastomosis aórtica, se inicia la anastomosis pulmonar sin sutura de estancia; Dificultará la exposición. Comience en la posición de las 12 en punto con la aguja moviéndose de afuera hacia adentro en la arteria pulmonar del donante y de adentro hacia afuera en la VCI receptora. Ate la sutura y primero complete la anastomosis de la pared posterior en el sentido de las agujas del reloj.
    9. Una vez en la posición de las 6 en punto, continúe suturando en el sentido de las agujas del reloj hasta alcanzar la posición de las 12 en punto, y luego átelo al extremo corto de la sutura de la atadura anterior. Tenga cuidado de no apretar la anastomosis, ya que cualquier estrechamiento limitará el drenaje venoso del corazón. En promedio, se necesitan 30 minutos o menos para completar ambas anastomosis.
    10. Coloque pequeños trozos de hemostático reabsorbible sobre la anastomosis para contener el sangrado de los orificios de la aguja.
    11. Desenganche los vasos y agregue más hemostáticos absorbibles sobre los orificios de la aguja según sea necesario (Figura 6E). El corazón trasplantado comienza a latir con fibrilaciones ocasionales antes de reanudar la respiración rítmica. Deje el hemostático absorbible en su lugar durante 5 minutos mientras el corazón lata y no haya sangrado manifiesto.
    12. Una vez satisfecho con la hemostasia (~3-5 min), use aplicadores estériles de punta de algodón para eliminar el exceso de hemostático absorbible, irrigar con solución salina y devolver el intestino a la cavidad abdominal (Figura 6F). Coloque el epiplón sobre la anastomosis para ayudar con la hemostasia.
    13. Cerrar la pared abdominal en dos capas con monocryl 5-0 en una aguja de corte de 13 mm cerrando primero la línea alba y luego cerrar la piel (Figura 6G, H).

4. Recuperación y seguimiento

  1. Una vez finalizado el cierre abdominal, coloque a la rata boca abajo sobre una almohadilla tibia para su recuperación. Continúe con el isoflurano a través de un cono nasal al 1% durante 5 minutos, luego deténgase.
  2. Una vez que la respiración espontánea sea regular, mueva a la rata a una jaula de recuperación limpia y colóquela sobre una almohadilla tibia para continuar con el proceso de recuperación. Los movimientos bruscos de la rata provocarán riesgo de sangrado o una torsión en la anastomosis. Un analgésico de acción prolongada administrado antes del inicio de la cirugía facilita en gran medida el proceso de recuperación sin problemas.

5. Obtención y trasplante del corazón latiendo de control

  1. Procurar corazones de donantes de corazón latente (CBD) de control como control para evaluar la calidad del corazón del donante en ausencia de isquemia.
    NOTA: El donante de CBD se somete a todos los pasos que se describieron para el corazón DCD, excepto la terminación del soporte ventilatorio. Los corazones de CBD se obtienen mientras laten y se apoyan completamente en un ventilador. La administración de la cardioplejia detiene el corazón, y la obtención y el trasplante se completan de la misma manera que se describe para los corazones con DCD.

6. Evaluación de la función cardíaca trasplantada:

  1. En un intervalo predeterminado desde el momento del trasplante cardíaco (24 h a 14 días), anestesiar a la rata receptora (isoflurano inhalado al 3%), colocarla en una almohadilla supina tibia y abrir la incisión abdominal para exponer el corazón trasplantado.
  2. Coloque un catéter con punta de balón a través del vértice del ventrículo izquierdo para medir la presión desarrollada (DP), la presión máx. +dP/dt y la min −dP/dt.
    NOTA: Aquí se utilizó una estación PowerLab como sistema de adquisición de datos para el registro de la presión arterial.

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Resultados

De 24 h a 14 días después del trasplante de corazón heterotópico, se puede reabrir el abdomen y exponer el corazón para medir la presión desarrollada por el ventrículo izquierdo. Se inserta un catéter con punta de balón en el ventrículo izquierdo del corazón DCD (o CBD) para medir la presión desarrollada (DP), la presión máxima +dP/dt y la min −dP/dt. En la figura 7 se muestra un ejemplo de la DP, +dP/dt y −dP/dt esperadas de un corazón con DCD en comparación con un corazón con CBD 24 h desp...

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Discusión

Para que un HTx heterotópico de rata DCD tenga éxito, es fundamental que se establezca una configuración meticulosa y reflexiva del experimento. La configuración detallada tiene en cuenta varios factores, entre ellos: 1) la selección de ratas jóvenes como donantes de DCD, 2) el uso de isoflurano como agente anestésico de elección, 3) la administración efectiva de la cardioplejia al corazón del donante, 4) el almacenamiento del corazón del donante en una solución helada, 5) la limitación ...

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Divulgaciones

Los autores de este manuscrito no tienen conflictos de interés que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por una Beca de Revisión al Mérito otorgada al Dr. Mohammed Quader (1I01 BX003859) y fondos del Pauley Heart Center a Mohammed Quader y al Dr. Stefano Toldo.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Sutura de nylon 5-0 monofilamento de poliamidaAros SurgicalSP17A05N-45
5-0 sutura de sedaSurgical SpecialtiesSP116
8-0 sutura monofilamentoAros SurgicalT06A08N14-13
AutoclaveSterisAmsco Lab 250
BD Jeringa de insulina con aguja desmontable Jeringas de 1 mL FisherScientific14-820-28
BD Jeringa con puntas Luer-Lok (sin aguja) Jeringas de 10mL Fisher Scientific14-823-16E
Belzer Solución de almacenamiento en frío de la Universidad de WisconsinBridge to Life Northbrook IL EE. UUAdenosina 1,34 g/L, Alopurinol 0,136 g/L, Glutatión 0,922 g/L, Ácido lactobiónico (como lactona) 35,83 g/L, Sulfato de magnesio heptahidratado 1,23 g/L, Pentafracción 50 g/L, Hidróxido de potasio 5,61 g/L, fosfato de potasio monobásico 3,4 g/L, rafinosa pentahidratada 17,83 g/L
Buprenorfin SR LabZoopharm LLC
Debakey pinza vascular multiángulo pediátrica atraumáticaAesculapF341T
Exel International Safelet I.V. Catéteres 14 GFisher Scientific14-841-10
Exel International Safelet Desechable I.V. Catéteres 22 GFisher Scientific14-841-20
Catéter Fogarty tamaño 4FEdwands Lifesciences120404F
Pinzas con puntas curvasPreciso Quirúrgico & Corporación de Instrumentos CientíficosASSI.228
Bomba de calefacción GaymarBraintree Scientific, Braintree, MA, EE. UU. TP700
Germinador-500Braintree Scientific
Inyección de heparina sódica, USP 1,000 U/mLPfizerNDC 0069-0137-01
Microtijeras de iris con puntas rectasQuirúrgico preciso & Corporación de Instrumentos CientíficosASSI.5253
Isoflurano USPPatterson NDC Veterinario14043070406
Ketamina HCl 100 mg/mLHenry ScheinNDC 6745710810
Lidocaína HCl 2%Aspen Veterinario07-892-4325
McKesson General Medical 6IN Q-TIPS 2STER WOOD 100/PACKFisher ScientificNC0650323estéril aplicadores de punta de algodón
Microtijeras, puntas en ángulo recto y curvasBraintree ScientificSC-MS 154
PortaagujasAccurate Surgical & Corporación de Instrumentos CientíficosASSI. BSL158con el mecanismo de bloqueo retirado
Solución salina normalBaxter Infusion suministra Estación
PowerLabAD Instruments, Denver, COsistema de adquisición de datos
Hidróxido de sodio/ácidoajuste la solución a pH 7.4
Sprague Dawley ratasmacho, 8– 16 semanas de edad, < 400 g de peso
Microscopio quirúrgicoLeikaModelo M525 F40
SurgicelEthiconhemostático absorbible
Sonda de temperatura Therma Waterproof Tipo T Medidor de termopar de alta precisiónThermoworksTHS-232-107
Pinzas con punta de alta precisiónExcelta17-456-109
Bromuro devecuronioSigma-AldrichPHR1627diluido en PBS para 100 mg/mL
VenteliteHarvard Apparatus, Holliston, MA, USA
Xylazine 100 mg/mLPivetal AnasedNDC 04606675002
. clorhídrico

Referencias

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Trasplante heterotópicomodelo de corazón DCDsolución de la Universidad de Wisconsinpinza vascularperfusión cardíacacatéter de punta de balónhistología cardíacaanálisis molecular

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