El presente protocolo propone la creación de una fístula arteriovenosa en conejos utilizando una técnica modificada sin contacto. La técnica implica la anastomosis de lado a lado de la arteria carótida común y la vena yugular externa sin la disección de los tejidos periféricos o el corte de la arteria.
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Artículo de método
Una técnica modificada para la construcción de fístula arteriovenosa en conejos
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Resumen
Resumen
La estenosis yuxta-anastomótica es un problema desafiante que a menudo causa la no maduración y disminuye la permeabilidad de una fístula arteriovenosa (FAV). La lesión de las venas y arterias durante la operación y los cambios hemodinámicos pueden conducir a hiperplasia de la íntima, lo que lleva a la estenosis yuxta-anastomótica. Para reducir la lesión en las venas y arterias durante la operación, este estudio propone una nueva técnica modificada sin contacto (MNTT) para la construcción de FAV que puede disminuir la tasa de estenosis yuxta-anastomótica y mejorar la permeabilidad de la FAV. Para desentrañar los cambios hemodinámicos y los mecanismos del MNTT, este estudio presentó un procedimiento de FAV utilizando esta técnica. Aunque este procedimiento es técnicamente desafiante, el 94,4% de éxito del procedimiento se logró después de una capacitación adecuada. Finalmente, 13 de 34 conejos tuvieron una FAV funcional 4 semanas después de la cirugía, lo que llevó a una tasa de permeabilidad de FAV del 38,2%. Sin embargo, a las 4 semanas, la tasa de supervivencia fue del 86,1%. La ecografía mostró flujo sanguíneo activo a través de la anastomosis de la FAV. Además, se observó el flujo laminar espiral en la vena y arteria cerca de la anastomosis, lo que sugiere que esta técnica puede mejorar la hemodinámica de la FAV. En observación histológica, se observó hiperplasia íntima venosa significativa en la anastomosis de FAV, mientras que no se observó hiperplasia íntima significativa en la vena yugular externa proximal (EJV) de la anastomosis. Esta técnica mejorará la comprensión de los mecanismos subyacentes al uso de MNTT para la construcción de FAV y proporcionará apoyo técnico para la optimización adicional del enfoque quirúrgico en la construcción de FAV.
Introducción
La construcción de una fístula arteriovenosa (FAV) es ampliamente utilizada en la práctica clínica para pacientes sometidos a hemodiálisis de mantenimiento (MHD), y tiene mayor permeabilidad y menos complicaciones que un injerto arteriovenoso (AVG) o un catéter tunelizado con manguito (TCC)1,2. Aunque la FAV es el modo preferido de acceso vascular, no es perfecto y tiene limitaciones inherentes. Las tasas de permeabilidad de la FAV primaria a 1 año son solo del 60% al 65%, con muchos fracasos que ocurren en la región anastomótica cercana 3,4,5.
Los vasos sufren diferentes grados de daño durante el enfoque quirúrgico tradicional, lo que finalmente afecta la maduración de la FAV. Se diseñaron nuevas modalidades quirúrgicas, como la técnica sin contacto (NTT) (Figura complementaria 1) propuesta por Hörer et al.6 y la excursión y reimplantación de la arteria radial (RADAR) propuesta por Sadaghianloo et al.7,8 y Bai et al.9, para disminuir la tasa de estenosis yuxta-anastomótica y mejorar la permeabilidad de la fístula mediante la modificación de la técnica quirúrgica. Aunque el efecto de RADAR fue mejor que el de NTT, se observó que la estenosis arterial de flujo era más prominente con RADAR. Para reducir aún más las lesiones en las venas y arterias durante la operación, en 2021, se propuso una nueva técnica modificada sin contacto (MNTT) para crear una FAV radiocefálica preservando el tejido perivenoso alrededor de la vena cefálica sin cortar la arteria radial (Figura suplementaria 1 y Figura complementaria 2). Los resultados preliminares mostraron un aumento de la permeabilidad primaria, una disminución de la estenosis yuxta-anastomótica y ninguna estenosis arterial10,11.
Teniendo en cuenta la falta actual de modelos animales de FAV que utilizan MNTT, y para explorar más a fondo el mecanismo de MNTT en la cirugía de FAV, este estudio introduce un procedimiento común de FAV de arteria carótida (CCA)-vena yugular externa (EJV) utilizando MNTT.
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Protocolo
Los procedimientos experimentales con animales de laboratorio fueron aprobados por el Comité de Ética de Bienestar Animal Experimental de la Universidad Médica de Nanjing. Para este estudio se utilizaron conejos neozelandeses de 10 meses (de ambos sexos; peso corporal, 3,18 ± 0,24 kg). Los animales fueron obtenidos de una fuente comercial (ver Tabla de Materiales).
1. Preparación de animales
- Anestesiar a los conejos usando una inyección intravenosa mixta de clorhidrato de tiletamina y clorhidrato de zolazepam (3 mg/kg) en la vena marginal del oído y una inyección intramuscular de sumianxina II (0,02 ml/kg) (ver Tabla de materiales) en el músculo de las extremidades posteriores.
NOTA: Después de aproximadamente 1-3 min, el efecto anestésico se estabiliza. Antes de continuar, el nivel de anestesia debe verificarse pellizcando la piel detrás del cuello y observando el reflejo corneal. Se podría agregar clorhidrato de tiletana, clorhidrato de zolazepam (0,5 mg/kg) y sumianxina II (0,01 ml/kg) durante la operación si es necesario. - Coloque el conejo en una mesa fija (ver Tabla de materiales) en posición supina, y ate las extremidades y los incisivos con ataduras.
- Afeite el cuello y la parte superior del pecho con una maquinilla de afeitar eléctrica y retire el vello con crema depilatoria animal (ver Tabla de materiales).
- Mantenga condiciones estériles durante la cirugía esterilizando en autoclave el equipo quirúrgico y limpiando el área de la cirugía con solución de povidona yodada.
2. Incisión en la piel
- Coloque el conejo con la cabeza hacia el cirujano.
- Haga una incisión longitudinal de ~3 cm entre la mandíbula y la articulación esternoclavicular usando tijeras quirúrgicas o una hoja de bisturí.
3. Preparación de la vena yugular externa (EJV)
- Exponga la incisión e identifique la EJV correcta. Asegúrese de que el EJV y sus tejidos perivasculares sean claramente visibles y no disecados.
NOTA: El EJV muestra un patrón "Y" invertido, y la rama cercana al cuello medial necesita ser anastomosada. - Haga un túnel por el que se pueda pasar una pinza vascular (consulte la Tabla de materiales) a lo largo de la dirección perpendicular al EJV. Asegúrese de que las distancias entre las aberturas a ambos lados del túnel y el EJV sean de >1 cm.
- Coloque una pinza vascular a lo largo del túnel.
- Haga otro túnel (igual que en el paso 3.2) en la EJV distal utilizando el mismo método.
NOTA: Asegúrese de que la distancia entre los dos túneles sea de ≥2 cm. - Aplique una sutura 4-0 (consulte la Tabla de materiales) y una pinza vascular a lo largo del túnel para controlar el flujo sanguíneo (Figura 1A).
4. Disección y preparación de la arteria carótida común (ACC)
- Use fórceps (consulte la Tabla de materiales) para explorar el CCA lateral a la tráquea y medial al músculo esternocleidomastoideo.
NOTA: El CCA tiene una sensación pulsátil y corre paralelo al nervio cervical. - Disecciona sin rodeos el CCA a una longitud de aproximadamente 2 cm.
NOTA: Evite lesiones en el nervio vago y sus ramas con un curso arterial profundo. - Coloque un hilo de sutura 4-0 alrededor del CCA para controlar el flujo sanguíneo cuando sea necesario.
- Aplique pinzas vasculares (ver Tabla de materiales) de la manera más distal y proximal posible (Figura 1B).
5. Preparación de la anastomosis
- Para la flebotomía y la anastomosis, use microtijeras (consulte la Tabla de materiales) para diseccionar la parte interna de la EJV (4 mm de largo) libre de los tejidos circundantes.
- Haga una incisión longitudinal de 4 mm de largo con microtijeras en el centro de la vena. Enjuague la vena con solución de heparina (100 UI/ml) para prevenir la trombosis.
- Haga una incisión longitudinal que mida aproximadamente 4 mm en la pared anterior de la arteria con una cuchilla afilada y microtijeras. Enjuague la arteria con 100 UI/ml de solución de heparina hasta que el vaso esté libre de sangre.
6. Anastomosis de lado a lado
- Acerque el EJV y el CCA lo más cerca posible.
- Aplicar la técnica12 de Kunlin para la anastomosis de lado a lado del CCA y EJV usando 8-0 suturas no absorbibles (ver Tabla de materiales). Suturar primero la pared posterior del vaso (Figura 1C), seguida de la pared anterior del vaso.
NOTA: Dado que la pared del EJV en un conejo es delgada, se debe tener cuidado durante la cirugía para evitar daños a los vasos que luego podrían comprometer la permeabilidad de la anastomosis. Durante el proceso de anastomosis vascular, la solución de heparina (100 UI/ml) debe usarse repetidamente para enjuagar la luz y prevenir la trombosis.
7. Extracción de pinza vascular y ligadura de la vena
- Retire la pinza vascular distal del CCA, la pinza vascular proximal de la EJV y la pinza vascular proximal del CCA a su vez. Observe el flujo sanguíneo activo a través de la anastomosis.
- Ligate el extremo distal de la EJV usando la sutura 4-0 que se colocó anteriormente. Retire la pinza vascular distal de la EJV.
- Retire el hilo de sutura que se colocó alrededor del CCA (Figura 1D).
8. Cierre de la piel y cuidados postoperatorios
- Después de asegurarse de que no haya sangrado significativo en el campo quirúrgico, cierre la piel del cuello con suturas interrumpidas (4-0).
- Coloque el conejo en una jaula hasta que se recupere por completo. Por lo general, esto toma 30-45 minutos.
NOTA: En caso de recuperación incompleta o retrasada, se debe tener cuidado para asegurarse de que el conejo no experimente shock hemodinámico debido a sangrado en el área quirúrgica. Si es necesario, administrar Sumianxin II (0,01 ml/kg) después de la cirugía.
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Resultados
El resultado de la aplicación exitosa de esta técnica es una AVF patente en el cuello del conejo. Este estudio utilizó los siguientes criterios para evaluar el éxito: (1) cuando se completa la anastomosis vascular, se puede tocar el temblor venoso de la FAV y se puede escuchar el soplo vascular; (2) 4 semanas después de que se establece la FAV, el flujo sanguíneo activo a través de la fístula interna anastomosis se puede medir mediante ultrasonido Doppler color; (3) 4 semanas después de que se establece la FAV, la tinció...
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Discusión
Actualmente, varios modelos animales están disponibles para AVF. Entre ellos, cerdos, ovejas y perros se utilizan principalmente como modelos animales grandes13,14,15. Los modelos de animales pequeños utilizados incluyen conejos, ratas y ratones16,17,18. En este estudio se utilizaron conejos de Nueva Zelanda. Los conejos de Nueva Zeland...
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Divulgaciones
Los autores no tienen posibles conflictos de intereses relacionados con los medicamentos y materiales utilizados en este procedimiento.
Agradecimientos
Este estudio fue apoyado por subvenciones del Proyecto del Plan de Ciencia y Tecnología de Suzhou (SYS2020077), el Proyecto del Plan de Ciencia y Tecnología Médica y de la Salud de la Zona de Alta Tecnología de Suzhou (2020z001), el Proyecto del Plan de Desarrollo de Ciencia y Tecnología de Suzhou-Innovación en Ciencia y Tecnología Médica y de Salud (SYK2021030), el Fondo de Desarrollo de Ciencia y Tecnología de la Universidad Médica de Nanjing-Proyecto General (NMUB20210253), la Oficina de Ciencia y Tecnología de Suzhou de la aplicación del proyecto de investigación básica (No.SYSD2019205, No.SYS2020119), Proyecto del Plan de Desarrollo de Ciencia y Tecnología de Medicina Tradicional China de la Provincia de Jiangsu (No.MS2021098), Proyecto de Educación Colaborativa de Cooperación Industria-Universidad del Ministerio de Educación (No. 202102242003), el Sexto Proyecto "333 Cultivo de Talentos de Alto Nivel" en la provincia de Jiangsu, el Proyecto del Fondo de Preinvestigación a nivel hospitalario del Hospital de la Ciudad de Ciencia y Tecnología de Suzhou 2022 (SZKJCYY2022014), y el Proyecto de Ciencia y Tecnología Juvenil "KeJiaoXingWei" de Suzhou (KJXW2022086).
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Depilatorio animal | Fuzhou Feijing Biotechnology Co., Ltd. | PH1877 | |
| Pinzas hemostáticas curvas | Xinhua Surgical Instrument Co., Ltd. | ZH131R/RN | |
| Pinzas de disección | Xinhua Surgical Instrument Co., Ltd. | ZDO25R/RN | |
| Shenbao Technology Co., Ltd | PGC-660 | ||
| Mesa fija | Zhenhua Biomedical Instrument Co., Ltd | ZH-DSB019 | |
| Halsey portaagujas | Xinhua Surgical Instrument Co., Ltd. | ZM208R / RN | |
| Inyección de heparina dodio | Jiangsu Wanbang Biochemical Pharmaceutical Group Co., Ltd. | ||
| Apósito de gasa médica | Nanchang Kangjie productos de higiene médica Co., Ltd | 20172640135 | |
| Micro forceops | Xinhua Surgical Instrument Co., Ltd. | ZD275RN/T | |
| Xinhua Surgical Instrument Co., Ltd. | ZF2618RB/T | ||
| Micro tijeras | Xinhua Surgical Instrument Co., Ltd. | ZF022T | |
| Suturas sin seda 4-0 | Kollsut Medical Instrument Co., Ltd. | NMB020RRCN26C075-1 | |
| Suturas no absorbibles 8-0 (aguja doble) | Yangzhou Yuankang Instrumento Médico Co., Ltd. | ||
| Solución de yodo povidona | Shanghai Likang Desinfección Alta tecnología Co., Ltd. | ||
| Aguja de enjuague | Jiangsu Tonghui Medical Instrument Co., Ltd | 20180039 | |
| mango de bisturí | Shanghai Medical Instrument (Group) Co., Ltd. Fábrica de instrumentos quirúrgicos | J11030 | |
| Hoja afilada | Suzhou Medical Products Factory Co., Ltd. | ||
| Inyección de cloruro de sodio (100 mL) | Guangdong Otsuka Farmacéutica Co., Ltd. | ||
| Tijeras Quirúrgicas | Xinhua Instrumento Quirúrgico Co., Ltd. | ZC120R / RN | |
| Sumianxin II | Jilin Dunhua Shengda Animal Pharmaceutical Co., Ltd. | ||
| ¿Jeringa con aguja?5 mL) | BD dispositivos médicos (Shanghai) Co., Ltd | 2006116 | |
| Clorhidrato de tiletamina y clorhidrato de zolazepam para inyección | Virbac Pet Health, Francia | 83888204 | |
| Aguja triangular | Hangzhou Huawei suministros médicos Co., Ltd | 7X17 | |
| Pinza vascular | Xinhua Surgical Instrument Co., Ltd. | ||
| Conejos de Nueva Zelanda | Suzhou Huqiao Biological Co., Ltd. | SCXK2020-0001 |
Referencias
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