Summary
Viene descritto un profiler di microdialisi per campionare soluti di acqua di poro disciolti attraverso un'interfaccia ossa-anossica suolo-acqua in situ con il minimo disturbo. Questo dispositivo è progettato per catturare rapidi cambiamenti nei profili di concentrazione-profondità indotti da disturbi all'interfaccia suolo-acqua e oltre.
Abstract
I processi biogeochimici si spostano rapidamente sia nelle dimensioni spaziali (scala millimetrica) che temporale (scala oraria-giorno) all'interfaccia ossico-anossica in risposta ai disturbi. Decifrare i rapidi cambiamenti biogeochimici richiede strumenti in situ minimamente invasivi con un'elevata risoluzione di campionamento spaziale e temporale. Tuttavia, i dispositivi di campionamento passivo disponibili non sono molto utili in molti casi a causa della loro natura monouso o della complessità e dell'ampio carico di lavoro per la preparazione dei campioni.
Per risolvere questo problema, è stato creato un profiler di microdialisi con 33 singoli tubi di nanomembrana in polietersulfone (semipermeabili, dimensione dei pori di <20 nm) integrati nello scheletro unidimensionale (60 mm) per campionare iterativamente i composti disciolti nell'acqua porosa attraverso l'interfaccia suolo-acqua ad alta risoluzione di 1,8 mm (diametro esterno più una spaziatura, cioè 0,1 mm tra le sonde). Il meccanismo di campionamento si basa sul principio della diffusione del gradiente di concentrazione. Il caricamento automatico dell'acqua degassata consente un disturbo minimo alle specie chimiche attraverso l'interfaccia ossico-anossica.
Questo documento descrive quotidianamente le procedure di configurazione del dispositivo e il campionamento continuo dell'acqua di poro attraverso l'interfaccia suolo-acqua. I profili di concentrazione e profondità sono stati misurati selettivamente prima (il giorno 6) e dopo (il giorno 7) i disturbi indotti dall'irrigazione. I risultati hanno mostrato che i profili di concentrazione e profondità stavano subendo rapidi cambiamenti, specialmente per gli elementi sensibili alla redox (cioè ferro e arsenico). Questi protocolli possono aiutare a studiare le risposte biogeochimiche attraverso l'interfaccia suolo-acqua sotto vari disturbi causati da fattori fisici, chimici e biologici. Il documento discute a fondo i vantaggi e gli svantaggi di questo metodo per il potenziale utilizzo nelle scienze ambientali.
Introduction
Un'interfaccia ossico-anossica è una caratteristica generale della biosfera che è vitale per il ciclo biogeochimico1. Questa interfaccia è altamente eterogenea, con la gamma spaziale che si estende da millimetri nell'interfaccia sedimento/suolo-acqua 1,2 a migliaia di metri nella zona anossica oceanica 3,4. Questa interfaccia è un habitat ideale per studiare la complessità della biogeochimica elementare.
Le interfacce suolo-acqua hanno una tipica caratteristica di gradiente ossico-anossico entro pochi centimetri e sono facilmente stabilite negli esperimenti sul mesocosmo. Partendo dal consumo di ossigeno molecolare dalle acque superficiali, le comunità microbiche funzionali stratificate guidano lo sviluppo di vari gradienti, come gradienti O2, pH ed Eh, alla scala millimetrica1. Il ciclo biogeochimico all'interfaccia ossico-anossica è sensibile a vari disturbi in natura 5,6. Nel caso di sedimenti e risaie, l'immissione di materia organica fresca come rifiuti e paglia, inondazioni e drenaggi periodici, fluttuazioni di temperatura ed estremi e bioturbazione possono causare cambiamenti nel ciclo biogeochimico all'interfaccia ossico-anossica, probabilmente con conseguenti impatti duraturi, come emissioni di gas serra, eutrofizzazione e contaminazione in un determinato luogo. Pertanto, il gradiente ossico-anossico all'interfaccia suolo-acqua fornisce una finestra per lo studio dei cicli biogeochimici globali, su larga scala. Il campionamento spaziotemporale e l'analisi delle sostanze disciolte lungo l'interfaccia suolo-acqua in alta risoluzione sono sempre stati di interesse; Tuttavia, vi sono stati progressi limitati nella metodologia.
Eludendo gli inconvenienti dell'estrazione distruttiva dell'acqua di poro, il campionamento passivo non distruttivo è sempre più utilizzato per evitare cambiamenti nella chimica dell'acqua di poro e affrontare la complessità della preparazione del campione7. Diversi dispositivi in grado di eseguire campionamenti in situ ad alta precisione (dalla scala micrometrica a quella centimetrica) sono stati ampiamente utilizzati, tra cui campionatori di dialisi in situ (noti come peepers)8, equilibrio diffusivo in film sottili (DET)9 e gradiente diffusivo in film sottili (DGT)10. Le sostanze disciolte vengono campionate passivamente attraverso il meccanismo dei processi di diffusione e adsorbimento. Sebbene si siano dimostrati utili per descrivere i profili chimici ossico-anossici, sono ancora monouso, il che limita la loro applicazione più ampia.
Recentemente, la tecnica di microdialisi è emersa come uno strumento sensibile che può essere utilizzato per monitorare la dinamica dei composti solubili nel suolo su scale temporali da minuti a giorni11,12,13,14. Per uno scenario tipico che utilizza la microdialisi nelle scienze mediche e ambientali, viene utilizzata una sonda in miniatura di tipo concentrico costituita da una membrana tubolare semipermeabile (cioè un microdializzatore) per sondare il liquido interstiziale o le soluzioni del suolo per prevenire disturbi significativi, processi metabolici e speciazione chimica15,16. Uno dei maggiori vantaggi intrinseci della microdialisi è la cattura in situ delle variazioni di concentrazione dipendenti dal tempo nel suolo o nei tessuti biologici15,16.
Sulla base del concetto di microdialisi, abbiamo sviluppato un profiler di microdialisi più facile da usare, precedentemente chiamato profiler integrato per iniezione di porewater (IPI), in grado di eseguire la dialisi in equilibrio continuo di soluti di acqua di poro basata sul principio della diffusione del gradiente di concentrazione2. Il dispositivo di microdialisi utilizza tubi a nanomembrana cavi per il precarico attivo del perfulato e la diffusione passiva dei soluti disciolti, che è diversa dalla diffusione di acqua di poro di massa utilizzata nei peepers, filtri a pressione come il campionatore Rhizon e DGT basato sull'accumulo. Il dispositivo è stato testato e convalidato nel campionamento temporale e spaziale di elementi cationici e anionici sia in terreni montani che allagati (Figura 1A-1)13,15,16. La semplice microdialisi con pompa in entrata e in uscita riduce al minimo il numero di passaggi nella preparazione del campione 2,15.
Abbiamo fabbricato un profiler di microdialisi integrando un set di campionatori su uno scheletro di supporto unidimensionale, e questo profiler ha ottenuto un campionamento ad alta risoluzione all'interfaccia suolo-acqua e alla rizosfera 2,15,17. In questo studio, sono state apportate notevoli modifiche al dispositivo di campionamento e al metodo di campionamento per consentire la raccolta di 33 campioni di acqua dei pori all'interfaccia suolo-acqua (profondità verticale di 60 mm) con disturbi minimi per l'analisi elementare a valle. L'intera procedura di campionamento richiede ~ 15 min. Poiché il profiler di microdialisi è nuovo per la comunità delle scienze ambientali, presentiamo i dettagli dei componenti del dispositivo e le procedure di campionamento per indicare il potenziale della microdialisi nel monitoraggio dei cambiamenti nei segnali chimici all'interfaccia suolo-acqua.
Descrizione del profiler di microdialisi
Il dispositivo profilatore di microdialisi, con le opportune modifiche del progetto precedente2, è mostrato in Figura 1. La dimensione effettiva dei pori della nanomembrana (Figura 1C-1) è stimata essere solo di alcuni nanometri per prevenire la diffusione di grandi molecole e cellule microbiche. Un test precedente ha suggerito che un'incubazione allagata di 6 mesi non ha provocato depositi di ferro né all'interno né all'esterno della superficie del tubo15. È stato progettato uno scheletro curvo e cavo (Figura 1C-2) e stampato in 3D utilizzando un materiale di nylon stabile. Un totale di 33 tubi a nanomembrana (polietersolfone; dimensione dei pori superficiali: 0-20 nm; diametro interno x diametro esterno x lunghezza effettiva di campionamento: 1,0 mm x 1,7 mm x 54 mm; volume teorico: 42,4 μL) collegati con tubi in politetrafluoroetilene (PTFE) abbinati (lunghezza: 18 cm x 2 cm di diametro Figura 1C-1) sono stati installati sullo scheletro e su un lato di un contenitore in PVC (Figura 1B). Per questo dispositivo, il componente di campionamento (figura 1B-1) si trova a 2 cm di distanza dalla parete laterale del contenitore in PVC. Per il lato iniezione (Figura 1B-4), tutti i tubi sono stati collegati a un connettore uno-a-molti, che è stato fissato in un contenitore tampone in modo ermetico (Figura 1B-7). Una sacca per infusione medica (Figura 1B-11) è stata utilizzata per connettersi con il contenitore tampone tramite una valvola a tre vie. La tenuta all'aria del sistema è stata attentamente esaminata in acqua prima di ulteriori operazioni sperimentali. L'acqua precaricata (18,2 MΩ, 500 ml) nella sacca per infusione medica è sempre priva di ossigeno (Figura 1C-8). La configurazione dettagliata del dispositivo e il campionamento dell'acqua di poro sono descritti come segue.
Protocol
1. Preparazione individuale del campionatore di microdialisi
- Tagliare accuratamente tubi nanomembrane incontaminati (diametro interno x diametro esterno x lunghezza: 1,0 mm x 1,7 mm) in un totale di 33 tubi corti (58 mm di lunghezza).
- Tagliare accuratamente il tubo in PTFE in 66 tubi (180 mm di lunghezza) con un coltello di ceramica.
NOTA: Non utilizzare coltelli a base metallica per evitare qualsiasi contaminazione. - Mescolare completamente l'adesivo epossidico in due parti (AB) su qualsiasi piastra di plastica pulita e lasciarlo riposare per 30 minuti fino a quando non diventa appiccicoso. Applicare con attenzione l'adesivo epossidico AB sulla superficie esterna della parte superiore del tubo in PTFE. Assicurarsi che l'adesivo epossidico AB copra solo la lunghezza di 4 mm del tubo e che non vi siano ulteriori tubi di bloccaggio dell'adesivo.
- Collegare i due tubi in PTFE preparati nei passaggi 1.2-1.4 con ciascun tubo nanomembrana preparato nella fase 1.1 avvitando delicatamente i tubi in PTFE nel tubo nanomembrana.
NOTA: Non permettere che l'adesivo in eccesso si accumuli sul giunto. Assicurarsi che nessun adesivo contamini il tubo della nanomembrana. - Ripetere il passaggio 1.4 per assemblare completamente tutti i 33 campionatori di microdialisi incontaminata.
- Lasciare riposare i campionatori assemblati nella fase 1.6 durante la notte per garantire la completa polimerizzazione e stabilizzazione dell'adesivo.
- Migliorare l'idrofilia e pulire i campionatori di microdialisi immergendoli in etanolo (purezza del 99,5%) per 1 ora, seguita da pulizia ad ultrasuoni (temperatura ambiente) con HNO3 diluito al 2% e acqua ultrapura per 15 minuti ciascuno.
- Controllare la pervietà e la tenuta all'aria del campionatore di microdialisi facendo gorgogliare in acqua usando una siringa da 5 ml.
2. Assemblaggio del profiler di microdialisi
- Utilizzare il file CAD allegato (file supplementare 1) per stampare lo scheletro preprogettato utilizzando materiale di nylon (Figura 1C-2).
- Scavare un contenitore in PVC (lavato con acido) con due fessure parallele (intervallo di 5 cm) per adattarsi alle dimensioni dello scheletro. Utilizzare il modulo di incisione nella stampante 3D per la fessurazione.
- Costruire un connettore uno-a-molti stabilizzando l'adesivo epossidico a forma di tappo di una provetta da centrifuga da 50 ml. Inserire 33 tappi di silicone (1 cm di lunghezza) nell'adesivo epossidico prima della polimerizzazione e lasciare riposare per una notte.
- Estrarre il connettore uno-a-molti dal tappo del tubo.
- Utilizzare un coltello di ceramica per tagliare l'adesivo epossidico polimerizzato in modo che tutte le estremità del cappuccio in silicone non siano ostruite.
- Risciacquare accuratamente il connettore uno-a-molti con HNO3 diluito al 2% e acqua ultrapura per 15 minuti ciascuno. Asciugare il connettore uno-a-molti in condizioni ambientali.
- Collegare una valvola a tre vie sul fondo del tubo per fungere da contenitore tampone.
- Assemblare il contenitore tampone installando un connettore uno-a-molti su un tubo da centrifuga da 50 mL utilizzando l'adesivo epossidico AB.
- Assemblare i singoli campionatori di microdialisi preparati nella sezione 1 sullo scheletro (punto 2.1). In questa fase, utilizzare l'adesivo hot melt per aiutare a fissare in modo che ogni campionatore sia parallelo al bordo superiore / inferiore dello scheletro.
- Ripetere il passaggio 2.9 fino a quando tutti i campionatori di microdialisi (n = 33) sono installati sullo scheletro.
- Assicurarsi che i 33 campionatori su entrambi i lati dello scheletro passino attraverso le fessure in PVC. Sigillare gli spazi vuoti sulle giunture dello scheletro e le fessure con adesivo epossidico AB.
- Collegare i 33 campionatori su un lato dello scheletro a un contenitore tampone in modo ermetico tramite una valvola di collegamento uno-a-molti preinstallata in una provetta da centrifuga da 50 ml (fase 2.8)
- Collegare una sacca per infusione medica preriempita con acqua (18,3 MΩ) al contenitore tampone attraverso la valvola a tre vie.
- Utilizzare tappi di silicone per chiudere i 33 campionatori sul lato di campionamento. Ricontrollare la pervietà e la tenuta all'aria di ciascun campionatore di microdialisi ruotando la valvola a tre vie, consentendo all'acqua di fluire dalla sacca per infusione medica al campionatore. Dopo aver completato tutti i controlli, chiudere e spegnere tutti i campionatori e la valvola sul contenitore tampone.
3. Incubazione del suolo
- Prima dell'incubazione del terreno allagato, degassare l'acqua nella sacca di infusione medica per rimuovere l'ossigeno. Bolla azoto gassoso durante la notte nel percorso della linea di azoto gassoso ad alta purezza fino alla sacca per infusione medica (Figura 1-C8).
- Utilizzare una valvola a tre vie per chiudere il collegamento tra il profilatore e il sacco degassato.
- Aggiungere con cautela 450 g di terreno setacciato essiccato all'aria (granulometria < 2 mm) in un contenitore in PVC, consentendo a cinque campionatori di microdialisi di rimanere sopra la superficie del terreno.
- Utilizzare un fazzoletto per coprire la superficie del suolo, quindi versare acqua ultrapura (18,3 MΩ) sul terreno per inondarlo. Rimuovere il tessuto quando il terreno è completamente allagato di 5 cm sopra la superficie del suolo.
- Eliminare il sistema con la soluzione precaricata immediatamente dopo l'inizializzazione dell'incubazione del terreno. Accendere il collegamento tra la sacca anaerobica e il campionatore di dialisi per lavare il sistema di campionamento. Utilizzare 10 volte il volume totale del campionatore quando si elimina ciascun campionatore con acqua.
- Al termine dello spurgo di un campionatore, coprirlo con un cappuccio di silicone pulito.
- Ripetere il passaggio 3.6 fino a eliminare tutti i campionatori. In questo momento, viene stabilito un sistema di incubazione e campionamento del suolo allagato.
- Regolare la borsa anaerobica all'altezza della superficie dell'acqua.
- Assicurati che tutti i tubi siano pieni d'acqua. In caso contrario, rimuovere il tappo e abbassare la parte superiore del tubo, consentendo all'acqua di fuoriuscire dalla sacca anaerobica.
- Chiudere tutti i tappi e le valvole.
- Spegnere il collegamento tra la sacca anaerobica e il campionatore di dialisi durante l'incubazione per 7 giorni.
4. Campionamento del profiler di microdialisi
- Prima del campionamento, regolare i livelli dell'acqua nel contenitore del terreno, le cime di campionamento e la sacca anaerobica ad un'altezza simile per evitare potenziali idrici notevolmente diversi. Mantenere sempre questa pratica durante il periodo di incubazione del suolo.
- Accendere il collegamento tra la sacca anaerobica e il contenitore tampone.
- Rimuovere il cappuccio del primo campionatore dall'alto verso il basso.
- Utilizzare una pipetta per aspirare accuratamente 133 μL dal campionatore a un flaconcino (0,6 ml) precaricato con 133 μL di HNO3 al 2% per la conservazione.
- Durante il processo di campionamento, osservare un flusso lento ma uniforme di goccioline d'acqua verso il campionatore di microdialisi nella camera di osservazione (Figura 1A-9) della sacca anaerobica.
- Chiudere la parte superiore del tubo con un cappuccio in silicone. Passare alla provetta di campionamento successiva.
NOTA: Per l'analisi di elementi sensibili alla redox come la Fe ferrosa, è necessario utilizzare un metodo di conservazione diverso come la soluzione di EDTA degassata (10 mM) e il campionamento deve essere eseguito in condizioni di spurgo dell'azoto. - Ripetere il passaggio 4.6 fino a raccogliere tutti i 33 campioni. Spegnere il collegamento tra la sacca anaerobica e il contenitore tampone.
NOTA: Il campionamento può generalmente essere terminato in 15 minuti. Con il design attuale, il campionamento viene effettuato su base giornaliera per evitare la contaminazione incrociata tra i tubi. Sebbene la diffusione del soluto lungo il tubo sia lenta, si diffonderebbe nel contenitore tampone e contaminerebbe altri tubi. - Subito dopo il campionamento del giorno 6, reintegrare l'acqua allagata, che causerà un disturbo sulla superficie del suolo.
- Calcolare il recupero del volume del campione pesando il flaconcino del campione prima e dopo il trasferimento del campione di acqua di poro.
- Utilizzare la spettrometria di massa al plasma accoppiato induttivamente (ICP-MS) per misurare le concentrazioni totali disciolte di elementi nell'acqua porosa.
NOTA: Per la quantificazione della concentrazione è stata utilizzata una curva standard esterna, mentre lo standard interno Rh è stato utilizzato per monitorare la stabilità operativa ICP-MS.
Representative Results
Seguendo questo protocollo, è stato creato un sistema di profilatore di microdialisi, come descritto nella Figura 1. L'incubazione del suolo è stata eseguita in condizioni di inondazione (24 °C, scoperta dalla luce). I campioni del giorno 6 e del giorno 7 sono stati misurati selettivamente per indicare potenziali disturbi sulla superficie del suolo dovuti alla pratica di reintegrare l'acqua allagata.
Durante ogni campionamento, è stato osservato un numero consistente di goccioline d'acqua nella camera di osservazione che fluiscono verso il campionatore di microdialisi, indicando che la soluzione del campione trasferita è stata continuamente reintegrata dalla soluzione nella sacca anaerobica. Come mostrato nella Figura 2, la percentuale di recupero del volume del campione era in media del 101,4% ± dello 0,9% e variava dal 100,2% al 103,6%. Un recupero leggermente superiore del volume del campione potrebbe indicare che c'era una differenza di livello dell'acqua tra la sacca anaerobica e la parte superiore della provetta di campionamento.
Utilizzando i campioni attraverso l'interfaccia suolo-acqua raccolti il giorno 6 e il giorno 7, sono state determinate le concentrazioni totali disciolte di ferro (Fe), manganese (Mn), arsenico (As), cadmio (Cd), rame (Cu), piombo (Pb), nichel (Ni) e zinco (Zn) nell'acqua dei pori (Figura 3). I profili di concentrazione e profondità variavano notevolmente a seconda del tipo elementare e prima e dopo la pratica di reintegrare l'acqua allagata. Sebbene non abbiamo eseguito repliche qui poiché questo studio ha utilizzato un disegno sperimentale basato sul gradiente, il nostro studio precedente ha dimostrato buone repliche dei cambiamenti nei segnali chimici dipendenti dalla profondità18.
Il giorno 6, le concentrazioni disciolte di Mn, Fe e As sono aumentate insieme alla profondità del suolo, mentre quelle di Cu e Pb sono diminuite con l'aumentare della profondità del suolo. I risultati sono coerenti con i principi generali e le osservazioni nelle interfacce suolo-acqua; in particolare, un ambiente più ridotto nel suolo più profondo causerebbe un maggiore rilascio riduttivo di Mn15, Fe e As, inibendo al contempo il rilascio di metalli cationici a causa della formazione di minerali meno solubili. Tuttavia, per Cd, Ni e Zn, i profili di concentrazione-profondità indicavano un modello diverso, poiché le concentrazioni disciolte avevano una tendenza crescente da una profondità di circa -20 mm a posizioni più profonde.
Rispetto ai profili di concentrazione-profondità di Fe (4,95 mg· L−1) e As (3,3 μg· L−1) alla profondità di −12 mm il giorno 6, le concentrazioni di Fe (1,46 mg· L−1) e As (0,8 μg· L-1) erano significativamente più bassi il giorno 7; tuttavia, le concentrazioni di Fe e As erano significativamente più elevate (pendenza dipendente dalla profondità, p < 0,001) dalle profondità di -18 mm a -50 mm. Per la maggior parte degli elementi determinati, ad eccezione di Mn, le concentrazioni disciolte nell'acqua superficiale e nel suolo superficiale uniforme alla profondità di -15 mm erano significativamente inferiori, a vari livelli, dopo il rifornimento aerobico di acqua. È stato notato che c'era un picco di concentrazione per Pb alla profondità di circa -10 mm il giorno 7, mostrando un modello contrastante con quello osservato il giorno 6. Questi risultati incoerenti sono probabilmente causati dal disturbo del rifornimento idrico e dall'evoluzione temporale della biogeochimica attraverso l'interfaccia suolo-acqua. In entrambi i casi, il profiler di microdialisi ha indicato il suo grande potenziale per monitorare i cambiamenti temporospaziali nei profili chimici attraverso l'interfaccia suolo-acqua.
Figura 1: Configurazione del profiler di microdialisi per il monitoraggio della dinamica chimica alle interfacce suolo-acqua con la profondità del suolo di 50 mm. (A) Per un profiler in uso a 50 mm di profondità, cfr. anche figura supplementare S1. I componenti principali includono (B1, C1) 33 campionatori di microdialisi (B2, C2) installati su uno scheletro stampato in 3D, che viene ulteriormente installato su un contenitore di incubazione (B3) (una provetta da 50 ml), (B4, B7, C4) un contenitore tampone uno-a-molti, (B9-B12) una sacca per infusione medica utilizzata come fornitore di acqua degassata e un (C5) pipetta di campionamento offline. (B5) Le posizioni di campionamento di tutti i 33 campionatori sono allineate alla stessa altezza con (B6) una striscia di plastica. L'acqua deossigenata viene preparata mediante gorgogliamento di azoto (C8) in direzione opposta rispetto all'approvvigionamento idrico. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 2: Recupero del volume di campionamento utilizzando H2O come perfusato. Le barre di errore indicano la deviazione standard di due campionamenti di profiler indipendenti. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 3: Profili concentrazione-profondità . (A) manganese, (B) ferro, (C) arsenico, (D) cadmio, (E) rame, (F) piombo, (G) nichel e (H) zinco misurati il giorno 6 e il giorno 7. Le etichette di tick negative sull'asse Y indicano le profondità al di sotto del confine acqua-suolo. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 4: Caso di guasto di perdita con conseguente precipitazione di ferro all'interno dei campionatori. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
File supplementare 1: File di progettazione assistita da computer per una stampa dello scheletro predefinito. Clicca qui per scaricare questo file.
Figura supplementare S1: Il profiler in uso. (A) Su suolo allagato. (B-E) Le foto delle viste dall'alto e laterali e i dettagli della connessione sono presentati separatamente. (E) Le valvole a tre vie sono utilizzate per collegare il contenitore tampone e la sacca per infusione medica. Clicca qui per scaricare questo file.
Discussion
Sulla base di precedenti esperimenti e pratiche2, alcune considerazioni richiedono particolare attenzione durante l'assemblaggio del profiler di microdialisi e il campionamento dell'acqua di poro. Innanzitutto, il tubo nanomembrana e il tubo di collegamento devono essere collegati con attenzione per evitare blocchi o perdite alla connessione. Poiché il terreno viene incubato in condizioni allagate, l'introduzione di ossigeno si ossida rapidamente e precipita il ferro ferroso nei tubi di dialisi (Figura 4). Per questo motivo, prima di assemblare il profiler di microdialisi, ogni tubo di microdialisi deve essere controllato per l'integrità (nessun danno), la tenuta all'aria delle connessioni e la pervietà del tubo. Allo stesso modo, il collegamento del telaio di supporto alla parete laterale del contenitore di incubazione deve essere eseguito con attenzione per evitare perdite. Prima degli esperimenti formali, i controlli delle perdite nelle varie posizioni di connessione sono sempre una priorità. In secondo luogo, il perfusato nella sacca anaerobica deve essere adeguatamente deossigenato. In caso contrario, il ferro ferroso nell'acqua dei pori reagirà con l'ossigeno nel perfustato per formare precipitati insolubili (Figura 4). Ciò altererà gravemente la speciazione e la concentrazione del soluto e i processi di diffusione verso i tubi della nanomembrana. In terzo luogo, una bassa frequenza di campionamento (giorni e settimane) farà sì che il soluto si diffonda nella regione tampone. Ciò potrebbe contaminare l'intero campione di profilo. Per affrontare questo problema, si possono prendere in considerazione tre possibili soluzioni: (1) campionamento ad alta frequenza, ad esempio una volta al giorno (tuttavia, ciò può portare a deplezione di soluto vicino al campionatore di dialisi quando vengono eseguiti più campionamenti); 2) estendere la lunghezza del tubo di collegamento nella zona di iniezione come richiesto; (3) riprogettare la pipeline di campionamento per ottenere un controllo unico di una singola condotta. Queste sono anche indicazioni per il miglioramento del dispositivo in futuro. In quarto luogo, durante il processo di campionamento, è necessario assicurarsi che il livello della superficie dell'acqua nel sacco anaerobico, il terreno allagato e il tubo di campionamento siano approssimativamente alla stessa altezza per bilanciare la pressione dell'acqua. In caso contrario, una differenza di potenziale dell'acqua all'interno e all'esterno del tubo della membrana comporterà una diminuzione o un aumento della diffusione del soluto.
Limitazioni
In primo luogo, poiché il profiler di microdialisi non è disponibile in commercio, il metodo rimane dispendioso in termini di tempo in termini di preparazione del dispositivo. Ci sono voluti giorni per preparare un singolo tubo di dialisi, compresa la stampa dello scheletro di supporto, l'assemblaggio del dispositivo e la pulizia. Ma le successive funzionalità riutilizzabili colmano completamente questa lacuna. In secondo luogo, ci sono alcune limitazioni nell'applicazione del dispositivo a scenari di terreno non allagati, che possono essere utilizzati per18. A causa della significativa differenza di potenziale idrico tra l'interno e l'esterno del tubo della membrana in terreno asciutto, la soluzione precaricata subisce una perdita di diffusione; In effetti, nel test preliminare sono stati osservati vari recuperi di volume di campionamento nell'intervallo 10% -36% (dati dettagliati non mostrati), il che crea incertezza sui risultati.
Confronto del metodo con metodi esistenti o alternativi
Il metodo affronta parzialmente il fatto che i campionatori passivi esistenti non possono campionare ripetutamente e riduce al minimo il carico di lavoro della preparazione del campione, in particolare per il campionamento e la conservazione dell'acqua di poro anossica2. I cambiamenti istantanei nella concentrazione e nella speciazione dei soluti dializzati possono riflettere sensibilmente la risposta dell'interfaccia ossico-anossica a qualsiasi disturbo ambientale. In teoria, il campionamento a una frequenza di minuti, ore o giorni consente l'acquisizione dei processi in rapida evoluzione nell'interfaccia. Per i campionatori passivi che devono essere in distribuzione per giorni, alcuni momenti caldi e hotspot possono essere persi 6,19.
Importanza e potenziali applicazioni nelle scienze ambientali
Questo approccio potrebbe far progredire gli studi di biogeochimica alle interfacce ossico-anossiche, ad esempio, per trovare momenti caldi e punti caldi di processi biogeochimici in specifiche condizioni di Eh-pH. Il processo redox è il processo di base delle attività della vita1. I microrganismi, in particolare, richiedono condizioni ottimali dell'ambiente di vita e sono molto sensibili ai disturbi ambientali1. Ciò si traduce in uno sviluppo altamente dinamico delle comunità microbiche e dei processi biogeochimici in ambienti eterogenei20. Il campionamento diretto, senza considerare l'elevata eterogeneità, tende ad ottenere un campione misto da varie condizioni ambientali. Ciò causa discrepanze tra le informazioni chimiche misurate e i microrganismi chiave20. Entro pochi centimetri dallo strato superficiale di suolo o sedimento in una tipica risaia allagata, ci sono ripidi gradienti redox, così come vari gradienti fisici, chimici21 e biologici1. La tecnologia deve essere in grado di catturare segnali biogeochimici su scala millimetrica; In caso contrario, i dati che non corrispondono alla scala effettiva possono portare a conclusioni ambigue. Il profiler di microdialisi è in grado di monitorare segnali biochimici su scala millimetrica all'interfaccia suolo-acqua in giorni o ore con il minimo disturbo. In questo studio, sono state osservate le dinamiche spazio-temporali di diversi elementi in un periodo di 48 ore, probabilmente correlate al disturbo del rifornimento idrico. Pertanto, un'applicazione più ampia del profiler di microdialisi può aiutare a capire come i disturbi influenzano i processi biogeochimici chiave in un mondo che cambia.
Disclosures
Gli autori non dichiarano conflitti di interesse.
Acknowledgments
Questo lavoro è finanziato dalla National Natural Science Foundation of China (41977320, 41571305) e dal Key Programme Special Fund di XJTLU (KSF-A-20).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D Printer | Snapmaker, United States | Snapmaker 2.0 | Model: A250 |
| 3M DP190 Scotch-Weld Gray | 3M United States | 489-483 | Gray |
| Centrifuge tube | Titan, China | SWLX-JZ050-ZX | 50 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free |
| Ceramic knife | R felngli, China | N.A. | General |
| EDTA FREE ACID | Sigma-Aldrich | CAS 60-00-4 | Sigma-Aldrich#EDS-1KG |
| Ethanol | Adamas | CAS 64-17-5 | Water ≤ 50 ppm (by K.F.), 99.5%, SafeDry, with molecular sieves, Safeseal |
| Hot melt adhesive | Magic Dragon, China | N.A. | JTWJRRJB001 |
| Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry | PerkinElmer, Inc., Shelton, CT USA | N.A. | Model: NexION 350X |
| Medical Infusion Bag | Hunan Kanglilai Medical Equipment Co., Ltd | N.A. | 250 Ml, Sterlized |
| Milli-Q water system | Mingche, Inc., China | N.A. | 18.3 MΩ, water purification system model: 24UV |
| Nanomembrane Tube (polyethersulfone) | Motimo Membrane Technology Co., Ltd., Tianjin, China | N.A. | Polyethersulfone, inner diameter 1 mm, poresize <20 nm, pretreated with ethanol (99.5%) |
| Nitrogen gas | Suzhou Gas, Chuina | N.A. | High puriety |
| Nitrotic acid (Concentrated) | Adamas | CAS 7697-37-2 | 69%,Single Metal < 50 ppt, PFA Bottle |
| Nylon Fiber | Soumiety | 10052076600273 | For 3D-printing |
| Pipette | Bond A3 Pipette | N.A. | 200 μL |
| Pipette Tip | Titan | T2-H-T0200 | 200 μL, 300 μL Tip Box Non-sterile|200 μL|Titan |
| Polytetrafluoroethylene Tube | ROHS, China | CJ-TTL | Out diameter 1 mm |
| Sample vial | Titan, China | EP0060-B-N | 0.6 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free |
| Silicon cap | Fuchenxiangsu, China | N.A. | Inner diameter 1 mm, length 1 cm |
| Sonicator | Elma | N.A. | model:E120H |
| Square PVC water pipe | Taobao.com | N.A. | hight x width, 12 cm x 15 cm |
| Three-way valve for infusion | OEM, China | N.A. | Medical level; Valve body: PC material; valve core: PE material; screw cap: ABS material |
References
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