Summary
يوفر البروتوكول هنا عينة ديناميكية مفصلة في الوقت الفعلي للسائل خارج الخلية من الحصين للفئران المستيقظة باستخدام نظام غسيل الكلى الدقيق.
Abstract
ترتبط مجموعة متنوعة من أمراض الجهاز العصبي المركزي (CNS) بالتغيرات في تكوين السائل خارج الخلية الحصين (HECF). ومع ذلك ، فإن صعوبة الحصول على HECF في الوقت الفعلي من الفئران الواعية قد قيدت منذ فترة طويلة تقييم تطور مرض الجهاز العصبي المركزي وفعالية العلاج بالطب العرقي. من المشجع أنه يمكن استخدام تقنية غسيل الكلى المجهري في الدماغ لأخذ العينات المستمرة مع مزايا الملاحظة الديناميكية والتحليل الكمي وحجم أخذ العينات الصغير. وهذا يسمح بمراقبة التغيرات في محتوى السائل خارج الخلية للمركبات من الأعشاب التقليدية ومستقلباتها في دماغ الحيوانات الحية. وبالتالي كان الهدف من هذه الدراسة هو زرع مسبار غسيل الكلى الدقيق للسائل النخاعي بدقة في منطقة الحصين لفئران Sprague Dawley (SD) بجهاز تجسيمي ثلاثي الأبعاد للدماغ ، مما يؤدي إلى قطع الأوزان الجزيئية التي تزيد عن 20 كيلو دالتون. ثم تم الحصول على HECF عالي الجودة من الفئران الواعية باستخدام نظام التحكم في أخذ عينات غسيل الكلى مع معدل أخذ عينات قابل للتعديل من 2.87 nL / min - 2.98 مل / دقيقة. في الختام ، يوفر بروتوكولنا طريقة فعالة وسريعة وديناميكية للحصول على HECF في الفئران المستيقظة بمساعدة تقنية غسيل الكلى الدقيقة ، والتي توفر لنا إمكانيات غير محدودة لمواصلة استكشاف التسبب في الأمراض المرتبطة بالجهاز العصبي المركزي وتقييم فعالية الدواء.
Introduction
أمراض الجهاز العصبي المركزي (CNS) ذات الأمراض المرتفعة ، مثل الأمراض التنكسية العصبية ، وإصابات الدماغ الرضحية ، وإصابات الدماغ الناجمة عن نقص الأكسجة على ارتفاعات عالية ، والسكتة الدماغية الإقفارية ، هي أسباب حاسمة لتزايد معدل الوفيات في جميع أنحاء العالم1،2،3. تساهم المراقبة في الوقت الفعلي للسيتوكينات وتغيرات البروتين في مناطق معينة من الدماغ في الدقة التشخيصية لأمراض الجهاز العصبي المركزي ودراسات الحرائك الدوائية للدماغ بعد الدواء. يستخدم البحث العلمي التقليدي تجانس أنسجة المخ أو مجموعة يدوية من سائل الدماغ الخلالي الحيواني للكشف عن مواد معينة ولدراسات الحرائك الدوائية. ومع ذلك ، فإن هذا له بعض أوجه القصور ، مثل حجم العينة المحدود ، وعدم القدرة على مراقبة التغييرات في المؤشرات ديناميكيا ، وجودة أخذ العيناتغير المتكافئة 4،5،6. يحمي السائل الدماغي الشوكي ، وهو سائل خلالي ، الدماغ والحبل الشوكي من التلف الميكانيكي. يختلف تكوينه عن تكوين المصل بسبب وجود حاجز الدم في الدماغ (BBB)7. التحليل المباشر لعينات السائل النخاعي هو أكثر ملاءمة للكشف عن آلية آفات الجهاز العصبي المركزي واكتشاف المخدرات. حتما ، عينات السائل النخاعي ، التي يتم الحصول عليها يدويا مباشرة من الصهريج العظيم والبطينين الدماغيين من خلال حقنة ، لها عيوب تلوث الدم ، وفرصة عشوائية لجمع العينات ، وعدم اليقين في الكمية ، وتقريبا لا توجد إمكانية استرجاع متعددة 8,9. والجدير بالذكر أن طرق أخذ عينات سوائل الدماغ الخلالية التقليدية لا يمكنها الحصول على عينات من مناطق الدماغ التالفة ، مما يعيق استكشاف التسبب في أمراض الجهاز العصبي المركزي في مناطق معينة من الدماغ وتقييم فعالية علاجات الطب العرقي المستهدفة 9,10.
غسيل الكلى الدقيق في الدماغ هو تقنية لأخذ عينات من سائل الدماغ الخلالي في الحيوانات المستيقظة11. يقلد نظام غسيل الكلى الدقيق نفاذية الأوعية الدموية بمساعدة مسبار مزروع في الدماغ. مسبار غسيل الكلى الصغير مسلح بغشاء شبه نافذ ويتم زرعه في مناطق معينة من الدماغ. بعد التروية باستخدام السائل النخاعي الاصطناعي متساوي التوتر (ACSF) ، يمكن جمع سائل الدماغ الخلالي المحلل بشكل إيجابي مع فوائد أحجام العينات الصغيرة ، وأخذ العينات المستمر ، والملاحظة الديناميكية12,13. من حيث الموقع ، يمكن زرع مجسات غسيل الكلى الدقيقة في الدماغ بشكل انتقائي في هياكل الدماغ أو صهاريج الجمجمة ذات الأهمية14. تشير ملاحظة المستويات غير الطبيعية لمادة داخلية في السائل خارج الخلية الحصين (HECF) إلى حدوث أمراض الجهاز العصبي المركزي أو التسبب في المرض. أظهرت العديد من الدراسات أن المؤشرات الحيوية لأمراض الجهاز العصبي المركزي ، مثل الأحماض الأمينية D في الفصام ، وبروتينات β-amyloid و tau في مرض الزهايمر ، وسلاسل ضوء الخيوط العصبية في إصابات الدماغ الرضحية ، و ubiquitin carboxy-terminal hydrolase L1s في اعتلال الدماغ نقص تروية نقص التأكسج ، يمكن تحليلها في السائل الدماغيالنخاعي 15،16،17 . يمكن استخدام طريقة التحليل الكيميائي القائمة على تقنية أخذ عينات غسيل الكلى في الدماغ لمراقبة التغيرات الديناميكية للمركبات الخارجية مثل المكونات النشطة للطب العرقي ، والتي تنتشر وتتوزع في مناطق معينة من الدماغ14.
تقدم هذه المقالة العملية المحددة لاكتساب HECF الديناميكي في الفئران المستيقظة وتقيس ضغطها التناضحي لضمان جودة العينة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
تم إجراء البروتوكول التجريبي وفقا لمتطلبات لجنة استخدام المختبر ورعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية في جامعة تشنغدو للطب الصيني التقليدي (رقم السجل: 2021-11). تم استخدام ذكور فئران Sprague Dawley (SD) (280 ± 20 جم ، 6-8 أسابيع) في هذه الدراسة.
1. جراحة زرع مسبار غسيل الكلى في الدماغ
- استخدم 3٪ و 1.5٪ إيزوفلوران لتحريض وصيانة تخدير الفئران ، على التوالي ، باستخدام نظام تخدير حيواني في خليط من الهواء والأكسجين عند 0.6 لتر / دقيقة. تأكد من تخدير الفئران بعمق دون كل من منعكس الألم ومنعكس القرنية. استخدام مرهم بيطري على العينين لمنع الجفاف أثناء التخدير.
- قم بإزالة الفراء على جمجمة الفئران المخدرة باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية في منطقة التحضير. ثم ، قم بإصلاح الفئران المخدرة على محدد موقع الدماغ المجسم. تطهير موقع الجراحة قبل العملية عن طريق تطبيق البوفيدون اليود والإيثانول 3x على منطقة الجراحة مع كرة القطن المعقمة. تطبيق بوبيفاكايين موضعيا للتسكين الموضعي. ملاحظة: يوضح الشكل 1 العملية الكاملة لاقتناء عينة HECF القائمة على غسيل الكلى الدقيق.
- قم بعمل شق قحفي وجهي بطول 1.5 سم أسفل المنتصف بمقص جراحي وقم بإزالة السمحاق باستخدام المقص الجراحي وملقط العيون.
- ضع في اعتبارك البرجما كموضع قاعدي واخترق داخل القحف لحفر فتحة 2 مم في الموضع الأمامي الخلفي (AP) (-2 مم) ، والوضع المتوسط الجانبي (ML) (-3.5 مم) ، والوضع الظهري البطني (-3.5 مم) (منطقة الحصين CA1) باستخدام مثقاب الجمجمة.
- ثبت نمط القسطرة على قابض محدد موقع الدماغ التجسيمي واضبط موضع غلاف غسيل الكلى الدقيق في مواضع AP (-2 مم) و ML (-3.5 مم) و DV (0 مم). اضبط قيمة DV لمحدد موقع ستيريو الدماغ ، وقم بزرع غلاف غسيل الكلى الدقيق في منطقة CA1 على عمق 3.5 مم.
ملاحظة: الحفاظ على درجة حرارة الحيوان عند 37 درجة مئوية أثناء العملية باستخدام حافظ درجة حرارة الحيوان. - قم بحفر ثلاث فتحات أخرى بقطر 2 مم بحيث تشكل الفتحات الثلاث مثلثا توجد فيه فتحة المسبار في المنتصف. مسامير الزرع في الفتحات على عمق 1 مم.
- ثبت قسطرة المسبار بأسمنت الأسنان واستخدم خياطة جراحية 4-0 لإغلاق الجلد. انظر الشكل 2 لوضع المسبار.
- ضع الفئران في أقفاص لمدة 7 أيام للتعافي. يتسرب البوبيفاكايين موضعيا (1.5 مجم / كجم) مرة واحدة يوميا بعد الجراحة. توفير الغذاء والماء حسب الطلب. استخدم قطرات العين هيالورونات الصوديوم 3x يوميا لمنع الجفاف بعد العملية.
ملاحظة: إجراء جميع الإجراءات في غرفة جراحية معقمة. لا تترك الحيوان دون مراقبة حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على الاستلقاء القصي تحت ظروف 37 درجة مئوية. لا تعيد الحيوان الذي خضع لعملية جراحية إلى شركة أخرى حتى يتعافى تماما.
2. اتصال نظام غسيل الكلى الدقيق وفحص التحقيق
- قم بتوصيل مضخة غسيل الكلى الدقيقة والحقن الدقيقة وجهاز النشاط المستيقظ ومجمع العينات المبردة وفقا لتعليمات الشركة المصنعة. قم بتركيب المحقنة الدقيقة مع ACSF على مضخة غسيل الكلى الدقيقة واضبط مضخة غسيل الكلى الدقيقة على معدل 1 ميكرولتر / دقيقة لتفريغ الهواء في خط الأنابيب.
- قم بتوصيل خط الأنابيب ومسبار غسيل الكلى الدقيق للدماغ (الغشاء: PAES ؛ طول الغشاء: 4 مم ؛ الغشاء OD: 0.5 مم ؛ القطع: 20 كيلو دالتون ؛ طول العمود: 14 مم). قم بتشغيل مضخة غسيل الكلى بمعدل 1 ميكرولتر / دقيقة لحقن ACSF في المسبار حتى يصبح سطح المسبار رطبا قليلا. اغمر المسبار في محلول حقن الصوديوم الهيبارين للاستخدام اللاحق.
ملاحظة: إذا سقط تيار كبير من ACSF من الغشاء شبه المنفذ للمسبار ، كما يظهر بالعين المجردة تحت الجاذبية ، فاستبدل المسبار بآخر جديد.
3. جمع HECF من الفئران المستيقظة
- أدخل مسبار غسيل الكلى المجهري للدماغ في قسطرة المسبار وضع الجرذ في حجرة (الارتفاع: 360 مم ؛ القطر: 400 مم) مع حشوة للتأكد من أن الفئران حرة في الحركة.
- قم بتوصيل خط الأنابيب ومضخة الحقن الدقيقة ومسبار غسيل الكلى في الدماغ. قم بتسخير الجرذ عبر الفتحة الموجودة أعلى جهاز تقييد الفئران ودوارات الفولاذ المقاوم للصدأ.
- قم بتشغيل وحدة التحكم الدوارة متعددة القنوات لتجنب تشابك خطوط أنابيب غسيل الكلى الدقيقة أثناء الحركة الحرة للفئران. قم بتشغيل مضخة الحقن الدقيقة وضخ ACSF بمعدل 1 ميكرولتر / دقيقة. جمع HECF بشكل دوري بعد موازنة 60 دقيقة لنظام جمع HECF لغسيل الكلى الدقيق.
- تأكد من أن معدل تدفق عينات HECF في مجمع الكسور المبردة يتوافق مع ضخ ACSF. اجمع 20 ميكرولتر من HECF وقم بالتغيير تلقائيا إلى أنبوب أخذ العينات التالي. احرص على التحقق مما إذا كان غشاء المسبار تالفا عند إدخال المسبار.
4. قياس الضغط الاسموزي ل HECF
- قم بتشغيل مقياس الأسمومتر وقم بتسجيل الدخول إلى نظام الكشف. انقر فوق الزر Cal على الشاشة باللمس وانقر فوق الزر Res على الصفحة لمسح ذاكرة المعايرة السابقة.
- قم بتركيب أنبوب سعة 1.5 مل يحتوي على 100 ميكرولتر من الماء النقي بدون فقاعات على رأس القياس. اسحب رأس القياس إلى أسفل حاوية الهيدرازين الباردة.
- أدخل رقم العينة 0 على الشاشة باللمس وقم بالتأكيد للاختبار. اغمس إبرة الصمام الثنائي بسرعة في أنبوب العينة ، ثم اسحبها بسرعة للحث على تبلور العينة عند درجة حرارة -6.2 درجة مئوية.
- انتظر حتى يتم عرض الشاشة: اضغط على مقياس الرأس وانقر على Cal و Cal 0 بدوره للمعايرة. قم بإجراء القياسات باستخدام محلول معايرة 300 mOsm وقياس الضغط الاسموزي لعينات HECF كما هو موضح أعلاه.
ملاحظة: امسح رأس القياس بمنشفة ورقية ناعمة بعد المعايرة أو القياس. يجب خلط عينات HECF بدون فقاعات جيدا.
5. صيانة نظام غسيل الكلى الدقيق والأجهزة بعد أخذ العينات
- أخرج مسبار غسيل الكلى المجهري للدماغ من قسطرة المسبار بعد إنهاء العينة. اغمر المسبار في ماء منزوع الأيونات واغسله بالماء منزوع الأيونات لمدة 12 ساعة لإزالة ترسبات الملح المجدولة من خط الأنابيب والمسبار.
- أخرج المسبار لوضعه في محلول تربسين 0.05٪ عند 4 درجات مئوية. جفف خطوط الأنابيب في فرن جاف بالهواء على حرارة 25 درجة مئوية وقم بتخزينها في درجة حرارة الغرفة.
ملاحظة: مجسات غسيل الكلى الدقيقة باهظة الثمن ويمكن أن تزيد هذه الخطوة من قابلية إعادة استخدام المجسات. يمكن هضم البروتينات التي تلتصق بسطح المسبار بواسطة محلول التربسين لمنع انسداد غشاء المسبار بواسطة البروتينات ، ولم يكن للتربسين أي تأثير على مادة المسبار.
6. معاملة الحيوان بعد أخذ العينات
- بعد أخذ العينات ، القتل الرحيم للفئران دون ألم عن طريق جعلها تستنشق 1.5 ٪ إيزوفلوران ، تليها جرعة زائدة من 5 ٪ إيزوفلوران وفقا لأخلاقيات الحيوان.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
باتباع البروتوكول التجريبي أعلاه ومعلمات أخذ العينات المحددة في الجدول 1 ، تم الحصول على HECF للفئران الشبيهة بالماء وعديمة اللون والشفافة بمعدل أخذ العينات المحدد (الشكل 1K). كان الضغط الاسموزي للفئران التي تم الحصول عليها HECF 290-310 mOsm / L ، والتي يمكن أن تضمن بشكل غير مباشر جودة العينات18,19.
الشكل 1: الفئران HECF التي تم جمعها باستخدام معدات أخذ عينات غسيل الكلى الدقيق . (أ ، ب) تم استخدام نظام التخدير الحيواني وجهاز العرض الرقمي التجسيمي لتخدير الفئران وشل حركتها. (ج) أنبوب جمع العينات لنظام غسيل الكلى الدقيق. (د) أظهر التركيب التشريحي الجمجمة للفأر البريغما والدرز اللامبدويدي بوضوح. ه: مسبار نمط القسطرة وغسيل الكلى المجهري للدماغ، الذي يظهر غشاء غسيل الكلى والعمود الفولاذي للمسبار. (F) تم تطبيق الحامل الثابت في المختبر لمسبار غسيل الكلى الدقيق لتخزين المجسات وتنظيفها. (ز) توصيل سائل أربع حقنة لمضخة المحقنة. (ح، أنا) تدور القضبان المصنوعة من الفولاذ المقاوم للصدأ ووحدة التحكم الدوارة متعددة القنوات على النظام لتحريك الحيوانات بحرية. (ي) مجمع الكسر المبرد ثنائي القناة. (K) الحصول على HECF الفئران عن طريق غسيل الكلى الدقيق. (L) خزان الحركة الحرة للفئران. (M) المكونات ذات الصلة لنظام أخذ عينات غسيل الكلى الدقيق-. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: رسم تخطيطي لمسبار غسيل الكلى المجهري للدماغ المضمن في منطقة الحصين في دماغ الفئران. تشكل ثلاث فتحات مثلثا ، وتقع فتحة المسبار في موقع مركزي. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
| عناصر المعلمات | قيمة |
| معدل التروية | 1 ميكرولتر / دقيقة |
| معدل أخذ العينات | 1 ميكرولتر / دقيقة |
| درجة حرارة أخذ العينات | 4 درجة مئوية |
الجدول 1: تعيين المعلمات لنظام أخذ عينات السائل الدماغي الشوكي لغسيل الكلى المجهري.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
لا يزال التسبب في أمراض الجهاز العصبي المركزي غير مفهوم تماما ، مما يعيق تطوير علاجات وأدوية جديدة. أظهرت الدراسات أن معظم أمراض الجهاز العصبي المركزي ترتبط ارتباطا وثيقا بآفات الحصين20،21،22. يمكن أن تستهدف تقنية غسيل الكلى المجهري المقترحة في الدماغ مناطق معينة من الدماغ ، وخاصة الحصين ، مما يجعلها تبرز من النهج التقليدي لجمع HECF. يتم وضع المجسات في منطقة CA1 من دماغ الفئران من خلال جراحة الزرع لفصل الجزيئات ذات الحجم المحدد عن طريق الانتشار السلبي للغشاء الاصطناعي. يعد زرع المسبار خطوة حاسمة حيث يؤدي أي تلف يلحق بالمسبار وأي تلف موضعي لأنسجة المخ ، مثل البروتين ، المجاميع23 ، والتي قد تكون ناجمة عن زرع المسبار ، إلى فشل التجربة أو زيادة عدم دقة القياس. لذلك ، من الضروري التحقق من سلامة المسبار وإعطاء الحيوان فترة نقاهة مناسبة بعد جراحة زرع مسبار غسيل الكلى المجهري.
في السنوات الأخيرة ، تزايد استخدام الطب العرقي لعلاج أمراض الدماغ24,25. الطريقة التقليدية للحصول على السائل النخاعي والسائل الخلالي في الدماغ هي في الغالب حدث لمرة واحدة مع احتمال كبير لتلوث الدم 8,9. الأهم من ذلك ، أنه من المستحيل ملاحظة التغيرات الديناميكية للأدوية ومستقلباتها في الجسم. كتقنية لأخذ العينات عبر الإنترنت للكائنات المستيقظة ، يتميز غسيل الكلى الدقيق في الدماغ بخصائص كونه في الجسم الحي ، والحد الأدنى من التدخل الجراحي ، وحجم عينة صغير ، وفي الوقت الفعلي ، وديناميكي ، مما يعوض عن عيوب طرق أخذ العينات التقليدية26. إلى جانب التحليل الحديث وتكنولوجيا الكشف ، يمكن إجراء التحليل النوعي والكمي لعوامل المرض ومكونات الدواء بشكل أكثر دقة27. بشكل عام ، من الأهمية بمكان إدخال غسيل الكلى الدقيق في الدماغ لدراسة أمراض الدماغ والكشف عن آلية عمل الطب العرقي.
يمكن تطبيق تقنية أخذ عينات غسيل الكلى في المختبر من HECF للوقاية والعلاج من أمراض الجهاز العصبي المركزي عن طريق الأدوية. إصابات الدماغ الثانوية التي تنطوي على تغييرات في تركيبات HECF هي السبب الرئيسي لزيادة معدل الوفيات الناجمة عن إصابات الدماغ نقص تروية نقص الأكسجين وإصابات الدماغ الرضحية. استجابة لذلك ، يمكن لتحليل HECF القائم على تقنية غسيل الكلى الدقيق في الدماغ أن يشخص ديناميكيا المؤشرات الحيوية المبكرة لأمراض الجهاز العصبي المركزي هذه لتقليل المراضة والوفيات ، وكذلك تحسين التشخيص28,29. بعد العلاج ، يتم تحديد تركيز الدواء في أنسجة المخ بشكل روتيني عن طريق قياس أنسجة الدماغ الكاملة المتجانسة أثناء الدراسات قبل السريرية ، ولكن لا يمكن إجراء الملاحظة المباشرة للتركيز في مناطق الدماغ المحددة. للتغلب على هذا ، يمكن تحليل تركيزات الأدوية والعلامات المرضية في مناطق معينة من الدماغ كميا بالاشتراك مع تقنيات أخذ عينات غسيل الكلى الدقيقةفي الدماغ 30. خاصة بالنسبة للأعشاب العرقية متعددة المكونات ، يمكن للتحليل الكيميائي القائم على أخذ عينات غسيل الكلى في الدماغ أن يركز ويكشف لغز آليات تكوين منطقة الدماغ في علاج أمراض الجهاز العصبي المركزي31،32. بالإضافة إلى ذلك ، قد تحدث تغيرات في اللون والشفافية والضغط الاسموزي للفئران HECF في حالات مرضية مختلفة ، مثل النزيف الدماغي وأورام المخ والتهاب السحايا. باستخدام HPLC أو قياس الطيف الكتلي ، يمكن للباحثين تحديد التغييرات في تكوين HECF في اعتلالات الدماغ المختلفة.
بشكل عام ، يمكن لتقنية أخذ عينات غسيل الكلى الدقيقة في الدماغ أن تسهل التحقيق في الآلية المرضية لأمراض الجهاز العصبي المركزي وتطوير أدوية جديدة. ومع ذلك ، فإن القيود الأخرى التي يجب التغلب عليها من أجل التطبيق الفعال للنظام تشمل الأضرار التي لحقت الأنسجة المحيطة بعد إدخال مسبار غسيل الكلى الدقيق في المنطقة المستهدفة من الدماغ ، وإمكانية تدمير BBB ، ونقل الكتلة المحدود عبر الغشاء14،33،34. في الختام ، تتمتع تقنية غسيل الكلى الدقيق في الدماغ بآفاق تطبيق واسعة في استكشاف التسبب في الجهاز العصبي المركزي وتطوير أدوية جديدة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.
Acknowledgments
تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82104533) ، وقسم العلوم والتكنولوجيا في مقاطعة سيتشوان (2021YJ0175) ، ومؤسسة علوم ما بعد الدكتوراه الصينية (2020M683273). يود المؤلفون أن يشكروا السيد Yuncheng Hong، كبير مهندسي المعدات في Tri-Angels D&H Trading Pte. المحدودة (سنغافورة) لتقديم الخدمات التقنية لتقنية غسيل الكلى الدقيق.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Air-drying oven | Suzhou Great Electronic Equipment Co., Ltd | GHG-9240A | |
| Animal anesthesia system | Rayward Life Technology Co., Ltd | R500IE | |
| Animal temperature maintainer | Rayward Life Technology Co., Ltd | 69020 | |
| Artificial cerebrospinal fluid | Beijing leagene biotech. Co., Ltd | CZ0522 | |
| Brain microdialysis probe | CMA Microdialysis AB | T56518 | |
| Catheter | CMA Microdialysis AB | T56518 | |
| Covance infusion harness | Instech Laboratories, Inc. | CIH95 | |
| Denture base resins | Shanghai Eryi Zhang Jiang Biomaterials Co., Ltd | 190732 | |
| Electric cranial drill | Rayward Life Technology Co., Ltd | 78001 | |
| Electric shaver | Rayward Life Technology Co., Ltd | CP-5200 | |
| Free movement tank for animals | CMA Microdialysis AB | CMA120 | |
| Heparin sodium injection | Chengdu Haitong Pharmaceutical Co., Ltd | H51021208 | |
| Iodophor | Sichuan Lekang Pharmaceutical Accessories Co., Ltd | 202201 | |
| Isofluran | Rayward Life Technology Co., Ltd | R510-22 | |
| Microdialysis catheter stylet | CMA Microdialysis AB | 8011205 | |
| Microdialysis collection tube | CMA Microdialysis AB | 7431100 | |
| Microdialysis collector | CMA Microdialysis AB | CMA4004 | |
| Microdialysis fep tubing | CMA Microdialysis AB | 3409501 | |
| Microdialysis in vitro stand | CMA Microdialysis AB | CMA130 | |
| Microdialysis microinjection pump | CMA Microdialysis AB | 788130 | |
| Microdialysis syringe (1.0 mL) | CMA Microdialysis AB | 8309020 | |
| Microdialysis tubing adapter | CMA Microdialysis AB | 3409500 | |
| Non-absorbable surgical sutures | Shanghai Tianqing Biological Materials Co., Ltd | S19004 | |
| Ophthalmic forceps | Rayward Life Technology Co., Ltd | F12016-15 | |
| Osmometer | Löser | OM 807 | |
| Sodium hyaluronate eye drops | URSAPHARM Arzneimittel GmbH | H20150150 | |
| Stereotaxie apparatus | Rayward Life Technology Co., Ltd | 68025 | |
| Surgical scissors | Rayward Life Technology Co., Ltd | S14014-15 | |
| Surgical scissors | Shanghai Bingyu Fluid technology Co., Ltd | BY-103 | |
| Syringe needle | CMA Microdialysis AB | T56518 | |
| Trypsin solution | Boster Biological Technology, Ltd. |
PYG0107 | |
| Ultrasonic cleaner | Guangdong Goote Ultrasonic Co., Ltd | KMH1-240W8101 |
References
- Erkkinen, M. G., Kim, M. O., Geschwind, M. D. Clinical neurology and epidemiology of the major neurodegenerative diseases. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 033118 (2018).
- Salehi, A., Zhang, J. H., Obenaus, A. Response of the cerebral vasculature following traumatic brain injury. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (7), 2320-2339 (2017).
- Kurtzman, R. A. em3, Caruso, J. L.
- Matsumoto, T., et al. Pharmacokinetic study of Ninjin'yoeito: Absorption and brain distribution of Ninjin'yoeito ingredients in mice. Journal of Ethnopharmacology. 279, 114332 (2021).
- Mahat, M. Y., et al. An improved method of transcutaneous cisterna magna puncture for cerebrospinal fluid sampling in rats. Journal of Neuroscience Methods. 211 (2), 272-279 (2012).
- Ceaglio, N., et al. High performance collection of cerebrospinal fluid in rats: evaluation of erythropoietin penetration after osmotic opening of the blood-brain barrier. Journal of Neuroscience Methods. 219 (1), 70-75 (2013).
- Bothwell, S. W., Janigro, D., Patabendige, A. Cerebrospinal fluid dynamics and intracranial pressure elevation in neurological diseases. Fluids and Barriers of the CNS. 16 (1), 9 (2019).
- Barthel, L., et al. A step-by-step guide for microsurgical collection of uncontaminated cerebrospinal fluid from rat cisterna magna. Journal of Neuroscience Methods. 352, 109085 (2021).
- Zhao, Y., Yang, Y., Wang, D. X., Wang, J., Gao, W. Y. Cerebrospinal fluid amino acid metabolite signatures of diabetic cognitive dysfunction based on targeted mass spectrometry. Journal of Alzheimer's Disease. 86 (4), 1655-1665 (2022).
- Lim, N. K., et al. An improved method for collection of cerebrospinal fluid from anesthetized mice. Journal of Visualized Experiments. (133), e56774 (2018).
- Hendrickx, S., et al. A sensitive capillary LC-UV method for the simultaneous analysis of olanzapine, chlorpromazine and their FMO-mediated N-oxidation products in brain microdialysates. Talanta. 162, 268-277 (2017).
- Chefer, V. I., Thompson, A. C., Zapata, A., Shippenberg, T. S.
- Hammarlund-Udenaes, M. Microdialysis as an important technique in systems pharmacology-a historical and methodological review. The AAPS Journal. 19 (5), 1294-1303 (2017).
- Anderzhanova, E., Wotjak, C. T. Brain microdialysis and its applications in experimental neurochemistry. Cell and Tissue Research. 354 (1), 27-39 (2013).
- Mohammadi, A., Rashidi, E., Amooeian, V. G. Brain, blood, cerebrospinal fluid, and serum biomarkers in schizophrenia. Psychiatry Research. 265, 25-38 (2018).
- Lashley, T., et al. Molecular biomarkers of Alzheimer's disease: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 11 (5), 031781 (2018).
- Kawata, K., Tierney, R., Langford, D. Blood and cerebrospinal fluid biomarkers. Handbook of Clinical Neurology. 158, 217-233 (2018).
- Zhao, Q. P., et al. Protective effects of dehydrocostuslactone on rat hippocampal slice injury induced by oxygen-glucose deprivation/reoxygenation. International Journal of Molecular Medicine. 42 (2), 1190-1198 (2018).
- Wang, X. B. Protective effects of dehydrocostuslactone on oxygen-glucose deprivation injury in rat hippocampal slices. , Ningxia Medical University. Master's thesis (2017).
- Coimbra-Costa, D., Alva, N., Duran, M., Carbonell, T., Rama, R. Oxidative stress and apoptosis after acute respiratory hypoxia and reoxygenation in rat brain. Redox Biology. 12, 216-225 (2017).
- Liu, H. Y., Chou, K. H., Chen, W. T.
- Toda, T., Parylak, S. L., Linker, S. B., Gage, F. H. The role of adult hippocampal neurogenesis in brain health and disease. Molecular Psychiatry. 24 (1), 67-87 (2019).
- Wang, P., Lo Cascio, F., Gao, J., Kayed, R., Huang, X. F., F, X. Binding and neurotoxicity mitigation of toxic tau oligomers by synthetic heparin like oligosaccharides. Chemical Communications. 54 (72), 10120-10123 (2018).
- Han, J. Y., Li, Q., Ma, Z. Z., Fan, J. Y. Effects and mechanisms of compound Chinese medicine and major ingredients on microcirculatory dysfunction and organ injury induced by ischemia/reperfusion. Pharmacology & Therapeutics. 177, 146-173 (2017).
- Peng, T. M., et al. Anti-inflammatory effects of traditional Chinese medicines on preclinical in vivo models of brain ischemia-reperfusion-injury: Prospects for neuroprotective drug discovery and therapy. Frontiers in Pharmacology. 10, 204 (2019).
- König, M., Thinnes, A., Klein, J. Microdialysis and its use in behavioural studies: Focus on acetylcholine. Journal of Neuroscience Methods. 300, 206-215 (2018).
- Liu, M. Z., Wang, P., Yu, X. M., Dong, G. C., Yue, J. Intracerebral microdialysis coupled to LC-MS/MS for the determination tramadol and its major pharmacologically active metabolite O-desmethyltramadol in rat brain microdialysates. Drug Testing and Analysis. 9 (8), 1243-1250 (2017).
- de Lima Oliveira, M., et al. Cerebral microdialysis in traumatic brain injury and subarachnoid hemorrhage: state of the art. Neurocritical Care. 21 (1), 152-162 (2014).
- Amiridze, N., Dang, Y., Brown, O. R. Hydroxyl radicals detected via brain microdialysis in rats breathing air and during hyperbaric oxygen convulsions. Redox Report. 4 (4), 165-170 (1999).
- Chang, H. Y., Morrow, K., Bonacquisti, E., Zhang, W., Shah, D. K. Antibody pharmacokinetics in rat brain determined using microdialysis. MABS. 10 (6), 843-853 (2018).
- Wan, H. Y., et al. Pharmacokinetics of seven major active components of Mahuang decoction in rat blood and brain by LC-MS/MS coupled to microdialysis sampling. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 393 (8), 1559-1571 (2020).
- Zheng, H. Z., et al. Pharmacokinetic analysis of Huangqi Guizhi Wuwu decoction on blood and brain tissue in rats with normal and cerebral ischemia-reperfusion Injury by microdialysis with HPLC-MS/MS. Drug Design Development and Therapy. 14, 2877-2888 (2020).
- Bongaerts, J., et al. Sensitive targeted methods for brain metabolomic studies in microdialysis samples. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 161, 192-205 (2018).
- Zhang, Y. Q., Jiang, N., Yetisen, A. K.
