Summary
يؤدي ربط العصب الوركي الجزئي إلى ألم الأعصاب المزمن طويل الأمد ، والذي يتميز باستجابات مبالغ فيها للمنبهات الحرارية والميكانيكية. يستخدم نموذج الفأر هذا لألم الأعصاب بشكل شائع لدراسة العلاجات المبتكرة لإدارة الألم. توضح هذه المقالة بالتفصيل الإجراء الجراحي لتحسين التوحيد والتكاثر.
Abstract
لا تزال إدارة الألم المزمن صعبة حتى يومنا هذا ، وترتبط العلاجات الحالية بالآثار الضارة ، بما في ذلك التسامح والإدمان. ينتج ألم الأعصاب المزمن عن آفات أو أمراض في الجهاز الحسي الجسدي. للتحقيق في العلاجات المحتملة ذات الآثار الجانبية المنخفضة ، فإن نماذج الألم الحيوانية هي المعيار الذهبي في الدراسات قبل السريرية. لذلك ، تعد النماذج المميزة والموصوفة جيدا ضرورية لتطوير العلاجات المبتكرة والتحقق من صحتها.
الربط الجزئي للعصب الوركي (pSNL) هو إجراء يحفز ألم الأعصاب المزمن في الفئران ، ويتميز بفرط الحساسية الميكانيكية والحرارية ، والألم المستمر ، والتغيرات في درجة حرارة الأطراف ، مما يجعل هذا النموذج مناسبا تماما لدراسة آلام الأعصاب قبل السريرية. pSNL هو نموذج مفيد لدراسة آلام الأعصاب لأنه يعيد إنتاج العديد من الأعراض التي لوحظت في البشر الذين يعانون من آلام الأعصاب. علاوة على ذلك ، فإن الإجراء الجراحي سريع نسبيا ومباشر للأداء. يسمح pSNL أحادي الجانب لطرف واحد بإجراء مقارنة بين الكفوف المماثلة والمقابلة ، وكذلك تقييم التوعية المركزية.
للحث على فرط الحساسية للاعتلال العصبي المزمن ، يتم استخدام خيط نايلون 9-0 غير قابل للامتصاص لربط الثلث الظهري للعصب الوركي. تصف هذه المقالة الإجراء الجراحي وتميز تطور آلام الأعصاب المزمنة من خلال اختبارات سلوكية متعددة شائعة الاستخدام. نظرا لأنه يتم الآن التحقيق في عدد كبير من العلاجات المبتكرة لعلاج الألم المزمن ، تقدم هذه المقالة مفاهيم حاسمة للتوحيد القياسي ووصفا دقيقا للعمليات الجراحية المطلوبة للحث على آلام الأعصاب.
Introduction
الألم المزمن هو قضية رعاية صحية كبيرة في جميع أنحاء العالم وهي واحدة من أكثر المشاكل الصحية تكلفة في الولايات المتحدة. تتم إدارة الألم المزمن بشكل أفضل عند استخدام كل من الطرائق الدوائية وغير الدوائية بطريقة متعددة التخصصات1. إدارة الألم المزمن أمر صعب ، وفي بعض الحالات ، لا يعالج الألم بشكل كاف2. لذلك ، هناك حاجة إلى طرق جديدة وتكميلية لتحسين إدارة الألم المزمن ، والنماذج الحيوانية ضرورية للتحقيق في العلاجات المبتكرة.
ينتج ألم الأعصاب المزمن عن آفات أو أمراض في الجهاز الحسي الجسدي ، بما في ذلك مرض السكري أو الالتهابات أو ضغط الأعصاب أو أمراض المناعة الذاتية3. يعتمد ألم الأعصاب على آليات التحسس المحيطية والمركزية وينشأ من آفة الأعصاب. يمكن أن يتميز هذا الألم بكل من فرط التألم والألم الخيفي الذي يثيره اللمس والحرارة ، والألم المستمر ، والتغيرات في درجة حرارة الطرف المصاب4. لفهم الآليات بشكل أفضل وتطوير علاجات جديدة ، تم تطوير العديد من النماذج في القوارض لتقليد أعراض وأسباب آلام الأعصاب5. على سبيل المثال ، يمكن إحداث ألم الأعصاب عن طريق حقن عامل العلاج الكيميائي ، وربط العصب الشوكي (SNL) ، وإصابة الانقباض المزمن (CCI) للعصب الوركي ، و pSNL ، وإصابة العصب المفقود ، واستئصال العصب الوركي ، وثلاثي العصبالوركي 6. والجدير بالذكر أن ربط العصب الوركي يعيد إنتاج سمات متعددة لألم الأعصاب التي لوحظت في البشر ، مثل فرط الحساسية الميكانيكية والحرارية ، أو التغيرات في درجة حرارة الطرف المصاب ، وهي سمة من سمات متلازمة الألم الإقليمية المعقدة (CRPS)7. وبالتالي ، فإن هذا النموذج مناسب تماما لدراسة CRPS أو أي إصابات عصبية أخرى تسبب آلام الأعصاب المزمنة. تم تطوير النموذج لأول مرة بواسطة Seltzer في 19908 ، ويستخدم على نطاق واسع في دراسات الألم للتحقيق في مركبات مسكنة جديدة أو تقييم الآثار المعرفية للألم المزمن9،10،11،12،13. يقدم النموذج قابلية عالية للتكاثر ، ويحافظ الربط الجزئي على الاستجابات السلوكية للمنبهات المحيطية6.
العديد من النماذج المستخدمة حاليا لديها أوجه قصور لم يتم ملاحظتها في pSNL. يحتوي نموذج CCI على تباين أعلى بكثير للإصابة بين كل اعتمادا على دفء المضيق ، ويغير بضع النفس الذاتي أرقام المخلب الخلفي مما يجعل النموذج غير مناسب للتحليل السلوكي6. نموذج SNL هو جراحة أكثر تعقيدا وأطول بكثير لا تتطلب مهارات تقنية متقدمة فحسب ، بل تنطوي أيضا على مخاطر عالية من العجز الحركيالشديد 3. لا تظهر أوجه القصور هذه في نموذج pSNL. إن سهولة التكاثر ، وقصر مدة الجراحة ، وتقليل خطر العجز الحركي الذي يظهر بعد العمل الجراحي يجعل هذا النموذج ذا قيمة لدراسة آلام الأعصاب المحيطية 8,14. ومع ذلك ، فإن إجراء الربط الجزئي نفسه يمكن أن يكون له تباين بين المجربين ، مما يؤدي إلى تناسق أقل في عدد الألياف العصبية المربوطة. وبالتالي ، فإن تقديم تفاصيل الجراحة أمر بالغ الأهمية لزيادة قابلية التكاثر بين الدراسات.
للحث على الاعتلال العصبي المزمن ، يتم استخدام خياطة نايلون 9-0 غير قابلة للامتصاص لربط ثلث عرض العصب الوركي. بعد الجراحة ، تكون الاستجابات للمنبهات الحرارية والميكانيكية مبالغا فيها ، بدءا من اليوم 1 بعد الجراحة وتستمر لأكثر من 50 يوما8. هنا ، تم تقييم كل من الحساسيات الحرارية والميكانيكية على مدار 28 يوما باستخدام اختبارات خيوط هارجريفز والصفيحة الساخنة وفون فراي. أظهرت جميع المقايسات السلوكية اتساق فرط الحساسية طويل الأمد. وقد ثبت أن هذا النموذج له تأثيرات تعتمد على الجرعة لكل من المورفين والإيبوبروفين ، مما يؤكد أنه مناسب تماما لدراسات الألم قبل السريرية. والجدير بالذكر أن هذه المقالة تصف التعليمات الخاصة بأداة زجاجية يدوية فريدة من نوعها ، يشار إليها باسم "خطاف زجاج الأعصاب". تستخدم هذه الأداة بدلا من الملقط لمعالجة العصب ومنع إصابة الأعصاب الإضافية غير المقصودة أثناء الجراحة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
تمت الموافقة على جميع الإجراءات من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات بجامعة أريزونا وتتوافق مع المبادئ التوجيهية لاستخدام المختبر التابعة للمعاهد الوطنية للصحة (منشور المعاهد الوطنية للصحة رقم 80-23 ، 1966). تم إيواء الفئران البالغة C57Bl6 / J الخالية من مسببات الأمراض (الوزن عند الاختبار: 22-28 جم) في أقفاص فئران بيت الحيوان القياسية (خمسة فئران لكل قفص) في غرف يتم التحكم فيها بالمناخ في دورة الضوء / الظلام لمدة 12 ساعة وسمح لها بالوصول إلى الطعام والماء حسب الحاجة. تم إجراء جميع التجارب السلوكية من قبل مجربين أعمى عن ظروف العلاج.
1. خط الأساس: قياس الحساسية الميكانيكية
- عند وصول الفئران ، اسمح لهم بالتعود على منشأة الحيوانات لمدة 1 أسبوع. بعد ذلك ، تعويد الحيوانات على التعامل مع المجرب لمدة ≥7 أيام بعد ذلك.
- تعويد الفئران على جهاز اختبار فون فراي لمدة 1 ساعة قبل الاختبار عن طريق وضعها في صناديق زجاجية شفافة ، على شبكة سلكية ، في نفس غرفة غرفة الاختبار - ويفضل أن يكون ذلك مع وجود المجرب في الغرفة أثناء التعود.
- حدد عتبة انسحاب خط الأساس من خلال طريقة "صعودا وهبوطا" باستخدام خيوط فون فراي الموصوفة في الجدول التكميلي S1 ، بدءا من خيوط 3.61 (3.9 mN).
- قم بقياس استجابة الانسحاب لفحص المخلب الخلفي منتصف الأخمصية بسلسلة من الشعيرات الأحادية الدقيقة المعايرة (فون فراي). ضع كل خيوط بشكل عمودي مرة واحدة على السطح الأخمصي للمخلب الخلفي المماثل pSNL للحيوانات الموجودة في أقفاص شبكية سلكية معلقة. تقييم الحساسية الميكانيكية باستخدام طريقة "صعودا وهبوطا"15: تحديد عتبة الانسحاب عن طريق زيادة أو تقليل قوة التحفيز بالتتابع ، المقابلة لحجم الفتيل. تطبيق بالتتابع كل خيوط مرة واحدة.
ملاحظة: يجب على المجرب تجنب تحفيز أي من وسادات القدم للحصول على نتائج متسقة بين الحيوانات. - على سبيل المثال ، إذا لم يستجب الحيوان للخيوط 3.61 ، فاستخدم الفتيل 4.08 الأكثر سمكا (9.8 mN) (يتم ملاحظة الاستجابة بصريا على أنها سحب أو هز أو لعق المخلب المصاب) ؛ إذا استجاب الحيوان في المرة الأولى ، فاستخدم خيوط أرق 3.22 (1.6 mN). استمر في استخدام خيوط سميكة متناقصة أو متزايدة اعتمادا على ما إذا كان للحيوان استجابات لاحقة إيجابية أو سلبية ، على التوالي. الإبلاغ عن الردود السلبية والإيجابية في ورقة البيانات الواردة في الجدول التكميلي S1. اختبر نفس المخلب 4x بخيوط مختلفة بعد الاستجابة الإيجابية الأولى.
- قم بقياس استجابة الانسحاب لفحص المخلب الخلفي منتصف الأخمصية بسلسلة من الشعيرات الأحادية الدقيقة المعايرة (فون فراي). ضع كل خيوط بشكل عمودي مرة واحدة على السطح الأخمصي للمخلب الخلفي المماثل pSNL للحيوانات الموجودة في أقفاص شبكية سلكية معلقة. تقييم الحساسية الميكانيكية باستخدام طريقة "صعودا وهبوطا"15: تحديد عتبة الانسحاب عن طريق زيادة أو تقليل قوة التحفيز بالتتابع ، المقابلة لحجم الفتيل. تطبيق بالتتابع كل خيوط مرة واحدة.
2. خط الأساس: قياس الحساسية الحرارية باستخدام اختبار هارجريفز
- عند وصول الفئران ، اسمح لهم بالتعود على منشأة الحيوانات لمدة 1 أسبوع. بعد ذلك ، تعويد الحيوانات على التعامل مع المجرب لمدة ≥7 أيام بعد ذلك.
- تعويد الفئران على جهاز اختبار Hargreaves لمدة 1 ساعة قبل الاختبار عن طريق وضعها في صناديق زجاجية شفافة ، في نفس غرفة غرفة الاختبار - ويفضل أن يكون ذلك مع وجود المجرب في الغرفة أثناء التعود.
ملاحظة: يتطلب اختبار هارجريفز أن يقف الحيوان ثابتا لبضع ثوان. مع الفئران ، التعود هو مفتاح تجربة ناجحة. وبالتالي ، إذا ظلت الفئران نشطة للغاية بعد 1 ساعة من التعود ، اسمح لها بالتأقلم لفترة أطول حسب الحاجة.- حدد زمن انتقال انسحاب المخلب كما هو موضح بواسطة Hargreaves et al.16. تأقلم الفئران داخل حاويات زجاج شبكي على لوحة زجاجية شفافة.
- ركز مصدر حرارة مشع (مصباح جهاز عرض عالي الكثافة) على السطح الأخمصي للمخلب الخلفي المماثل ل pSNL. اضبط شدة مصدر الحرارة للحصول على خط أساس لزمن انتقال سحب المخلب يبلغ حوالي 10 ثوان. بعد ذلك، حافظ على ثبات الشدة لبقية التجربة.
- انتظر حتى يقوم كاشف الحركة بإيقاف التحفيز والمؤقت تلقائيا عند سحب المخلب. استخدم حدا أقصى يبلغ 33.5 ثانية لمنع تلف الأنسجة.
ملاحظة: يتم تحديد القطع بناء على التجارب والمقالات السابقة لتجنب أي تلف إضافي للجلد11،17،18. مع الشدة المستخدمة في هذه الدراسة ، 33.5 هو الحد الفاصل ، وهو ما يتوافق مع شدة التحفيز 30 (50 واط) باستخدام جهاز هارجريفز. السلوك المرصود هو سلوك انعكاسي ، وليس سلوكا إراديا. - حدد زمن انتقال انسحاب المخلب الأساسي باستخدام جهاز Hargreaves واستهدف السطح الأخمصي للمخلب الخلفي المماثل pSNL. ابدأ التحفيز الحراري وسجل زمن انتقال الانسحاب. لتجنب التأثير على درجة حرارة التحفيز الحراري ، قم بتنظيف أي بول أثناء التجارب.
3. خط الأساس: قياس الحساسية الحرارية باستخدام اختبار اللوحة الساخنة
- تعويد الحيوانات على غرفة الاختبار لمدة 1 ساعة قبل الاختبار.
ملاحظة: نظرا لأن درجة حرارة الغرفة مهمة ويمكن أن تؤثر على الاستجابات لاختبار اللوح الساخن ، تأكد من أن درجة حرارة الغرفة ثابتة حول 22 درجة مئوية خلال فترة التعود وخلال فترة الاختبار. - اضبط لوح التسخين على 52 درجة مئوية ، حيث ثبت أن درجة الحرارة هذه تثير استجابة حرارية مكروهةبشكل مثالي 19.
- ضع الحيوان في غرفة الاختبار وابدأ الكرونومتر.
- راقب السلوكيات المزعجة (أي انسحاب المخلب ، واللعق ، والهز). نظرا لأن جراحة pSNL تؤثر على الطرف الخلفي ، فتجاهل أي سلوكيات لوحظت في الأطراف الأمامية (خاصة لعق الأطراف الأمامية).
- أوقف الكرونومتر بمجرد ملاحظة سلوك nocifensive.
- إزالة الحيوان من الغرفة وتسجيل الكمون لهذا السلوك.
ملاحظة: أخرج الحيوانات من الحجرة بعد 30 ثانية كحد أقصى لمنع تلف الأنسجة. بالإضافة إلى ذلك ، من المهم ملاحظة أن السلوك المرصود هو سلوك انعكاسي ، وليس سلوكا إراديا. - نظف غرفة الاختبار بنسبة 70٪ من الإيثانول بين الحيوانات لتقليل التأثير السلوكي للروائح. لتجنب التأثير على درجة حرارة التحفيز الحراري ، قم بتنظيف الجهاز من أي بول بين كل حيوان تم اختباره.
- لتأكيد النتائج ، قم بتسجيل مقاطع فيديو للحيوانات في غرفة الصفيحة الساخنة أثناء الاختبار للمراجعة بعد اختبار الحيوانات.
ملاحظة: باستخدام مراجعة الفيديو لتحديد زمن الانتقال ، يمكن للمجرب مراقبة الاختبار بشكل متكرر وتحليل السلوكيات المزعجة التي ربما تم تفويتها أثناء المراقبة في الوقت الفعلي عن كثب.
4. التحضير قبل الجراحة
ملاحظة: تأكد من توفر أقفاص نظيفة لاستعادة الفئران بعد الجراحة. نظف المنطقة الجراحية بنسبة 70٪ من الإيثانول ، وعقم اليدين بنسبة 70٪ من الإيثانول ، واستخدم قفازات معقمة ، وارتد معدات الحماية الشخصية المناسبة (PPE) (معطف المختبر ، وشبكة الشعر ، وأغطية الأحذية) ، ومارس تقنيات معقمة طوال الجراحة.
- قم بإعداد الأدوات (الشكل التكميلي S1) والموارد الإضافية (الشاش) لاستخدامها في الجراحة عن طريق تعقيمها مسبقا.
- حث التخدير باستخدام إيزوفلوران متطاير وضبطه حسب الحاجة للحفاظ على المستوى الجراحي. تأكد من أن الأكسجين بمعدل تدفق مناسب.
- لضمان تخدير الحيوان ، قم بقرص أصابع القدم على مخلب خلفي بملاقط لضمان عدم وجود منعكس مخلب والتحقق من منعكس وميض القرنية قبل تطبيق مرهم التشحيم للعيون.
ملاحظة: لا يمكن تقديم المسكنات في هذه الدراسة لأنها قد تغير مسار الألم المراد تحليله أو حتى تحييد وإبطال السلوك الذي يتم قياسه وفقا لأهداف أبحاث الألم20،21،22. - عند اختيار الجانب الذي سيتم إجراء الجراحة عليه (يظهر اليسار هنا) ، احلق الساق الخلفية للحيوان حول منطقة الفخذ ، وبشكل سفلي نحو الرضفة ، ومتفوقا نحو الورك ، وفوق عظم الفخذ. امسح 3x بالكلورهيكسيدين في اتجاه واحد بثلاثة شاش منفصل ، بالتناوب مع محلول ملحي معقم دافئ.
ملاحظة: من الآن فصاعدا ، تأكد من إجراء الجراحة لكل حيوان على نفس الجانب للحفاظ على الاتساق. - قم بتمرير الساق من خلال شق مصنوع في ستارة معقمة مقاس 10 سم × 10 سم لإنشاء مجال معقم حول الساق المفضلة.
5. الإجراء الجراحي
- باستخدام مقص جراحي دقيق (الشكل التكميلي S1F) ، قم بعمل قطع صغير 2 مم من الجلد في خط الوسط من الجانب الجانبي للفخذ. حرك المقص تحت الجلد بحركة دائرية لاختراق اللفافة وإنشاء خلوص ، وتوسيع مساحة الشق.
- باستخدام ملقط الربط (الشكل التكميلي S1H) ، قم بإنشاء شق حاد عموديا بزاوية 90 درجة في عضلات الفخذ ، بعمق 1 سم.
- أدخل المقص الصغير الناعم (الشكل التكميلي S1G) في نفس الشق ، أيضا بزاوية 90 درجة ، وانشرها برفق لفصل العضلات. استمر في القيام بذلك حتى يتم تصور العصب الوركي.
- حدد موقع العصب الوركي ، الذي يمكن أن يبدو لامعا ورقيقا ، موازيا للفخذ العمودي ، في اتجاه الورك إلى الركبة. قم بإزالة المقص والملقط المربوط من الجسم قبل المتابعة.
- استخدم الملقط الدقيق الإضافي (الشكل التكميلي S1D) والخطاف الزجاجي العصبي (الشكل التكميلي S1E) لعزل العصب من الأسفل. حرر العصب بعناية من الأنسجة الضامة المحيطة في موقع بالقرب من المدور في عظم الفخذ ، وهو الأقرب إلى الورك والأبعد عن الركبة.
- اترك العصب يستقر على القضيب الزجاجي وتأكد من أن نهاية القضيب تمنع العصب من التدحرج.
- ضع عقدة جراحية لربط 1/3 من عرض العصب الوركي باستخدام خياطة نايلون 9-0 ، قبل أن تنقسم إلى فروع العصب الشظوي والظنبوبي والجداريالمشترك 3.
ملاحظة: يحدث التفرع عندما يتدفق العصب الوركي أسفل الركبة ، بعيدا عن الورك. نظرا لأن هذه الفروع الثلاثة للعصب لها ثلاثة تعصيبات مختلفة ، فمن الضروري وضع العقدة الجراحية قبل التفرع لضمان نفس العجز العصبي في جميع جراحات الحيوانات. - احرص على تثبيت الخيوط بالقرب من العقدة عند سحب الخيوط بإحكام ، حتى لا تشد العصب بقوة مفرطة لتجنب انزلاق العصب عن القضيب الزجاجي وتجنب المزيد من إصابات التمدد.
- قم بفك العصب بعناية من القضيب الزجاجي بمجرد اكتمال العقدة وإعادته إلى الموقع الأصلي عند المستوى أسفل العضلات المنفصلة.
- خياطة شق العضلات باستخدام خياطة بولي جليكوليك 5-0 قابلة للامتصاص. بشكل منفصل ، خياطة الجلد باستخدام خياطة البولي بروبلين 6-0 غير قابلة للامتصاص.
- سجل وقت توقف الجراحة والتخدير. اسمح للماوس بالاستيقاظ ، بمفرده في قفص التعافي ، قبل إعادته إلى قفص نظيف جديد.
ملاحظة: طوال الجراحة ، اضغط على أصابع الحيوان لتأكيد الصيانة الكافية للتخدير ومراقبة تنفسه والتروية الجسدية (أحمر ، وردي ، شاحب). إذا انخفض التنفس بشكل كبير أو بدا الحيوان شاحبا ، ففكر في تقليل تدفق التخدير أو زيادة تدفق الأكسجين واحصل على حقنة مملوءة بمحلول ملحي جاهز للحقن تحت الجلد لإعادة ترطيب الحيوان. في جميع الأوقات ، يجب أن يكون للحيوان مصدر حرارة يوضع تحته للحفاظ على دفء الجسم.
6. إجراء جراحة الشام لحيوانات التحكم
- اتبع الخطوات 5.1-5.11 من العملية الجراحية ؛ استبعاد الخطوات من 5.4 إلى 5.9.
7. الاختبارات السلوكية بعد الجراحة
ملاحظة: تأكد من أن المجرب أعمى عن أي علاج. سوف يتطور ألم الأعصاب المزمن على مدى 2 أسابيع بعد الجراحة ، وبعد ذلك يمكن إجراء الاختبارات السلوكية بعد إدارة المركبات ذات الأهمية.
- استخدم اختبار فون فراي أو هارجريفز أو اللوح الساخن لتقييم كل من فرط الحساسية الحرارية والميكانيكية وانعكاسها المحتمل.
- قم بإزالة أي من الدراسة إذا كان يفي بمعايير نقطة النهاية كما هو موضح من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية.
- القتل الرحيم للحيوانات باتباع الإجراءات الموضحة من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المؤسسية في نهاية الاختبار السلوكي.
8. تحليل البيانات
- فون فراي:
- قم بتحليل البيانات باستخدام الطريقة اللابارامترية لديكسون ، كما وصفها تشابلان وزملاؤه23 ، وعبر عن البيانات على أنها متوسط عتبة الانسحاب.
- في الصفحة الرئيسية للبرنامج المرجعي (انظر جدول المواد) ، حدد جميع الخيوط التي تم استخدامها للدراسة (2.44 و 2.83 و 3.22 و 3.61 و 4.08 و 4.31 و 4.56). في لوحة المجموعة ، حدد الفتيل المقابل للمحاكاة الأخيرة. في المربع الفارغ ، أبلغ عن الردود الإيجابية (X) والسلبية (o). اكتب الحدود المبلغ عنها في المربع الموجود على يسار نمط الردود المرصود.
ملاحظة: يرد مثال على النمط والقياس الكمي في الشكل التكميلي S2.
- في الصفحة الرئيسية للبرنامج المرجعي (انظر جدول المواد) ، حدد جميع الخيوط التي تم استخدامها للدراسة (2.44 و 2.83 و 3.22 و 3.61 و 4.08 و 4.31 و 4.56). في لوحة المجموعة ، حدد الفتيل المقابل للمحاكاة الأخيرة. في المربع الفارغ ، أبلغ عن الردود الإيجابية (X) والسلبية (o). اكتب الحدود المبلغ عنها في المربع الموجود على يسار نمط الردود المرصود.
- قم بتحليل البيانات باستخدام الطريقة اللابارامترية لديكسون ، كما وصفها تشابلان وزملاؤه23 ، وعبر عن البيانات على أنها متوسط عتبة الانسحاب.
- هارجريفز ولوح ساخن:
- قم بالإبلاغ عن زمن الانتقال في جدول بيانات لمزيد من التحليل الإحصائي.
- ارسم النتائج كمتوسط للحساسيات (العتبات أو زمن الوصول) كدالة للوقت.
9. تعليمات حول كيفية جعل هوك الزجاج العصبي
ملاحظة: مارس السلامة من الحرائق طوال هذه العملية. ارتد الحماية المناسبة ، مثل القفازات المقاومة للحرارة أو النظارات حسب الضرورة.
- قم بتشغيل موقد بنسن.
- أمسك أحد طرفي القضيب الزجاجي (A) بالنار بيد واحدة. عندما يذوب هذا القضيب الزجاجي ، استخدم قضيبا زجاجيا آخر (B) في اليد الأخرى لتوجيه وسحب الزجاج الذائب على القضيب A. قم بإزالة القضيب الزجاجي A من النار واترك نهاية الجزء المصهور يتدحرج بشكل طبيعي إلى الداخل لتشكيل شكل كرة صغيرة. استخدم القضيب الزجاجي B لتوجيه هذا الشكل.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
تم إحداث ألم الأعصاب المزمن من خلال الربط الجزئي للعصب الوركي لذكور الفئران C57Bl6 / J (الشكل 1 أ). تم تقييم الحساسية الميكانيكية باستخدام خيوط فون فراي وطريقة "صعودا وهبوطا". تم تقييم الحساسية الحرارية للحرارة باستخدام اختبارات Hargreaves والألواح الساخنة. تم تحليل جميع البيانات بمقاييس متكررة ثنائية الاتجاه ANOVA مع تصحيح Geisser-Greenhouse ، لمقارنة تأثير جراحة pSNL على الحيوانات الوهمية بمرور الوقت أو تأثيرات جرعات مختلفة من المورفين والإيبوبروفين.
أظهرت الفئران التي خضعت لجراحة pSNL عتبات أقل للمنبهات الميكانيكية مقارنة بالحيوانات الوهمية على مدار 28 يوما (الشكل 1 ب). تم الحصول على نتائج مماثلة مع تقييم فرط الحساسية الحرارية. تم زيادة كمون انسحاب المخلب بعد التعرض لمحفز حراري مشع في pSNL (الشكل 1C) ، وكذلك كمون الانسحاب عند وضع الحيوانات على لوحة 52 درجة مئوية (الشكل 1 د).
بعد إنشاء ألم الأعصاب المزمن ، بعد 14 يوما من الجراحة ، قمنا بتقييم التأثيرات المضادة للحساسية لجرعات مختلفة من المورفين أو الإيبوبروفين. تم حقن الفئران داخل الصفاق إما بمحلول ملحي أو بجرعتين مختلفتين من المورفين (1 و 5 مغ / كغ). أظهرت كلتا المجموعتين المحقونتين بالمورفين انعكاسا لفرط الحساسية الناجم عن pSNL ، والذي استمر من 1 (1 مجم / كجم) إلى 2 ساعة (5 مجم / كجم) (الشكل 2 أ). عاد فرط الحساسية الميكانيكية إلى خط الأساس 4 ساعات بعد حقن المورفين. عندما تم إعطاء جرعتين مختلفتين من الإيبوبروفين (10 و 30 ملغم / كغم) داخل الصفاق للفئران ، أظهرت النتائج انخفاضا في فرط الحساسية الميكانيكية مقارنة بالفئران المحقونة بالمحلول الملحي (الشكل 2 ب). استمرت الآثار المضادة للألم من ايبوبروفين تصل إلى 2 ساعة. بشكل عام ، أظهرت النتائج أن جراحة pSNL تسبب ألما عصبيا مزمنا طويل الأمد. علاوة على ذلك ، تمكنا من إثبات أن هذا النموذج حساس لجرعات مختلفة من المسكنات.
الشكل 1: فرط الحساسية الحرارية والميكانيكية طويل الأمد في الفئران بسبب الربط الجزئي للعصب الوركي. تم تقييم الحساسية الحرارية للحرارة (اختبار هارجريفز والصفيحة الساخنة) والحساسية الميكانيكية لخيوط فون فراي لفحص تحريض واستمرار فرط الحساسية في نموذج لألم الأعصاب المزمن (pSNL). تم قياس القيم الأساسية قبل ربط العصب الوركي ، وتم تقييم فرط الحساسية على مدار 28 يوما بعد الجراحة. (أ) يمثل الشكل الربط الجزئي للعصب الوركي. (ب) تمت مقارنة عتبات السحب الميكانيكية بين الفئران الوهمية و pSNL في كل نقطة زمنية. كشفت التدابير المتكررة ثنائية الاتجاه ANOVA مع تصحيح Geisser-Greenhouse عن تأثير كبير ل pSNL (F (1 ، 10) = 222.3 ، p < 0.0001 ، n = 5-7 لكل حالة). أظهر اختبار المقارنات المتعددة ل Sidak زيادة كبيرة في فرط الحساسية بين اليومين 1 و 28 (p < 0.05). (ج) تمت مقارنة زمن انتقال الانسحاب الحراري ، الذي تم قياسه بواسطة اختبار هارجريفز ، بين الفئران الوهمية و pSNL. كشفت التدابير المتكررة ثنائية الاتجاه ANOVA مع تصحيح Geisser-Greenhouse عن تأثير كبير ل pSNL (F (1 ، 8) = 113.8 ؛ p < 0.0001 ، n = 4-6 لكل شرط). أظهر اختبار المقارنات المتعددة لسيداك زيادة كبيرة في فرط الحساسية في اليومين 2 و 14 (ص < 0.05). (د) تمت مقارنة زمن انتقال السحب الحراري ، الذي تم قياسه بواسطة اختبار الصفيحة الساخنة ، بين الفئران الوهمية و pSNL. كشفت ANOVA العادية ثنائية الاتجاه عن تأثير كبير ل pSNL (F (1 ، 32) = 19.10 ، p = 0.0001 ، n = 4-6 لكل حالة). أظهر اختبار المقارنات المتعددة لسيداك زيادة كبيرة في الحساسية للحرارة في 4 أسابيع بعد جراحة pSNL (p = 0.0026). يتم تقديم البيانات كمتوسط ± اختصارات S.E.M: PSNL = ربط جزئي للعصب الوركي. BL = خط الأساس. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل 2: انعكاس فرط الحساسية الميكانيكية الناجم عن pSNL المعتمد على الجرعة عن طريق الحقن داخل الصفاق للمورفين أو الإيبوبروفين. تم تقييم فرط الحساسية الميكانيكية (باستخدام خيوط فون فراي) لفحص التأثيرات المحتملة المضادة للحساسية للمورفين أو الإيبوبروفين في نموذج فأر من pSNL. تم الحصول على قيم خط الأساس (pre-pSNL) قبل ربط العصب الوركي. بعد إنشاء آلام الأعصاب المزمنة ، في اليوم 14 تم تحديد الحيوانات مرة ثانية لضمان فرط الحساسية الناجم عن pSNL (بعد pSNL). بعد ذلك ، تم حقن جرعتين من المورفين (1/5 مجم / كجم) أو الإيبوبروفين (10/30 مجم / كجم) داخل الصفاق. تم تقييم الانعكاس المحتمل لفرط الحساسية الميكانيكية على مدى 4 ساعات بعد الحقن. (أ) تمت مقارنة عتبات السحب الميكانيكية بين الحالة الملحية وجرعتي المورفين. كشفت التدابير المتكررة ثنائية الاتجاه ل ANOVA مع تصحيح Geisser-Greenhouse عن تأثير معنوي قدره 1 ملغم / كغم من المورفين (F (1 ، 11) = 11.16 ، p = 0.0066 ، n = 6-7 لكل حالة) وتأثير معنوي قدره 5 ملغم / كغم من المورفين (F (1 ، 10) = 21.78 ، p = 0.0009 ، n = 6 لكل حالة). أظهر اختبار المقارنات المتعددة لسيداك انخفاضا كبيرا في فرط الحساسية الميكانيكية بعد 1 ساعة من الحقن لكلتا الجرعتين ، ولكن فقط تأثير كبير لحالة 5 مجم / كجم عند 2 ساعة (* p < 0.05). (ب) تمت مقارنة عتبات السحب الميكانيكية بين الحالة الملحية وجرعتي الإيبوبروفين. كشفت التدابير المتكررة ثنائية الاتجاه ل ANOVA مع تصحيح Geisser-Greenhouse عن تأثير معنوي قدره 10 ملغم / كغم من الإيبوروفين (F (1 ، 11) = 7.788 ، p = 0.0176 ، n = 6-7 لكل حالة) وتأثير معنوي قدره 30 ملغم / كغم من الإيبوبروفين (F (1 ، 10) = 18.79 ، p = 0.0015 ، n = 6 لكل حالة). أظهر اختبار المقارنات المتعددة ل Sidak انخفاضا كبيرا في فرط الحساسية الميكانيكية 1 و 2 h بعد الحقن لكلتا الجرعتين (* p < 0.05). يتم تقديم البيانات كمتوسط ± اختصارات S.E.M: PSNL = ربط جزئي للعصب الوركي. IP = داخل الصفاق. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.
الشكل التكميلي S1: الأدوات الجراحية. توضح الصورتان الأدوات المختلفة المستخدمة في الجراحة. (أ) حامل إبرة كاستروفيجو الناعم؛ (ب) حامل إبرة كاستروفييخو؛ (ج) ملقط ميكرو أدسون؛ (د) ملقط جراف ناعم للغاية ؛ (ه) خطاف زجاج الأعصاب؛ (و) مقص ناعم (11.5 سم)؛ (ز) مقص ناعم (9 سم) ؛ (ح) ربط الملقط؛ (I) ملقط القزحية. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
الشكل التكميلي S2: النمط التمثيلي لاستجابات سحب المخلب كما تم قياسه بواسطة اختبار خيوط فون فراي. في هذه التجربة ، لم يستجب الفأر للمحفزات الثلاثة الأولى ولكنه سحب مخلبه على التحفيز الرابع بخيوط 4.56. بعد الاستجابة الإيجابية (x) ، تم استخدام خيوط أرق (4.31) ، تليها خيوط ذات أحجام أصغر حتى لا يستجيب الماوس لخيوط أخرى (في هذه الحالة ، 4.08). يجب على المجرب تقليل حجم الخيوط ، واحدة تلو الأخرى ، حتى غياب الاستجابة (o). بعد غياب الاستجابة ، استخدم المجرب خيطا أكثر سمكا حتى حصلوا على استجابة إيجابية وقللوا من حجمهم بعد الاستجابة الإيجابية (تم الحصول عليها هنا مع خيوط 4.31). تم إجراء أربعة محفزات بعد الاستجابة الإيجابية الأولى. يتم شرح النمط الزمني لكل تحفيز بأرقام باللون الأحمر في اللوحة A. في هذه الحالة ، لم يتم استخدام الخيوط من 2.44 إلى 3.22 مطلقا لأن الحيوان لم يظهر استجابة إيجابية مع الخيوط 3.61. (ب) ثم تم ملء نمط الردود في برنامج Allodynia ، وتم الإبلاغ عنه بنفس الترتيب الذي تم به تطبيق الخيوط (000xx0x0) ، في المربع المظلل باللون الأبيض. ثم تم حساب العتبة الناتجة بواسطة البرنامج (2.60839). الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
الجدول التكميلي S1: ورقة جمع البيانات لاختبار فون فراي. يسمح هذا الجدول للمجربين بملء أنماط الاستجابات عند استخدام خيوط فون فراي. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
غالبا ما يتطلب علاج الألم المزمن أدوية طويلة الأمد ، مما يجعل إدارة الألم أمرا صعبا. وبالتالي ، فإن النماذج قبل السريرية هي أداة أساسية لتقييم الفوائد المحتملة للعلاجات المبتكرة التي تعتمد على الأساليب الدوائية أو غير الدوائية. تجلب النماذج العديدة لألم الأعصاب المزمن تحديات بسبب زيادة التباين في التقنيات الجراحية بين مختلف الباحثين ، مما يؤدي إلى تقليل قابلية التكاثر. وبالتالي ، من الضروري توصيف التأثيرات المحتملة المضادة للحساسية للعلاجات الجديدة في نماذج متعددة تتميز بشكل جيد وموحدة.
يوضح هذا التقرير أن الربط الجزئي للعصب الوركي يؤدي إلى تطور ألم الأعصاب المزمن طويل الأمد في الفئران باستخدام طرق غير مكلفة نسبيا. يبالغ pSNL في الاستجابات للمنبهات الحرارية والميكانيكية ، ويستجيب النموذج لإدارة المسكنات شائعة الاستخدام بطريقة تعتمد على الجرعة. لذلك ، يبدو أن نموذج pSNL هو نموذج مناسب وحساس لتقييم الفوائد المحتملة للأدوية الجديدة. الخصائص الأساسية لألم الأعصاب هي فرط التألم و allodynia. يوضح هذا التقرير كيف تتأثر آلام الخيفية الميكانيكية وفرط التألم الحراري. ومع ذلك ، لم يتم قياس فرط التألم الميكانيكي. هناك منطقة رمادية كبيرة من التداخل بين آلام الظهر وفرط التألم. يندرج كلا الأحاسيس تحت مظلة فرط الحساسية العامة للتحفيز الحسي24. وبالتالي ، قد ينظر إلى الإحساس المحفز على أنه إحساس آخر ، مثل الحرارة مثل الألم البارد أو اللمس كشعور بالحرق. لذلك ، غالبا ما يصعب التمييز بين فرط التألم والألم الخيفي ، خاصة في نماذج الألم الحيوانية.
تم استخدام نموذج pSNL في العديد من دراسات الألم المزمن لتقييم تأثير المركبات المسكنة ، والآليات الأساسية للألم المزمن ، أو حتى التأثير المعرفي لألم الأعصاب طويل الأمد. يسمح استمرار فرط الحساسية الميكانيكية لمدة تصل إلى 70 يوما بدراسة الآثار طويلة المدى للعقاقير الجديدة25. الأهم من ذلك ، أن الفترة المثلى للاختبار السلوكي تشمل الأسابيع الأول والثاني والثالث بعد الجراحة ، بمجرد تحديد الألم المزمن8،11،26،27. لتقييم فعالية وفعالية دواء أو علاج غير دوائي ، ينبغي النظر في علاجات التحكم الإيجابي مثل المورفين أو الإيبوبروفين ، اعتمادا على التصميم التجريبي. على عكس اختبار نفض الغبار عن الذيل ، يطبق اختبار الصفيحة الساخنة حافزا على المخلب الذي يدمج المسارات فوق الشوكية19. تم استخدام اختبار الصفيحة الساخنة على نطاق واسع لتوصيف خصائص مضادات الحساسية للأدوية في نماذج آلام الأعصاب المزمنة في الدراسات الحديثة19،28،29،30،31،32،33.
تم استخدام هذا النموذج لتوصيف العلاجات الجديدة غير الأفيونية وتحديد مسار ألم جديد يتضمن مستقبلات نيوروتينسين من النوع 211,13. كما تم استخدامه لإثبات تورط التحويرات السكرية في الألم المزمن12 وتطوير علاجات ومسارات جديدة عند تقاطع النوم والألم10. ومع ذلك ، حتى يومنا هذا ، لم تقدم أي مقالات شرحا مفصلا للجراحة يكمله فيديو وصفي.
من الانتقادات الشائعة ل pSNL والنماذج المماثلة موثوقية اتساق درجة الضرر الناجم عن إصابة العصب العصبي بين الحيوانات6. توضح هذه المقالة إجراء لإذابة قضيب زجاجي وقولبته يدويا لإنشاء خطاف زجاجي عصبي خاص لمعالجة هذه المشكلة. تستخدم معظم جراحات الحيوانات ملقط لالتقاط الأعصاب الدقيقة أو الأوعية. تسمح أداة الخطاف الزجاجي العصبي بطريقة أكثر أمانا وأقل عرضة للإصابة للتعامل مع العصب. على الرغم من أن الغرض من هذا النموذج هو إحداث إصابة عصبية ، إلا أنه من الحكمة تجنب حدوث أضرار إضافية للعصب بخلاف تلك التي تسببها الخيط الذي يتم وضعه من خلال ثلث عرض العصب الوركي. الخطاف الزجاجي العصبي هو سطح أملس وغير ضار ليستريح عليه العصب. بالإضافة إلى ذلك ، تسمح الكرة / الخطاف الموجود في النهاية بسهولة الالتقاط والتثبيت. علاوة على ذلك ، عند خياطة العصب ، توصي التقنية الموضحة أعلاه (ملاحظة قسم البروتوكول 5.7) بإمساك الخيوط بعمق داخل تجويف الجسم ، الأقرب إلى مكان ظهور العقدة. هذا يتجنب التجاذب في نهاية الغرز ويعزز تطبيق التوتر على الخيط الأقرب إلى العصب عند شد العقدة. تمنع هذه التقنية إصابة تمدد إضافية إذا تم سحب العصب عن غير قصد من الخطاف الزجاجي العصبي ، نحو الجزء الخارجي من التجويف في عملية ربط العقدة بإحكام. ميزة إضافية واحدة هي استخدام مقص غرامة لجعل القطع الأولي. هذا يسمح بموقع شق أصغر بكثير وبالتالي شفاء أسرع ، على عكس الجروح الأكبر المصنوعة من شفرات المشرط.
الطرق المذكورة في هذه المقالة لها بعض القيود أيضا. يتأثر تطور الألم المزمن في نموذج pSNL بجنس الحيوانات34. لذلك ، من الضروري أن تشمل الدراسات البحثية كلا الجنسين في تحليلها. كان الغرض من هذا التقرير هو التركيز على إجراء جراحي ولم يميز إزدواج الشكل الجنسي لنموذج الألم. تجدر الإشارة إلى أن قياسات الحساسية الحرارية في الفئران باستخدام اختبار هارجريفز تمثل تحديا. يطلب من الحيوانات الوقوف ساكنا في حاوية صغيرة لبضع ثوان أثناء تطبيق التحفيز. وبالتالي ، فإن تعويد الفئران على حاوية زجاج شبكي هو عامل رئيسي في الحصول على نتائج ناجحة. يتطلب قياس الألم المستثار أيضا تدريبا دقيقا للمجرب . يوصى بإجراء اختبارات سلوكية مستثارة وعفوية لتقييم الحساسية الحرارية والميكانيكية ، وكذلك وظائف الطرف. بالإضافة إلى ذلك ، في هذه الدراسة ، تم استخدام المورفين والإيبوبروفين كضوابط إيجابية للتأثير المضاد للحساسية. تم اختيار هذين العقارين لأنهما يستخدمان بشكل شائع كعناصر تحكم إيجابية في نماذج الألم المتعددة ويسمحان بإجراء مقارنة أفضل بين النماذج المختلفة. ومع ذلك ، من المهم الإشارة إلى أن بريجابالين وجابابنتين غالبا ما يتم وصفهما لعلاج آلام الأعصاب ، ويجب أن تتضمن الدراسات التي تركز على إدارة آلام الأعصاب هذه الأدوية كضوابط إيجابية.
يصف هذا التقرير بدقة عملية جراحية شائعة الاستخدام لدراسة آلام الأعصاب المزمنة. إن السماح للباحثين والمتدربين بالاستفادة من الوصف المرئي لنموذج الفأر هذا سيسهل تطوير المشاريع البحثية التي تركز على فهم آليات الألم المزمن أو تهدف إلى توصيف العلاجات المبتكرة. علاوة على ذلك ، يعد استخدام نماذج الألم المتعددة أمرا ضروريا لتحسين قابلية التكاثر ، وسيسهل هذا التقرير تنفيذ نموذج pSNL في المختبرات الجديدة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح للإبلاغ عنه. لم يتلق أي من مؤلفي المخطوطة أي مكافأة أو أي تعويض أو مكافأة بأي طريقة أخرى. لا ينتمي المؤلفون إلى أي بائع أو شركة أدوية مرتبطة بهذه الدراسة.
Acknowledgments
تم دعم هذا البحث من قبل المركز الوطني للصحة التكميلية والتكاملية [R01AT009716 ، 2017] (M.M.I.) ، والمركز الشامل للألم المزمن والإدمان - جامعة أريزونا (M.M.I.) ، وبرنامج تدريب العلماء الطبيين (MSTP) في جامعة أريزونا ، كلية الطب ، توكسون.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5/0, FS-2, 30" Undyed PGA Braided Polyglycolic Acid Synthetic Absorbable Suture | CP Medical | 421A | https://cpmedical.com/suturesearch/product/421a-visorb-50-fs-2-30/ |
| 6/0, P-1, 18" Blue Polypropylene Monofilament Non-Absorbable Suture | CP Medical | 8697P | https://cpmedical.com/suturesearch/product/8697p-polypro-60-p-1-18/ |
| 9/0 (0.3 metric) Nylon Black Monofilament Suture | Crestpoint Ophthalmics | MANI 1407 | https://crestpointophthalmics.com/mani-1407-suture-trape-spatula-nylon-black-mono-box-of-12.html |
| Allodynia Software | National Instruments, LabView 2015 | Quantification of mean withdrawal thresholds (Von Frey data) | |
| C57Bl6/J mice | The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME | 000664 | https://www.jax.org/strain/000664 |
| Castroviejo needle holder | Fine Science Tools | 12565-14 | https://www.finescience.com/en-US/Products/Wound-Closure/Needle-Holders/Castroviejo-Needle-Holder/12565-14 |
| Cold Hot Plate Test | Bioseb | BIO-CHP | https://www.bioseb.com/en/pain-thermal-allodynia-hyperalgesia/563-cold-hot-plate-test.html |
| Elevated metal mesh stand for Von Frey | Bioseb | BIO-STD2-EVF | https://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1689-elevated-metal-mesh-stand-30-cm-height-to-fit-up-to-2-pvf-cages.html |
| Extra fine Graefe forceps | Fine Science Tools | 11152-10 | https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-curved-medium-point-general-purpose-forceps/16100110 |
| Fine Castroviejo needle holder | Simovision/Geuder | 17565 | https://simovision.com/assets/Uploads/Brochure-Geuder-Ophthalmic-Surgical-Instruments-EN2.pdf |
| Fine scissors (11.5 cm) | Fine Science Tools | 14558-11 | https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-11 |
| Fine scissors (9 cm) | Fine Science Tools | 14558-09 | https://www.finescience.com/en-US/Products/Scissors/Standard-Scissors/Fine-Scissors-Tungsten-Carbide-ToughCut%C2%AE/14558-09 |
| Iris forceps | Fine Science Tools | 11064-07 | https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Fine-Forceps/Iris-Forceps/11064-07 |
| Micro Adson forceps | Fine Science Tools | 392487 | https://www.fishersci.com/shop/products/micro-adson-tissue-forceps-1x2-teeth-german-steel/13820072#?keyword=adson%20forceps |
| Modular holder cages for rats and mice | Bioseb | BIO-PVF | https://www.bioseb.com/en/pain-mechanical-allodynia-hyperalgesia/1206-modular-holder-cages-for-rats-and-mice.html |
| Moretti/Effetre #240 Light Cobalt Blue glass rods 4 mm | Ebay | N/A | https://www.ebay.com/itm/402389491328?hash=item5db0485e80:g:agYAAOS w9CtfnIVJ&amdata=enc %3AAQAHAAAAwCoqvgWRo NTe5Vq8PWOgfE4ygWeW4tL k81J1AFu%2Fkcbsk6pxYtJi6 digE5TL9SzlgMzYUMNDr%2B dku2%2B%2FEvB1qXqFmebE 020SGs9LPDXLL5w21un7jrM0 9xfWYvIzBYQYh6FRWyUJngC uuA9Bkjb9lxtZoYlg5y6PyFR2P 34xFk5xaNC5ib65M1%2Fr%2F 4w2Iw45QqsSyXH2cuUKRom0 AGBoBaIr%2BbJw1VnlMjGuc9dtx 4fbPbqoBNSWjj3RbZPOPTYS8Q %3D%3D%7Ctkp%3ABk9SR4q6- 6LfYA |
| Plantar Test for Thermal Stimulation - Hargreaves Apparatus | Ugo Basile | 37570 | https://ugobasile.com/products/categories/pain-and-inflammation/plantar-test-for-thermal-stimulation |
| Touch-Test Sensory Evaluators, Set of 20 Monofilaments | North Coast Medical | NC12775-99 | https://www.ncmedical.com/products/touch-test-sensory-evaluators_1278.html |
| Tying forceps | Duckworth & Kent | 2-504ER8 | https://duckworth-and-kent.com/product/tying-forceps-9/ |
References
- Hassett, A. L., Gevirtz, R. N. Nonpharmacologic treatment for fibromyalgia: patient education, cognitive-behavioral therapy, relaxation techniques, and complementary and alternative medicine. Rheumatic Disease Clinics of North America. 35 (2), 393-407 (2009).
- Hylands-White, N., Duarte, R. V., Raphael, J. H. An overview of treatment approaches for chronic pain management. Rheumatology International. 37 (1), 29-42 (2017).
- Campbell, J. N., Meyer, R. A.
- Colloca, L., et al.
- Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochimica et Biophysica Acta. 1802 (10), 924-933 (2010).
- Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and cons. International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
- Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33 (1), 87-107 (1988).
- Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury. Pain. 43 (2), 205-218 (1990).
- Hasnie, F. S., Wallace, V. C., Hefner, K., Holmes, A., Rice, A. S. Mechanical and cold hypersensitivity in nerve-injured C57BL/6J mice is not associated with fear-avoidance-and depression-related behaviour. British Journal of Anaesthia. 98 (6), 816-822 (2007).
- Ito, H., et al. Suvorexant and mirtazapine improve chronic pain-related changes in parameters of sleep and voluntary physical performance in mice with sciatic nerve ligation. PLoS One. 17 (2), 0264386 (2022).
- Martin, L., et al. Conotoxin contulakin-G engages a neurotensin receptor 2/R-type calcium channel (Cav2.3) pathway to mediate spinal antinociception. Pain. 163 (9), 1751-1762 (2021).
- Peiser-Oliver, J. M., et al. Glycinergic modulation of pain in behavioral animal models. Frontiers in Pharmacology. 13, 860903 (2022).
- Ramiro, I. B. L., et al. Somatostatin venom analogs evolved by fish-hunting cone snails: From prey capture behavior to identifying drug leads. Science Advances. 8 (12), (2022).
- Chung, J. M. Encyclopedia of Pain. Schmidt, R. F., Willis, W. D. , Springer. Berlin Heidelberg. 1299-1300 (2007).
- Zahn, P. K., Brennan, T. J. Primary and secondary hyperalgesia in a rat model for human postoperative pain. Anesthesiology. 90 (3), 863-872 (1999).
- Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
- Yeomans, D. C., Proudfit, H. K. Characterization of the foot withdrawal response to noxious radiant heat in the rat. Pain. 59 (1), 85-94 (1994).
- Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of thermal pain sensation in rats and mice using the Hargreaves test. Bio-Protocol. 7 (16), 2506 (2017).
- Hook, M. A., et al. The impact of morphine after a spinal cord injury. Behavioural brain research. 179 (2), 281-293 (2007).
- Loram, L. C., et al. Prior exposure to repeated morphine potentiates mechanical allodynia induced by peripheral inflammation and neuropathy. Brain, behavior, and immunity. 26 (8), 1256-1264 (2007).
- Green-Fulgham, S. M., et al. Oxycodone, fentanyl, and morphine amplify established neuropathic pain in male rats. Pain. 160 (11), 2634-2640 (2019).
- Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 284 (2017).
- Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
- Jensen, T. S., Finnerup, N. B. Allodynia and hyperalgesia in neuropathic pain: clinical manifestations and mechanisms. Lancet Neurology. 13 (9), 924-935 (2014).
- Malmberg, A. B., Gilbert, H., McCabe, R. T., Basbaum, A. I. Powerful antinociceptive effects of the cone snail venom-derived subtype-selective NMDA receptor antagonists conantokins G and T. Pain. 101 (1-2), 109-116 (2003).
- Nakamura, Y., et al. Neuropathic pain in rats with a partial sciatic nerve ligation is alleviated by intravenous injection of monoclonal antibody to high mobility group box-1. PLoS One. 8 (8), 73640 (2013).
- Sherman, K., et al. Heterogeneity in patterns of pain development after nerve injury in rats and the influence of sex. Neurobiology of Pain. 10, 100069 (2021).
- Ba, X., et al. Cinobufacini protects against paclitaxel-induced peripheral neuropathic pain and suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation in rats. Biomedicine Pharmacotherapy. 108, 76-84 (2018).
- Hao, Y., et al. Huachansu suppresses TRPV1 up-regulation and spinal astrocyte activation to prevent oxaliplatin-induced peripheral neuropathic pain in rats. Gene. 680, 43-50 (2019).
- Guo, J., et al. Effects of resveratrol in the signaling of neuropathic pain involving P2X3 in the dorsal root ganglion of rats. Acta Neurologica Belgica. 121 (2), 365-372 (2021).
- Ni, W., Zheng, X., Hu, L., Kong, C., Xu, Q. Preventing oxaliplatin-induced neuropathic pain: Using berberine to inhibit the activation of NF-kappaB and release of pro-inflammatory cytokines in dorsal root ganglions in rats. Experimental and Therapeutic Medicine. 21 (2), 135 (2021).
- Wang, J., et al. Selective activation of metabotropic glutamate receptor 7 blocks paclitaxel-induced acute neuropathic pain and suppresses spinal glial reactivity in rats. Psychopharmacology. 238 (1), 107-119 (2021).
- Sun, C., Wu, G., Zhang, Z., Cao, R., Cui, S. Protein tyrosine phosphatase receptor type D regulates neuropathic pain after nerve injury via the STING-IFN-I pathway. Frontiers in Molecular Neuroscience. 15, 859166 (2022).
- Coyle, D. E., Sehlhorst, C. S., Mascari, C. Female rats are more susceptible to the development of neuropathic pain using the partial sciatic nerve ligation (PSNL) model. Neuroscience Letters. 186 (2-3), 135-138 (1995).
