Eficacia de la punción subcutánea de Fu en el dolor del nervio ciático: cambios conductuales y electrofisiológicos en un modelo de rata con lesión por constricción crónica

Resumen

Presentamos un protocolo para el uso de la punción subcutánea de Fu en un modelo de lesión por constricción crónica para inducir dolor del nervio ciático en ratas.

Resumen

La punción subcutánea (FSN) de Fu, una técnica de acupuntura inventada de la medicina tradicional china, se utiliza en todo el mundo para aliviar el dolor. Sin embargo, los mecanismos de acción aún no se comprenden completamente. Durante el tratamiento con FSN, la aguja FSN se inserta y se retiene en los tejidos subcutáneos durante un largo período de tiempo con un movimiento de balanceo. Sin embargo, los investigadores plantean desafíos al mantener una postura mientras se manipula la FSN en modelos animales (por ejemplo, ratas). Un tratamiento incómodo puede provocar miedo y resistencia a las agujas FSN, lo que aumenta el riesgo de lesiones e incluso puede afectar a los datos de la investigación. La anestesia también puede afectar los resultados del estudio. Por lo tanto, existe la necesidad de estrategias en la terapia de FSN en animales que minimicen las lesiones durante la intervención. Este estudio emplea un modelo de lesión por constricción crónica en ratas Sprague-Dawley para inducir dolor neuropático. Este modelo replica el dolor inducido por la lesión nerviosa observada en humanos a través de la constricción quirúrgica de un nervio periférico, imitando la compresión o atrapamiento que se observa en afecciones como los síndromes de compresión nerviosa y las neuropatías periféricas. Introducimos una manipulación apropiada para insertar fácilmente una aguja FSN en la capa subcutánea del cuerpo del animal, incluida la inserción y dirección de la aguja, la retención de la aguja y el movimiento de balanceo. Minimizar la incomodidad de la rata evita que la rata esté tensa, lo que hace que el músculo se contraiga y dificulte la entrada de la aguja y mejora la eficiencia del estudio.

Introducción

Se estima que el dolor neuropático, definido como el dolor causado por daño nervioso, afecta al 6,9%-10% de la población mundial, y la prevalencia a lo largo de la vida es del 49%^-70%^1,2. También se considera uno de los síndromes de dolor más difíciles de manejar. El uso de agentes farmacológicos para el manejo del dolor neuropático ha tenido un éxito limitado, ya que los analgésicos comúnmente prescritos, como los antiinflamatorios no esteroideos y los opioides, han mostrado poca eficacia para aliviar este tipo de dolor ^3,4. Por lo tanto, existe una gran necesidad de explorar nuevas opciones de tratamiento, especialmente tratamientos no farmacológicos. La acupuntura, como intervención no farmacológica, puede aliviar el dolor neuropático al ejercer efectos analgésicos sobre el sistema somatosensorial. Tanto los estudios clínicos como los preclínicos han indicado que la acupuntura es eficaz para aliviar los síntomas del dolor neuropático sin efectos secundarios significativos ^5,6,7. Sin embargo, el mecanismo central del tratamiento con acupuntura para el alivio del dolor en el dolor neuropático aún no se ha investigado más a fondo.

En los últimos años, la punción subcutánea de Fu (FSN) ha ganado popularidad para el tratamiento de trastornos neurológicos relacionados con el^dolor. La NSF se originó a partir de la acupuntura tradicional china y fue descrita por primera vez por el médico tradicional chino Zhonghua Fu en 1996 ^9,10. Si bien se originó en la acupuntura tradicional, la FSN difiere significativamente en sus técnicas y teorías de la acupuntura basada en meridianos, los principios del yin y el yang y los conceptos de puntos de acupuntura. La FSN pone mayor énfasis en los abordajes neurofisiológicos y anatómicos para abordar eficazmente el dolor miofascial¹¹. La terapia FSN se aplica en la práctica clínica para abordar diversos trastornos musculares dolorosos, dirigiéndose a los tejidos conectivos estrechamente asociados con los músculos, centrándose especialmente en el tratamiento de los músculos tensos (MT)¹². Como terapia complementaria para el alivio del dolor, también existe evidencia clínica de que la FSN es efectiva en el tratamiento de lesiones de tejidos blandos, además de proporcionar un rápido manejo del dolor y una mejoría significativa en los espasmos de los tejidos blandos^13,14. La terapia con FSN implica técnicas específicas diseñadas para abordar los puntos gatillo miofasciales (MTrP) subyacentes asociados con la afección. La posición de inserción de la aguja FSN se elige cuidadosamente en función de la ubicación de estos puntos gatillo, lo que permite apuntar con precisión a las áreas afectadas. Durante el procedimiento, la aguja FSN se inserta en la capa subcutánea, donde se detiene intencionalmente para optimizar los efectos terapéuticos. A continuación, se emplea una técnica distintiva conocida como movimiento de balanceo, que implica un suave movimiento oscilante de la aguja para estimular los tejidos y promover las respuestas terapéuticas¹⁰. El desarrollo de MTrP se asocia con la teoría de la crisis energética, que explica que factores como la sobrecarga muscular crónica, el ejercicio excesivo, las posturas de esfuerzo inadecuadas, la atrofia muscular y la degeneración pueden contribuir a la aparición de isquemia e hipoxia del tejido muscular. Se cree que esta deficiencia de oxígeno y energía dentro del tejido muscular juega un papel clave en la formación de MTrPs^15,16. Estudios previos en animales han encontrado que el tratamiento con FSN para el dolor crónico en ratas mejora la estructura morfológica y la función de las mitocondrias en las MT hasta cierto punto, validando el potencial de la terapia con FSN para promover la recuperación de los nervios y músculos dañados¹⁷.

La ciática ha sido clasificada como dolor neuropático¹⁸. Se cree que el origen del dolor neuropático se encuentra en cualquier lugar entre la placa terminal motora y la capa fibrosa externa del músculo, involucrando el sistema microvascular y los neurotransmisores a nivel celular. La pérdida de inervación muscular y la apoptosis de las células nerviosas inervadas se produce cuando se produce un daño nervioso¹⁹, lo que lleva a una marcha relacionada con el dolor en la extremidad afectada. Además, la compresión crónica o la irritación del nervio pueden conducir a una variedad de cambios en la forma de las funciones nerviosas, lo que puede exacerbar aún más los síntomas de la ciática^. Sin embargo, la complejidad del sistema nervioso dificulta su replicación in vitro, por lo que es necesario el uso de modelos animales para este tipo de estudios. En la investigación de los trastornos de dolor neuropático, los organismos modelo se emplean comúnmente, involucrando varios métodos de lesión directa de los nervios periféricos, como la ligadura del nervio ciático, la transección o la compresión^21,22. El modelo de lesión por constricción crónica (CCI) en ratas Sprague-Dawley se ha utilizado para inducir dolor neuropático. Este modelo replica el dolor inducido por la lesión nerviosa observada en humanos a través de la constricción quirúrgica de un nervio periférico, imitando la compresión o atrapamiento que se observa en afecciones como los síndromes de compresión nerviosa y las neuropatías periféricas.

En este estudio, evaluamos los efectos analgésicos de la terapia con FSN y la electroterapia de baja frecuencia (estimulador nervioso eléctrico transcutáneo, TENS) en ratas con lesión crónica por constricción y dolor neuropático. Como la anestesia ralentiza o bloquea los impulsos nerviosos y afecta la transmisión sináptica y la función neuronal²³, los animales no pueden ser anestesiados bajo todos los procedimientos de punción y movimientos de balanceo. Por lo tanto, se requiere una técnica de aguja adecuada para reducir las molestias en ratas. Se describen en detalle los pasos para establecer un modelo de CCI en ratas, la forma en que las ratas fueron tratadas con FSN combinando el movimiento de balanceo sin anestesia, las pruebas factibles de patrones de comportamiento animal y las investigaciones electrofisiológicas.

Protocolo

Todos los procedimientos que involucran a sujetos animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) del Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Taiwán (111031) en octubre de 2022 (Figura 1).

1. Preparación de los animales

1. Compre 48 ratas macho Sprague-Dawley (SD) (edad: 8-10 semanas, peso: 250-300 g).
2. Las ratas domésticas se alojan individualmente en jaulas ventiladas a 24 ± 2 °C y un ciclo de luz y oscuridad de 12 horas.
3. Alimente a las ratas con una dieta estándar de gránulos con agua potable estéril lista para usar y proporcione ropa de cama suave.

2. Agrupación de animales

1. Dividir aleatoriamente 48 ratas SD en seis grupos (n = 8 por grupo): el grupo simulado, el grupo CCI, el grupo CCI+FSN, el grupo CCI+TENS, el grupo FSN solo y el grupo TENS solo, como en el estudio anterior realizado por Chan et ^al.24.
   NOTA: Los detalles de seis grupos: (1) Grupo simulado: sin cirugía ni tratamiento; (2) Grupo CCI: preparado para cirugía sin tratamiento; (3) Grupo de tratamiento CCI+FSN: tratamiento FSN después de un modelado exitoso de CCI; (4) Grupo de tratamiento CCI+TENS: tratamiento TENS después de un modelado exitoso de CCI; (5) Grupo de tratamiento solo con FSN: solo tratamiento con FSN sin cirugía; (6) Grupo de tratamiento con TENS solo: solo tratamiento con TENS sin cirugía.

3. Establecimiento de un modelo de rata CCI

NOTA: El modelo de cirugía CCI en ratas fue modificado de acuerdo con Bennett y Xie realizado en 1988²⁵.

1. Asegúrese de que el operador use una mascarilla quirúrgica, un gorro de operación desechable y guantes estériles.
2. Desinfectar la superficie de la mesa quirúrgica con etanol al 70%. Esterilice los instrumentos (p. ej., tijeras, fórceps y retractores), gasas, grapas e hisopos de algodón mediante autoclave.
   NOTA: Se utilizan técnicas asépticas durante todo el procedimiento quirúrgico.
3. Anestesiar a las ratas con isoflurano al 4% después de la preparación estándar de la piel (afeitado) y mantener con isoflurano al 2% (Figura 2A).
   1. Confirme la profundidad adecuada de la anestesia observando la falta de respuesta después de pellizcar la pata trasera y monitoreando a las ratas anestesiadas durante todo el procedimiento.
   2. Aplique suficiente ungüento oftálmico veterinario sobre los ojos para protegerlos contra la sequedad.
4. Coloque a la rata en posición prona en la mesa de operaciones y afeite el pelo del costado de la pata trasera derecha, luego desinfecte la piel con una solución de povidona yodada y etanol al 75% tres veces. Proporcione soporte térmico durante todo el procedimiento y use paños estériles para cubrir el sitio quirúrgico.
   1. Hacer una incisión paralela en la piel 3-4 mm por debajo del fémur de unos 20-50 mm.
   2. Priorizar la identificación de las posiciones del glúteo mayor y bíceps femoral. Separe la grasa subcutánea y la fascia superficial capa por capa con unas tijeras quirúrgicas, cortando el tejido conectivo circundante para exponer el músculo (Figura 2B).
      NOTA: Para distinguir la grasa subcutánea y las capas superficiales de la fascia, observe la textura y el color. La capa de grasa subcutánea debe aparecer suave y flexible con un aspecto amarillento o blanquecino. La fascia superficial es una fina capa fibrosa situada directamente debajo de la grasa subcutánea. Diferencie entre las capas palpando suavemente o sondeando con un instrumento contundente, teniendo en cuenta que la grasa subcutánea ofrece más resistencia a la presión en comparación con la fascia superficial.
5. Con unas tijeras sin filo, corte el tejido conectivo entre los músculos glúteo superficial y bíceps femoral.
   1. Amplíe el espacio entre estos dos músculos usando un retractor para exponer el nervio ciático (Figura 2C).
      NOTA: Para identificar visualmente el nervio ciático en una rata, concéntrese en la región del muslo. Localiza el punto medio de la región del muslo para visualizar el nervio ciático. Por lo general, el nervio corre a lo largo de la cara posterior del muslo, comenzando desde la región de la cadera y extendiéndose hacia la rodilla.
   2. Sin alterar la morfología del nervio, recoja el nervio ciático con una microaguja a través de una buena fuente de luz. Ligar el nervio ciático dos veces usando ligaduras tripas crómicas 3-0, colocando los puntos de ligadura aproximadamente a 1 mm de distancia entre las dos suturas.
   3. Comenzando con un lazo suelto para cada ligadura, agarre los extremos de la ligadura cerca del lazo y apriete hasta que el lazo quede ajustado, asegurándose de que la ligadura no se deslice a lo largo del nervio. Deténgase cuando se observe un ligero espasmo de la extremidad durante la ligadura (Figura 2D).
6. Cierre el músculo y la piel capa por capa con líneas de sutura 4-0. Por último, desinfectar la herida con yodo (Figura 2E).
7. Vigile de cerca los signos vitales de las ratas durante la anestesia y colóquelas en jaulas de recuperación individuales hasta que estén despiertas antes de volver a colocarlas en sus jaulas. Forre las jaulas con ropa de cama de papel plano para evitar la asfixia en animales inconscientes. Una breve contracción en la extremidad postoperatoria indica una operación exitosa (Figura 2F).
8. Realice pruebas de hipersensibilidad al dolor varias veces antes de la ICC (línea de base) y en diferentes momentos después de la ICC.
9. Observe el dolor espontáneo y los cambios de comportamiento en los días 1, 3, 5 y 7 después de la construcción del modelo.
   NOTA: Observe la marcha y la postura de la extremidad trasera derecha y la presencia de lamidos y mordeduras en la extremidad.
   1. Identificar la presencia de dolor neuropático para determinar el establecimiento exitoso del modelo y excluir ratas no exitosas.
      NOTA: Evalúe el éxito del modelo observando signos como debilidad al caminar de las extremidades inferiores, dedos de la extremidad derecha unidos con valgo leve, colgando con frecuencia y renuencia a aterrizar. Observa a la rata de pie con la extremidad trasera izquierda soportando el peso, mientras que la extremidad trasera derecha está levantada y cerca del abdomen.

4. Administración de la manipulación de FSN

1. Fije la rata del grupo de tratamiento con FSN (incluido el grupo CCI+FSN y FSN solo) en el sistema de sujeción para roedores con la extremidad afectada expuesta lateralmente. Proporcionar soporte térmico durante todo el procedimiento. Ambos grupos fueron tratados con agujas desechables FSN (Figura 3A).
2. Sin anestesia, extienda las extremidades traseras de la rata de forma gradual y lenta hasta que estén tensas (Figura 3B).
   NOTA: La cabeza de la rata está cubierta con un paño quirúrgico para mantener al animal tranquilo y estable. No extienda demasiado la pata para causar lesiones a la rata. Observa de cerca la respuesta de la rata para detectar cualquier signo de angustia o incomodidad. Si la rata muestra signos de dolor o malestar, detenga la extensión y proporcione un descanso antes de volver a intentarlo.
3. Retire la funda protectora de la aguja FSN.
   1. Inserte la punta de la aguja FSN hacia los MT (músculos con MTrP), aproximadamente cerca del músculo glúteo mayor, ubicado en la parte baja de la espalda y en la parte posterior.
4. Coloque la aguja FSN plana e introduzca la piel en un ángulo de aproximadamente 15°.
   1. Empújelo con cuidado y rapidez a través de la piel y hacia el espacio subcutáneo para evitar el estrés en la rata hasta que se inserte por completo. Asegúrese de que la aguja esté lo suficientemente insertada como para enterrar completamente el tubo blando debajo de la piel.
   2. Al empujar hacia adelante, levante ligeramente la punta de la aguja para observar si la protuberancia de la piel se mueve a lo largo de la punta de la aguja (Figura 3C).
5. Realice el movimiento de balanceo abanicando suave y suavemente la punta de la aguja FSN con el pulgar como punto de apoyo mientras mantiene el dedo índice, el dedo medio y el anular alineados en línea recta.
   1. Sostenga la aguja FSN entre el dedo medio y el pulgar en posición cara a cara, y alterne el movimiento hacia adelante y hacia atrás con los dedos índice y anular.
   2. Ajuste la frecuencia a 100 golpes por minuto y realice la operación durante aproximadamente 1 minuto (Figura 3D).
6. Después de completar la manipulación, retire rápidamente la aguja FSN.
   NOTA: La operación se realizó cada 2 días durante un total de cuatro sesiones (días 1, 3, 5 y 7 después de la creación del modelo CCI). Las agujas desechables FSN deben usarse una vez. El uso repetido desafilará la aguja y causará un mayor dolor en ratas.

5. Administración de la manipulación de TENS

1. Fije la rata del grupo de tratamiento TENS (incluido el grupo CCI+TENS y TENS solo) en el sistema de retención de roedores con la extremidad afectada expuesta lateralmente. Proporcionar soporte térmico durante todo el procedimiento. Asegúrese de que el pelaje esté afeitado antes de ser tratado.
   NOTA: Los electrodos se cortaron a 45 mm (largo) por 5 mm (ancho) (Figura 4A).
2. Elija el punto Zusanli (ST36) y el punto Sanyinjiao (SP6) como ubicaciones para TENS. Esto se basa en la teoría para el tratamiento del dolor neuropático^26,27.
   1. Localice el punto Zusanli (ST36) aproximadamente 5 mm lateral al tubérculo anterior de la tibia, entre la tibia y el peroné, justo debajo de la rodilla²⁸.
   2. Localice el punto de Sanyinjiao (SP6) en el borde posterior de la tibia, 3 mm proximal al maléolo medial²⁸.
      NOTA: Ambos puntos de acupuntura se localizan mediante inspección manual como se describe en Stux y Pomeranz y en el atlas de acupuntura animal^28,29 (Figura 4B).
3. Administre una estimulación eléctrica de baja frecuencia (onda sinusoidal continua de 2 Hz, 3 mA) durante 10 minutos utilizando el dispositivo TENS con el electrodo aplicado en la pierna alrededor del nervio. Cubre la cabeza de la cabeza de la rata con un paño quirúrgico para mantenerla tranquila y estable.
   NOTA: Este procedimiento se realiza cada 2 días durante un total de cuatro sesiones (días 1, 3, 5 y 7 después de crear el modelo CCI).

6. Mediciones fisiológicas realizando la prueba de comportamiento animal

NOTA: El índice de función ciática (SFI)³⁰ es un índice ampliamente utilizado por los investigadores que estudian la patología y el tratamiento potencial de las lesiones nerviosas, determinado comparando la geometría de la pata trasera afectada en ratas lesionadas con la de la pata contralateral y comparándola con la pata opuesta.

1. Diseñe pasarelas para ratas con plexiglás transparente y espejos inclinables para capturar las huellas y la orientación del cuerpo de las ratas durante la caminata.
   NOTA: La pasarela es una plataforma de 10 cm de largo, 50 cm de ancho y 15 cm de alto con un forro de papel blanco en la parte inferior (Figura 5A).
2. Coloque suave y libremente a las ratas en la caja y deje que se aclimaten a su nuevo entorno durante al menos 5 minutos antes de grabar.
   NOTA: Se tiene especial cuidado en minimizar el estrés innecesario en el animal para evitar su posible efecto sobre la tensión muscular postural.
3. Sumerge las patas de la rata en tinta roja y deja que la rata camine a lo largo de la franja de la pasarela, dejando rastros en el papel de respaldo. Registre al menos 2 s de caminata continua para cada prueba. Haga que la rata camine al menos 3 veces en una dirección (Figura 5B).
   NOTA: Aplique tinta roja de secado rápido, no tóxica y soluble en agua a ambas patas traseras para que las huellas traseras sean claramente visibles.
4. Al final del experimento, seque las tiras de la pasarela para medir los parámetros. Mide sus huellas con una regla y redondea a 0,5 mm más cercanos.
   NOTA: Se seleccionaron tres huellas claras de cada rata de varias huellas y se midieron tres parámetros diferentes. Los factores para SFI incluyen la longitud de impresión (PL), la extensión de la puntera (TS) y la extensión intermedia de la puntera (ITS).
   Los valores de SFI se calculan utilizando la siguiente fórmula³¹:
   
   (EPL, longitud de impresión experimental; NPL, longitud normal de impresión; ETS, extensión experimental de los dedos de los pies; NTS: extensión normal de los dedos de los pies; EIT: extensión intermedia experimental de los dedos; NIT: extensión intermedia de los dedos).
   SFI = 0 y - 100 indica una disfunción normal y completa. A las ratas que arrastraban los dedos de los pies se les asignó arbitrariamente un valor de -100. Para una función neurológica normal, el SFI oscila alrededor de 0, mientras que alrededor de -100 SFI representa una disfunción completa³².

7. Evaluación neurofisiológica por medición electrofisiológica³³

NOTA: Se utilizó electromiografía para registrar la actividad electrofisiológica en este estudio. El potencial de acción muscular compuesto (CMAP) es causado por la activación de las fibras musculares en el músculo objetivo irrigado por el nervio. Se investigan la amplitud y la latencia de CMAP. La amplitud del CMAP se mide desde el inicio hasta el pico negativo. La latencia de los CMAP se determina midiendo el tiempo entre la aplicación del estímulo y el inicio del potencial de acción compuesto, que está influenciado por la distancia entre el sitio de estimulación y el sitio de registro. La electrofisiología proporciona una evaluación objetiva de la función de los nervios periféricos en ratas.

1. Administrar Zoletil 50 (40 mg/kg, ip) para anestesiar a las ratas. Preparar la piel según los protocolos estándar (afeitado).
2. Coloque electrodos adhesivos desechables para superficies (20 mm de diámetro exterior) en las áreas designadas. Fijar los electrodos de registro a las superficies lateral y dorsal del músculo gastrocnemio (Figura 6A).
3. Aplicar estimulación eléctrica (intensidad 1,2 mA) en el vástago del nervio ciático proximal derecho. Registre un potencial de acción muscular compuesto (CMAP) en el vientre del músculo gastrocnemio (Figura 6B).
   NOTA: Tenga cuidado al insertar los electrodos para evitar el tejido muscular.
4. Registre el efecto de tres mediciones repetidas para cada rata.
   NOTA: El CMAP se expresa como la media ± DE de cada grupo. La señal fue amplificada por un amplificador, filtrado (0,3-3 kHz). Después de la integración (constante de tiempo = 0,05 s), se introducen tanto la señal original como la señal integrada. A continuación, la señal original y la señal integrada se digitalizan en el sistema PowerLab y se almacenan en el disco duro del ordenador.
5. Después de completar los procedimientos de electrofisiología, mueva a la rata a una jaula diferente y vigílela hasta que recupere la conciencia suficiente para mantener una posición reclinada esternal. Una vez que la rata se haya recuperado por completo de la anestesia, transfiérela de nuevo a su jaula original.

8. Estadísticas:

1. Evalúe las diferencias en SFI y CMAP entre los grupos utilizando el análisis de varianza de medidas repetidas (ANOVA).
2. Cuantificar los datos por parte de asistentes que son ciegos a las condiciones experimentales. Exprese los datos como media ± desviación estándar.
3. Compare los datos, cuando corresponda, utilizando la prueba t de dos colas emparejadas y no apareadas de Student. Establecer significación estadística como p < 0,05.

Resultados

Huellas y determinación del SFI
Examinamos el desarrollo de SFI en los grupos CCI solo, CCI+FSN y CCI+TENS (Figura 7). Después de 4 sesiones de tratamientos con FSN y TENS en el día 7 para la cirugía de CCI, el SFI en los grupos CCI+FSN (-15,85 ± 3,46) y CCI+TENS (-29,58 ± 9,19) mejoró significativamente en comparación con el grupo de CCI solo (-87,40 ± 14,22). La mejoría fue significativa en el grupo CCI+FSN en comparación con el grupo CCI+TENS (Figu...

Discusión

Este estudio observa el efecto del tratamiento con FSN sobre el dolor neuropático en modelos de ICC de rata. En este estudio se presenta un protocolo de SFI y pruebas electrofisiológicas para evaluar los efectos terapéuticos después del tratamiento con FSN o TENS. Además, ilustra cómo evaluar la recuperación funcional del nervio lesionado mediante pruebas conductuales no invasivas y mediciones fisiológicas. Los resultados mostraron que el tratamiento con FSN después del dolor del nervio ciático inducido por ICC mostró un...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Pinzas	World Precision Instruments	14098
Fu' s punción subcutánea	Nanjing Paifu Medical Science and Technology Co.		Las agujas FSN están diseñadas para un solo uso. La aguja FSN se compone de tres partes: un núcleo de aguja de acero sólido (parte inferior), un tubo de carcasa blanda (centro) y una funda protectora (parte superior).
Electromiografía Medelec Synergy	Oxford Instrument Medical Ltd.	034W003	Los electromiogramas (EMG) se utilizan para ayudar en el diagnóstico y tratamiento de trastornos como las neuropatías. Contiene un sistema portátil de velocidad de electromiografía/conducción nerviosa de dos canales.
Solución salina normal (0,9%) 20 mL	Taiwan Biotech Co.,Ltd.	4711916010323	Lote: 1TKB2022
POLYSORB 4-0 VIOLETA 30" CV-25	ESTADOS UNIDOS QUIRÚRGICO, UNA DIVISIÓN DE TYCO HEALTHC	RETRACTOR GL-181
	COOPERSURGICAL, INC. (EE. UU.)	3311-8G
Rompun	Elanco Animal Health Korea Co. Ltd.	27668
TIJERAS CVD 90MM	BBRUAN	XG-LBB-BC101R
Estimulación nerviosa eléctrica transcutánea	Well-Life Healthcare Co.	Número de modelo 2205A	Unidad digital que ofrece TENS. Se suministra completo con cables para el paciente, electrodos autoadhesivos, 3 pilas AAA e instrucciones en una bolsa de transporte blanda. Intervalo de tiempo de encendido 1– 30 s. Intervalo de tiempo de apagado 1– 30 s.
Zoletil	VIRRBAC	8V8HA