Artículo de método

Diseño y construcción de un microscopio de fluorescencia de lámina de luz personalizable de un solo objetivo para la visualización de redes de citoesqueletos

3.9K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/65411

⸱

26 de enero de 2024

 ,  ,  ,  , 
1W.M. Keck Science Department, Scripps College, 2W.M. Keck Science Department, Claremont McKenna College, 3Department of Physics and Biophysics, University of San Diego, 4W.M. Keck Science Department, Pitzer College

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe en detalle cómo construir un microscopio de fluorescencia de hoja de luz de un solo objetivo y su uso para visualizar redes de citoesqueletos.

Resumen

Los compuestos de citoesqueletos reconstituidos han surgido como un valioso sistema modelo para el estudio de la materia blanda fuera de equilibrio. La captura fiel de la dinámica de estas densas redes 3D requiere el corte óptico, que a menudo se asocia con los microscopios confocales de fluorescencia. Sin embargo, los desarrollos recientes en microscopía de fluorescencia de lámina de luz (LSFM) la han establecido como una alternativa rentable y, a veces, superior. Para que LSFM sea accesible para los investigadores de citoesqueletos menos familiarizados con la óptica, presentamos una guía paso a paso para principiantes sobre la construcción de un microscopio de fluorescencia de lámina de luz versátil a partir de componentes estándar. Para permitir el montaje de muestras con muestras de portaobjetos tradicionales, este LSFM sigue el diseño de hoja de luz de un solo objetivo (SOLS), que utiliza un solo objetivo tanto para la excitación como para la recolección de emisiones. Describimos la función de cada componente del SOLS con suficiente detalle para permitir a los lectores modificar la instrumentación y diseñarla para que se ajuste a sus necesidades específicas. Finalmente, demostramos el uso de este instrumento SOLS personalizado mediante la visualización de ásteres en redes de microtúbulos impulsadas por kinesina.

Introducción

La microscopía de fluorescencia de lámina de luz (LSFM) representa una familia de técnicas de imágenes de fluorescencia de alta resolución en las que la luz de excitación se moldea en una lámina 1,2, incluida la microscopía de iluminación de plano selectivo (SPIM), la excitación plana alineada confocal (SCAPE) y la microscopía de plano oblicuo (OPM)3,4,5,6,7. A diferencia de otras modalidades de microscopía, como la epifluorescencia, la microscopía de fluorescencia de reflexión interna total (TIRFM) o la microscopía confocal, la fototoxicidad es mínima en la LSFM y las muestras se pueden obtener en escalas de tiempo más largas, ya que solo se ilumina el plano de la muestra que se está fotografiando activamente 8,9,10. Por lo tanto, las técnicas LSFM son extremadamente útiles para obtener imágenes de muestras 3D durante períodos de tiempo prolongados, especialmente incluso aquellas demasiado gruesas para las técnicas de microscopía confocal. Debido a estas razones, desde su desarrollo original en 2004, la LSFM se ha convertido en la técnica de imagen elegida por muchos fisiólogos, biólogos del desarrollo y neurocientíficos para la visualización de organismos completos como embriones vivos de pez cebra y Drosophila 3,4,6,11 . En estas últimas dos décadas, las ventajas de la LSFM se han aprovechado para visualizar la estructura y la dinámica a escalas progresivamente más pequeñas, incluyendo las escalas tisulares11,12, celulares y subcelulares, tanto in vivo como in vitro 13,14,15,17.

A pesar de los informes de casos de uso exitosos en la literatura, el alto costo de los sistemas comerciales de LSFM (~0,25 millones de dólares en el momento de escribir este artículo)18,19 impide el uso generalizado de la técnica. Para hacer de las construcciones de bricolaje una alternativa factible para los investigadores, se han publicado múltiples guías de construcción 8,13,20,21, incluido el esfuerzo de acceso abierto OpenSPIM 22. Sin embargo, hasta la fecha, los investigadores con una experiencia mínima en óptica solo pueden utilizar diseños anteriores de LSFM, que son incompatibles con las muestras tradicionales montadas en portaobjetos (Figura 1A). La reciente implementación de un solo objetivo, hoja de luz (SOLS) utiliza un solo objetivo tanto para la excitación como para la detección (Figura 1C), superando así la limitación relacionada con la compatibilidad 5,6,8,13,20. Sin embargo, el costo de la versatilidad del diseño de SOLS es un aumento sustancial en la complejidad de la construcción debido a la necesidad de dos objetivos adicionales para transmitir, desinclinar y volver a crear imágenes del plano del objeto en la cámara para obtener imágenes (Figura 1D). Para facilitar el acceso a las complejas configuraciones de estilo SOLS, este artículo presenta una guía paso a paso sobre el diseño, la construcción, el proceso de alineación y el uso de un sistema SOLS compatible con diapositivas, que sería útil para los investigadores con conocimientos de solo un curso de óptica de nivel básico.

Aunque el protocolo en sí es conciso, los lectores deben consultar otros recursos durante los pasos de preparación para obtener más información sobre partes particulares del diseño o consideraciones de hardware. Sin embargo, si un lector tiene la intención de seguir las especificaciones de este diseño, es posible que no sea necesario comprender cómo seleccionar componentes ópticos particulares.

figure-introduction-1
Figura 1: Características de las diferentes configuraciones de LSFM. (A) La configuración con dos objetivos ortogonales comunes en los primeros diseños de LSFM. En esta configuración, se utiliza un tubo capilar o un cilindro de gel para contener la muestra, lo que no es compatible con las técnicas tradicionales de montaje de portaobjetos. (B) Un esquema de un diseño de lámina de luz SOLS que muestre lo siguiente: (C) el objetivo único utilizado para la excitación y la recolección de emisiones en el plano de muestra (O1); esto permite montar una corredera tradicional en la parte superior, y (D) el sistema de objetivo de relé en la ruta de emisión SOLS. El O2 recoge la luz de emisión y desamplía la imagen. O3 toma imágenes del avión con el ángulo de inclinación correcto en el sensor de la cámara. Abreviaturas: LSFM = microscopía de fluorescencia de lámina de luz; SOLS = hoja de luz de un solo objetivo; O1-O3 = objetivos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Protocolo

1. Preparación para la alineación

  1. Antes de comenzar la compilación, realice las revisiones bibliográficas necesarias para tener una idea clara del caso de uso previsto (por ejemplo, los fluoróforos que se van a obtener imágenes, el volumen de imagen necesario, los requisitos de resolución). En particular, consulte la sección de resultados representativos a continuación para decidir si es apropiado seguir el diseño exacto descrito aquí. Si es así, vaya al paso 1.2. Si no es así, encuentre sugerencias y orientación para la selección de hardware en la Guía de compilación de Sheunglab SOLS23.
    NOTA: El usuario puede encontrar más información sobre las especificaciones de este sistema en particular en la sección de discusión.
  2. Reúna todos los componentes ópticos, optomecánicos y eléctricos necesarios como se detalla en la Tabla de Materiales. Para los usuarios que modifican el sistema, recopile todas las partes equivalentes.
  3. Construya el láser de alineación como se muestra en la Figura 2A. Compruebe que la viga está colimada utilizando la placa de corte.
  4. Construya la jaula de alineación de disco de vidrio esmerilado doble como se muestra en la Figura 2B.
  5. Prepare la muestra de prueba recubierta de colorante fluorescente.
    1. Cree una solución saturada de colorante de rodamina agregando gradualmente 1 ml de agua destilada a 0,2 g de polvo liofilizado hasta que se disuelva por completo. Vórtice para homogeneizar.
      NOTA: Esta solución es sensible a la luz. Aunque no hay precauciones necesarias durante la preparación, asegúrese de que la solución se almacene en un área oscura después de haber sido preparada.
      PRECAUCIÓN: Siempre use guantes y una máscara cuando manipule polvo de rodamina.
    2. Pipetear 10 μL en el centro de un portaobjetos.
    3. Coloque un cubreobjetos de 22 mm x 22 mm encima del líquido, asegurándose de que la capa de fluorescencia sea lo más fina posible.
    4. Selle con esmalte de uñas transparente.
      NOTA: Esta muestra es sensible a la luz. Para maximizar la vida útil de la muestra, asegúrese de que el portaobjetos se almacene en un área oscura cuando no esté en uso.
  6. Prepare la muestra de perlas 3D (perlas de 1 μm incrustadas en gel).
    1. Utilice cinta adhesiva de doble cara para crear un canal vertical de 4-5 mm de ancho en un portaobjetos de muestra de tres capas de cinta adhesiva de altura.
    2. Coloque una cubierta de vidrio de 22 mm x 22 mm encima de la cinta en el centro de la diapositiva. Presione firmemente las regiones pegadas con cinta adhesiva para asegurar un buen sellado entre la cinta y el cubreobjetos.
    3. Usa una cuchilla de afeitar para quitar el exceso de cinta.
    4. Prepare 125 ml de solución saturada de goma gellan agregando gradualmente agua desionizada a 1 g de goma gellan en polvo. Esta solución será sólida a temperatura ambiente y líquida a 65 °C.
    5. Introducir 1 ml de solución de goma gellan en un tubo de microcentrífuga. Calentar un recipiente con agua en una placa calefactora a 65 °C y calentar el tubo de microcentrífuga hasta que la goma gellan esté visiblemente viscosa.
    6. Preparar 10 μL de una dilución 1:1.000 de perlas en una solución de goma gellan tibia.
    7. Pipetee con cuidado la solución en la cámara hasta que esté llena. Use un palillo de dientes para aplicar una pequeña cantidad de epoxi en ambos lados del canal, cubriendo completamente las aberturas para sellar. Para garantizar un sellado adecuado, inspeccione visualmente ambos extremos para asegurarse de que el epoxi haya penetrado ligeramente en cada extremo del canal.

figure-protocol-1
Figura 2: Fotos de las herramientas de alineación. (A) Láser de alineación colimado. AL1: Lente de alineación 1, −50 mm; AL2: Lente de alineación 2, 100 mm (B) Doble jaula de alineación de disco de vidrio esmerilado. Abreviaturas: RMS CP = placa de jaula roscada RMS; SM1 CP = Placa de jaula roscada SM1. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

2. Alineación de la trayectoria de excitación

  1. Dibuje el diseño del microscopio en la superficie de la mesa óptica. Mide todas las distancias con la mayor precisión posible.
    NOTA: Consulte la Figura 3 para conocer la ubicación de los componentes dentro del sistema.
  2. Monte el láser de excitación sobre la mesa. Coloque dos iris a la altura prevista del láser y móntelos a una distancia de 2 a 3 pies en la línea deseada de orificios detrás de la ubicación del Espejo 1 (M1). Utilice estos iris para asegurarse de que el haz esté nivelado con la superficie de la mesa y centrado en la línea de orificios de la mesa óptica.
    NOTA: Use gafas de seguridad láser para proteger los ojos y bloquee cualquier rayo láser disperso con pantallas de seguridad láser como medida de seguridad. Hasta que todos los componentes estén sujetos de forma permanente, es posible que se produzcan derivas del orden de horas. Coloque un iris en el punto más alejado de la alineación al final de cada día como una comprobación visual rápida de la deriva al regresar a la construcción. Las vibraciones, una mesa óptica mal flotada y las corrientes de aire son las causas más comunes de la deriva óptica.
  3. Monte el obturador láser lo más cerca posible del láser de excitación. Utilice este obturador para bloquear rápidamente la luz láser durante la alineación, en lugar de encender y apagar repetidamente el láser.
  4. Ensamble los filtros ND en la rueda de filtros ND (ND 0.5, 1.0. 2.0, 3.0, 4.0 y una ranura en blanco) y móntelos después del obturador láser.
  5. Coloque el actuador motorizado en una etapa de traslación (TS1) y, a continuación, inserte la platina debajo de la ubicación de M1. Asegúrese de que la platina se traslade axialmente a lo largo de la misma línea de orificios que sigue la luz láser. Coloque el escenario en el medio de su rango para la colocación inicial.
    1. En los siguientes pasos 2.6-2.10, inserte los componentes ópticos reflectantes en la trayectoria del haz de uno en uno para dirigir el láser a lo largo de la trayectoria tal como se dibuja en la tabla. Utilice el par de iris ajustados a la altura exacta para definir la trayectoria deseada del haz de salida y guiar la colocación y alineación de cada elemento reflectante. Para cada elemento, ajuste la altura y la posición del soporte para asegurarse de que la viga entrante golpee el centro. Luego, gire la base de la montura para dirigir la viga a lo largo de la trayectoria de la viga alargada en la mesa para que pase a través de ambos lirios, y ajuste con precisión la inclinación de la viga saliente con las perillas en la parte posterior de cada montura.
      NOTA: Después de que cada elemento esté alineado a la altura correcta, agregue un collar deslizante al poste para asegurar la altura.
  6. Monte y alinee M1 en la parte superior de TS1.
  7. Monte y alinee el dicroico sobre la mesa.
  8. Siguiendo las instrucciones del fabricante, conecte el galvo a la fuente de alimentación y al generador de funciones.
  9. Monte el galvo de tal manera que el láser incida en el centro exacto del espejo. Encienda el galvo y, a continuación, mantenga pulsado el botón AM del generador de forma de onda para ajustar la inclinación del espejo a una corriente de 0 V CC (centro del rango). Ahora, alinea el galvo con los iris.
  10. Monte y alinee el espejo 2 (M2).
  11. Inserte el espejo cilíndrico grande en el soporte del espejo cilíndrico. Utilice varillas de jaula de 1 pulgada para fijar un adaptador de jaula de 30-60 mm por encima del espejo 3 (M3). Utilice las perillas del soporte del espejo para aplanar la inclinación del espejo M3 para la colocación inicial.
  12. Monte la jaula de alineación de vidrio esmerilado doble en el adaptador de jaula por encima de M3; Asegúrese de apretar los tornillos de fijación del adaptador de la jaula que mantienen la jaula de alineación en su lugar cada vez que se utilice para la alineación. Monte M3 en la mesa y ajuste la altura y la posición hasta que la viga esté aproximadamente centrada en ambos discos de alineación de vidrio esmerilado. Sujete el M3 a la mesa y use un soporte de poste, un poste de 3 pulgadas, una abrazadera de 90° y un poste de 2 pulgadas a ambos lados del M3 para agregar soporte usando los orificios sellados con cinta adhesiva a cada lado del soporte del espejo. Use las perillas en la parte posterior del espejo para ajustar con precisión el haz.
    NOTA: Todos los elementos reflectantes en la trayectoria de excitación ahora están configurados y no deben tocarse.
  13. Monta la lente 1 (L1) en la mesa. Para todas las colocaciones iniciales de la lente, use un objetivo de lente atornillado para centrar el haz entrante en la parte frontal de la lente. Ajuste la inclinación y la posición lateral de la lente 1 (L1) hasta que el haz esté centrado en las dos placas de vidrio esmerilado de la jaula de alineación por encima de M3.
  14. Monta la lente 2 (L2) en su posición respectiva para crear un sistema 4f con L1. Mueva L2 axialmente para obtener un haz colimado y use el láser de excitación y la placa de corte para verificar la colimación. Ajuste la inclinación y la posición lateral de L2 para centrar el haz en los dos discos de vidrio esmerilado por encima de M3.
  15. Monte el orificio en un soporte de traslación xy. Móntelo en la parte superior de una plataforma de traslación 1D para proporcionar una traslación axial fina. Monte el estenopeico y el escenario en un poste y soporte de poste, y colóquelo en el punto focal compartido entre L1 y L2. Ajuste el orificio con la mano hasta que la luz láser se pueda ver a través del orificio.
  16. Monte el sensor del medidor de potencia inmediatamente después del agujero de alfiler y use el botón de longitud de onda en la consola digital del medidor de potencia para seleccionar la longitud de onda del láser de excitación. Ajuste la posición xy del orificio para maximizar la transmisión y obtener un perfil de haz cercano a TEM00. A continuación, ajuste el agujero axialmente con la platina 1D para maximizar aún más la transmisión.
  17. Monta la lente 4 (L4) en la mesa en su posición y ajusta la montura a la altura correcta. Ajuste L4 axialmente para que el haz de excitación se enfoque en la superficie del galvo. Ajuste la inclinación y la posición lateral de L4 para centrar el haz en los dos discos de vidrio esmerilado por encima de M3.
  18. Monta la lente 3 (L3) en la mesa en su posición y ajusta la montura a la altura correcta. Utilice el láser de excitación y la placa de cizallamiento para comprobar la colimación de L3 y L4. Ajuste la inclinación y la posición lateral de L3 para centrar el haz en los dos discos de vidrio esmerilado por encima de M3.
  19. Elimine temporalmente L3. Monte la lente de barrido 1 (SL1) en la mesa y ajuste la distancia axial para formar un telescopio colimado con L4, medido con la placa de corte. Ajuste la inclinación y la posición lateral de SL1 para centrar el haz en los dos discos de vidrio esmerilado por encima de M3.
  20. Vuelva a insertar L3. Monte la lente de tubo 1 (TL1) y use el haz de excitación y la placa de corte para colimar SL1 y TL1. Ajuste la inclinación y la posición lateral de TL1 para centrar el haz en los dos discos de vidrio esmerilado por encima de M3.
  21. Con un anillo adaptador, atornille el objetivo 1 (O1) en la placa de la jaula por encima de M3. Retire SL1 temporalmente y deje que la viga toque el techo. Ajuste la altura (distancia axial) de O1 en el sistema de jaula hasta que la viga forme un disco de Airy en el techo y, a continuación, continúe ajustando hasta que se minimice el tamaño del disco.
  22. Con O1 en su lugar, monte la platina de muestra en la posición adecuada.

figure-protocol-2
Figura 3: Ubicación de los componentes dentro del sistema SOLS. (A) Esquema del sistema SOLS con todos los componentes etiquetados. (B) Foto de arriba hacia abajo del sistema SOLS físico en la mesa óptica, excluyendo el área de la etapa de muestra. (C) Foto de arriba hacia abajo del área de la etapa de la muestra (extensión a la Figura 3B). La trayectoria de excitación se muestra en verde. La ruta de emisión se muestra en rojo. Distancias focales de las lentes: L1: 100 mm; L2: 45 mm; CL1: 50 mm; CL2: 200 mm; CL3: 100 mm; L3: 150 mm; L4: 100 mm; SL1: 75 mm; TL1: 200 mm; SL2: 150 mm; TL2: 125 mm; TL3: 200 mm. Consulte la Tabla de materiales para obtener especificaciones más detalladas de las piezas. Abreviaturas: SOLS = hoja de luz de un solo objetivo; ND Wheel = rueda de filtros de densidad neutra variable; L1-L4 = lentes acromáticas cóncavas planas; CL1-CL3 = lentes cilíndricas; M1-M3 = espejos; TS1-TS2 = etapas de traducción; DM = espejo dicroico; Galvo = galvanómetro de barrido; SL1-SL2 = lentes de exploración; TL1-TL2 = lentes de tubo; O1-O3 = objetivos; EF = filtro de emisiones. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

3. Alineación de la trayectoria de emisión

  1. Configure el láser de alineación.
    1. Monte dos placas de jaula vacías al lado del láser de excitación a la misma altura que el láser. Utilice estas placas de jaula para montar el láser de alineación deslizando las varillas de la jaula del láser de alineación en los orificios vacíos de las dos placas de jaula. Asegúrese de que el láser se pueda configurar en la posición de encendido, ya sea pegando alrededor del botón de encendido o cableando un interruptor de encendido/apagado.
    2. Retire O1 y vuelva a insertar la jaula de alineación de vidrio esmerilado. Utilice un soporte de espejo cinemático y un espejo desplegable para alinear el haz de alineación con la trayectoria del haz de excitación.
    3. Utilice el medidor de potencia para maximizar la señal del haz de alineación después del agujero de alfiler ajustando con precisión los dos espejos. Asegúrese de que la viga permanezca centrada en la jaula de alineación de vidrio esmerilado.
  2. Retire la jaula de alineación y vuelva a insertar O1. Coloque el espejo cuadrado en la etapa de muestra de O1 y ajuste el espejo axialmente hasta que el tamaño del perfil del haz se minimice después del dicroico.
  3. Monte un iris en la ruta de emisión y lo suficientemente atrás como para que la lente de escaneo 2 (SL2), la lente de tubo 2 (TL2) y el objetivo 2 (O2) se puedan insertar sin interferencias. Alinee este iris con el láser de alineación. Monte un disco de vidrio esmerilado al menos 1 pulgada detrás del iris y asegúrese de que también esté alineado con la luz láser.
  4. Inserte SL2 a la distancia correcta, medida desde el galvo con una regla. Ajuste la inclinación y la posición lateral de SL2 para que el haz de alineación entrante quede centrado en SL2 y el haz saliente pase a través del iris y el disco de vidrio esmerilado.
  5. Inserte TL2 a la distancia correcta, medida desde SL2 con una regla. Ajuste la inclinación y la posición lateral de TL2 para que la viga de alineación entrante esté centrada en TL2 y la viga saliente pase a través del iris y el disco de vidrio esmerilado.
  6. Monte TS2 en la mesa. Asegúrese de que la etapa se traslade a lo largo del eje óptico de O2.
  7. Atornille O2 en un soporte de traslación xy. Conecte un poste debajo de la montura xy para montar O2 en la platina de traducción. Utilice un objetivo de rosca para centrar la parte posterior de O2 en el láser rojo.
  8. Ajuste las perillas xy y la inclinación de O2 para que el haz de alineación rojo pase a través del iris y el disco de vidrio esmerilado.
  9. Mueva el láser de alineación por encima de O1 y diríjalo hacia abajo en la trayectoria de emisión. Encienda el láser y asegúrese de que este haz esté centrado en todas las lentes en la ruta de emisión.
  10. Conjugue los planos de pupila de O1 y O2 abriendo el iris y retirando el disco de vidrio esmerilado de modo que el haz de alineación que sale de O2 continúe sin obstrucciones hacia una superficie o pared lejana (>0,5 m) (Figura 4). Ajuste TS2 hasta que el haz forme un pequeño disco de Airy en la superficie y, a continuación, continúe ajustando TS2 para minimizar el tamaño del disco de Airy.
    NOTA: Un haz muy divergente indica la colocación incorrecta del O2. Sin embargo, debido a que este haz pasa a través de dos objetivos, una pequeña cantidad de divergencia es inherente. Como tal, el disco Airy es la mejor guía.
  11. Optimice el galvo para el escaneo invariante de inclinación: presione el botón FSK en el generador de forma de onda para seleccionar una señal de onda triangular para el galvo y configúrela en una frecuencia baja (~ 1 Hz). Observe la viga de alineación en la misma superficie o pared lejana.
    NOTA: Si el galvo se coloca incorrectamente, la viga barrerá horizontalmente la superficie junto con el movimiento del galvo. Esto se puede resolver mediante ajustes finos (a mano) de la posición de inclinación y xy de la base galvo hasta que el desplazamiento del haz sea indetectable a simple vista.
  12. Compruebe la calidad del sistema mediante imágenes a 0°.
    1. Atornille O3 en un soporte de traslación xy. Atornille un tubo de lente de 1 pulgada en la etapa de traslación de la jaula y atornille la etapa de traslación xy en el tubo. Utilice dos varillas de jaula para conectar la parte delantera de la etapa de traslación de la jaula a una placa de jaula y monte la placa de la jaula en un poste. Monte el objetivo 3 (O3) cerca de la parte delantera de O2 (~4-5 mm) a 0° y ajuste la altura para que coincida.
    2. Monte un disco de alineación de vidrio esmerilado en el plano focal compartido entre SL2 y TL2, medido con una regla. Monte el portaobjetos de prueba fluorescente acrílico en el escenario e ilumine el portaobjetos con el láser de excitación. Mire a través de la parte posterior de O3, ajuste tanto la altura como la posición axial de O3 para encontrar la luz de emisión y, a continuación, ajuste O3 axialmente hasta que la luz de emisión llene la abertura posterior (Figura 5).
    3. Atornille dos varillas de jaula de 8 pulgadas en la parte posterior de la etapa de traslación de O3. Deslice una placa de jaula con un disco de vidrio esmerilado montado sobre las varillas y luego ajuste el O3 con el soporte xy para asegurarse de que la luz de emisión salga centrada en el O3. Luego, retire las varillas de la jaula.
    4. Monte un disco de vidrio esmerilado en la posición aproximada del sensor de la cámara y alinee la altura y la posición del disco con la luz de emisión.
    5. Atornille la lente de tubo 3 (TL3) en una placa de jaula y móntela inmediatamente detrás de O3. Centre TL3 en la luz de emisión entrante y, a continuación, ajuste la inclinación de TL3 para alinear la luz saliente con el disco de vidrio esmerilado.
    6. Monta la cámara a la distancia correcta de la lente de tubo, medida con una regla.
    7. Atornille los tubos de lente de 2 pulgadas y el filtro de emisión en la cámara.
    8. Vuelva a montar el disco de alineación de vidrio esmerilado en el plano focal compartido entre SL2 y TL2. Monte la muestra de prueba de colorante fluorescente e ilumine la muestra con el haz de excitación.
    9. Encienda la cámara y, a continuación, abra el programa Micromanager en el equipo conectado. Haga clic en En vivo para ingresar a la vista en vivo. Haga clic en Automático una vez para establecer la configuración de exposición inicial y, a continuación, restablezca la exposición según sea necesario al tomar imágenes.
      NOTA: Micromanager no funcionará correctamente a menos que se abra después de que se haya encendido la cámara.
    10. Ajuste las perillas de traslación xy en la montura O3 hasta que el pequeño orificio en el disco de alineación de vidrio esté centrado dentro del campo de visión (FoV). Ajuste O3 axialmente con la etapa de traslación de la jaula hasta que el orificio esté enfocado; los bordes deben aparecer afilados (Figura 6).
    11. Imágenes de perlas fluorescentes para comprobar la calidad del sistema.
      1. Retire el disco de alineación de vidrio esmerilado, monte la muestra de perlas 3D e ilumine la muestra con el haz de excitación.
      2. Ajuste la altura de la muestra en relación con O1 hasta que las perlas fluorescentes llenen una región circular en el centro del campo de visión.
      3. Ajuste con precisión la posición de O3 utilizando la etapa xy y la etapa de traslación axial hasta que las funciones de dispersión puntual (PSF) sean redondas (indicativas de aberraciones mínimas) y brillantes (indicativas de una buena relación señal-ruido) (Figura 7). Si esto no se puede lograr ajustando O3, es muy probable que el sistema óptico entre los componentes O1 y O2 no esté alineado de manera óptima; Siga las comprobaciones diagnósticas del paso 3.13 a continuación.
      4. Si se pueden obtener PSF redondos , omita el paso de diagnóstico y continúe con la inclinación del sistema de imágenes.
  13. Realice comprobaciones diagnósticas si es necesario.
    NOTA: Una vez que se obtienen buenos PSF, se pueden omitir el resto de los pasos de diagnóstico.
    1. Monte la luz de campo claro (BF) por encima de O1. Monte el objetivo de prueba de rejilla positiva en la platina de muestra a la misma altura axial que el espejo de alineación. Centre la rejilla de 10 μm e ilumine la rejilla con la luz BF.
    2. Cree una imagen de la cuadrícula en la cámara y traslade la muestra hasta que la cuadrícula esté enfocada. Utilice la imagen de la cuadrícula para confirmar que el campo a través del campo de visión es plano: de lo contrario, la cuadrícula aparecerá distorsionada y arqueada. Para corregir una mala imagen de cuadrícula, ajuste la posición xyz y la inclinación de O3 y, a continuación, ajuste el TL3 y la cámara en consecuencia.
      NOTA: Si se puede lograr una cuadrícula plana, repita el paso 3.12.10 y luego continúe con la inclinación del sistema de imágenes.
    3. Configure la cámara de alineación o la cámara de imágenes a la distancia correcta para que SL2 enfoque la imagen en el sensor. Imagine el objetivo de la cuadrícula en el plano intermedio (Figura 8). Si esta cuadrícula también está sesgada, es muy probable que el sistema óptico entre los componentes O1 y SL2 no esté alineado de manera óptima y deba revisarse. Optimice la alineación según sea necesario antes de avanzar.
      NOTA: Si la cámara no encaja entre SL2 y TL2, utilice un espejo adicional para hacer rebotar la imagen 90° después de SL2 y sobre la cámara.
    4. Verifique los PSF en el plano intermedio: Después de verificar la cuadrícula, otra buena verificación de diagnóstico es verificar los PSF en el mismo plano intermedio. Una buena imagen en este plano, que es similar a la Figura 7 pero con un aumento diferente (Figura 9), indica una buena alineación a través de SL2.
      NOTA: Si se puede lograr una cuadrícula plana y PSF redondas en el plano intermedio, repita el paso 3.13.2, luego el paso 3.12.10 y luego continúe con la inclinación del sistema de imágenes.
  14. Incline el subsistema de imágenes de O3 a 30°.
    1. Retire O3, TL3 y la cámara.
    2. Vuelva a insertar O3 a 30° en el eje óptico de O2 utilizando las líneas de la mesa como guía.
    3. Monte un disco de alineación de vidrio esmerilado en el plano focal compartido entre SL2 y TL2. Monte el portaobjetos de prueba fluorescente acrílico en el escenario e ilumine el portaobjetos con el láser de excitación. Una vez más, mire a través de la parte posterior de O3, ajuste tanto la altura como la posición axial de O3 para encontrar la luz de emisión a 30 ° y luego ajuste O3 axialmente hasta que la luz de emisión llene la abertura posterior.
    4. Retire el disco de alineación de vidrio esmerilado entre SL2 y TL2 para obtener una señal de emisión más fuerte.
    5. Atornille dos varillas de jaula de 8 pulgadas en la parte posterior de la etapa de traslación de O3. Deslice una placa de jaula con un disco de vidrio esmerilado montado sobre las varillas y luego ajuste el O3 con el soporte xy para asegurarse de que la luz de emisión salga centrada en el O3. Luego, retire las varillas de la jaula.
    6. Monte un disco de vidrio esmerilado en la posición aproximada del sensor de la cámara y alinee la altura y la posición del disco con la luz de emisión.
    7. Monte TL3 inmediatamente detrás de O3. Centre TL3 en la luz de emisión entrante y, a continuación, ajuste la inclinación de TL3 para alinear la luz saliente con el disco de vidrio esmerilado.
    8. Para establecer con mayor precisión la distancia de la cámara TL3, desenrosque con cuidado el O3 y monte el láser de alineación de modo que TL3 lo enfoque en la cámara. Utilice filtros ND según sea necesario para que la intensidad del láser sea de <1 mW. Inicie la visualización en directo de la cámara y ajuste TL3 axialmente para minimizar el punto láser en la cámara.
    9. Vuelva a montar el disco de alineación de vidrio esmerilado en el plano focal compartido entre SL2 y TL2. Monte la muestra de prueba de colorante fluorescente e ilumine la muestra con el haz de excitación. Ajuste las perillas de traslación xy en la montura O3 hasta que el pequeño orificio en el disco de alineación de vidrio esté dentro del campo de visión de la cámara. Ajuste la etapa de traslación de la jaula para mover O3 axialmente hasta que el orificio esté enfocado; Asegúrese de que el orificio se vea similar a como lo hizo a 0°.
    10. Vuelva a montar el objetivo de prueba de rejilla positiva a la misma altura axial e ilumine la rejilla con la luz BF. Confirme que solo una sección vertical esté enfocada (debido a la inclinación de 30°). Una vez más, use la imagen de cuadrícula para confirmar que el campo a través del campo de visión es plano, incluso cuando está desenfocado. Cuando la diapositiva se traslada axialmente, confirme que la parte enfocada del campo de visión (objetivo de cuadrícula) se desplaza a través de la pantalla horizontalmente, mientras que los cuadrados de la cuadrícula mantienen un tamaño constante (Figura 10).
      NOTA: Debido a la inclinación del plano de imagen en la muestra, la cuadrícula puede aparecer ligeramente estirada en el plano x.

figure-protocol-3
Figura 4: Técnica de entrada y salida de láser. Enviando un haz de prueba colimado a través del frente de O1 y observando el haz que sale de O2 en una superficie lejana. Si todos los componentes están alineados a la distancia correcta, el haz formará un pequeño disco de Airy en la superficie lejana. Todas las abreviaturas son las mismas que en la Figura 3. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-4
Figura 5: Utilización de la luz de emisión para la alineación. (A) Luz de emisión de un portaobjetos fluorescente acrílico en un objetivo atornillado detrás del BFP de O2. (B) Encontrar la luz de emisión a través de la parte posterior de O3. Abreviaturas: O2-O3 = objetivos; BFP = plano focal posterior. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-5
Figura 6: Imagen en la cámara del disco de alineación de vidrio esmerilado correctamente enfocado. El disco se colocó en el plano intermedio entre SL2 y TL2. Barra de escala = 50 μm. Abreviaturas: SL2 = lente de barrido; TL2 = lente de tubo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-6
Figura 7: Imagen de la cámara de la muestra de cuentas 3D. La imagen muestra perlas de 1 nm con el módulo de imagen ajustado a 0° e iluminado por un haz circular antes de la inserción de las lentes cilíndricas. Barra de escala = 50 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-7
Figura 8: Objetivo de prueba de cuadrícula positiva correctamente enfocado en el plano intermedio entre SL2 y TL2. Las cuadrículas planas a lo largo de todo el campo indican una buena alineación de los componentes SL2 y anteriores. Barra de escala = 30 μm. Abreviaturas: SL2 = lente de barrido; TL2 = lente de tubo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-8
Figura 9: Imagen de la cámara de la muestra de cuentas 3D. La imagen muestra perlas de 1 nm correctamente enfocadas en el plano intermedio entre SL2 y TL2. Barra de escala = 30 μm. Abreviaturas: SL2 = lente de barrido; TL2 = lente de tubo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-9
Figura 10: Objetivo de prueba de cuadrícula positiva con un cuadrado amarillo de tamaño consistente superpuesto para que coincida con los cuadrados de la cuadrícula. (A) Cuadrícula enfocada en el lado izquierdo. (B) Cuadrícula enfocada en el lado derecho. El cuadrado amarillo coincide con el tamaño de los cuadros de cuadrícula a ambos lados del campo de visión. Barras de escala = 30 μm. Abreviatura = FoV = campo de visión. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

4. Alineación de la lámina de luz oblicua

  1. Retire O1 y vuelva a insertar la jaula de alineación de vidrio esmerilado doble en su lugar. Confirme que el haz está colimado y centrado en ambos discos de vidrio esmerilado.
  2. Atornille la lente cilíndrica 1 (CL1) en una montura de lente giratoria. Monte CL1 en la trayectoria óptica y gire la montura para que el haz se expanda en la dirección vertical a la mesa óptica. Ajuste la inclinación y la posición lateral de CL1 para que la viga esté centrada en la parte delantera y mantenga una posición centrada en ambos discos de vidrio esmerilado.
  3. Atornille la lente cilíndrica 2 (CL2) en una montura de lente giratoria y monte CL2 en la trayectoria óptica a la distancia correcta para formar un sistema 4f con CL1. Gire CL2 a la misma orientación que CL1 para que el haz se estire en la dirección vertical a la mesa óptica y se colime. Utilice una tarjeta de prueba para medir la altura del perfil de la viga cilíndrica en varias ubicaciones para asegurarse de que la viga esté colimada. Ajuste la inclinación y la posición lateral de CL2, como se realiza en el paso 4.2.
  4. Atornille la lente cilíndrica 3 (CL3) en una montura de lente giratoria y monte la CL3 en la trayectoria óptica a la distancia correcta para formar un sistema 4f con L3. Gire CL3 a la misma orientación que CL1 y CL2 para que la viga se enfoque hacia abajo hasta un perfil de chapa horizontal en el plano focal. Ajuste la inclinación y la posición lateral de CL3, como se realizó en el paso 4.2.
  5. Inserte la ranura: Usando cuatro varillas de jaula de 4 pulgadas y el soporte de jaula CL3, monte la ranura en una orientación vertical en el plano focal entre CL3 y L3, medido con una regla. Utilice el perfil de la viga de excitación estirada para ajustar la altura y la posición lateral de la hendidura hasta que quede centrada en la viga.
  6. Vuelva a insertar O1, monte la muestra de prueba de colorante fluorescente e ilumine la muestra con la hoja de luz de excitación. En el sensor de la cámara, confirme que la lámina de luz de 0° aparece como una lámina vertical delgada (Figura 11A).
  7. Retire la muestra de prueba de tinte fluorescente y limpie O1. Deje que la hoja de luz se expanda por encima de O1 sin obstrucciones. Usando el control de platina de traslación motorizado, traslade M1 hacia las lentes cilíndricas para establecer el ángulo de la lámina de luz en aproximadamente 60° en relación con el eje óptico de O1.
    NOTA: Es crucial que la lámina de luz esté inclinada en la dirección correcta para alinearse con el plano de imagen inclinado de manera similar (Figura 12); Si un sistema se presenta de manera diferente a este diseño específico, la dirección correcta de la inclinación se puede determinar a través del trazado de rayos geométricos.
    NOTA: Como referencia, al trasladar M1 2.647 mm hacia la ranura, coloque la hoja de luz en la inclinación correcta en esta configuración.
  8. Vuelva a insertar la muestra de prueba de tinte fluorescente para obtener imágenes de la hoja inclinada. Asegúrese de que la lámina de luz haya mantenido una forma de haz vertical en la cámara, pero sea más ancha y tenue (Figura 11B).
  9. Transfiera la muestra axialmente con la platina de modo que el tinte fluorescente sea iluminado por la lámina de luz a cinco profundidades diferentes entre el centro del campo de visión y el lado derecho de la pantalla. Guarde cada imagen.
  10. Abre las imágenes en Fiyi. Para cada imagen, selecciona la herramienta Línea y dibuja una línea horizontal desde el centro del campo de visión hasta el centro de la hoja de luz. Para medir el desplazamiento, vaya a Analizar | Mide para ver la longitud de las líneas. A continuación, trace el desplazamiento de la lámina de luz en función de la profundidad de la muestra para calcular el ángulo de la lámina de luz por encima de O1.
  11. Traduce M1 ligeramente. Repita los pasos 4.9 y 4.10 hasta que el ángulo de la lámina de luz sea de 60° con respecto al eje óptico de O1, coincidiendo con el ángulo del plano de imagen.

figure-protocol-10
Figura 11: Imágenes de la cámara de la muestra de prueba de colorante fluorescente iluminada por una lámina de luz de forma correcta. (A) La hoja a 90°, recta hacia arriba a lo largo del eje óptico de O1, y (B) inclinada a 30° (60° al eje óptico de O1). Barras de escala = 50 μm. Abreviatura: O1 = objetivo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-protocol-11
Figura 12: Dirección correcta de la inclinación de la lámina de luz para alinearse con el plano de imagen de O1. Abreviatura: O1-O3 = objetivos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

5. Ajuste fino del sistema para la obtención de imágenes y la recopilación de datos

  1. Monta la diapositiva de cuentas 3D y traslada la muestra axialmente con la platina hasta que las cuentas llenen el campo de visión de la cámara.
  2. Ajuste el O3 utilizando la etapa xy y la etapa de traslación de la jaula, con el objetivo de minimizar las aberraciones y optimizar la relación señal-ruido en la imagen (Figura 13).
  3. Ajuste el collar de corrección de O1, con el objetivo de minimizar las aberraciones y optimizar la relación señal-ruido en la imagen.

figure-protocol-12
Figura 13: Imágenes de la cámara de la muestra de perlas 3D (perlas de 1 μm) iluminadas por una lámina de luz con la forma correcta. (A) Hoja a 90°, recta hacia arriba a lo largo del eje óptico de O1, y (B) inclinada a 30° con respecto al eje óptico de O1. El cuadro amarillo indica la parte del campo de visión que es plana, consistente y utilizable (80 μm x 80 μm) y en la que se pueden capturar datos fiables. Barras de escala = 50 μm. Abreviaturas: O1 = objetivo; FoV = campo de visión. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

6. Calibrar el aumento del sistema

  1. Monte el objetivo de prueba de rejilla positiva en la platina de muestra e ilumine con la luz de campo claro.
  2. Traslade la diapositiva de cuadrícula axialmente con el escenario para enfocar la diapositiva de cuadrícula. Enfoca el centro de la cuadrícula.
  3. Capture y guarde la imagen y, a continuación, ábrala en Fiyi.
  4. Utilice la herramienta Línea y la función Medir en Fiyi para medir con precisión la distancia entre dos líneas de cuadrícula en píxeles. Divida este valor por la distancia conocida (10 μm) para determinar la calibración de píxel a micra.
  5. Calcule el aumento (M) del sistema utilizando el tamaño medido del píxel y el tamaño conocido de un píxel con la ecuación (1).
    figure-protocol-13(1)

7. Adquisición de escaneos volumétricos

  1. Coloque la muestra.
    1. Encienda la vista previa de la cámara, el galvo, el generador de funciones, la fuente de alimentación, el escenario y el láser de excitación.
    2. Monte la muestra y, a continuación, haga clic en el botón FSK del generador de funciones para establecer una onda triangular. Para encontrar la muestra, utilice el generador de funciones para establecer lo siguiente: amplitud de pico a pico de 400 mV (con el botón Ampl.), desplazamiento de 0 (con el botón Offset ) y frecuencia de 200 mHz. Utilice la ventana de Micromanager para establecer un tiempo de exposición de 100 ms.
    3. Desplácese en z manualmente hasta alcanzar el plano de muestra. Optimice el ajuste z para que la región deseada para el escaneo volumétrico pase a través de la pantalla durante un ciclo.
  2. Seleccione los parámetros de escaneo.
    1. Asegúrese de que la amplitud de pico a pico esté configurada correctamente comprobando visualmente que la vista previa parece estar enfocada durante la exploración. Si la calidad de la imagen se degrada antes de acercarse a un extremo del escaneo que al otro, edite el desplazamiento en el generador de funciones para mover el centro del escaneo hacia la mejor región.
    2. En el programa Micromanager, seleccione un tiempo de exposición y haga clic en Multi-D Acq. para abrir la ventana Adquisición multidimensional. Utilice el cuadro Recuento para elegir el número de fotogramas, que establecerá el tiempo total de adquisición. El intervalo entre fotogramas (velocidad de fotogramas) se establecerá por el tiempo de exposición, a menos que se especifique un intervalo más largo en el cuadro Intervalo. En el generador de funciones, establezca la frecuencia para crear un escaneo de volumen completo por la mitad del período de la función de onda triangular (escaneo lineal en una dirección).
      NOTA: Si la velocidad de fotogramas y la frecuencia son demasiado bajas, se adquirirán muy pocos fotogramas para un escaneo de volumen, y el número bajo de fotogramas creará artefactos visibles en el posprocesamiento. Como referencia, la Figura 13 se componía de ~100 fotogramas en el escaneo y la Figura 14 se componía de ~800. También es fundamental tener en cuenta la propia muestra a la hora de seleccionar los parámetros. Asegúrese de que el tiempo de exposición esté ajustado de modo que la muestra esté lo suficientemente excitada pero no saturada. La intensidad del láser de excitación también se puede ajustar para este fin. Si el usuario está adquiriendo una serie de escaneos volumétricos para caracterizar un proceso variable en el tiempo en 3D, asegúrese de que la escala de tiempo de escaneo supere la dinámica de la escala de tiempo del sistema.
  3. Recopilación de vídeos: Adquiera un time-lapse que capture al menos la duración de una rampa completa hacia arriba o hacia abajo de la onda triangular, correspondiente a un escaneo completo del volumen.

8. Procedimientos de postratamiento

  1. Enderezamiento de pilas de imágenes volumétricas
    1. Enderezar los escaneos de volumen para convertir la pila de imágenes en planos inclinados en una serie de imágenes en coordenadas xyz reales.
      NOTA: Existen muchas guías excelentes sobre el posprocesamiento de imágenes de hoja de luz y software de código abierto para realizar el desviado de los escaneos de volumen existentes, así como para realizar el desviado y guardar las imágenes desviadas durante la adquisición24.
    2. Para enderezar los escaneos de volumen, obtenga los dos parámetros siguientes: la distancia real entre dos fotogramas en píxeles (d) y el ángulo entre el plano de fotogramas y el plano x-y (θ se establece mediante el ángulo de la lámina de luz oblicua (en este sistema, 30°). La distancia entre fotogramas dependerá de la óptica de imagen y de los ajustes de adquisición.
  2. Encontrar el parámetro d
    1. Calibra la distancia entre fotogramas cada vez que el sistema se realinea sustancialmente. Realice esta calibración con una pila de imágenes de perlas fluorescentes, ya que son las más fáciles de usar para diagnosticar problemas.
    2. Adquiera una pila de imágenes y ejecute el código de enderezamiento utilizando cualquier conjetura inicial para el parámetro d . Abra la pila de imágenes enderezadas en ImageJ y desplácese por la pila. Si d se ha establecido sustancialmente lejos de su valor real, observe que las cuentas aparecerán alargadas artificialmente en x o y, y las cuentas individuales parecerán moverse en el plano xy a medida que el usuario se desplaza por los marcos en z (en lugar de enfocar y desenfocar desde el mismo punto central). Itere sobre el parámetro d varias veces hasta que estos problemas ya no sean evidentes.
    3. Una vez que el parámetro d parezca estar razonablemente cerca del valor real, calcule las proyecciones de intensidad máxima de la pila de imágenes a lo largo de las direcciones x e y. Tenga en cuenta que las perlas de un diámetro cercano al límite de difracción pueden aparecer alargadas en z, pero lo ideal es que no parezcan cónicas ni alargadas en diagonal. Ajuste los parámetros de enderezamiento hasta que estos criterios no mejoren sustancialmente con nuevas iteraciones. Como referencia, los datos que se muestran en la Figura 13 se desviaron en d = 2,50 píxeles, y los datos de la Figura 14 se sesgaron en d = 1,0 píxeles.
      NOTA: La distancia entre fotogramas dependerá linealmente de la amplitud, la frecuencia y la velocidad de fotogramas de exploración.

Resultados

Se realizaron exploraciones volumétricas de perlas de 1 μm incrustadas en goma gellan. La Figura 14 muestra las proyecciones de intensidad máxima de los escaneos volumétricos desviados a lo largo de las direcciones x, y y z.

figure-results-1
Figura 14: Imagen volumétrica de perlas fluorescentes de 1 μm en goma gellan. Se muestran las proyecciones de intensidad máxima de los escaneos volumétricos delicados. Barras de escala = 30 μm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Hemos demostrado el uso del microscopio de hoja de luz de objetivo único para caracterizar redes de citoesqueletos reconstituidas mediante la realización de barridos volumétricos de muestras de ásteres de microtúbulos. En resumen, los microtúbulos marcados con rodamina y estabilizados con taxol se polimerizaron a partir de dímeros reconstituidos por GTP; luego, después de la polimerización, se mezclaron grupos motores de quinesina basados en estreptavidina en muestras junto con ATP para concentraciones finales de 6 μM de microtúbulos, 0,5 μM de dímeros de quinesina y 10 mM de ATP. En los sitios web de Mitchson Lab y Dogic Labse pueden encontrar extensos protocolos y guías para la preparación de microtúbulos estabilizados con taxol y grupos motores de kinesina 25,26. Las muestras se pipetearon suavemente en portaobjetos de microscopio, se sellaron y se dejaron reposar durante 8 horas antes de la obtención de imágenes para permitir que cesara la actividad motora y que las muestras alcanzaran un estado estructural estable que se asemejara a los ásteres.

Los estudios de sistemas de citoesqueletos reconstituidos emplean con mayor frecuencia microscopía confocal o de epifluorescencia para obtener imágenes de filamentos marcados. Sin embargo, ambas técnicas están limitadas en su capacidad para obtener imágenes de muestras 3D densas27. Si bien se ha avanzado mucho en la investigación in vitro de la materia activa basada en citoesqueletos al restringir las muestras a ser cuasi2D 28,29, las redes de citoesqueletos son inherentemente 3D, y muchos esfuerzos actuales radican en comprender los efectos que solo pueden surgir en muestras 3D29,30, lo que crea la necesidad de imágenes 3D de alta resolución.

figure-results-2
Figura 15: Facilitación de la visualización en 3D de muestras de citoesqueleto reconstituidas mediante microscopía de lámina de luz de objetivo único. (A) Imágenes de ásteres de microtúbulos fluorescentes adquiridos en un microscopio confocal de barrido láser Leica DMi8. Las imágenes muestran diferentes planos de un z-scan. Barra de escala = 30 μm. (B) Imágenes desconvolucionadas y destorcidas de un escaneo volumétrico realizado en la configuración de hoja de luz de un solo objetivo de la misma muestra. Barra de escala = 30 μm. El área de imagen distorsionada aquí corresponde al campo de visión utilizable (cuadro amarillo) que se muestra en la Figura 13B. Si bien el confocal sobresale en la obtención de imágenes de planos individuales cerca del cubreobjetos, la densidad de la muestra fluorescente presenta complicaciones cuando se obtienen imágenes en planos más altos debido a la señal adicional desde debajo del plano de imagen. La lámina de luz evita este problema iluminando solo el plano de imagen, lo que permite obtener imágenes uniformemente nítidas en diferentes planos en z. Abreviaturas: SOLS = hoja de luz de un solo objetivo; FoV = campo de visión. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

En la Figura 15, demostramos la obtención de imágenes volumétricas de una red de microtúbulos reconstituida contraída en estructuras similares a asters por grupos motores de kinesina. Como se ha demostrado en investigaciones previas28,31, estas estructuras 3D tienden a volverse densas hacia el centro, lo que da lugar a regiones brillantes de fluorescencia que son predominantes en la señal. En los planos de obtención de imágenes cerca del cubreobjetos (nivel z bajo), la microscopía confocal (Figura 15A) puede resolver filamentos individuales alrededor de la periferia del aster, con un fondo adicional hacia el centro debido a las señales de fluorescencia desenfocadas desde arriba. Sin embargo, moverse unas pocas micras en z reduce rápidamente la calidad de las imágenes debido a que las secciones densas desenfocadas del aster son predominantes en la señal en el plano de imagen. La iluminación de un solo plano de la lámina de luz (Figura 15B) elimina las señales desenfocadas de las partes densas del aster por encima y por debajo del plano de imagen, lo que permite una calidad de imagen comparable entre los planos. La capacidad de la lámina de luz para producir datos de escaneo volumétrico confiables y de alta calidad abre la posibilidad de visualizar y caracterizar fenómenos 3D en sistemas de citoesqueletos reconstituidos.

Discusión

Dos detalles importantes con respecto a este protocolo son el costo total del sistema y el tiempo esperado de construcción y alineación. Aunque el costo exacto es variable, podemos estimar cómodamente que el costo in toto de este SOLS o un sistema de bricolaje similar estaría en el rango de $ 85,000 USD. Observamos que esta estimación tiene en cuenta el precio de venta al público de todos los componentes, por lo que este precio global puede reducirse considerablemente si se obtienen componentes usados. En términos de tiempo de construcción, sería razonable esperar que un usuario con poca experiencia en óptica construya y alinee todo este sistema SOLS en 1-2 meses, siempre que todos los componentes estén disponibles y listos. A pesar de la longitud y complejidad del protocolo, creemos que la cantidad de detalles en el manuscrito escrito, junto con el protocolo de video, debería hacer que este protocolo sea sencillo y rápido de seguir.

Hay dos pasos críticos en este protocolo. En primer lugar, la colocación del galvo determina la colocación de muchas lentes, ya que forma parte de tres pares de lentes 4f separados. Es crucial que el galvo esté conjugado con los planos focales posteriores de O1 y O2 y centrado correctamente para garantizar un escaneo invariante de inclinación. En segundo lugar, la calidad de la imagen es extremadamente sensible a la alineación de O2 y O3 entre sí. Aquí, se debe tener cuidado para garantizar que, en primer lugar, el ángulo de alineación de O3 a O2 coincida con la inclinación de la lámina de luz de excitación, proporcionando así una iluminación plana máxima a través del campo de visión inclinado de manera similar. En segundo lugar, el O3 debe colocarse a la distancia axial correcta para mantener un campo de visión plano con un área lo más grande posible. En tercer lugar, el O3 debe colocarse a la distancia lateral correcta del O2 para maximizar la señal que pasa a través de la interfaz O2-O3.

En cuanto al campo de visión utilizable, este sistema logró un campo plano y fiable con una iluminación constante en un área de 80 μm x 80 μm. Esta área es más pequeña que el campo de visión máximo proporcionado por la cámara, por lo que el campo de visión utilizable se indica mediante el cuadro amarillo de la Figura 13. En términos de poder de resolución, este sistema logró una distancia mínima resoluble de 432 nm a lo largo del eje x y 421 nm a lo largo del eje y, que se midió encontrando el promedio sigma x e y de los ajustes gaussianos a las funciones de dispersión puntual (PSF) en el campo de visión bueno y multiplicándolo por dos. Observamos que este sistema no se optimizó en términos de su NA total, lo que significa que hay margen de mejora significativa si los usuarios desean un poder de resolución superior al que logró este sistema. Hay una multitud de opciones de objetivos compatibles para este tipo de construcción de SOLS, muchas de las cuales contribuirían a una mayor resolución del sistema, pero con los inconvenientes de un costo más alto, un campo de visión más pequeño o técnicas de alineación más complicadas en la interfaz del relé 8,11,13,20. Por otra parte, si los usuarios desean un campo de visión más grande, la incorporación de un segundo galvo para permitir el escaneo 2D lograría este objetivo, pero requeriría que se integraran ópticas y mecánicas de control adicionales en el diseño32. Hemos proporcionado más detalles sobre las modificaciones al sistema en nuestra página web, junto con enlaces a otros recursos útiles sobre el proceso de diseño23.

Más allá de mejorar los componentes específicos para este diseño en particular, sería muy factible agregar otras técnicas o modalidades de microscopía de alta resolución a esta construcción. Una de esas mejoras sería incorporar iluminación de múltiples longitudes de onda, lo que implicaría alinear láseres de excitación adicionales con la ruta de excitación original8. Además, debido a que este tipo de diseño SOLS deja la muestra accesible, agregar funciones adicionales al microscopio, que incluyen, entre otras, pinzas ópticas, microfluídica y reometría, es relativamente sencillo 2,33.

En comparación con la miríada de guías de hojas de luz que se han publicado, este protocolo proporciona instrucciones a un nivel de comprensión que puede resultar útil para un usuario sin experiencia significativa en óptica. Al hacer que una construcción SOLS fácil de usar con capacidades tradicionales de montaje de portaobjetos de muestra sea accesible a un público más amplio, esperamos permitir una expansión aún mayor de las aplicaciones de la investigación basada en SOLS en todos los campos en los que el instrumento se ha utilizado o podría utilizarse. Incluso con las aplicaciones de los instrumentos SOLS creciendo rápidamente en número 2,34,35, creemos que muchos beneficios y usos de los instrumentos tipo SOLS aún permanecen inexplorados y expresamos entusiasmo por las posibilidades de este tipo de instrumento en el futuro.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar. Toda la investigación se llevó a cabo en ausencia de relaciones comerciales o financieras que pudieran interpretarse como un conflicto de intereses.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por el Premio RUI de la Fundación Nacional de Ciencias (NSF) (DMR-2203791) a J.S. Estamos agradecidos por la orientación proporcionada por el Dr. Bin Yang y el Dr. Manish Kumar durante el proceso de alineación. Jenny Ross y K. Alice Lindsay por las instrucciones de preparación para los motores de kinesina.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Lente plano-cóncava de 1" f = -50 mmThorlabs LC1715-A-MLPara alineación láser
Costo estimado: $49.5
Doblete acromático de 1" f = 100 mm (x3)ThorlabsAC254-100-A-MLL2, L4 y láser de alineación
Costo estimado: $342.42
Doblete acromático de 1" f = 125 mmThorlabsAC254-125-A-MLSL2
Costo estimado: $114.14
Doblete acromático de 1" f = 150 mmThorlabsAC254-150-A-MLL3
Costo estimado: $114.14
Doblete acromático de 1" f = 150 mmThorlabsAC254-150-A-MLTL2
Costo estimado: $114.14
Doblete acromático de 1" f = 45 mmThorlabsAC254-045-A-MLL1
Costo estimado: $114.14
Doblete acromático de 1" f = 75 mmThorlabsAC254-075-A-MLSL1
Costo estimado: $114.14
Lente cilíndrica de 1" f = 100 mmThorlabsLJ1567RMCL3
Costo estimado: $117.62
Lente cilíndrica de 1" f = 200 mmThorlabsLJ1653RMCL2
Costo estimado: $111.22
Lente cilíndrica de 1" f = 50 mmThorlabsLJ1695RMCL1
Costo estimado: $117.62
Estenopeico montado de 1", 30 y micro; m Diámetro estenopeicoThorlabsP30KCosto estimado: $77.08
Espejo plateado de 1" (x3)ThorlabsPF10-03-P01M1, M2, uno para alineación
Costo estimado: $168.78
Espejo elíptico de 2"ThorlabsPFE20-P01M3
Costo estimado: $179.98
Soporte de poste de 2" (x11)ThorlabsPH2Para montaje láser personalizado, rueda ND, pantallas de seguridad
Costo estimado: $98.45
Postes de 2" (x47)ThorlabsTR2Para montaje láser personalizado y componentes ópticos
Costo estimado: $277.3
Postes de 3" (x4) Thorlabs TR3Para soportes M3 y otros soportes
Costo estimado: $24.6
Soporte de poste de 3" (x4)Thorlabs PH3Costo estimado: $38.48
Adaptador de jaula de 30 a 60 mm ThorlabsLCP33Para montar O1
Costo estimado: $45.42
Rueda de filtro de jaula de 30 mmThorlabsCFW6Para montar filtros ND
Costo estimado: $172.36
Placa de jaula de 30 mm (x6)ThorlabsCP33Para construir una jaula de alineación y un láser de alineación
Costo estimado: $114.54
Montura de espejo cinemático en ángulo recto de 30 mm (x3)ThorlabsKCB1Para montar M1 y M2 y para la alineación láser
Costo estimado: $463.95
Soporte de poste de 4" (x30)ThorlabsPH4Costo estimado: $320.1
Láser de 561 nm y fuente de alimentación Opto Engine LLCMGL-FN-561-100mWExcitación láser
Costo estimado: $6000
Placa de jaula de 60 mm (x2)ThorlabsLCP01Para montar TL1 y M3 mount
Costo estimado: $88.52
Montaje de espejo cinemático en ángulo recto de 60 mmThorlabsKCB2Para montar M3
Costo estimado: $187.26
90° Montura abatibleThorlabs TRF90Para alineación láser
Costo estimado: $95.5
Adaptador con roscas externas de montaje C y roscas internas SM1Thorlabs SM1A9Para conectar el tubo de la lente a la cámara
Costo estimado: $20.96
Adaptador con roscas externas SM1 y roscas internas de montura CThorlabs SM1A10Para conectar la lente de tubo a la montura de la lente
Costo estimado: $21.82
Adaptador con roscas SM1 externas y roscas M25 internas (x2)ThorlabsSM1A12Para montar O1 y O2
Costo estimado: $47.06
Adaptador con roscas externas SM1 y roscas internas M26ThorlabsSM1A27Para montar O3
Costo estimado: $22.38
Disco de AlineaciónThorlabs SM1A7Costo estimado: $20.45
Alineación LáserBISKEEhttps://www.amazon.com/Tactical-Presentation-Teaching-Interactive-Adjustable/dp/B09B1VXPNM
Costo estimado: $16.98
Tobogán de plástico autoluorescente, rojo Chroma92001Costo estimado: $ 20
Obturador de haz Thorlabs SM1SH1Para bloquear la luz láser
Costo estimado: $65.8
Rotación de jaula Montaje (x3)ThorlabsCRM1TPara montar CL1-3
Costo estimado: $282.15
Barras de sistema de jaula de 1" (x8)Thorlabs ER1Para montar M3 y O1
Costo estimado: $44.8
Barras del sistema de jaula de 3" (x2)Thorlabs ER3Para montar O3
Costo estimado: $14.28
Varillas del sistema de jaula 4" (x4)Thorlabs ER4Para montar ranura
Costo estimado: $30.76
Varillas del sistema de jaula 8" (x2)Thorlabs ER8Para la alineación de lentes de tubo
Costo estimado: $25.3
Sistema de jaula Varillas de 12" (x8)ThorlabsER12Para jaula de alineación
Costo estimado: $145.36
CámaraAndorZyla 4.2 sCMOSCosto estimado: ~$14,000
Horquilla de sujeción (x35)ThorlabsCF125Para sujetar soportes de poste
Costo estimado: $338.8
Cubreobjetos, 22 x 22 mm Corning2850-22Para muestras de portaobjetos
Costo estimado: $265
Dicroico AVRDI01-R405/488/561/635-25x36Para dividir las trayectorias de escisión/emisión
Costo estimado: $965
Etapa de traducción de cola de milanoThorlabsDT12Para traducir pinhole
Costo estimado: $90.55
Filtro de emisiónThorlabsFELHO600Costo estimado: $140.99
Disco de alineación de vidrio esmerilado (x2)ThorlabsDG10-1500-H1Para la jaula de alineación y el plano intermedio
Costo estimado: $75.14
Función GeneradorHewlett-PackardHP 33120A 15 MHzPara controlar galvo
Costo estimado: $900
Galvanómetro - Sistema 1D de gran diámetro de hazThorlabsGVS011Costo estimado: $1715.78
Fuente de alimentación del galvanómetroSiglentSPD3303CCosto estimado: $300
GelriteResearch Products InternationalG35020-100.0Goma gellan para muestra de cuentas 3D
Costo estimado: $68.25
FIJI Softwarede códigoDescarga desde https://imagej.net/software/fiji/downloads
Costo estimado:
Placa caliente / agitadorCorning6795-220Para preparar soluciones de muestra
Costo estimado: $550
Controlador de motor con escobillas K-CubeThorlabsKDC101Unidades Z825B
Costo estimado: $757.51
Montura cinemáticaThorlabsKM100SPara montar dicroico
Costo estimado: $92.01
Kinesis SoftwareThorlabs Descargar desde https://www.thorlabs.com/newgrouppage9.cfm?objectgroup_id=10285
Costo estimado:
Bloqueador de luz láser gratis Thorlabs LB1Para reflejos de filtro ND
Costo estimado: $57.65
Montaje láserhechoimpreso en 3D
Costo estimado: N/
A Pantalla de seguridad láser (x2)Thorlabs TPS4Para bloquear la luz láser parásita
Costo estimado: $92.02
Lente de tubo de escaneo láserThorlabsTTL200MPTL1
Costo estimado: $1491
Montura de lente (x10) ThorlabsLMR1Para montar todas las lentes y espejos de alineación adicionales.
Costo estimado: $164.7
Regla magnéticaThorlabsBHM4Para verificar la alineación
Costo estimado: $52.74
Micro-Manager Software Descarga de códigodesde https://micro-manager.org/Download_Micro-Manager_Latest_Release
Costo estimado:
Portaobjetos de microscopioThermo Fisher Scientific 12550400Para muestras de portaobjetos
Costo estimado: $123.9
Etapa de microscopio ASIFTP-2000 con piezas personalizadasPara traducir muestras con precisión
Costo estimado: ~ $ 16,000
Mini mezclador de vórtice  VWR10153-688Para la preparación de muestras
Costo estimado: $152.64
Actuador motorizadoThorlabsZ825BPara traducir con precisión M1
Costo estimado: $729.07
Iris estándar montado (x2)ThorlabsID20Al menos 2 para alineación
Costo estimado: $118.02
Conjunto de filtros ND ThorlabsNDK01 Para reducir la intensidad de excitación
Costo estimado: $726.73
Lente del objetivo 1Nikon  Plan Apo 60X/ 1.20 WIO1
Costo estimado: ~$15,000
Lente de objetivo 2NikonTU Plan Fluor 100X/0.90 O2
Costo estimado: ~$6,000
Objetivo Lente 3MitutoyoPlan Apo HR 50X/0.75O3
Costo estimado: ~$6,800
OPM DesviaciónSoftware de códigoPara el procesamiento de imágenes. Descargar desde https://github.com/QI2lab/OPM
Costo estimado:
Sensor de potencia de fotodiodoThorlabs S121CPara medir la intensidad del láser
Costo estimado: $379.68
Objetivo de distorsión de cuadrícula positivaThorlabsR1L3S3PAlineación de campo claro
Costo estimado: $267.87
Consola digital del medidor de potenciaThorlabs PM100DPara medir la intensidad del láser
Costo estimado: $1245.48
Rhodamine 6GThermo Scientific J62315.14Para muestra de portaobjetos con recubrimiento fluorescente
Costo estimado: $27.7
Abrazadera de ángulo recto parapostes Thorlabs RA90Para soporte M3 y espejo abatible
Costo estimado: $32.46
Placa de jaula roscada RMS (x2) Thorlabs CP42Para alineación láser
Costo estimado: $70.56
Placa de corte 2.5-5.0 mmThorlabsSI050P Costo estimado: $182.85
Placa de corte 5.0-10.0 mmThorlabsSI100PCosto estimado: $201.47
Placa de corte 10.0-25.4 mmThorlabsSI254PCosto estimado: $236.42
Pantalla de visualización de placa de corteThorlabsSIVSCosto estimado: $337.74
Interferómetro de cizallamiento con placa de 1-3 mmThorlabsSI035Para verificar la colimación
Costo estimado: $465.85
Collar de poste sin cordones (x35)Thorlabs R2Para mantener la altura del poste
Costo estimado: $208.25
ThorlabsVA100hendiduraCosto estimado: $294.64
Tubo de lente ranurado, 3"Thorlabs SM1L30CPara alineación láser
Costo estimado: $77.45
Espejo cuadrado, 1 x 1"https://www.amazon.com/Small-Square-Mirror-Pieces-Mosaic/dp/B07FBNMDC1/ref=asc_df_B07FBNMDC1/?tag=hyprod-20&linkCode=df0&hva
did=642191768069& hvpos=& hvne
tw=g& hvrand=1336734911900437
4691& hvpone=& hvptwo=& hvqmt=
& hvdev=c& hvdvcmdl=& hvlocint=&
hvlocphy=9031212& hvtargid=pla-1
943952718742& gclid=Cj0KCQiA6L
yfBhC3ARIsAG4gkF_AYBpn5EdGL
q3mc-RU-nanT5vM4ac9r3-obbzqJoWKPkIPIJU6e1caAjWmEA
Lw_wcB& th=1
Costo estimado: $14.76
Tubo de lente apilable de 1/2" (x3)ThorlabsSM1L05Para montar CL1-3
Costo estimado: $40.86
Tubo de lente apilable de 1"ThorlabsSM1L10Para montar O3
Costo estimado: $15.41
Tubo de lente apilable de 2" (x2)ThorlabsSM1L20Para la ruta de la cámara
Costo estimado: $35.7
Adaptador de base de pedestal con tachuelas (x37)Thorlabs BE1Para acoplar monturas de poste a la mesa
Costo estimado: $400.71
Traducción de la montura de lente (x3)ThorlabsLM1XYPara traducir finamente el agujero de alfiler, O2 y O3
Costo estimado: $441
Etapa de traducción con micrómetro estándar (x2)ThorlabsPT1/MTS1-2
Costo estimado: $647.54
Etapa de traducción manual de viajeThorlabsCT1AMontura de traslación de jaula O3
Costo estimado: $497.3
Lente de tuboNikonMXA20696TL3
Costo estimado: $359
ThorlabsLED montados en blancoMNWHL4
Costo estimado: $171.28
         COSTO TOTAL ESTIMADO: $84,858.98
         Los autores señalan que muchas piezas se compraron usadas. Aquí, hemos intentado reflejar el precio de venta al público de todos los artículos, por lo que el costo total se puede reducir en gran medida comprando artículos particulares usados, especialmente los más caros.
COMPONENTES OPCIONALES
Grasshopper3 USB3FLIR  GS3-U3-23S6C-CPara comprobaciones diagnósticas durante la alineación. En su lugar, se puede usar la cámara Acquisiton, pero requiere una realineación posterior.
Costo estimado: $1089
abierto gratuito a medida abierto gratuitos abierto gratuito deFuente de luz de campo claro

Referencias

  1. Girkin, J. M., Carvalho, M. T. The light-sheet microscopy revolution. Journal Optics. 20 (5), 053002(2018).
  2. You, R., McGorty, R. Light sheet fluorescence microscopy illuminating soft matter. Frontiers in Physics. 9, 760834(2021).
  3. Fuchs, E., Jaffe, J. S., Long, R. A., Azam, F. Thin laser light sheet microscope for microbial oceanography. Optics Express. 10 (2), 145-154 (2002).
  4. Huisken, J., Swoger, J., Del Bene, F., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. K. Optical sectioning deep inside live embryos by selective plane illumination microscopy. Science. 305 (5686), 1007-1009 (2004).
  5. Dunsby, C. Optically sectioned imaging by oblique plane microscopy. Optics Express. 16 (25), 20306-20316 (2008).
  6. Bouchard, M. B., et al. Swept confocally-aligned planar excitation (SCAPE) microscopy for high-speed volumetric imaging of behaving organisms. Nature Photonics. 9 (2), 113-119 (2015).
  7. Smith, C. W., Botcherby, E. J., Wilson, T. Resolution of oblique-plane images in sectioning microscopy. Optics Express. 19 (3), 2662-2669 (2011).
  8. Yang, B., et al. Epi-illumination SPIM for volumetric imaging with high spatial-temporal resolution. Nature Methods. 16 (6), 501-504 (2019).
  9. Wu, Y., et al. Simultaneous multiview capture and fusion improves spatial resolution in wide-field and light-sheet microscopy. Optica. 3 (8), 897-910 (2016).
  10. Sahasrabudhe, A., Vittal, V., Ghose, A. Peeping in on the cytoskeleton: Light microscopy approaches to actin and microtubule organization. Current Science. 105 (11), 1562-1570 (2013).
  11. Kumar, M., Kishore, S., Nasenbeny, J., McLean, D. L., Kozorovitskiy, Y. Integrated one- and two-photon scanned oblique plane illumination (SOPi) microscopy for rapid volumetric imaging. Optics Express. 26 (10), 13027-13041 (2018).
  12. Kim, J., et al. Oblique-plane single-molecule localization microscopy for tissues and small intact animals. Nature Methods. 16 (9), 853-857 (2019).
  13. Sapoznik, E., et al. A versatile oblique plane microscope for large-scale and high-resolution imaging of subcellular dynamics. eLife. 9, e57681(2020).
  14. Bernardello, M., Marsal, M., Gualda, E. J., Loza-Alvarez, P. Light-sheet fluorescence microscopy for the in vivo study of microtubule dynamics in the zebrafish embryo. Biomedical Optics Express. 12 (10), 6237-6254 (2021).
  15. Shelden, E. A., Colburn, Z. T., Jones, J. C. R. Focusing super resolution on the cytoskeleton. F1000Res. 5, F1000 Faculty Rev-998 (2016).
  16. Wulstein, D. M., Regan, K. E., Garamella, J., McGorty, R. J., Robertson-Anderson, R. M. Topology-dependent anomalous dynamics of ring and linear DNA are sensitive to cytoskeleton crosslinking. Science Advances. 5 (12), (2019).
  17. Sheung, J. Y., Garamella, J., Kahl, S. K., Lee, B. Y., McGorty, R. J., Robertson-Anderson, R. M. Motor-driven advection competes with crowding to drive spatiotemporally heterogeneous transport in cytoskeleton composites. Frontiers in Physics. 10, 1055441(2022).
  18. Zeiss Lightsheet 7. Light-Sheet Multiview Imaging of Living and Cleared Specimens. Zeiss. , Available from: https://www.zeiss.com/microscopy/en/products/light-microscopes/light-sheet-microscopes/lightsheet-7.html (2023).
  19. Zeiss Lattice Lightsheet 7. Long-Term Volumetric Imaging of Living Cells. Zeiss. , Available from: https://www.zeiss.com/microscopy/en/products/light-microscopes/light-sheet-microscopes/lattice-lightsheet-7.html (2023).
  20. Kumar, M., Kishore, S., McLean, D. L., Kozorovitskiy, Y. Crossbill: An open access single objective light-sheet microscopy platform. bioRxiv. , (2021).
  21. Olarte, O. E., Andilla, J., Gualda, E. J., Loza-Alvarez, P. Light-sheet microscopy: A tutorial. Advances in Optics and Photonics. 10 (1), 111-179 (2018).
  22. Pitrone, P. G., et al. OpenSPIM: An open-access light-sheet microscopy platform. Nature Methods. 10 (7), 598-599 (2013).
  23. Sheung Lab, Single Objective Light Sheet Microscope (SOLS) Guide. Sheung Lab. , Available from: https://sites.google.com/view/sheunglab/microscopy/single-objective-light-microscope-sols (2023).
  24. Lamb, J. R., Ward, E. N., Kaminski, C. F. Open-source software package for on-the-fly deskewing and live viewing of volumetric lightsheet microscopy data. Biomedical Optics Express. 14 (2), 834-845 (2023).
  25. Harvard University. Mitchison Lab. , Available from: https://mitchison.hms.harvard.edu/home (2023).
  26. Research at Dogic Lab. , Available from: http://dogiclab.physics.ucsb.edu/research/ (2023).
  27. Watkins, S. C., St. Croix, C. M. Light sheet imaging comes of age. Journal of Cell Biology. 217 (5), 1567-1569 (2018).
  28. Ndlec, F. J., Surrey, T., Maggs, A. C., Leibler, S. Self-organization of microtubules and motors. Nature. 389 (6648), 305-308 (1997).
  29. Sanchez, T., Chen, D. T. N., DeCamp, S. J., Heymann, M., Dogic, Z. Spontaneous motion in hierarchically assembled active matter. Nature. 491 (7424), 431-434 (2012).
  30. Berezney, J., Goode, B. L., Fraden, S., Dogic, Z. Extensile to contractile transition in active microtubule-actin composites generates layered asters with programmable lifetimes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 119 (5), e2115895119(2022).
  31. Kim, K., et al. Isomorphic coalescence of aster cores formed in vitro from microtubules and kinesin motors. Physical Biology. 13 (5), 056002(2016).
  32. Millett-Sikking, A., et al. High NA single-objective lightsheet. , (2019).
  33. Bourgenot, C., Saunter, C. D., Taylor, J. M., Girkin, J. M., Love, G. D. 3D adaptive optics in a light sheet microscope. Optics Express. 20 (12), 13252-13261 (2012).
  34. Bernardello, M., Gualda, E. J., Loza-Alvarez, P. Modular multimodal platform for classical and high throughput light sheet microscopy. Scientific Reports. 12 (1), 1969(2022).
  35. Crombez, S., Leclerc, P., Ray, C., Ducros, N. Computational hyperspectral light-sheet microscopy. Optics Express. 30 (4), 4856-4866 (2022).

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Microscopía de hoja de luzmicroscopio de objetivo únicomicroscopía de fluorescenciaseccionamiento ópticoredes de microtúbulosimágenes volumétricasmontaje de muestrasmicroscopía confocalalineación del microscopio
Diseño y construcción de un microscopio de fluorescencia de lámina de luz personalizable de un solo objetivo para la visualización de redes de citoesqueletos
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.