Artículo de método

Una técnica modificada para inducir el síndrome de ovario poliquístico en ratones

2.2K visualizaciones

⸱

DOI:

10.3791/66637

⸱

5 de julio de 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Obstetrics and Gynecology Hospital, Institute of Reproduction and Development, Fudan University, 2Women's Hospital, Key Laboratory of Reproductive Genetics (Ministry of Education), Zhejiang University School of Medicine, 3International Institutes of Medicine, the Fourth Affiliated Hospital, Zhejiang University School of Medicine, 4Research Units of Embryo Original Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences (No. 2019RU056), 5State Key Laboratory of Cardiology

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Este protocolo introduce una técnica para inducir modelos de síndrome de ovario poliquístico (SOP) en ratones mediante la liberación controlada de letrozol utilizando minibombas. Bajo la anestesia adecuada, la minibomba se implantó por vía subcutánea y se indujo con éxito el SOP en los ratones después de un cierto período de liberación de la minibomba.

Resumen

El síndrome de ovario poliquístico (SOP) es una de las principales causas de infertilidad en las mujeres. Los modelos animales se utilizan ampliamente para estudiar los mecanismos etiológicos del síndrome de ovario poliquístico y para el desarrollo de fármacos relacionados. Los modelos de ratón inducidos por letrozol replican los fenotipos metabólicos y reproductivos de los pacientes con SOP. El método tradicional de tratamiento con letrozol en ratones con SOP requiere una dosis diaria durante un cierto período, lo que puede ser laborioso y causar un estrés significativo a los ratones. Este estudio describe un método sencillo y eficaz para inducir el síndrome de ovario poliquístico en ratones mediante la implantación de una minibomba liberadora de letrozol controlada. Se fabricó una minibomba capaz de liberar de forma estable y continua una cantidad cuantitativa de letrozol y se implantó por vía subcutánea en ratones bajo anestesia. Este estudio demostró que el modelo de ratón imitó con éxito las características del SOP después de la implantación de la minibomba de letrozol. Los materiales y equipos utilizados en este estudio están fácilmente disponibles para la mayoría de los laboratorios, sin necesidad de una personalización especial. En conjunto, este artículo proporciona un método único y fácil de realizar para inducir el SOP en ratones.

Introducción

El síndrome de ovario poliquístico (SOP) es una de las afecciones más comunes entre las mujeres en edad reproductiva1. Afecta hasta el 18% de las mujeres a nivel mundial y es la principal causa de infertilidad femenina en todo el mundo 2,3. El síndrome de ovario poliquístico se caracteriza por una serie de anomalías reproductivas interrelacionadas, como la secreción alterada de gonadotropinas, la anovulación crónica, el aumento de la producción de andrógenos y la morfología ovárica poliquística4. Además de los trastornos ginecológicos, el síndrome de ovario poliquístico también aumenta el riesgo de enfermedades cardiovasculares 5,6. A pesar de décadas de investigación, la etiología del SOP sigue sin estar clara 7,8.

Para obtener una mejor comprensión de la patogénesis del síndrome de ovario poliquístico y desarrollar nuevas terapias, la creación de modelos animales que imiten de cerca la fisiología humana es de gran importancia9. Los modelos de SOP en roedores reportados actualmente incluyen aquellos inducidos por tratamientos con testosterona, letrozol y valerato de estradiol, entre otros. La testosterona induce hiperandrogenemia y se utiliza más comúnmente como inductor del SOP en ratas10. La DHEA se ha utilizado para inducir el síndrome de ovario poliquístico en roedores, aumentando los niveles de testosterona, las proporciones de LH / FSH (hormona luteinizante / hormona estimulante del folículo) y causando ciclos estrales irregulares11. El valerato de estradiol (EV) es un estrógeno de acción prolongada, y los estudios que utilizan este método muestran que los niveles de hormonas esteroides sexuales y gonadotropinas varían dependiendo de la dosis de EV administrada 12,13,14. El letrozol es un inhibidor no esteroideo de la aromatasa15. El tratamiento con letrozol induce el estro no cíclico, aumenta el peso ovárico, el peso corporal, agranda los adipocitos, maximiza el desarrollo de los folículos y eleva los niveles de testosterona en ratas16,17. Los ratones tratados con letrozol presentan un mayor número de folículos sinusales y quistes hemorrágicos, así como concentraciones elevadas de LH, FSH, estradiol y progesterona 18,19.

En la actualidad, los principales métodos para el modelado del SOP inducido por letrozol incluyen la administración oral y la inyección subcutánea, las cuales requieren dosis diarias repetidas 20,21,22. Estos métodos requieren mucho tiempo y mano de obra, y es probable que la administración repetitiva cause un estrés significativo a los animales23. A pesar de que algunos estudios utilizan pellets de letrozol24,25, estos productos necesitan ser personalizados y son caros. En este informe se describe una técnica para inducir el síndrome de ovario poliquístico en ratones mediante minibombas. Este método es simple, ahorra tiempo y utiliza herramientas y equipos quirúrgicos que están disponibles en la mayoría de los laboratorios.

Protocolo

Todos los protocolos experimentales con animales de este estudio fueron aprobados por el Comité de Ética Animal de la Universidad de Fudan. Aquí se utilizaron ratones hembra C57BL/6J, de 4 semanas de edad. Los detalles de los animales, reactivos y equipos utilizados en este estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación de la minibomba

  1. Tome el polvo de letrozol (50 mg) almacenado en el frasco de embalaje original, centrifugue el polvo de letrozol en el frasco a 300 x g durante 5 s (a temperatura ambiente) y luego abra el tapón.
  2. Agregue lentamente 625 μL de DMSO al polvo de letrozol con una pipeta y mezcle bien para obtener una solución madre a una concentración de 8 mg/100 μL, totalizando 625 μL.
    NOTA: Si utiliza un tamaño de paquete diferente de polvo de letrozol, calcule el volumen requerido de DMSO con anticipación para configurar la solución madre. El polvo de letrozol, el DMSO y otros compuestos relacionados deben ser de grado estéril. Las puntas de pipeta, los tubos y otros elementos relacionados deben ser estériles o esterilizados antes de su uso.
  3. Cuente el número de ratones requeridos de acuerdo con el diseño experimental.
  4. Extraiga la cantidad total de solución madre de letrozol necesaria con una pipeta, en función del número de ratones necesarios, e inyéctese lentamente en el tubo de centrífuga.
    NOTA: Se seleccionaron ratones de 4 semanas de edad para una exposición de 8 semanas para inducir el modelo de ratones con SOP. La dosis total de letrozol es de 8 mg por cada ratón, lo que requiere la implantación de dos bombas consecutivas (una bomba se libera durante 4 semanas), es decir, 4 mg/4 semanas por bomba. Como se mencionó en el paso 1.2, la concentración de la solución madre de letrozol es de 8 mg/100 μL. Para preparar las bombas, se requieren 50 μL de solución madre para cada bomba como se calcula a continuación: un total de 4 mg de letrozol dividido por 8 mg/100 μL.
  5. Extraiga una cantidad igual de PEG300, agréguelo a la solución de letrozol y mezcle bien (se puede vórtice adecuadamente).
  6. Prepare la solución del vehículo de control para el grupo de control (50 μL de DMSO + 50 μL de PEG300 para cada bomba sin letrozol).
  7. Prepare un número adecuado de tubos de centrífuga estériles de acuerdo con el número de bombas requeridas; Es necesario preparar un tubo de centrífuga de 15 ml para cada bomba.
  8. Extraiga solución salina con una jeringa y agregue 5 ml de solución salina a cada tubo de centrífuga. Luego, tape los tubos de centrífuga y colóquelos en una rejilla de tubos para su uso posterior.
  9. Use un nuevo par de guantes estériles, saque las minibombas en la cantidad deseada y colóquelas sobre una encimera o recipiente limpio y estéril.
  10. Pellizque suavemente la tapa que coincide con el cuerpo de la bomba con el pulgar y el índice, y sostenga el cuerpo de la bomba con la otra mano.
  11. Empuje lentamente el puerto de llenado de la bomba varias veces con el tubo delgado conectado a la tapa (Figura 1B).
    NOTA: Si no está desobstruido, es posible que el líquido no fluya libremente en el tubo después del llenado.
  12. Tome la aguja que coincida con la bomba y una jeringa estéril de 1 mL. Conecte la aguja a la jeringa y apriétela (Figura 1C).
  13. Elabore cuidadosa y lentamente la solución final de letrozol configurada anteriormente con la jeringa recién ensamblada (Figura 1D).
    NOTA: La aspiración de la solución de letrozol debe realizarse de manera lenta y uniforme. La aspiración rápida puede generar burbujas de aire, que pueden afectar la posterior inyección de la solución del fármaco.
  14. Inyecte la solución de letrozol en la minibomba.
    1. Presione con cuidado una minibomba con una mano para que quede en posición vertical y, con la otra mano, sostenga la jeringa de 1 ml antes mencionada e insértela lentamente en la parte inferior de la bomba (Figura 1E).
      NOTA: Si la aguja no se inserta en la parte inferior de la bomba, el líquido de la bomba puede burbujear fácilmente durante la inyección, lo que afectará la liberación posterior del medicamento por parte de la bomba.
    2. A continuación, inyecte lentamente la solución configurada; La inyección se puede notar cuando la apertura de la bomba burbujea ligeramente.
    3. Inyecte más lentamente cuando el volumen de inyección se acerque a 90 μL. Una vez que la bomba esté completamente llena (aproximadamente 100 μL), retire la jeringa.
    4. Inserte con cuidado la tapa en el cuerpo de la bomba y hágala hermética; En este punto, se derramará una pequeña cantidad de solución. Límpialo con cuidado.
  15. Tome la bomba cargada con el medicamento, con la salida hacia arriba (el extremo con la tapa), tome el tubo de centrífuga previamente preparado y sumerja completamente la bomba en solución salina estéril (Figura 1F). Luego, tape el tubo de centrífuga y colóquelo en la rejilla de tubos.
    NOTA: Tenga cuidado de evitar contaminar la bomba durante todo el proceso.
  16. Una vez fabricadas todas las minibombas, coloque todos los tubos de centrífuga en un termostato de 37 °C durante 48 h.

2. Preparación para la operación y anestesia

  1. Prepare y esterilice todos los instrumentos necesarios el día de la cirugía, incluidos fórceps, hemostáticos, tijeras quirúrgicas, portaagujas y suturas quirúrgicas absorbibles 4-0.
  2. Antes de usar la máquina de anestesia con isoflurano (Figura 2B), verifique cuidadosamente si la conexión de la tubería es correcta y asegúrese de que la tubería esté intacta y no tenga fugas.
  3. Desenrosque la tapa de sellado de llenado en el evaporador de la máquina de anestesia, luego agregue lentamente el anestésico.
  4. Mantenga el nivel de anestesia entre los límites superior e inferior etiquetados en la máquina de anestesia.
  5. Convierta el interruptor de válvula de tres vías para garantizar que el flujo de aire del evaporador de la máquina de anestesia esté conectado a la caja de inducción de anestesia.
  6. Abra la bomba de aire y el evaporador, luego ajuste la concentración de isoflurano para la inducción de la anestesia (generalmente 3%-4%).
  7. Espere aproximadamente 1 minuto hasta que el anestésico llene la caja de inducción, luego coloque el mouse en la caja de inducción y espere hasta que se complete la anestesia (este proceso tarda aproximadamente 2-3 minutos).
  8. Compruebe que los ratones están adecuadamente anestesiados inclinando suavemente la caja. Si se da la vuelta a los ratones y no muestran signos de volver a la posición recostada, se induce la anestesia.

3. Implantación de la minibomba de letrozol

  1. Colóquese una mascarilla quirúrgica y guantes estériles.
  2. Retire los ratones preanestesiados de la caja de inducción y aplique la crema depilatoria en la parte posterior de los ratones, luego espere 1 minuto. Limpie suavemente la crema depilatoria y el cabello con una gasa húmeda.
  3. Al mismo tiempo, cambie el interruptor de la válvula de tres vías para asegurarse de que el flujo de aire del evaporador de la máquina de anestesia esté conectado a la máscara de anestesia y ajuste la concentración de mantenimiento (generalmente 2%).
  4. Después de depilar, sostenga el ratón con la mano dominante y coloque su cabeza/nariz en la máscara de anestesia.
  5. Compruebe la profundidad de la anestesia probando el reflejo de retirada del pedal.
    NOTA: Todos los procedimientos que involucran anestesia deben realizarse utilizando filtros de gas equipados con tabletas de carbón activado, y el procedimiento debe realizarse en una campana extractora.
  6. Asegure el mouse en posición prona en la placa de operación y aplique lubricante ocular en ambos ojos.
  7. Aplique hisopos de povidona yodada tres veces sobre la piel expuesta (Figura 2C). A continuación, inyecte meloxicam por vía subcutánea a una dosis de 2 mg/kg.
  8. Confirme la profundidad del anestésico mediante un pellizco en el dedo del pie nuevamente. A continuación, en la línea media de la nuca, favoreciendo la piel del lado sin pelo, recoger la piel con pinzas y hacer una incisión de aproximadamente 0,5 cm lateralmente con un bisturí o unas tijeras quirúrgicas (Figura 2D).
  9. A continuación, abra la epidermis por debajo de la incisión y acceda a ella con un hemostático o un portaagujas para liberar la piel, dejando espacio para una minibomba (a unos 2 cm de distancia de la incisión) (Figura 2E).
  10. Saque la bomba de la solución salina en el tubo de centrífuga con pinzas estériles, con el extremo abierto de la bomba hacia abajo, y esté preparado para insertar la bomba por vía subcutánea en los ratones (Figura 2F).
  11. Sujete un lado de la incisión cutánea con pinzas y empuje la bomba hacia el espacio subcutáneo. No debe haber resistencia al entrar en la bomba. Una vez dentro, utilice los dedos para apretar ligera y suavemente la bomba hacia adentro tanto como sea posible (Figura 1G).
  12. Suturar cuidadosamente el sitio de la incisión con suturas quirúrgicas 4-0 (Figura 2H).
    NOTA: Tenga cuidado de no dañar el cuerpo de la bomba subcutánea al suturar.
  13. Después de la sutura, desinfecte la piel en el sitio quirúrgico dos veces con hisopos de yodóforo.

4. Recuperación de animales

  1. Después de la cirugía, transfiera suavemente los ratones del colchón utilizado durante la anestesia a un colchón seco y limpio. Asegúrese de que los ratones estén en un ambiente cálido y tranquilo.
  2. Vigila de cerca las condiciones de los ratones, como la profundidad y la frecuencia de sus respiraciones.
  3. Observe el comportamiento de los ratones a medida que su movilidad comienza a regresar. Por último, asegúrese de que pueda ponerse de pie y caminar sin comportamientos anormales evidentes, como mareos o movimientos descoordinados.
  4. Una vez que los ratones se hayan recuperado, transfiéralos suavemente a jaulas preparadas previamente. Coloque gelatina estéril y comida en el fondo de la jaula para que los ratones se alimenten.
    NOTA: El estiramiento del sitio quirúrgico puede evitar que los ratones beban y coman fácilmente durante el período postoperatorio temprano, así que coloque gelatina y comida en el fondo de la jaula.
  5. Inyectar meloxicam por vía subcutánea a una dosis de 2 mg/kg (cada 24 h durante los 3 primeros días después de la cirugía). Después de 8 semanas de tratamiento con letrozol (es decir, dos implantes consecutivos de minibombas), pruebe los modelos de ratones.

Resultados

El protocolo experimental y algunos pasos críticos se muestran en la Figura 1 y la Figura 2. Los niveles séricos de testosterona se muestran en la Figura 3A. Los ratones tratados con letrozol con minibomba (en lo sucesivo denominados ratones LTZ) mostraron niveles de testosterona sérica significativamente elevados en comparación con los ratones de control hembra. Mientras tanto, el análisis histológico de los ovarios mostró que los ratones LTZ mostraron ovarios poliquísticos con una reducción significativa en el número de cuerpos lúteos (Figura 3B, C), lo que indica anovulación. Además, los ratones LTZ mostraron una aciclicidad estral significativa en comparación con los ratones control hembra (Figura 3D). La evaluación del peso corporal reveló que los ratones LTZ eran más pesados que los ratones control (Figura 3E). Los resultados de las pruebas de tolerancia a la glucosa y los cálculos del AUC demostraron que los ratones LTZ desarrollaron intolerancia a la glucosa en comparación con los ratones de control (Figura 3F, G). El ensayo de lípidos séricos indicó que los ratones LTZ mostraron un cambio en el perfil lipídico sérico en comparación con los ratones control (Figura 3H).

figure-results-1
Figura 1: Materiales y pasos críticos para la preparación de la minibomba. (A) Ilustración esquemática que muestra la preparación de minibombas de letrozol. (B) La mini-bomba fue desbloqueada por un tubo delgado conectado a la tapa. (C) Se conectó una aguja que coincidía con la bomba al extremo de la aguja de una jeringa de 1 ml. (D) La solución de letrozol se aspiró lentamente sin burbujear. (E) La solución de letrozol se inyectó lentamente desde la parte inferior de la bomba. (F) Las bombas llenas se taparon y se almacenaron en solución salina con el extremo de la tapa apuntando hacia arriba. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-2
Figura 2: Materiales y pasos críticos de la implantación de las bombas en los ratones para la inducción de SOP. (A) Ilustración esquemática que muestra la implantación de minibombas de letrozol. (B) Equipo de anestesia: bomba de aire, máquina de anestesia, caja de inducción y filtros de gas. (C) Los ratones anestesiados fueron fijados y esterilizados. (D) Un corte de 0,5 cm cerca de la línea media dorsal. (E) La piel se liberó para hacer espacio para la inserción de la minibomba. (F) Se recortó una minibomba de la solución salina con pinzas limpias y estériles. (G) La minibomba se implantó debajo de la piel previamente liberada. (H) La piel se cerró con suturas 4-0. (I) Se permitió que el ratón implantado se recuperara. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-3
Figura 3: Caracterización de los fenotipos reproductivos y metabólicos en los modelos de ratón implantados con minibomba de letrozol. (A) Los niveles plasmáticos de testosterona en los ratones tratados con LTZ fueron significativamente más altos que los de los ratones control (n = 9 animales por grupo). (B) Análisis histológico de los ovarios. La flecha indica los cuerpos lúteos. Barra de escala: 1 mm. (C) Número de cuerpos lúteos en los grupos indicados (n = 9 animales por grupo). (D) Los ratones LTZ mostraron aciclicidad en comparación con los ratones hembra de control. (E) El peso corporal en los grupos indicados (n = 10 animales por grupo). (F,G) Resultados de las pruebas de tolerancia a la glucosa en los grupos indicados (n = 8 animales por grupo). (H) Niveles séricos de lípidos en los grupos indicados (n = 8 animales por grupo). Los datos se expresan como media ± SEM. El AUC indica el área bajo la curva; E: etapa de celo; LDL-C: colesterol de lipoproteínas de baja densidad; HDL-C: colesterol de lipoproteínas de alta densidad; P: estadio de proestro; M/D, etapa metestrus/diestro; CT: colesterol total; y TG, triglicéridos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

Este informe muestra un protocolo simple para inducir el síndrome de ovario poliquístico en ratones utilizando materiales de fácil acceso. El modelo de SOP en ratones es esencial para explorar los mecanismos del SOP y el cribado de fármacos26. De los métodos disponibles para inducir modelos de SOP en ratones, la inducción de letrozol es uno de los más utilizados. El uso de letrozol puede desarrollar y mantener una condición hiperandrogénica al inhibir la conversión de testosterona en estradiol o al aumentar la síntesis de testosterona27. El modelo de ratón inducido por letrozol muestra similitudes metabólicas y reproductivas con los pacientes con SOP28. Sin embargo, las técnicas convencionales de tratamiento con letrozol en el modelo de SOP en ratones requieren la alimentación oral diaria o la inyección del fármaco letrozol en ratones durante 21 días o más29,30. La asignación continua de fármacos a largo plazo con dosificación programada de alimentación o inyección requiere mucho tiempo y labor, y la administración repetida de fármacos puede ser notoriamente estresante para los ratones, introduciendo factores no experimentales que afectan los resultados del modelo23,31. Aunque algunos estudios de SOP en ratas y ratones utilizan gránulos de letrozol implantables28,32, los productos utilizados deben personalizarse y es posible que no estén disponibles de manera oportuna. El presente estudio propone una técnica de implantación de minibombas de letrozol para inducir el SOP en ratones. El método es sencillo, ahorra tiempo y utiliza herramientas y equipos quirúrgicos fácilmente disponibles en la mayoría de los laboratorios.

Pasos críticos y solución de problemas
Es esencial tener en cuenta algunos pasos clave para lograr resultados óptimos al practicar este método. En primer lugar, desatasce la bomba con el tubo delgado conectado a la tapa correspondiente antes de usarla. La experiencia previa indica que una bomba obstruida puede interrumpir la carga y liberación del fármaco. Además, cada paso en la configuración de la solución de letrozol debe ejecutarse con cuidado para garantizar que la solución final esté precisamente en la concentración deseada. Durante todo el proceso de montaje de la bomba, se debe prestar atención para evitar la contaminación. Además, son necesarios ajustes cuidadosos antes y durante la anestesia para garantizar una anestesia adecuada para los ratones experimentales y para minimizar los efectos adversos de la anestesia en los ratones operados.

Ventajas y limitaciones
El método descrito en este estudio ofrece varias ventajas: (1) ahorra tiempo y permite la liberación continua de letrozol después de la implantación de la bomba; (2) evita el estrés de la administración repetida de fármacos en animales de experimentación y minimiza la influencia de factores no experimentales en los resultados del modelado; (3) los materiales, herramientas quirúrgicas y equipos necesarios están comúnmente disponibles en la mayoría de los laboratorios; (4) el método induce eficazmente los fenotipos de SOP en ratones. Sin embargo, este método también tiene limitaciones: (1) la anestesia y el procedimiento quirúrgico necesarios para la implantación de la minibomba pueden causar irritación a los ratones, y la presencia de la minibomba debajo de la piel podría perturbar su actividad; (2) La eficacia de este método de modelado puede verse afectada por la contaminación o el daño al cuerpo de la bomba durante el proceso. Según la experiencia de los autores, la ejecución meticulosa de los pasos del protocolo puede conducir a una alta tasa de éxito en la inducción del modelo de ratón con SOP.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

El estudio contó con el apoyo del Programa Nacional de Investigación y Desarrollo Clave de China (subvenciones 2021YFC2700701), la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (subvenciones 82088102, 82071731, 82171613, 8227034, 81601238), el Fondo de Innovación de la Academia China de Ciencias Médicas para Ciencias Médicas (subvención 2019-I2M-5-064), la Comisión de Ciencia y Tecnología del Ayuntamiento de Shanghái (subvenciones 21Y11907600), la Comisión Municipal de Salud y Planificación Familiar de Shanghái (subvención 20215Y0216), Programa de Innovación Colaborativa de la Comisión Municipal de Salud de Shanghái (subvención 2020CXJQ01), Plan de Investigación Clínica del Centro de Desarrollo Hospitalario de Shanghái (subvención SHDC2020CR1008A), Centro de Investigación Clínica de Shanghái para Enfermedades Ginecológicas (subvención 22MC1940200), Centro de Investigación de Enfermedades del Sistema Urogenital de Shanghái (subvención 2022ZZ01012), Base de Investigación Científica de Fronteras de Shanghái de Reproducción y Desarrollo, Comisión de Ciencia y Tecnología de la Municipalidad de Quzhou (subvención 2022K54), Proyecto de Fondo Abierto del Laboratorio Clave de Genética Reproductiva, Ministerio de Educación, Universidad de Zhejiang (subvención KY2022035), y Proyecto de Fondo Abierto de la Academia de Ciencias Médicas de Guangdong (subvención YKY-KF202202).

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
JeringaBofeng BiotechBD3008411ML (estéril)
Tubo de centrifugaciónBiological Hope1850-K15ML (estéril)
PipetaEppendorf3123000268-A100μ L-1000μ L (estéril)
PipetaTopPette701010100810μ L-100μ L (estéril)
Letrozol en polvoSigmaL6545-50MGFármacos de acción primaria (estériles)
PEG(Poli(etilenglicol))SolarbioP8250Utilizado para la disolución (estéril)
Solución salina fisiológica estérilBiosharpBL158AAlmacenamiento de minibombas
Bombas osmóticasALZET1004Almacenamiento de letrozol y liberación sostenida (estériles)
Dimetilsulfóxido BiosharpBS087Utilizado para la disolución (estéril)
Máquina de anestesia para animales pequeñosRWD R500IPutilizado para la anestesia
Isoflurano RWD20071302Utilizado para la anestesia
HemostáticosBiosharpBS-HF-S-125Instrumento quirúrgico
TijerasBiosharpBS-SOR-S-100PInstrumento quirúrgico
PortaagujasShangHaiJZJ32010Instrumento quirúrgico
PinzasRWD F12028Instrumental quirúrgico
La aguja y la sutura reabsorbible 4-0JINGHUANCR413Instrumental quirúrgico
Hisopos de povidona yodadaSingleLadyGB26368-2010Desinfección de la piel
Crema depilatoriaZIKER BIOTECHNOLOGYZK-L2701 Agente depilatorio para animales de laboratorio
Guantes de nitriloBiosharpBC040-LUtilizados para el funcionamiento aséptico
Gasa estérilZHENDEBA69087Se utiliza para limpiar líquidos
C57BL/6J RatonesShanghái Centro de Organismos ModeloN/AEdad: 4 semanas
Pet Eye LubricantBAITE SHF021153Utilizado para el lubricante de ojos de ratón
Meloxicam InyecciónMEIDAJIAR21064-21Se utiliza para la analgesia del ratón (estéril)

Referencias

  1. Dapas, M., Dunaif, A. Deconstructing a syndrome: Genomic insights into PCOS causal mechanisms and classification. Endocr Rev. 43 (6), 927-965 (2022).
  2. Teede, H., et al. Anti-müllerian hormone in PCOS: A review informing international guidelines. Trends Endocrinol Metab. 30 (7), 467-478 (2019).
  3. Joham, A. E., et al. Polycystic ovary syndrome. Lancet Diabetes Endocrinol. 10 (9), 668-680 (2022).
  4. Pan, J. X., et al. Aberrant expression and DNA methylation of lipid metabolism genes in PCOS: A new insight into its pathogenesis. Clin Epigenetics. 10, 6(2018).
  5. Gao, L., et al. Calcitriol attenuates cardiac remodeling and dysfunction in a murine model of polycystic ovary syndrome. Endocrine. 52 (2), 363-373 (2016).
  6. Gao, L., et al. Polycystic ovary syndrome fuels cardiovascular inflammation and aggravates ischemic cardiac injury. Circulation. 148 (24), 1958-1973 (2023).
  7. Rosenfield, R. L., Ehrmann, D. A. The pathogenesis of polycystic ovary syndrome (PCOS): The hypothesis of PCOS as functional ovarian hyperandrogenism revisited. Endocr Rev. 37 (5), 467-520 (2016).
  8. Wang, F., et al. Alternative splicing of the androgen receptor in polycystic ovary syndrome. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (15), 4743-4748 (2015).
  9. Noroozzadeh, M., Behboudi-Gandevani, S., Zadeh-Vakili, A., Ramezani Tehrani, F. Hormone-induced rat model of polycystic ovary syndrome: A systematic review. Life Sci. 191, 259-272 (2017).
  10. Tyndall, V., et al. Effect of androgen treatment during foetal and/or neonatal life on ovarian function in prepubertal and adult rats. Reproduction. 143 (1), 21-33 (2012).
  11. Jang, M., et al. Oriental medicine Kyung-ok-ko prevents and alleviates dehydroepiandrosterone-induced polycystic ovarian syndrome in rats. PLoS One. 9 (2), e87623(2014).
  12. Brawer, J. R., Munoz, M., Farookhi, R. Development of the polycystic ovarian condition (PCO) in the estradiol valerate-treated rat. Biol Reprod. 35 (3), 647-655 (1986).
  13. Mirabolghasemi, G., Kamyab, Z. Changes of the uterine tissue in rats with polycystic ovary syndrome induced by estradiol valerate. Int J Fertil Steril. 11 (1), 47-55 (2017).
  14. Li, X., et al. Amitriptyline plays important roles in modifying the ovarian morphology and improving its functions in rats with estradiol valerate-induced polycystic ovary. Arch Pharm Res. 42 (4), 344-358 (2019).
  15. Mamounas, E. P., et al. Use of letrozole after aromatase inhibitor-based therapy in postmenopausal breast cancer (NRG oncology/NSABP B-42): A randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 3 trial. Lancet Oncol. 20 (1), 88-99 (2019).
  16. Deveci, H. S., et al. Histological evaluation of rat larynx in experimental polycystic ovary syndrome model. Eur Arch Otorhinolaryngol. 269 (8), 1945-1950 (2012).
  17. Du, D. F., Li, X. L., Fang, F., Du, M. R. Expression of anti-müllerian hormone in letrozole rat model of polycystic ovary syndrome. Gynecol Endocrinol. 30 (12), 885-889 (2014).
  18. Kelley, S. T., Skarra, D. V., Rivera, A. J., Thackray, V. G. The gut microbiome is altered in a letrozole-induced mouse model of polycystic ovary syndrome. PLoS One. 11 (1), e0146509(2016).
  19. Arroyo, P., Ho, B. S., Sau, L., Kelley, S. T., Thackray, V. G. Letrozole treatment of pubertal female mice results in activational effects on reproduction, metabolism and the gut microbiome. PLoS One. 14 (9), e0223274(2019).
  20. Pyun, B. J., et al. Tetragonia tetragonioides (pall.) Kuntze regulates androgen production in a letrozole-induced polycystic ovary syndrome model. Molecules. 23 (5), 1173(2018).
  21. Patel, R., Shah, G. Insulin sensitizers modulate GNRH receptor expression in PCOS rats. Arch Med Res. 49 (3), 154-163 (2018).
  22. Chaudhari, N., Dawalbhakta, M., Nampoothiri, L. GNRH dysregulation in polycystic ovarian syndrome (PCOS) is a manifestation of an altered neurotransmitter profile. Reprod Biol Endocrinol. 16 (1), 37(2018).
  23. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  24. Lee, Y. H., et al. Welsh onion root (Allium fistulosum) restores ovarian functions from letrozole induced-polycystic ovary syndrome. Nutrients. 10 (10), 1430(2018).
  25. Yang, H., et al. Traditional medicine (mahuang-tang) improves ovarian dysfunction and the regulation of steroidogenic genes in letrozole-induced PCOS rats. J Ethnopharmacol. 248, 112300(2020).
  26. Corrie, L., et al. Recent updates on animal models for understanding the etiopathogenesis of polycystic ovarian syndrome. Life Sci. 280, 119753(2021).
  27. Corbin, C. J., Trant, J. M., Walters, K. W., Conley, A. J. Changes in testosterone metabolism associated with the evolution of placental and gonadal isozymes of porcine aromatase cytochrome p450. Endocrinology. 140 (11), 5202-5210 (1999).
  28. Ryan, G. E., Malik, S., Mellon, P. L. Antiandrogen treatment ameliorates reproductive and metabolic phenotypes in the letrozole-induced mouse model of PCOS. Endocrinology. 159 (4), 1734-1747 (2018).
  29. Bhattarai, P., Rijal, S., Bhattarai, J. P., Cho, D. H., Han, S. K. Suppression of neurotransmission on gonadotropin-releasing hormone neurons in letrozole-induced polycystic ovary syndrome: A mouse model. Front Endocrinol (Lausanne). 13, 1059255(2022).
  30. Annie, L., Gurusubramanian, G., Roy, V. K. Inhibition of visfatin by fk866 mitigates pathogenesis of cystic ovary in letrozole-induced hyperandrogenised mice. Life Sci. 276, 119409(2021).
  31. Mcdonald, L. T., et al. Early blood profile of C57BL/6 mice exposed to chronic unpredictable stress. Front Psychiatry. 10, 230(2019).
  32. Torres, P. J., et al. Exposure to a healthy gut microbiome protects against reproductive and metabolic dysregulation in a PCOS mouse model. Endocrinology. 160 (5), 1193-1204 (2019).

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Modelo de ratón con SOPminibomba de letrozolliberación controlada de fármacosimplantación subcutáneatestosterona séricaintolerancia a la glucosahistología ováricatrastornos metabólicosenfermedad cardiovascular
Una técnica modificada para inducir el síndrome de ovario poliquístico en ratones
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Términos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.