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Artículo de método

Perfusión de máquinas normothermicas de riñones de rata para trasplante

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DOI:

10.3791/68251

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27 de enero de 2026

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1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe la perfusión normotérmica ex vivo de un riñón de rata para su posterior trasplante en una rata receptora.

Resumen

La técnica de perfusión por máquina normotérmica (NMP) es una tecnología prometedora de preservación de órganos que proporciona una plataforma de evaluación e intervención ex-vivo de órganos. Debido a la limitada disponibilidad de órganos descartados clínicamente y al alto coste de los modelos animales grandes, el modelo NMP de animales pequeños se ha considerado una alternativa prometedora para la investigación. Allí establecimos un protocolo estandarizado de PNM y trasplante para riñones de rata, proporcionando una guía paso a paso para la obtención de riñones, preservación de la PNN y trasplante. Se registraron los detalles y parámetros del NMP. Todos los receptores de rata sobrevivieron con éxito a este procedimiento quirúrgico y a la técnica NMP, y la función renal del injerto se mantuvo normal tras el trasplante. La tasa de supervivencia y la histología del injerto de NMP no mostraron diferencias significativas respecto a la del almacenamiento en frío estático (SCS) en el día 7 postoperatorio. Esta novedosa estrategia de NMP en modelos animales pequeños podría beneficiar estudios básicos relacionados con la preservación, evaluación e intervención de órganos en el futuro. Además, este modelo ofrece una plataforma rentable y escalable para pruebas preclínicas de terapias, técnicas de imagen e intervenciones relacionadas con la perfusión.

Introducción

La enfermedad renal en fase terminal (ECS) es una carga en rápido crecimiento para los sistemas de salud y sanidad en todoel mundo 1,2,3. Aunque la diálisis es la terapia predominante para la EEKS en la mayoría de los países, el trasplante renal sigue siendo el tratamiento de referencia ideal, proporcionando una mejor calidad de vida y mejorando la supervivencia y el pronóstico en comparación con ladiálisis 1,3,4,5. Sin embargo, la escasez de riñones de donante limita la difusión adicional del trasplante de riñón y conduce al aumento del uso de injertos donados tras la muerte circulatoria (DCD) o obtenidos de donantes con criterios extendidos (ECD)6,7,8.

El almacenamiento estático en frío (SCS) es actualmente el método estándar para la preservación de órganos, pero la isquemia fría prolongada aumenta el riesgo de función tardía del injerto (DGF) y provoca rechazo agudo y crónico, especialmente en DCD o ECD 9,10,11,12. Por ello, es fundamental buscar un método de preservación de órganos que minimice el daño por isquemia por frío y mejore el pronóstico del injerto. La perfusión normaterna por máquina (NMP) es una técnica emergente para la preservación de órganos que puede imitar condiciones fisiológicas circulando el perfuso calentado y oxigenado a través delórgano 12,13,14,15. Esto también puede mantener un estado metabólico casi fisiológico, lo que permite evaluar la viabilidad de los órganos, mejorar la lesión isquémica por frío e incluso reparar daños enórganos 16,17,18,19,20. En comparación con el SCS, la NMP resulta en un porcentaje reducido de DGF y un mejor pronóstico del injerto tanto en DCD como enECD 17,21,22.

Los riñones porcinos y los riñones humanos descartados clínicos se utilizan actualmente en la investigación básica deNMP 20,23,24. No obstante, cabe señalar que los modelos porcinos enfrentan limitaciones significativas, incluyendo altos costes de ganado, grandes requisitos de dosis de medicamentos y escasez de reactivos específicos paracada especie. Además, el uso de órganos humanos desechados implica una disponibilidad limitada y procesos de revisión ética complejos. Estas limitaciones restringen colectivamente su aplicación generalizada en la investigación básica. En cambio, los modelos animales pequeños de roedores (especialmente los modelos de rata), aunque actualmente están infrarrepresentados en la literatura, ofrecen costes operativos sustancialmente menores y abundantes reactivos disponibles comercialmente. Estas ventajas los posicionan como plataformas prometedoras para avanzar en estudiosfundamentales 26,27,28. Basándonos en esta lógica, desarrollamos y validamos un modelo de NMP y trasplante basado en ratas en este manuscrito.

Este artículo muestra un protocolo detallado para establecer la NMP y el trasplante en riñones de rata. Incluye la preparación del sistema de perfusión y perfusión, así como una descripción completa del procedimiento quirúrgico tanto para los riñones del donante como para el receptor. Este modelo demuestra el potencial de ser un modelo animal ideal para estudiar el trasplante renal, especialmente como plataforma para procesar y monitorizar la eficacia de los medicamentosrelevantes 19,29,30,31.

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Protocolo

Los protocolos de animales fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso Animal del Centro de Animales de Laboratorio de la Universidad Sun Yat-sen (Nº SYSU-IACUC-2023-000717). Todos los animales de este estudio eran ratas machos de Sprague–Dawley de 7 a 8 semanas (250–300 g), libres de patógenos específicos (FPS) y cumplían los requisitos estándar de seguridad de animales de laboratorio (véase la lista de exclusión de patógenos en la Tabla Suplementaria S1). Se les alimentaba con una dieta estándar y se alojaban en una sala libre de patógenos en el Centro de Animales de Laboratorio de la Universidad Sun Yat-sen.
Esteriliza todos los instrumentos quirúrgicos mediante autoclav (121 °C, 30 min) antes de los experimentos. Utilizar exclusivamente consumibles estériles de un solo uso durante los procedimientos y seguir estrictamente los protocolos asépticos en todas las operaciones.

1. Preparación del perfusado básico

  1. Combina 2,5 g de albúmina sérica bovina (BSA), 50 mL de RPMI 1640, 2% de penicilina-estreptomicina y 0,6 mg de creatinina para preparar el perfusado básico (Tabla Suplementaria S2).
  2. Añadir una solución de bicarbonato sódico al 5% (0,5-1,2 mL) para ajustar el pH a ~7,3 y el exceso de base (BE, un indicador importante para medir el balance ácido-base del sistema de perfusión) a ~0, logrando un volumen total de ~60 mL.
  3. Filtra la solución a través de un filtro de 0,22 μm para eliminar partículas y bacterias.
    NOTA: El perfusado completo requiere 50 mL de perfusado básico y 10 mL de sangre de donante (véase el paso 2.13).

2. Obtención de riñón

NOTA: Usa 8-0 Suturas quirúrgicas para todas las ligaduras.

  1. Inducir anestesia con isoflurano al 3% en la cámara anestesica y mantener la anestesia general usando isoflurano al 1,5% durante todo el procedimiento quirúrgico.
  2. Preparación antes de la cirugía.
    1. Añade 20 mL de suero fisiofisiológico preenfriado a una placa de Petri para conservar el riñón extraído en el paso 2.12.
    2. Llena una jeringuilla con 10 mL de solución fría de citrato hipertónico adenina (HCA) y 1.250 U de heparina. Conecta la jeringuilla con un tubo de extensión de infusión y una aguja de 24 G.
  3. Selecciona y anestesia a la rata donante con isoflurano. Confirmar la profundidad suficiente de la anestesia verificando la ausencia de reflejos traseros.2.3. Tras la inducción de la anestesia, se utiliza una máquina eléctrica para afeitar el vello abdominal (rango: desde el proceso xifoides hasta la sínfisis púbica, ambos lados hasta la línea medioaxilar).
  4. Usa la cinta médica para fijar a la rata en posición supina en una tabla de cirugía con una almohadilla térmica. Desinfecta la piel abdominal con una bola de algodón empapada en yodo, seguida de una bola de algodón empapada en alcohol para añadir más antisepsis. Extiende la gasa estéril sobre la piel abdominal desinfectada.
  5. Utiliza un bisturí y pinzas para hacer una incisión en la línea media desde el proceso xifoides hasta la vejiga (aproximadamente 8 cm de longitud). Abre secuencialmente la piel abdominal y las capas musculares.
    NOTA: Pinza los vasos de la pared abdominal para evitar sangrados si es necesario.
  6. Retrae la pared abdominal con un gancho de tracción para exponer el campo quirúrgico.
  7. Utiliza las pinzas del microscopio para diseccionar el tejido conectivo y aislar el riñón y el uréter izquierdos.
  8. Coloca una ligadura (Ligadura I) alrededor del uréter izquierdo. Diseccionar el uréter renal izquierdo 0,5-1,0 cm distal al hilo renal y cateterizar con un tubo de 26 G de ~0,5 cm de longitud, luego aprietar la ligadura I (Figura 1A,B).
  9. Separa los vasos renales izquierdos. Colocar ligaduras en la arteria renal (Ligadura II) y la vena renal (Ligadura III) (Figura 1A,B).
  10. Aprieta secuencialmente las ligaduras II y III. Disecciona los vasos sanguíneos y el uréter distal al lugar de la ligadura. Disecciona el tejido conectivo perirrenal y transfiere el riñón a la placa de Petri preparada.
  11. Ennula la arteria renal izquierda con la aguja permanente de 24 G preensamblada. Fija la cánula con una ligadura (Ligadura IV) y perfunde a un caudal de 100 mL/h hasta que el riñón se ponga pálido (Figura 1A).
    NOTA: Prellena el tubo de perfusión y la aguja de inyección con solución para evitar burbujas de aire.
  12. Coloque el riñón perfundido dentro de la placa de Petri sobre hielo hasta el inicio de la NMP (véase el paso 2.1.1).
    NOTA: En cuanto al grupo SCS, los riñones perfundidos se conservaron en un tubo centrífugo de 15 mL con solución de HCA a 4 °C durante 3 horas, mientras que los riñones del grupo NMP sufrieron perfusión de 3 horas.
  13. Inyecta 1.250 U de heparina desde la aorta abdominal usando una aguja permanente de 24 G conectada a una jeringuilla de 20 mL. Luego, recoge 10 mL de sangre heparinizada usando la aguja de perfusión descrita anteriormente para la preparación completa de perfusión. Eutanasiar ratas donantes mediante exanguinación bajo anestesia gaseosa mantenida.
    NOTA: El perfusado completo mantiene niveles de hematócrito (HCT) en un 6-8%.

3. Preparación del sistema NMP y perfusión

  1. Montar el sistema de perfusión (Figura 2).
  2. Ajusta el baño maria para mantener la cámara del órgano a 37 °C. Activa el flujo de gas del 90%O2 para oxigenar el oxigenador de membrana animal.
  3. Mezcla 10 mL de sangre de donante (Paso 2.13) con el perfusado básico (Paso 1) en la cámara del órgano tras filtrar a través de un tamiz celular para obtener el perfusado completo. Deja ~2 mL de la muestra de mezcla como muestra base.
  4. Enciende la bomba peristáltica e inicia la perfusión (3 mL/min) y llena el tubo de perfusión con la mezcla. Asegura un hilo redondo estéril sobre la cámara con abrazaderas.
  5. Después de que la mezcla llene el tubo y fluya, conecta el riñón (Paso 2.12) con el sistema de perfusión y comienza la perfusión. Utiliza una abrazadera para asegurar la tubería (Figura 1A, C).
  6. Conecta la cánula del uréter con un tubo de extensión. Recoge la orina en un tubo de microcentrífuga durante la perfusión.
  7. Durante la perfusión, mantener la presión de perfusión en ~80 mmHg y la temperatura del riñón en ~37 °C. Monitorizar y registrar el flujo de perfusión, la presión y la resistencia vascular (definida como presión de perfusión dividida por el flujo de perfusión).
  8. Añade 1,0 mL de agua estéril y oxigena durante 20 s (3 L/min, 90%O2) cada 30 minutos, y recoge 1 mL de perfusado y orina producidos cada hora para la retención de muestras, además de medir los gases sanguíneos y la bioquímica del perfusado.
  9. Al final de la perfusión, se mide la bioquímica sanguínea del perfusado para calcular la excreción fraccionada (FE) de sodio y potasio. Las fórmulas de cálculo para los índices mencionados son las siguientes:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    Donde P Na representa la concentración de sodio en el perfusado. UCr representa la concentración de creatinina en la orina. UNa representa la concentración de sodio en la orina. ElP Cr representa la concentración de creatinina en el perfusado. representa la concentración de potasio en el perfusato. UK representa la concentración de potasio en la orina.
    1. Controla el pH durante la perfusión según el resultado de los gases en sangre. Reducir la ventilación en caso de alcalosis respiratoria (hiperventilación).
    2. En el caso de la acidosis metabólica, añade una cantidad adecuada de solución de bicarbonato sódico al perfusado.
  10. Después de 3 horas de PNN, retira el tubo de extensión del uréter y recoge la muestra de orina.
  11. Retira el riñón del sistema de perfusión. Conecta el interior a una microbomba. Perfunde el riñón con una solución de HCA preenfriada (almacenada en un frigorífico a 4 °C y solo toma el volumen adecuado antes de usarla) hasta que el riñón se ponga pálido.
  12. Extrae el riñón de la aguja que permanece en el interior. Guárdalo en una solución de HCA a 4 °C antes del trasplante.

4. Trasplante de riñón de rata

NOTA: Usa 8-0 suturas para todas las ligaduras y las suturas 11-0 para realizar anastomosis del vaso renal y el uréter. Utiliza las suturas 3-0 para realizar la anastomosis de la piel y el músculo abdominal.

  1. Un día antes de la cirugía, inyectar meloxicam (2 mg/kg) intraperitonealmente en todas las ratas receptoras para analgesia. Inducir anestesia con isoflurano al 3% en una cámara de anestesia y mantener la anestesia general usando isoflurano al 1,5% durante todo el procedimiento quirúrgico. Aplicar spray de lidocaína al 2% tópicamente en el sitio de la incisión abdominal tras la operación para analgesia local.
  2. Selecciona y anestesia a la rata receptora en la cámara de anestesia. Confirma la profundidad suficiente de anestesia verificando la ausencia de reflejos traseros.
  3. Tras la inducción de la anestesia, utiliza una máquina eléctrica para afeitar el vello abdominal (rango: desde el proceso xifoides hasta la sínfisis púbica, ambos lados hasta la línea mesaxilar).
  4. Usa la cinta médica para fijar a la rata en posición supina en una tabla de cirugía con una almohadilla térmica. Desinfecta la piel abdominal con una bola de algodón empapada en yodo, seguida de una bola de algodón empapada en alcohol para añadir más antisepsis. Repite el procedimiento de desinfección anterior un total de tres veces. Extiende la gasa estéril sobre la piel abdominal desinfectada.
  5. Utiliza un bisturí y pinzas para hacer una incisión en la línea media desde el proceso xifoides hasta la vejiga (aproximadamente 8 cm de longitud). Abre secuencialmente la piel abdominal y las capas musculares. Pinza los vasos de la pared abdominal para evitar el sangrado.
  6. Retrae la pared abdominal con un gancho de tracción para exponer el campo quirúrgico. Aisla y expone el riñón derecho del tejido conectivo. Disociar y ligar los vasos renales derechos (Ligadura V) y el uréter (Ligadura VI). Extirpe el riñón derecho en el extremo distal de la ligadura V y el extremo proximal de la ligadura VI (Figura 1A,D).
  7. Aislar y exponer los vasos renales izquierdos. Luego, pinza secuencialmente la arteria y vena renal izquierda con una pinza vascular. Extirpe el riñón izquierdo cortando los vasos renales y el uréter (Figura 1A,E).
  8. Expone completamente la lumina vascular tanto de la arteria como de la vena. Lavar la arteria y vena renal izquierda del receptor con solución salina heparinizada (Tabla suplementaria S2) hasta que no quede líquido residual en la luz.
  9. Transfiere el riñón izquierdo del donante en el paso 3.12 a la cavidad abdominal izquierda del receptor. Después de la transferencia, aplica irrigación con solución salina helada al riñón cada 3-5 minutos para mantener condiciones hipometabólicas y mitigar la lesión isquémica.
  10. Realizar una anastomosis extrema de la arteria renal (Anastomosis I) y vena (Anastomosis II) utilizando suturas 11-0. Riega la superficie del injerto con solución salina fría durante el proceso de sutura.
    1. Realizar un cierre interrumpido tanto del polo superior como del inferior de la arteria renal.
    2. Realizar un cierre continuo de la parte ventral de la arteria renal. Expone la parte dorsal de la arteria renal. Realiza un cierre continuo de la parte dorsal de la arteria renal.
      NOTA: Aprieta las suturas para asegurarte de que no haya huecos en la pared del vaso. Asegurarse de aponer la pared vascular con el grosor total en cada colocación de sutura, evitando la penetración transmural hacia el lado contralateral.
    3. Haz un cierre interrumpido tanto del polo superior como del polo inferior de la vena renal.
    4. Realizar un cierre continuo de la parte dorsal de la vena renal. Asegura la sutura anastomótica continua antes de proceder con el siguiente cierre. Realiza un cierre continuo de la parte ventral de la vena renal.
  11. Suelta las pinzas vasculares y abre la arteria y vena renal.
    NOTA: Si hay una pequeña cantidad de sangrado, usa un algodón limpio para prensar y detener el sangrado.
  12. Inserta la cánula ureteral de 26 G del uréter del donante en el uréter del receptor. Asegura el muñón ureteral tanto en el lado derecho como en el izquierdo (Anastomosis III).
  13. Fija el injerto suturando el tejido conectivo al tejido adiposo perrrenal (Figura 1A,F).
  14. Observa la apariencia del injerto antes del cierre abdominal (Figura 1A,G). Tras el procedimiento, sutura sucesivamente la capa muscular abdominal y la capa de piel, y cierra la cavidad abdominal. Aplica spray de lidocaína sobre la anastomosis. Utiliza una almohadilla térmica para mantener la temperatura corporal de la rata durante la recuperación y coloca a la rata en una jaula metabólica para monitorizarla cuando esté en marcha.
    NOTA: Realizar cierre en capas de la pared abdominal con aposición precisa del tejido y asegurar la tensión en cada colocación de sutura. Al cerrar la piel, incorpora una parte de la capa muscular subyacente para evitar la formación de espacios muertos.

5. Administración perioperatoria y detección postoperatoria

  1. Manejo perioperatorio de la medicación: Los siguientes fármacos se administraron diariamente mediante inyección intraperitoneal: Meloxicam a una dosis de 2 mg/kg para analgesia perioperatoria, desde 1 día antes de la cirugía hasta 3 días después. Metilprednisolona succinato sódico a una dosis de 4 mg/kg para prevenir el rechazo de aloinjertos, desde el día de la cirugía hasta el día 7 postoperatorio. Monitorizar y registrar la supervivencia y la producción diaria de orina de las ratas receptoras tras la cirugía.
  2. En el séptimo día postoperatorio, anestesiar a la rata y recoger sangre de la aorta abdominal para mediciones bioquímicas. Extrae el injerto renal. Eutanasiar a las ratas mediante exanguinación bajo anestesia gaseosa sostenida tras la recogida de tejido.
  3. Fijar muestras de riñón en una solución de paraformaldehído (PFA) al 4%, luego procesarlas mediante deshidratación estándar, limpieza e incrustación de parafina (Tabla de suplementos S3). Seccionar los bloques incrustados en parafina a 4 μm de grosor. Posteriormente, tinción con Hematoxilina y Eosina (H&E, Tabla de suplementos S4) y Ácido periódico (PAS, Tabla de suplementos S5)) para evaluación histológica.
    NOTA: Los procedimientos detallados de tinción se muestran en la Tabla Suplementaria S3, la Tabla Suplementaria S4 y la Tabla Suplementaria S5.

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Resultados

Con el método descrito, los riñones aislados de rata pueden mantenerse viables para la perfusión normotérmica de máquinas ex vivo durante al menos 3 horas. Durante la NMP, la resistencia a la perfusión de los riñones (Figura 3A, el conjunto de datos completo subyacente de las Figuras 3 y 4 está disponible en la Tabla Suplementaria S6.) se mantiene estable en 5,958 ± 1,106 m...

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Discusión

La NMP puede reducir la duración de la isquemia del injerto y permitir la evaluación y tratamiento de la calidad del injerto ex vivo16,17,18,19,20,32,33. Sin embargo, no existe un estándar uniforme para la NMP del modelo de rata. En este artículo, d...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de interés que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue financiado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Programa General, Subvención Nº 82470778); la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Proyecto de la Fundación Juvenil de Ciencias, Subvención Nº 82201961); la Fundación de Ciencias Naturales de la Provincia de Guangdong (Programa General, Subvención Nº 2024A1515011447); y el Laboratorio Clave Provincial de Guangdong de Donación de Órganos e Inmunología de Trasplantes (Subvención nº 2023B1212060020); el Laboratorio Conjunto de Regeneación y Reconstrucción de Riñones ARM de la Universidad Sun Yat-sen (Beca nº SYSU-50000-20240428-0001).

Los autores desean agradecer al Centro de Animales de Laboratorio de la Universidad Sun Yat-sen por proporcionar animales de laboratorio, instalaciones e instrumentación. La Figura 1 y la Figura 2 se prepararon usando FigDraw; Graphpad Prism ofrecía servicios de grafografía de datos, y Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited realizaba secciones con parafina y tinción patológica.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Alcohol (75 %)MUSIYANJJ-75-1
Aparato de transfusión de sangreFoshan Youzhan Tech Co., LtdYZDW-15-5
Albúmina sérica bovina (BSA)Aladdin Scientific Corp.B265991-100g
Filtro celular (70 y mu; m)Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd352350
Tubo de centrífuga (1,5 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdMCT-150-C-1
Tubo centrífuga (15 mL)ExCell BioCS015-0001
Bola de algodónHenan PiaoAn Group Co., LtdTamaño pequeño
Hisopo de algodónFoshan Shunde Kangzheng Sanitary Material Co., LtdKZ3-12
CreatininaShanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdS20198-100g
Sutura de nylon con aguja circular doble (11-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdSYZ-11-0
Escala electrónicaSENSSUNEHA17
Dispensador de líquidosZhiyu MedicalYZ-00-0231
GasaZITTARC11001-001
Almohadilla térmicaGuangzhou Dewei Biological Technology Co., LtdDK0032
Inyección de Heparina Sódica (12500 U, 2 mL)Chengdu Hepatunn Pharmaceutical Co., LtdH51021209
Termómetro infrarrojoDe charcuteríaDL333380
Jeringuilla de inyección (1 mL)Ganadora Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
Jeringuilla de inyección (10 mL) y nbsp;Ganadora Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
Jeringuilla de inyección (20 mL)Ganadora Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20ml
IsofluranoRWD Life Science Co., LTDR510-22-10
i-STAT 1  Analizador de sangreAbbott04P75-03 (EE. UU.)
Cartucho i-STAT CG4+Abbott03P85-25
Cartucho i-STAT CHEM8+Abbott09P31-25
Tubo de extensión líquidaGrupo de Equipos Médicos Hongda de Jiangxi LTDZJ983
Micro-1 Rat-OxygenatorDongguan Kewei Medical Instrument Co-, LtdMicro-MO
MicrobombaEDCAPTAINSYS-3011
Filtro de aguja (0,22 y mu; m)Merck milliporeSLGPR33RB
Solución de preservación de órganosGrupo Farmacéutico del Río YangtséHCA II
OxigenadorOwgelsOZ-3-02HWO
Penicilina-estreptomicina (10.000 U/mL)Thermo Fisher Scientific Inc.15140122
Bomba peristálticaKamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.LLS Plus V2
Tubo de bomba peristálticaFoshan Youzhan Tech Co., LtdLG-1-14
Placa de PetriBKMAMBKM001
Sensor de presiónCorporación Edwards de Ciencias de la VidaJIBPT-A-01-EDW
Receptor de sensor de presiónSingularidad MédicaCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdR10-040-CV
Solución salinaFARMACIA YXHA1001346
Ratas SDCentro de Animales de Laboratorio de la Universidad Sun Yat-SenNA
AfeitadoraBeyotimeFS600
Sutura de nylon con aguja de un solo ángulo (3-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDJZ-3-0
Sutura de nylon con aguja circular simple (8-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDYZ-8-0
Máquina de anestesia para animales pequeñosRWD Life Science Co., LTDR500
Máquina de perfusión multiórgano para pequeños animalesVida  Perfusor  MédicoPU-100Incluye plato metálico, baño marea, bomba de calefacción y sensor de temperatura
Kit de Cirugía para Pequeños AnimalesBeyotimeFS500
Solución de bicarbonato sódico (NaHCO3, 5 %)Dongguan Puji Medical Technology Co., LtdH20064480
Hoja quirúrgica estérilTecnología HengAoSKR-BY-DD0001
Agua estérilBiografía de HaiwangH35021140
Catéter intravenoso de mango recto (24 G)Foshan Youzhan Tech Co., Ltd20230816-1
Microscopio de cirugíaMurziderMSD203
CintaMinnesota Mining and Manufacturing Co,. Ltd1527C-0
Conector en TFoshan Youzhan Tech Co., LtdWGST-10
Aguja de catéter intravenoso tipo Y (24 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-5
Aguja de catéter intravenoso tipo Y (26 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-6

Referencias

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