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Artículo de método

Un modelo preclínico de trasplante ortotópico de corazón en cerdos miniatura Bama mediante técnica biauricular

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DOI:

10.3791/68349

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13 de junio de 2025

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Preclinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 4State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute of China Agricultural University

En este artículo

Resumen

Este estudio propone un modelo preclínico de trasplante ortotópico de corazón en cerdos miniatura Bama, utilizando la técnica biauricular. El modelo es aplicable para la inmunología de trasplantes, la evaluación de fármacos y la optimización de técnicas quirúrgicas, proporcionando soporte para aplicaciones clínicas de trasplante de corazón.

Resumen

Aunque se han logrado avances significativos en el trasplante de corazón, cuestiones como la preservación del injerto, la disfunción primaria del injerto, la vasculopatía del injerto cardíaco y la tolerancia inmunitaria a largo plazo siguen sin resolverse. Debido al tamaño anatómico y a las diferencias inmunológicas, los modelos de ratón no pueden replicar eficazmente las cirugías clínicas de trasplante de corazón y las respuestas inmunitarias. Por el contrario, los modelos de cerdos, que comparten más similitudes con los humanos en términos de anatomía del corazón y respuesta inmunitaria, son especialmente adecuados para la investigación del trasplante de corazón ortotópico. En este estudio, establecimos un modelo de trasplante cardíaco ortotópico biauricular en cerdos miniatura Bama. Los corazones trasplantados mostraron una contractilidad pronta y robusta en el postoperatorio, sin signos de presión venosa central elevada u otras complicaciones hemodinámicas. Después de un corto período de monitoreo en la unidad de cuidados intensivos, los cerdos recuperaron la conciencia y reanudaron la alimentación espontánea, lo que indica una recuperación postoperatoria estable. En resumen, este modelo ofrece una plataforma experimental clínicamente relevante para evaluar nuevas tecnologías y enfoques terapéuticos en el campo de la investigación en trasplante cardíaco.

Introducción

Desde el primer trasplante de corazón en 1967, se han logrado avances significativos en el trasplante de corazón. Sin embargo, en las últimas dos décadas, ha habido pocos avances importantes en la práctica clínica. Problemas centrales como la disfunción del injerto, la vasculopatía del injerto cardíaco (CAV) y la tolerancia inmunitaria a largo plazo siguen sin resolverse 1,2,3,4. A pesar de los numerosos hallazgos en la investigación básica, estos descubrimientos han sido difíciles de traducir en aplicaciones clínicas, lo que ha llevado a un estancamiento en el progreso de los tratamientos de trasplante cardíaco. Por lo tanto, la evaluación efectiva de nuevas tecnologías y terapias se ha convertido en un tema crítico, lo que pone de manifiesto la importancia de los modelos animales, especialmente los modelos preclínicos apropiados, para abordar estos desafíos.

Si bien los modelos de ratón se han utilizado ampliamente en la investigación del trasplante de corazón, tienen limitaciones significativas debido a las diferencias anatómicas y fisiológicas con respecto a los humanos, lo que dificulta la replicación completa del procedimiento clínico de trasplante de corazón y las respuestas inmunitarias postoperatorias. Además, el sistema inmunitario es relativamente diferente, lo que no refleja adecuadamente las complejas respuestas inmunitarias observadas en modelos animales grandes 5,6,7. Además, debido a su pequeño tamaño, los trasplantes cardíacos en ratones se limitan a trasplantes heterotópicos, lo que difiere de la práctica clínica del trasplante cardíaco ortotópico 8,9,10,11. Por lo tanto, el uso de modelos animales grandes apropiados, en particular cerdos, es crucial.

Los modelos porcinos ofrecen ventajas significativas en la investigación del trasplante cardíaco, especialmente en el trasplante ortotópico de corazón. El corazón del cerdo es anatómicamente similar al corazón humano, y los cerdos exhiben respuestas inmunitarias y funciones fisiológicas de órganos mucho más cercanas a las de los humanos, lo que los convierte en una plataforma ideal para los estudios de trasplante de corazón. Además, los modelos porcinos proporcionan datos experimentales más complejos y detallados, lo que permite a los investigadores evaluar mejor las nuevas estrategias inmunosupresoras, los métodos de protección cardíaca y los resultados a largo plazo después del trasplante 12,13,14,15. Si bien algunos estudios han utilizado modelos heterotópicos abdominales en cerdos, que evitan el uso de la derivación cardiopulmonar y reducen la complejidad quirúrgica, no logran replicar completamente el escenario clínico del trasplante ortotópico de corazón16. Por lo tanto, en este estudio, hemos establecido un modelo de trasplante de corazón ortotópico de doble aurícula en cerdos miniatura Bama, proporcionando una plataforma experimental clínicamente más relevante para avanzar en las técnicas de trasplante de corazón.

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Protocolo

El protocolo experimental en animales para este estudio fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) del Hospital Fuwai de la Academia China de Ciencias Médicas, con el número de aprobación ética 0108-1-70-ZX(X)-41. Todos los experimentos se llevaron a cabo en estricta conformidad con las directrices éticas y de bienestar animal, asegurando el cumplimiento de las normas éticas pertinentes.

1. Preparación preoperatoria

  1. Seleccione cerdos miniatura Bama machos que pesen entre 35 y 40 kg (10 a 12 meses de edad) para el experimento de trasplante de corazón ortotópico y permítales aclimatarse al entorno de la vivienda durante 1 semana antes de la cirugía.
  2. Realizar análisis de sangre de rutina, evaluaciones de la función hepática y renal, y ecocardiografía para evaluar el estado de salud general de los animales.
  3. Empareje al donante y al receptor según el tipo de sangre ABO y el tamaño del corazón. Determinar el grupo sanguíneo de acuerdo con el método descrito por Choi et al.17 y evaluar el tamaño del corazón mediante ecocardiografía para asegurar una adecuada compatibilidad.
    NOTA: Dado que el peso corporal no tiene una relación lineal con el tamaño del corazón, se utilizó el tamaño del corazón medido por ecocardiografía como base para el emparejamiento. Específicamente, la diferencia de diámetro de la aorta ascendente se limitó a menos de 2 mm, la diferencia en el diámetro telediastólico del ventrículo izquierdo a menos de 3 mm y la diferencia en el diámetro telesistólico a menos de 2 mm.

2. Procedimiento del donante

  1. Anestesia y preparación animal
    1. Someter a los cerdos donantes a ayuno durante 12 h y retener agua durante 4 h antes de la cirugía para asegurarse de que el estómago esté vacío, reduciendo así el riesgo de vómitos y aspiración durante la anestesia.
    2. Inducir la anestesia con una combinación de Ketamina (10 mg/kg) y Midazolam (1 mg/kg) mediante inyección intramuscular. Después de la inducción, mantener la anestesia con isoflurano inhalado (2-3%) junto con una infusión de dexmedetomidina (1 U/kg) y propofol (1-2 mg/kg/h) para mantener la profundidad de la anestesia.
    3. Confirme si la anestesia es adecuada asegurando un tono de mandíbula relajado y la ausencia de respuesta al dolor durante un pellizco en el dedo del pie. Realizar la intubación orotraqueal utilizando un tubo endotraqueal de 6,5-8 mm, asegurando un flujo de aire sin obstrucciones y proporcionando el 100% de oxígeno.
    4. Establecer un acceso venoso periférico a través de la vena del oído para facilitar la administración de líquidos intravenosos y las inyecciones de fármacos. Establecer el acceso a la arteria femoral para la monitorización de la presión arterial, garantizando la monitorización en tiempo real de los parámetros hemodinámicos.
    5. Durante todo el procedimiento, controle continuamente un electrocardiograma (ECG) de 12 derivaciones para realizar un seguimiento del estado cardíaco del animal. Mantenga la profundidad de la anestesia de manera constante, ajustando la dosis del medicamento según sea necesario para garantizar un nivel adecuado de anestesia.
  2. Extracción del corazón del donante
    1. Toracotomía: Después de afeitar al cerdo, desinfecte el área quirúrgica con povidona yodada y cubra el campo, luego use electrocauterización de alta frecuencia para hacer una incisión en la línea media desde la región cervical media hasta debajo de la apófisis xifoides, seguida de una incisión esternal. Cauterizar el esternón y aplicar cera ósea para lograr la hemostasia (Figura 1A).
    2. Heparinización: Después de abrir el tórax, administrar 300 U/kg de heparina para la anticoagulación sistémica y evitar trombosis durante el procedimiento.
    3. Timectomía: Levante y separe cuidadosamente el timo del pericardio mediante electrocauterización para extirpar el timo, asegurándose de que no se produzca sangrado.
    4. Abrir el pericardio y despejar el tejido conectivo de la cara anterior de la arteria pulmonar principal (Figura 1B). Utilice la electrocauterización para diseccionar el espacio entre la aorta ascendente y la arteria pulmonar para exponer los grandes vasos. A continuación, ligar la vena semiácigota izquierda (Figura 1C).
      NOTA: La vena hemi-ácigota izquierda en los cerdos drena directamente en el seno coronario y necesita ser ligada durante la extracción del corazón.
    5. Utilice una sutura de Prolene 5-0 para colocar una sutura de cuerda de bolsa en la adventicia de la aorta ascendente proximal y asegúrela con un torniquete. Inserte la cánula de cardioplejia en la aorta ascendente y asegúrela con la sutura de la bolsa.
    6. Infusión de cardioplejia: Aplicar pinzas cruzadas aórticas y administrar 500 mL de solución de St. Thomas modificada (basada en 500 mL de solución de Ringer de acetato de sodio con la adición de 4 mL de sulfato de magnesio al 25%, 1 g de cloruro de potasio, 40 mL de bicarbonato de sodio al 5% y 10 mL de lidocaína al 2%) y 500 mL de solución de UW a 4 °C y un caudal de 300-600 mL/min, asegurando una presión radicular aórtica de 80-100 mmHg. En esta etapa, incida el apéndice auricular derecho para la ventilación (Figura 1D).
      NOTA: Para evitar la pérdida excesiva de sangre, utilice pinzas adicionales en la vena cava superior e inferior para recoger sangre para su uso posterior en la transfusión postoperatoria.
    7. Colocar granizado de hielo (NaCl al 0,9%) en la cavidad torácica y sobre el órgano para que se enfríe, comenzando simultáneamente con la infusión de cardioplejia (Figura 1E).
    8. Cortar la arteria pulmonar principal y la vena cava superior e inferior lo más distalmente posible, asegurándose de que cada vaso conserve una longitud de al menos 2 cm para facilitar la anastomosis libre de tensión durante la implantación (Figura 1F). Después de la extracción, coloque el corazón en una bolsa para órganos con al menos 500 ml de solución salina. Manténgalo en hielo y almacene a 4 °C hasta el trasplante (Figura 1G).
      NOTA: Asegúrese de que todos los vasos sanguíneos se conserven el tiempo suficiente. Los vasos excesivamente largos se pueden recortar durante la implantación, pero la longitud inadecuada no se puede corregir.
    9. Extracción de sangre del donante: Recoger sangre de los extremos cortados de la vena cava superior e inferior para utilizarla en la transfusión postoperatoria del receptor.

3. Procedimiento del destinatario

  1. Preparación del destinatario
    1. Siga los pasos 2.1.1-2.1.4 para la anestesia y los procedimientos de intubación traqueal. Coloque al receptor en posición supina, con las cuatro extremidades aseguradas con cuerdas suaves para garantizar la estabilidad y facilitar las operaciones quirúrgicas.
    2. Haga una incisión en el cuello para exponer la vena yugular y la arteria carótida. Insertar un catéter venoso central en la vena yugular para la monitorización de la presión venosa central (CVP) y la administración de fármacos, y un catéter arterial en la arteria carótida para la monitorización de la presión arterial en tiempo real.
      NOTA: Los fármacos vasoactivos comúnmente utilizados durante el procedimiento incluyen dopamina (200 mg de dopamina diluida en 50 mL de glucosa al 5% o solución salina, que produce una concentración de 4 mg/mL), dobutamina (250 mg diluidos en 50 mL de glucosa al 5% a una concentración de 5 mg/mL), epinefrina (1 mg diluido en 49 mL de solución salina a 0,02 mg/mL), isoproterenol (1 mg diluido en 50 mL de glucosa al 5% a 0,02 mg/mL), y norepinefrina (4 mg diluidos en 50 mL de solución salina a 0,08 mg/mL). La dosis debe ajustarse en función del estado hemodinámico del receptor.
    3. Fístula vesical: Haga una pequeña incisión en la parte inferior del abdomen para exponer la pared de la vejiga. Asegure la vejiga a los bordes de la incisión con suturas finas. Después de hacer una incisión en la pared de la vejiga, inserte un catéter urinario y fíjelo a la vejiga con suturas. Conecte el catéter a una bolsa colectora para el drenaje y el control de la orina.
      NOTA: Debido a la uretra curvada y alargada en los cerdos machos, el cateterismo urinario de rutina no es factible. Una fístula vesical es necesaria para garantizar un drenaje eficaz de la orina.
    4. Haga una incisión en la región femoral para exponer la arteria femoral. Inserte un catéter arterial para controlar la presión arterial y la saturación de oxígeno de las extremidades inferiores. Asegúrese de que el catéter esté bien fijado para evitar que se desplace o se lesione los vasos sanguíneos.
  2. Establecimiento de derivación cardiopulmonar (CEC)
    1. Toracotomía y gran exposición de vasos: Realice la toracotomía como se describe en los pasos 2.2.1-2.2.4 para exponer completamente la aorta ascendente, la vena cava superior (VCS) y la vena cava inferior (VCI). Inspeccione los grandes recipientes para asegurarse de que son aptos para la canulación. Administrar 300 U/kg de heparina para lograr la anticoagulación sistémica, confirmando un tiempo de coagulación activado (TCA) superior a 300 s antes de continuar.
    2. Montar la máquina CPB y cebarla con 2 L de solución de Ringer lactato y 500 mg de metilprednisolona.
      NOTA: Debido al volumen sanguíneo relativamente pequeño de los cerdos miniatura Bama, asegúrese de que haya suficiente volumen de cebado en la máquina CPB. Si se produce una dilución excesiva de la sangre, se puede considerar la transfusión de sangre según sea necesario.
    3. Atrapamiento caval: Separe el espacio entre la aorta ascendente y la arteria pulmonar y coloque una trampa alrededor de la aorta ascendente para la tracción hacia la izquierda. Exponga el lado medial de la VCS y use una pinza en ángulo recto para rodear la VCS posteriormente para atraparla. Aplicar el mismo procedimiento para la VCI, preparando ambas para la canulación posterior.
    4. Canulación arterial: Sobre la aorta ascendente distal, colocar dos suturas concéntricas de frasco utilizando suturas 5-0 (evitando la penetración de espesor total, suturando solo la adventicia). Coloque las aberturas de sutura en los lados izquierdo y derecho y asegúrelas con pinzas hemostáticas para la canulación y la fijación. Use una pequeña cuchilla circular para crear una incisión un poco más pequeña que el diámetro de la cánula arterial de 18 Fr en el centro de la bolsa. Inserte inmediatamente la cánula arterial en la incisión, apriete los cordones de la bolsa con pinzas hemostáticas y fije la cánula a las pinzas hemostáticas con una sutura pesada. Conecte la cánula arterial al circuito arterial del CPB, asegurándose de que no haya burbujas de aire.
    5. Canulación venosa: Coloque suturas de sutura en la VCS y la VCI y conecte pinzas hemostáticas. Realice incisiones dentro de las cuerdas de la bolsa, inserte una cánula de 28 Fr en la VCS y una cánula de 32 Fr en la VCI, y asegúrelas apretando las pinzas hemostáticas. Fije las cánulas a las paredes del vaso con suturas pesadas. Conecte las cánulas a la línea venosa del circuito CPB.
    6. Canulación de cardioplejia: Colocar una sutura de sutura en la adventicia de la aorta ascendente proximal con Prolene 5-0 y asegurarla con pinzas hemostáticas. Inserte la cánula de cardioplejia en la aorta ascendente a través de la cuerda de la bolsa y fíjela en su lugar. Conecte la cánula al sistema de administración de cardioplejia.
    7. Inicio de la CPB: Verifique que todas las cánulas y conexiones estén colocadas correctamente y sin obstrucciones. Inicie la CPB y hágala funcionar durante unos minutos antes de atrapar progresivamente la VCS y la VCI para establecer una CEC completa, redirigiendo toda la sangre venosa a la máquina de CEC (Figura 1H).
      NOTA: Mantener una presión arterial media (PAM) de 60-90 mmHg y una CVP de 6-12cmHH2O durante el procedimiento.
    8. Pinzamiento cruzado aórtico: Cuando la temperatura corporal central desciende a aproximadamente 30 °C, levante el lazo de la aorta ascendente y aplique un pinzamiento cruzado aórtico pediátrico. Administrar 4 °C de solución de St. Thomas modificada en frío (10-15 mL/kg) a través de la cánula de cardioplejia hasta la raíz aórtica y aplicar aguanieve de hielo en la superficie cardíaca para un enfriamiento rápido y cardioplejia (Figura 1I).
      NOTA: Asegúrese de que la pinza cruzada esté colocada correctamente para evitar comprimir el tronco braquiocefálico o la arteria carótida común, lo que podría comprometer el flujo sanguíneo cerebral.
  3. Escisión del corazón del receptor
    1. Escisión de la aurícula derecha: Después de abrir el pericardio, comience por extirpar la aurícula derecha del receptor. Realizar una incisión a lo largo de la mitad de la aurícula derecha, extendiendo la incisión hacia abajo hasta la abertura de la vena cava inferior y hacia arriba hasta la abertura de la vena cava superior, dejando suficiente pared auricular derecha para la anastomosis posterior.
      NOTA: Dado que la vena del hemiácigos izquierdo drena directamente en el seno coronario, el seno coronario debe preservarse y el drenaje de la vena del hemácigos izquierdo debe continuar. Para evitar interferencias con el campo quirúrgico, use una pinza bulldog para sujetar la vena hemiácigos izquierda y extraerla después de implantar el corazón del donante.
    2. Transsectar la aorta y la arteria pulmonar en sus raíces, asegurándose de que tengan la longitud suficiente para la anastomosis posterior.
    3. Incidir la aurícula izquierda, comenzando desde la orejuela auricular izquierda y haciendo una incisión circular alrededor de las aberturas de la vena pulmonar, dejando suficiente manguito auricular izquierdo. Por último, extirpar todo el corazón receptor, asegurándose de que todos los vasos sanguíneos tengan la longitud adecuada para la implantación del corazón del donante (Figura 1J).
  4. Recorte del corazón del donante
    1. Recorte de la arteria pulmonar: recorte el corazón del donante según sea necesario mediante la eliminación del exceso de tejido. Primero, diseccione el tejido conectivo entre la aorta y la arteria pulmonar, y recorte la aorta y la arteria pulmonar para garantizar la longitud adecuada, evitando una longitud excesiva, que puede provocar torsión después de la anastomosis, o una longitud insuficiente, lo que puede causar una tensión excesiva.
    2. Recorte de la aurícula izquierda: para la aurícula izquierda, fusione las venas pulmonares en un solo manguito auricular izquierdo y recorte los bordes para que coincidan con el tamaño del manguito auricular izquierdo del receptor.
    3. Recorte de la aurícula derecha: Para la aurícula derecha, ligar la vena cava superior; luego, corte la aurícula derecha desde el apéndice auricular derecho hasta la vena cava inferior, formando un manguito auricular derecho y recortando los bordes para que coincidan con el manguito auricular derecho del receptor (Figura 1K, L).
      NOTA: El nódulo sinoauricular se localiza en la unión de la vena cava superior y la aurícula derecha. Se debe tener mucho cuidado de no dañar el ganglio sinoauricular del corazón del donante, ya que esto resultará en una dependencia postoperatoria de un marcapasos.
  5. Anastomosis cardíaca del donante al receptor
    1. Secuencia de anastomosis: aurícula izquierda-aurícula derecha-aorta-arteria pulmonar
    2. Anastomosis de la aurícula izquierda: Utilice la técnica de sutura deslizante de doble aguja para anastomosear el manguito auricular izquierdo del receptor a nivel de la vena pulmonar superior izquierda con el manguito auricular izquierdo del donante cerca de la base de la orejuela auricular izquierda. Iniciar la implantación del corazón del donante (Figura 1M).
      1. Coloque el corazón del donante en el mediastino del receptor, asegurándose de que el corazón se enfríe con aguanieve helada para evitar la transferencia de calor al tejido torácico adyacente. Continúe suturando hasta la parte media-inferior del tabique auricular. En el otro lado, continúe suturando a lo largo de la parte superior de la aurícula izquierda hasta el tabique. Evalúe constantemente la diferencia de tamaño entre la aurícula izquierda del donante y la del receptor y doble el exceso de tejido de manera adecuada para completar la anastomosis. Después de desairear la aurícula izquierda, ate bien los extremos de la sutura.
        NOTA: La sutura cuidadosa de la pared posterior de la aurícula izquierda es esencial para prevenir el sangrado postoperatorio. Después de que el corazón se reinicia, el sangrado en esta área puede ser difícil de detectar y controlar.
    3. Anastomosis de la aurícula derecha: Ajuste el corazón del donante a una posición anatómica casi normal, comenzando desde el extremo inferior del tabique auricular derecho. Pase una línea de sutura hacia arriba a lo largo del tabique en sentido contrario a las agujas del reloj y luego pásela a la pared lateral auricular derecha. Asegúrese de que la otra línea de sutura vaya hacia abajo junto con las suturas a lo largo de la pared auricular derecha desde la abertura de la vena cava inferior. Ate las dos líneas de sutura donde se unen en el centro de la pared lateral de la aurícula derecha (Figura 1N).
    4. Anastomosis de aorta: Realizar una anastomosis de extremo a extremo mediante la técnica de deslizamiento, partiendo de la pared posterior del vaso y completando la anastomosis desde las arterias pulmonares del donante hasta el receptor. Finalmente, ate la sutura firmemente en la pared frontal.
    5. Anastomosis de la arteria pulmonar: utilice la misma técnica para la anastomosis de la arteria pulmonar que la descrita para la aorta, generalmente comenzando el recalentamiento antes de realizar la anastomosis de la arteria pulmonar (Figura 1O).
  6. Reanimación cardíaca y procedimientos posteriores
    1. Reanimación cardíaca: Después de completar la anastomosis de la arteria pulmonar, inserte una aguja de ventilación de aire en la raíz de la aorta ascendente para eliminar cualquier aire residual del corazón donante y retire la pinza cruzada aórtica. Pídele al anestesista que te ayude con el inflado de los pulmones.
    2. Circulación auxiliar: Después de que el corazón se reinicia, confíe en la circulación extracorpórea para obtener ayuda durante algún tiempo (Figura 1P).
      NOTA: La duración de la asistencia está determinada por el tiempo de isquemia y la recuperación de la función cardíaca.
    3. Hemostasia y cierre: Revise cuidadosamente todas las anastomosis para ver si hay sangrado y asegúrese de la hemostasia. Coloque un marcapasos temporal, retire la circulación extracorpórea y retire las cánulas. Colocar un alambre de marcapasos epicárdico temporal en la aurícula derecha y la superficie del ventrículo derecho, y colocar tubos de drenaje en el mediastino y la cavidad torácica. Por último, cierre la incisión de la línea media utilizando técnicas estándar.
      NOTA: El tejido vascular porcino es frágil, especialmente en la aurícula derecha y la arteria pulmonar, y es propenso al desgarro. Se debe tener especial cuidado durante el procedimiento.

4. Cuidados postoperatorios

  1. Después de la cirugía, transfiera al animal inmediatamente a la UCI dedicada para un seguimiento estrecho. Monitoree continuamente los parámetros hemodinámicos, incluidos el CVP, la presión arterial, la frecuencia cardíaca y la saturación de oxígeno. Con base en los resultados de monitoreo en tiempo real, ajuste rápidamente los medicamentos vasoactivos y los tratamientos de apoyo para mantener estables la presión arterial y el gasto cardíaco.
  2. Monitorización de la función cardíaca: Monitorizar el electrocardiograma de forma continua en el postoperatorio para observar cualquier arritmia o signo de isquemia miocárdica. En caso de arritmias, administrar cardioversión eléctrica o tratamiento farmacológico.
    NOTA: Las arritmias postoperatorias tempranas a menudo son causadas por la reanudación cardíaca y deben ser monitoreadas de cerca. Los fármacos antiarrítmicos deben administrarse según sea necesario en función de los cambios en el ECG. La taquicardia sinusal postoperatoria es común porque el corazón trasplantado carece de supresión del nervio vago. Se recomienda ivabradina para controlar el ritmo sinusal, y se deben evitar los betabloqueantes porque el corazón de los cerdos es muy sensible a ellos, lo que puede causar hipotensión.
  3. Manejo respiratorio: Proporcionar soporte respiratorio postoperatorio temprano mediante ventilación mecánica para garantizar una respiración estable. A medida que la función cardíaca y pulmonar se recupera gradualmente, reduzca los medicamentos sedantes y, una vez que el animal reanude la respiración espontánea, retire el tubo endotraqueal.
    NOTA: La extracción temprana del tubo endotraqueal y la restauración de la respiración espontánea son cruciales. La intubación prolongada puede provocar insuficiencia respiratoria y afectar la recuperación postoperatoria.
  4. Manejo del dolor postoperatorio: Proporcionar alivio del dolor en función de los signos de dolor del animal (fármacos analgésicos comunes, incluidos los antiinflamatorios no esteroideos (AINE) y los opioides).
  5. Monitoreo de la función renal: Monitorear regularmente la producción de orina y los indicadores de la función renal (como creatinina y nitrógeno ureico) después de la cirugía. Administrar diuréticos en caso de disminución de la producción de orina o aumento de la creatinina.
    NOTA: La recuperación de la función renal es crucial para mantener el equilibrio electrolítico y el equilibrio ácido-base.
  6. Prevención de complicaciones postoperatorias: Observar de cerca al animal para detectar complicaciones postoperatorias, como infección y sangrado. Administrar antibióticos, medicamentos hemostáticos y transfusiones de sangre apropiados para prevenir y tratar las complicaciones.

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Resultados

La Figura 1 ilustra los pasos clave del procedimiento de trasplante ortotópico de corazón en cerdos, incluida la esternotomía de la línea media, la apertura del pericardio para exponer los vasos sanguíneos principales, la infusión aórtica de solución cardiopléjica, el enfriamiento del corazón con aguanieve helada y la preservación del corazón del donante. Un aspecto crítico destacado es el manejo de la vena ácigos izquierda, que es un paso fundamental en el procedimiento de trasplante. En el...

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Discusión

El modelo de trasplante ortotópico de corazón porcino es una plataforma experimental eficaz que simula el trasplante cardíaco clínico15. El corazón porcino comparte muchas similitudes anatómicas y fisiológicas con el corazón humano12. Por lo tanto, este modelo tiene un valor de aplicación significativo en el estudio de varios aspectos del trasplante cardíaco, particularmente en la protección del corazón, los procedimientos quirúrgicos y la ...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

Este trabajo fue patrocinado por el Fondo Nacional de Ciencias Naturales para Jóvenes Académicos Distinguidos de China (82125004; a Jiangping Song), Proyecto clave de biotecnología de frontera del Programa Nacional Clave de Investigación y Desarrollo del Ministerio de Ciencia y Tecnología de China (2023YFC3404300; a Jiangping Song), Proyecto especial del Ministerio de Ciencia y Tecnología de China apoyado por el Laboratorio Estatal Clave de Enfermedades Cardiovasculares, Hospital Fuwai, Academia China de Ciencias Médicas (2024GZZD-03; a Jiangping Song) y Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82300464; a Yuan Chang)

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Pinza cruzada aórtica de 10 gradosSinoviewCP40431-19Cirugía de donantes
Pinza cruzada aórtica de 10 gradosSinoviewCP40431-19Cirugía receptora
Pinza vascular de rama de arco de 30 gradosSinoviewCP40432-19Cirugía de donantes
Pinza cruzada aórtica de 45 gradosSinoviewCP40044-18Cirugía de donantes
Pinza cruzada aórtica de 45 gradosSinoviewCP40044-18Cirugía receptora
Sistema de oxigenación Affinity FusionMedtronicBB841Bypass cardiopulmonar
Máquina de anestesiaMindrayA9Anestesia y otros
Cánula arterialMedtronic18FrBypass cardiopulmonar
AtracurioHengrui Farmacéutica-Anestesia y otros
Pinzas planas atraumáticasSureMedGF04021-25Cirugía de donantes
Pinzas planas atraumáticasSureMedGF04021-25Cirugía receptora
Pinzas planas atraumáticasSureMedGF04016-25Cirugía receptora
Pinzas microquirúrgicas estilo bolígrafo de mango equilibradoSinoviewFC12010-21Cirugía de donantes
Pinzas microquirúrgicas estilo bolígrafo de mango equilibradoSinoviewFC12010-21Cirugía receptora
Cerdos miniatura de BamaInstituto de Zoología, Academia China de Ciencias, Centro de Investigación de Animales Grandes del Norte-Animales de experimentación
Belzer UW  Solución de almacenamiento en fríoPuente a la vida Ltd.1000 ml/bolsaCirugía de donantes
Tijeras extremadamente afiladas con mango negroSinoviewSC35101-23UCCirugía de donantes
Tijeras extremadamente afiladas con mango negroSinoviewSC35101-23UCCirugía receptora
Analizador de gases en sangreDiagnóstico electrónicoPT1000Anestesia y otros
Circuito de derivación cardiopulmonarMedtronicB-HL-159Bypass cardiopulmonar
Catéter venoso centralMédico Baihe-Anestesia y otros
Pinzas curvasSureMedGC01002-16Cirugía de donantes
Pinzas curvasSureMedGC01002-12Cirugía receptora
Pinzas curvasSureMedGC01002-16Cirugía receptora
Filtro desechable de microémbolos sanguíneosSansinFAF-2Bypass cardiopulmonar
Filtro de depósito de sangre desechableSansinFCR300KBypass cardiopulmonar
Sistema de administración de cardioplejia desechableMedtronicXP41Bypass cardiopulmonar
DopaminaJiuan Pharmaceutical-Anestesia y otros
Tubo endotraquealMedicina YaxinYS-0000Anestesia y otros
EpinefrinaFarmacéutica Jinyao-Anestesia y otros
Pinzas de disección finaSureMedGC01090-20Cirugía de donantes
Pinzas de disección finaSureMedGC01090-20Cirugía receptora
Tijeras ultraafiladas con mango doradoSinoviewSC35001-23SCCirugía de donantes
Tijeras ultraafiladas con mango doradoSinoviewSC35001-23SCCirugía receptora
Máquina de circulación extracorpóreaLivaNovaS5Bypass cardiopulmonar
HeparinaFarmacéutica del norte de China-Anestesia y otros
Cubo de hieloSureMedGQ13018-00DCirugía de donantes
Cubo de hieloSureMedGQ13018-00DCirugía receptora
Bomba de infusiónSino MDTSN-C8Anestesia y otros
Catéter intravenosoKDL16G-26GAnestesia y otros
IsofluranoFarmacéutica Lunan-Anestesia y otros
IsoproterenolCosecha farmacéutica-Anestesia y otros
Solución de Ringer lactatoKelun Pharmaceutical-Anestesia y otros
Cuenca grandeSureMedGQ13033-00DCirugía de donantes
Cuenca grandeSureMedGQ13033-00DCirugía receptora
LaringoscopioHanfeiylTD-C-IIIAnestesia y otros
Inyección de clorhidrato de lidocaínaKelun Pharmaceutical co., LtdH20057816Cirugía de donantes
Sulfato de magnesio para inyecciónZdjt Pharmaceutical co., LtdH20051792Cirugía de donantes
Sierra de esternón eléctrica médicaJingdong xijiHF-X01Cirugía de donantes
Sierra de esternón médica, sierra de esternón eléctricaJingdong xijiHF-X01Cirugía receptora
Cuenca mediaSureMed-Cirugía de donantes
Retractor de esternón de tamaño medianoSureMedGR04130-00Cirugía receptora
Solución de Santo Tomás modificadaCasero-Anestesia y otros
Monitor multiparamétricoMindrayBenoversión N17Anestesia y otros
Pasador de agujas para suturas de monederoSureMedGR04074-00Cirugía receptora
Retractor de nervios y cuerdasSureMed-Cirugía de donantes
Retractor nerviosoSureMed-Cirugía de donantes
NorepinefrinaCosecha farmacéutica-Anestesia y otros
Retractor de esternón pediátricoSureMedGR04114-00Cirugía receptora
Portaagujas microquirúrgico estilo bolígrafoSinoviewNH11300-21Cirugía de donantes
Portaagujas microquirúrgico estilo bolígrafoSinoviewNH11300-21Cirugía receptora
Inyección de cloruro de potasioKelun Pharmaceutical co., LtdH42021164Cirugía de donantes
Sulfato de protaminaYoucare Farmacéutico-Anestesia y otros
Introductor de sutura de monederoSureMedGR04074-00Cirugía de donantes
Pinzas mágicas atraumáticas ResanoSinoviewFC25501-23SCirugía de donantes
Pinzas de ángulo rectoSureMedGC01110-14Cirugía de donantes
Pinzas de ángulo rectoSureMedGC01089-18Cirugía de donantes
Abrazadera en ángulo rectoSureMedGC01110-14Cirugía receptora
Abrazadera en ángulo rectoSureMedGC01089-18Cirugía receptora
Cuenca pequeñaSureMed-Cirugía de donantes
Inyección de Ringer de acetato de sodioDuo Rui Pharmaceutical co., LtdH20163331Cirugía de donantes
Inyección de bicarbonato de sodioKelun Pharmaceutical co., LtdH20043739Cirugía de donantes
Retractor esternal (tamaño mediano)SureMedGR04130-00Cirugía de donantes
Pinzas rectasSureMedGC01001-12Cirugía de donantes
Pinzas rectasSureMedGC01001-16Cirugía de donantes
Pinzas rectasSureMedGC01001-12Cirugía receptora
Pinzas rectasSureMedGC01001-16Cirugía receptora
Sutura 5-0 Prolene BBEthicon-Cirugía receptora
Sutura Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon-Cirugía receptora
Suturas 2-0 Prolene Blu M SHEthicon-Cirugía receptora
Suturas BB 4-0 ProleneEthicon-Cirugía receptora
Sonda de temperatura3M-Anestesia y otros
Pinzas para amígdalasSureMedGC09009-20DCirugía de donantes
Portaagujas con mango anular de carburo de tungstenoSureMedGN01013-22KCirugía de donantes
Portaagujas con mango anular de carburo de tungstenoSureMedGN01013-22KCirugía receptora
Portaagujas con mango anular de carburo de tungstenoSureMedGN01010-22KCirugía receptora
Solución UW Belzer-Anestesia y otros
Cánula venosaMedtronic28Fr, 32FrBypass cardiopulmonar
VentiladorMindraySV300Anestesia y otros
Portaagujas tipo bolígrafo ponderadoSinoviewNH10400-23Cirugía receptora

Referencias

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