Artículo de método

Una técnica mínimamente invasiva de doble nudo vivo para el modelado de lesiones por isquemia-reperfusión miocárdica en ratas

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DOI:

10.3791/68430

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25 de julio de 2025

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1Shaanxi Key Laboratory of Chinese Medicine Fundamentals and New Drugs Research, School of Pharmacy, Shaanxi University of Chinese Medicine, 2People's Hospital of Ningxia Hui Autonomous Region, Ningxia Medical University

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Aquí, proponemos un esquema para inducir una lesión por isquemia-reperfusión miocárdica mediante la ligadura de doble nudo de nudo doble dirigida a la arteria coronaria descendente anterior (DA) izquierda, que puede liberarse in vitro para reperfusión a demanda sin toracotomía secundaria y es mínimamente invasiva.

Resumen

El modelo de lesión por isquemia-reperfusión miocárdica (IM/RI) es de gran importancia para explorar los mecanismos fisiopatológicos del infarto de miocardio y facilitar el desarrollo de fármacos relevantes. Sin embargo, entre los métodos de modelado comúnmente utilizados, el método tradicional de ligadura de arteria coronaria asistida por tubo de polietileno tiene importantes inconvenientes. Requiere volver a abrir el cofre para desatar la ligadura, lo que no solo requiere mucho tiempo, sino que también causa un daño sustancial a los animales de experimentación y puede provocar fácilmente su muerte. El objetivo de este estudio es introducir un método mejorado de preparación de modelos. En este método, la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD) se liga mediante una bobina de doble nudo vivo, y el nudo vivo se puede abrir in vitro para lograr la reperfusión, evitando así un segundo procedimiento invasivo. Los métodos de evaluación como la monitorización del electrocardiograma (ECG), la determinación de ecocardiografía (EM) en modo M, el azul de Evans y la tinción con 2,3,5-trifenito-cloruro de trazolio (EB-TTC) mostraron que este método podría inducir un infarto de miocardio/RI estable. Este esquema mejorado del modelo MI/RI se caracteriza por su simplicidad y velocidad, y la tasa de éxito del modelado es altamente satisfactoria. En general, ofrece una guía práctica y valiosa para los investigadores que participan en el campo de la investigación de MI / RI.

Introducción

Según la Organización Mundial de la Salud, la enfermedad coronaria ocupa una posición importante en la carga mundial de enfermedades cardiovasculares, caracterizada por una alta incidencia, alta mortalidad y una alta tasa de complicaciones. Además, la enfermedad muestra una tendencia cada vez más joven. Las estadísticas de algunos países desarrollados indican que la incidencia de la enfermedad coronaria en el grupo de edad de 35 a 40 años ha aumentado aproximadamente entre un 15% y un 20% en la última década. Los métodos de reperfusión como la trombólisis farmacológica, la terapia intervencionista y el injerto de derivación de la arteria coronaria son seguros, efectivos y ampliamente utilizados. Sin embargo, la restauración abrupta del flujo sanguíneo con frecuencia exacerba el daño estructural y funcional del miocardio isquémico, dando lugar a una cascada de resultados adversos. Estos incluyen apoptosis y necrosis de cardiomiocitos, arritmias y disfunción sistólica, que finalmente culminan en lesión por isquemia-reperfusión miocárdica (IM/RI)1,2. La incidencia de lesión por infarto de miocardio/IR es tan alta como 25%-30%, y su mecanismo no ha sido completamente dilucidado3. Por lo tanto, explorar estrategias efectivas de prevención y tratamiento se ha convertido en un problema importante que debe abordarse en el campo cardiovascular.

Los modelos animales son de suma importancia en la investigación de enfermedades cardiovasculares. Sirven como herramientas indispensables para dilucidar los mecanismos patológicos de la IR/MI y para desarrollar nuevas estrategias terapéuticas4. La fiabilidad y estabilidad del modelo animal de lesión por isquemia-reperfusión miocárdica afecta directamente a la traducción y aplicación exitosas de las estrategias de tratamiento en la práctica clínica. La arteria coronaria descendente anterior izquierda (DA) es un vaso común afectado por isquemia miocárdica5. El modelo de IM/RI construido mediante la ligadura de la DA es muy similar a la patogénesis y al proceso patológico de la lesión por isquemia-reperfusión miocárdica humana6. Entre estos modelos, el método tradicional de ligadura de arteria coronaria asistido por tubo de polietileno se ha empleado ampliamente en estudios anteriores. Su uso generalizado puede atribuirse a ventajas como la distribución uniforme de la fuerza de ligadura y un grado de protección para el endotelio vascular7. Sin embargo, a pesar de sus muchas ventajas, los detalles operativos siguen siendo un foco de debate entre muchos investigadores.

Para el método tradicional de ligadura de la arteria coronaria asistida por tubo de polietileno, es necesario volver a abrir el tórax para desatar la ligadura durante la reperfusión. Actualmente, existen dos métodos quirúrgicos principales: el método clásico de ligadura de toracotomía y el método de ligadura mínimamente invasivo modificado. El método clásico de ligadura de toracotomía requiere una incisión a gran escala en el tórax para exponer completamente el corazón para la ligadura6. El método de ligadura mínimamente invasivo modificado utiliza instrumentos especiales para completar la ligadura a través de una incisión más pequeña8. En la etapa de reperfusión, el método clásico de ligadura de toracotomía requiere reabrir el tórax para desatar la ligadura, lo que no solo requiere mucho tiempo, sino que también causa un trauma severo a los animales de experimentación y es probable que provoque su muerte. Además, la toracotomía repetida puede desencadenar complicaciones como infección, interfiriendo con la precisión de los resultados experimentales 7,9. Además, dado que el grado de cada operación de toracotomía es difícil de ser completamente consistente, aumentará la variabilidad de los datos experimentales. En cuanto a la aplicación del método de ligadura mínimamente invasivo modificado, a pesar de su incisión más pequeña, el procedimiento plantea importantes desafíos técnicos. Exige que los experimentadores posean una competencia técnica muy avanzada y confíen en instrumentos de precisión de alta gama, como un microscopio estereoscópico. Cuando se intenta en un espacio confinado sin la ayuda de dichos instrumentos, existe un mayor riesgo de dañar inadvertidamente los tejidos circundantes. Esto, a su vez, puede socavar la estabilidad y confiabilidad de los resultados experimentales.

En consecuencia, existe una necesidad urgente de un enfoque mejorado de preparación de modelos para abordar estos desafíos. Este estudio presenta un método mejorado para modelar MI/RI. El método implica el uso de una bobina de doble nudo vivo para ligar la DA y permite la liberación in vitro del nudo vivo para lograr la reperfusión, obviando así la necesidad de una segunda toracotomía. Caracterizado por su simplicidad de operación y facilidad de dominio, este método puede inducir consistentemente una lesión por isquemia-reperfusión miocárdica, ofreciendo una valiosa referencia e inspiración a los investigadores en el campo de la IM / RI.

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Protocolo

El protocolo experimental se llevó a cabo de acuerdo con las pautas del Comité de Uso y Uso de Animales de Laboratorio y Cuidado Institucional de Animales en la Universidad de Medicina Tradicional China de ShaanXi (Número de registro: SUCML20240820006). Todos los datos de investigación con animales se han documentado siguiendo las pautas ARRIVE (Animal Research: Reporting In Vivo Experiments). Para este estudio se utilizaron ratas macho Sprague Dawley (SD) que pesaban 250 g ± 20 g y tenían entre 6 y 8 semanas de edad. Los detalles sobre los animales, los reactivos y el equipo empleado se enumeran en la Tabla de materiales.

1. Preparación preoperatoria

  1. 1.1.Realizar el ayuno: Someter a las ratas a un período de ayuno de 8 horas con libre acceso al agua
  2. Calibrar y pesar: Mida con precisión el peso corporal utilizando una balanza electrónica (precisión de 0,1 g) para calcular la dosis anestésica.
  3. Inducir anestesia: Administrar solución de uretano al 20% mediante inyección intraperitoneal a una dosis de 0,4 ml por 100 g de peso corporal con una jeringa estéril de 2,5 ml; inyectar 1 cm lateral a la línea media ventral.
  4. Confirme la anestesia: sujete la pata trasera con fórceps estériles; La ausencia de reflejo de retirada de la extremidad confirma la anestesia profunda.

2. Monitorización del electrocardiograma (ECG) (Figura 1, Paso 1)

  1. Inmovilice a la rata en posición supina: Asegure el torso y las extremidades en una "postura de extremidades extendidas" con cinta adhesiva médica en la mesa quirúrgica.
  2. Conecte los electrodos: Inserte subcutáneamente agujas de electrodos esterilizadas en la siguiente secuencia: la extremidad anterior derecha (conectada al electrodo blanco), la extremidad posterior derecha (conectada al electrodo negro) y la extremidad posterior izquierda (conectada al electrodo rojo). Posteriormente, conecte estos electrodos a un monitor de ECG de derivación II. Asegúrese de que se establezca una línea de base estable y que los complejos QRS sean claramente visibles en el monitor.
    NOTA: Mantenga un monitoreo continuo de ECG durante todo el procedimiento. Evalúe la profundidad de la anestesia y el estado de la rata en tiempo real a través de anomalías en la forma de onda.

3. Depilación y desinfección del sitio quirúrgico (Figura 1, Paso 2)

  1. Depilación mecánica: Utilice una maquinilla eléctrica para eliminar el pelo del cuello y el tórax izquierdo (longitud residual ≤0,5 mm).
    NOTA: Sostenga la cuchilla en un ángulo de 30 ° y muévase en contra de la dirección del crecimiento del vello.
  2. Depilación química: Aplicar la crema depilatoria uniformemente sobre la piel expuesta durante 2 min. Retirar bien con un raspador estéril, seguido de lavado pulsado con una jeringa de 2,5 ml con solución salina a 37 °C. Repita 3 veces hasta que no queden residuos.
  3. Desinfección graduada: Desinfecte la piel tres veces en círculos concéntricos (de interior a exterior) con una mezcla de etanol y yodóforo al 75% (1:1) utilizando bolas de algodón estériles.

4. Configuración de los parámetros del ventilador

  1. Comprobación del equipo preoperatorio: Conecte el circuito del ventilador al adaptador del tubo traqueal en forma de Y.
  2. Ajuste los parámetros ( Figura 1, Paso 3): Establezca parámetros específicos de la especie: volumen corriente 3,0 ml, frecuencia respiratoria 80 respiraciones / min y relación inspiratoria-espiratoria (I: E) 2: 1.
  3. Verifique la permeabilidad del circuito: Active el ventilador y sumerja el extremo del circuito en solución salina. Observe la formación rítmica de burbujas. Si está ausente, verifique sistemáticamente si hay fugas y solucione problemas.

5. Intubación traqueal

  1. Posicionamiento de la incisión: cubra el campo quirúrgico con un paño estéril. Levante la piel del cartílago subtiroideo con pinzas afiladas y haga una incisión longitudinal de 2,5 cm a lo largo de la tráquea con unas tijeras rectas.
  2. Disección capa por capa: Retraer la piel con pinzas estériles (mano izquierda) y realizar una disección progresiva superficial con microtijeras (mano derecha).
    NOTA: Limite la primera capa a la epidermis y la dermis; evitar daños en la capa muscular.
  3. Exposición traqueal (Figura 1, Paso 4): Use pinzas hemostáticas para la disección roma del platisma y los músculos de la correa para exponer 4-5 cartílagos traqueales. Movilice la tráquea con fórceps y coloque un tubo de silicona debajo de ella para estabilizarla.
    NOTA: La arteria carótida y el nervio vago se pueden ver a ambos lados de la tráquea, así que evite dañar estas estructuras durante la operación.
  4. Intubación traqueal ( Figura 1, Paso 5): Cree una incisión transversal en forma de Ω (aproximadamente 1/3 de circunferencia) entre los anillos de cartílago traqueal 3 y 4 con microtijeras. Inserte rápidamente un tubo endotraqueal de silicona de 14 G, alineando el marcador de profundidad con el borde de la incisión.
    NOTA: Después de la intubación, sincronice el movimiento torácico con el ritmo del ventilador. Controle la presión de las vías respiratorias y la frecuencia respiratoria para detectar anomalías. Ajuste la configuración del ventilador o verifique la permeabilidad del tubo si ocurren desviaciones.

6. Preparación de la incisión intercostal

  1. Marque el sitio de la incisión: use un marcador quirúrgico estéril para delinear el borde esternal izquierdo en el 3º-4º espacio intercostal (identificado palpando el punto de impulso apical máximo). Dibuja una línea longitudinal de 3,0 cm.
  2. Disección capa por capa: eleve la piel con fórceps estériles e incida a lo largo de la línea marcada con unas tijeras estériles. Inserte las pinzas hemostáticas por vía subcutánea en un ángulo de 30° y realice una disección roma paralela al espacio intercostal para separar la capa muscular.
  3. Trasección de costillas: Cortar la 3ª y 4ª costillas y los músculos intercostales con microtijeras. Nota: Si se produce una hemorragia de la arteria intercostal, aplique inmediatamente un hisopo de algodón estéril con presión firme durante 60 s para lograr la hemostasia10.

7. Localización y ligadura de la arteria descendente anterior izquierda (LAD)

  1. Confirme el sitio de ligadura (Figura 1, Paso 6): Expanda el espacio intercostal a 4 cm usando un retractor esternal para exponer el corazón. Diseccionar suavemente el pericardio (identificar el tejido tímico como la estructura blanca sobre el corazón). Localice la DA 2 mm por debajo del punto medio de la "V" formada por el cono pulmonar (protuberancia cónica auricular derecha) y la aurícula izquierda (estructura valvular triangular).
  2. Calibración de la aguja (Figura 1, Paso 7-1): Sujete una sutura de polipropileno 6-0 (con aguja) con micropinzas. Ingrese el miocardio 1 mm lateral a la unión LAD medio-distal en un ángulo de 15 ° con respecto a la superficie miocárdica (profundidad: 1 mm; ancho: 2 mm), avanzando de derecha a izquierda.
  3. Técnica de nudo corredizo doble (Figura 1, Paso 7-1 - 7-5): Después de pasar el hilo de ligadura a través del miocardio, enrolle un extremo del hilo de ligadura con la punta de la aguja en una bobina con pinzas microscópicas, y enhebre el otro extremo en la bobina y tire suavemente de él para apretar la fijación. Anude el otro extremo del hilo de ligadura nuevamente repitiendo la operación anterior para formar una estructura de doble nudo y asegurándose de que los dos extremos del hilo de ligadura se dejen paralelos entre sí fuera de la cavidad torácica.
    NOTA: Durante el proceso de apriete, se utilizaron micropinzas para apretar gradualmente con una fuerza suave y uniforme, mientras que se observaron cambios de color en el miocardio para determinar el grado de isquemia, a fin de evitar un esfuerzo excesivo que provoque la rotura de vasos o una ligadura insegura. El establecimiento exitoso del modelo se confirmó al observar la palidez isquémica de la pared anterior / región apical del ventrículo izquierdo y la elevación sostenida del segmento ST ≥ 0,2 mV en el electrocardiograma, y el temporizador isquémico de 30 minutos se inició inmediatamente después de confirmar la ligadura exitosa.

8. Sutura y restauración de la presión negativa torácica

  1. Cierre de costilla: Retire el retractor esternal. Cierre los músculos intercostales alrededor de las costillas 3-4 con una sutura absorbible 4-0 en un patrón de bloqueo continuo (intervalos de puntos de 2 mm).
    NOTA: Evite el contacto entre la sutura de ligadura y las suturas de cierre para evitar interferencias con la reperfusión.
  2. Cierre de la capa muscular y evacuación de aire: Aproximar los músculos pectorales mayores y menores superficiales con una sutura 4-0. Antes del apriete final, inserte una jeringa sin aguja de 2,5 ml en el último orificio de sutura para aspirar aire intratorácico mientras un asistente asegura la sutura.
    NOTA: Monitoree el movimiento torácico para la respiración espontánea (como lo indica el ritmo asincrónico en relación con el ventilador).
  3. Cierre y desinfección de la piel: Sutura la piel de forma continua con sutura 4-0. Desinfecte tres veces siguiendo las pautas del Protocolo 3.3.

9. Desconexión del ventilador

  1. Extubación: Retirar el tubo endotraqueal lentamente mientras se observa la respiración espontánea.
  2. Cierre traqueal y muscular: Sutura los anillos del cartílago traqueal longitudinalmente utilizando una sutura 4-0 para asegurar un sellado hermético. Reaproximar los músculos del cuello.
  3. Cierre y desinfección de la piel (Figura 1, Paso 8): Cierre la piel del cuello con una sutura 4-0. Desinfecte con hisopos estériles empapados en etanol y povidona yodada. Retire las cortinas y transfiera la rata a una almohadilla térmica a 38 ° C para su reperfusión.
    NOTA: Si la respiración espontánea falla, vuelva a insertar el tubo endotraqueal y repita los pasos 8.1-8.3 antes de volver a intentar la extubación.

10. Isquemia-reperfusión

  1. Afloje la ligadura (Figura 1, Paso 9): Después de 30 minutos de isquemia, desate el primer nudo tirando horizontalmente del alambre de ligadura en un extremo de la aguja de bandas, luego desate el segundo nudo tirando del alambre de ligadura en el otro extremo y luego tirando horizontalmente de lado a lado para asegurarse de que no haya resistencia que demuestre que el nudo doble se ha desatado con éxito.
    NOTA: Si se requiere doble teñido EB-TTC, la línea de ligadura no se puede extraer.
  2. Validación de la reperfusión: Confirme la resolución del segmento ST en el ECG como evidencia de una reperfusión exitosa12.

11. Determinación de ecocardiografía (EM) en modo M 10

  1. Preparación previa al procedimiento: A las 2 h después de la reperfusión, evalúe la profundidad de la anestesia y complemente si es necesario. Inmovilizar la rata en decúbito supino y aplicar 2 mm de gel de ultrasonido a 37 °C en la región precordial.
  2. Adquisición de datos: Encendido del sistema de ultrasonidos. Seleccione el protocolo preestablecido, configure la sonda MX250 en 18 MHz y grabe imágenes en modo M del movimiento del ventrículo izquierdo. Guarde las imágenes de forma adecuada.
  3. Análisis de datos: Calcule la fracción de eyección del ventrículo izquierdo (FEVI), el acortamiento fraccional (LVFS), el diámetro telesistólico (LVID), el diámetro telediastólico (LVIDd) y el volumen sistólico (SV) utilizando un software integrado en el sistema.
    NOTA: Capture datos de ≥3 ciclos cardíacos consecutivos; Informar valores medios para el rigor estadístico.

12. Tinción con azul de Evans y cloruro de 2,3,5-trifenito-trazolio (EB-TTC)

  1. Reintubación: Retire secuencialmente las suturas de la piel del cuello, los músculos y la tráquea. Inserte un tubo endotraqueal y conéctelo al ventilador para mantener la respiración.
  2. Retoracotomía: Retire las suturas de la piel del pecho, los músculos y las costillas. Use un retractor torácico para ensanchar el espacio intercostal y exponer completamente el corazón.
  3. Religar la arteria LAD: Volver a ligar la arteria LAD; confirmar la ligadura exitosa observando la palidez apical y la elevación persistente del segmento ST en el ECG.
  4. Inyecte EB: Con una jeringa de insulina de 0,5 ml, aspire 0,3 ml de solución de azul de Evans al 1,5%. Luego, disecciona rápidamente el arco aórtico, inserta la aguja de la jeringa en la aorta y asegúrala con una pinza microhemostática. A continuación, inyecte la solución de azul de Evans y observe el corazón para ver si hay manchas azules uniformes.
  5. Extirpar el corazón: Después de 30 s después de la inyección, extirpar el corazón con unas tijeras estériles. Sumérjalo inmediatamente en solución salina y enjuague repetidamente para eliminar la sangre residual y el azul de Evans. Congele el corazón a -80 °C.
  6. Seccionar el corazón: Después de 20 minutos de congelación, retire el corazón. Con una cuchilla quirúrgica, corte cinco cortes transversales de 1 mm de espesor perpendiculares al eje largo cardíaco desde el ápice hasta la base.
  7. Tiñe con TTC: Deje que las rodajas se equilibren a temperatura ambiente. Transfiéralos a un tubo de centrífuga ámbar de 50 ml que contenga una solución de TTC al 1,5%. Incube el tubo en un agitador termostático precalentado a 37 °C durante 30 min en condiciones de protección contra la luz.
  8. Adquisición y análisis de imágenes: Después de la tinción, fijar las rodajas en paraformaldehído durante 12 h. Capture imágenes de alta resolución y cuantifique el área del infarto (IA), el área de riesgo (AAR) y el área total del ventrículo izquierdo (VI) utilizando el software Image J. Calcular la razón de infarto de miocardio como IA/(AAR+IA) y la razón de isquemia-riesgo como (AAR+IA)/LV, siguiendo la metodología descrita por Cai et al12.

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Resultados

ECG
El electrocardiograma se registró durante todo el proceso desde antes de la ligadura del corazón de rata hasta 120 min después de la isquemia-reperfusión. Los cambios del electrocardiograma se muestran en la Figura 2A. Durante la isquemia, el segmento ST mostró una elevación arqueada hacia arriba, y la onda T fue alta y máxima. Después de la reperfusión, la elevación del segmento ST disminuyó gradualmente.

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Discusión

La ligadura de la arteria coronaria, un método clásico para establecer el modelo de lesión por isquemia-reperfusión miocárdica, tiene una gran importancia en la investigación de enfermedades cardiovasculares12. Desde la década de 1980, el método de ligadura de arterias coronarias asistido por tubo de polietileno, iniciado por Yamamoto et al., ha sido ampliamente adoptado en laboratorios de investigación científica de todo el mundo. Este método ofrece varias ventaj...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por el Programa de Talento Innovador de Ciencia y Tecnología de la Universidad de Medicina China de Shaanxi (No. 2024-CXTD-03), la Administración Provincial de Proyectos de Investigación de Medicina Tradicional China de Shaanxi (No. SZY-KJCYC-2025-JC-043) y el Programa de Investigación y Desarrollo del Departamento Provincial de Ciencia y Tecnología de Shaanxi (No. 2024CY-JJQ-36).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Jeringa de insulina de 0,5 mlWuxi Yushou Equipo Médico Co.https://e.tb.cn/h.6NJ9o4dBdpXt4bT?tk=YobMVflhtgI Se utiliza para absorber EB e inyectar a través del arco aórtico
Cloruro de 2,3,5-trifenito-trazolioShanghai Yuanye Biotechnology Co., Ltd.S19026Para tinción de corazón 
Jeringa estéril desechable de 2,5 mlPing An Medical Technology Co., Ltd.20231230Se utiliza para aspirar anestésicos y anestesiar ratas mediante inyección intraperitoneal; se utiliza para extraer aire de la cavidad torácica de ratas durante operaciones de tórax cerrado.
4 % de paraformaldehídoGuangzhou Viggs Biotechnology Co., Ltd.SW002Se utiliza para arreglar el corazón después de teñir la
sutura 4-0Shandong Haidike Medical Products Co., Ltd.Para coser costillas, músculos y piel 
Sutura 6-0Jiangsu Beiyueshen Medical Device Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NKQ9XNVD1J56np?tk=R8NKVfPJIUMPara la ligadura de LAD 
Aguja de acupuntura Beijing Luoya Shanchuan Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6NQZzrSfBLQ9OYZ?tk=yW5aVfPuXP3Se utiliza para perforar la piel de las extremidades de rata y conectar la línea de electrodos del electrocardiograma.
Depilador de animalesJinyun New Concept Household Products Co.https://e.tb.cn/h.6NJe67IEMgxPfUt?tk=9boIVflb6mm Para la depilación 
Crema depilatoriaGuangzhou Miyanshe Gestión de marca Co., Ltd.https://3.cn/2fP-knZw Para la depilación profunda 
EtanolTianjin Tianli Reactivo químico Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NnxsK8EAvBV1Zu?tk=ja1XVflVhfM Para desinfección 
Evans BlueSigmaE2129Para tinción de corazón 
Pinzas hemostáticasAuxiliar de Shanghai Instrumentos Médicos Co.https://e.tb.cn/h.6NQkHWD25dxnsv4?tk=xA1VVflTXjWSe usa para fijar la jeringa de insulina y detener la sangre del arco aórtico
Micro tijeras médicasNanjing Ji Xiaobao Trading Co.https://e.tb.cn/h.6NJu33PgNRJCO1L?tk=smZjVflr730Se utiliza para abrir la tráquea y las costillas
Pinzas microscópicas médicasNanjing Ji Xiaobao Trading Co.https://e.tb.cn/h.6Nqn2dyJIUjUN6n?tk=MEMaVflGK0bPara pellizcar la sutura 6-0 para ligar LAD
Bisturí médicoShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NJyfb9CWH5Sj32?tk=HW0kVflEyOL Para cortar el corazón durante la tinción EB-TTC
Tijeras médicasShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NJCLzckQnXXEPe?tk=CtcTVflFJQw Se utiliza para cortar la piel de rata y suturar.
Paño quirúrgico médicoHenan Meideqi Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6NqItN9yA0xttr9?tk=cCCIVflzFjr Se utiliza para proporcionar un área quirúrgica estéril
Cinta médicaZhejiang Aotai Medical Technology Co.https://e.tb.cn/h.6N93etxLPPlJ9ZQ?tk=DfblVflAo5dSe utiliza para fijar ratas 
Pinzas médicasJiangsu Videocon Medical Technology Co.https://e.tb.cn/h.6NreHXQv2YTJkIl?tk=S1imVfO17QVSe utiliza para juzgar el grado de anestesia en ratas, pinzar la piel, las costillas y otros tejidos, y pelar los músculos subcutáneos y el pericardio.
Agente de acoplamiento ultrasónico médico Ingeniería Biológica Qingdao Hainuo Co., Ltd.https://3.cn/2fPpwB-j Se utiliza para mejorar la eficiencia de la transmisión ultrasónica
Solución salina normal Shandong Qidu Pharmaceutical Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NMCUFJIti2EsiU?tk=FXBBVfOV1iNSe utiliza para lavar la crema depilatoria residual.
Ultrasonido Doppler color portátilVINNO Technology Co., Ltd.Vinno 6 Se utiliza para la determinación de la ecocardiografía en modo M en ratas 
Povidona yodadaShandong Anjie Tecnología de desinfección de alta tecnología Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NqAb4WsT3xjMb9?tk=mhFxVfO4G1GPara desinfección 
Placa quirúrgica para ratasShandong Boryuida Analytical Instrument Co.https://e.tb.cn/h.6NQyjjGNGInF3Eu?tk=qgQwVflHilH Se utiliza para fijar ratas 
Refrigerador frigoríficoTecnología de temperatura ultrabaja Zhejiang Zhixing Co.DL-78Para congelar el corazón 
Tubos de gel de síliceShandong Chengwu Sano Medical Equipment Co.https://e.tb.cn/h.6N9L82XWNGlgDDG?tk=pWzCVfOQIgNSe utiliza para sostener la tráquea
Máquina de respiración artificial para animales pequeñosAnhui Zhenghua Biological Equipment Co., Ltd.DW-3000HSe utiliza para ayudar a las ratas a respirar después de una toracotomía
Bola de algodón estéril Ingeniería Biológica Qingdao Hainuo Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NJbKVmD0b7QhTf?tk=wMceVfOTrBX Para la desinfección de etanol y povidona yodada
hisopo de algodón estérilQingdao Hainuo Biological Engineering Co., Ltd.https://e.tb.cn/h.6NMAQz1252EJHSM?tk=nyfLVfOUSBi Se utiliza para limpiar la sangre residual en la cavidad torácica 
Manta de aislamiento térmicoGuangdong Zhongke Ciencias de la vida y Compañía de Tecnologíahttps://e.tb.cn/h.6N9OyBVWuSXTUDy?tk=d6OqVfOSTlIPara el aislamiento postoperatorio del cuerpo en ratas
Retractor de toracotomíaGuangdong Zhongke Ciencias de la vida & Compañía de Tecnologíahttps://e.tb.cn/h.6NQra4Z9UG8dnvo?tk=6eFUVfllCFWSe utiliza para exponer el campo de visión quirúrgico
Monitor de electrocardiograma de plomo tipo IIChengdu Taimeng Technology Co., Ltd.BL-420NPara electrocardiograma de monitorización
UretanoShandong Keyuan Biochemical Co., Ltd.U820333Utilizado en ratas anestesiadas 
Oscilador de temperatura constante del aguaShanghai Boxun Medical Biological Instrument Co., Ltd.SHZ-BPara tinción de corazón 

Referencias

  1. Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. Myocardial ischemia-reperfusion injury: a neglected therapeutic target. J Clin Invest. 123 (1), 92-100 (2013).
  2. Ibáñez, B., Heusch, G., Ovize, M., Van de Werf, F. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. J Am Coll Cardiol. 65 (14), 1454-1471 (2015).
  3. Algoet, M., et al. Myocardial ischemia-reperfusion injury and the influence of inflammation. Trends Cardiovasc Med. 33 (6), 357-366 (2023).
  4. Rahman, A., et al. Large animal models of cardiac ischemia-reperfusion injury: Where are we now. Zool Res. 44 (3), 591-603 (2023).
  5. Luan, F., et al. Cardioprotective effect of cinnamaldehyde pretreatment on ischemia/ reperfusion injury via inhibiting NLRP3 inflammasome activation and gasdermin D mediated cardiomyocyte pyroptosis. Chem Biol Interact. 368, 110245(2022).
  6. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. J Vis Exp. (86), e51329(2014).
  7. Xu, Z., McElhanon, K. E., Beck, E. X., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury. Methods Mol Biol. 1717, 145-153 (2018).
  8. Marek-Iannucci, S., Thomas, A., Gottlieb, R. A. Minimal invasive pericardial perfusion model in swine: A translational model for cardiac remodeling after ischemia/reperfusion injury. Front Physiol. 11, 346(2020).
  9. Xiong, Y., et al. Decreased MFN2 activates the cGAS-STING pathway in diabetic myocardial ischaemia-reperfusion by triggering the release of mitochondrial DNA. Cell Commun Signal. 21 (1), 192(2023).
  10. Peng, L., et al. Cardioprotective activity of ethyl acetate extract of Cinnamomi Ramulus against myocardial ischemia/reperfusion injury in rats via inhibiting NLRP3 inflammasome activation and pyroptosis. Phytomedicine. 93, 153798(2021).
  11. Xu, H., et al. Resveratrol pretreatment alleviates myocardial ischemia/reperfusion injury by inhibiting STIM1-mediated intracellular calcium accumulation. J Physiol Biochem. 75 (4), 607-618 (2019).
  12. Cai, W., et al. Alox15/15-HpETE aggravates myocardial ischemia-reperfusion injury by promoting cardiomyocyte ferroptosis. Circulation. 147 (19), 1444-1460 (2023).
  13. Zhao, G., et al. A novel anti-inflammatory strategy for myocardial ischemia-reperfusion in rats with cinnamamide derivative compound 7. Int Immunopharmacol. 136, 112370(2024).
  14. Chen, L. Q., Wang, W. S., Li, S. Q., Liu, J. H. Minocycline relieves myocardial ischemia-reperfusion injury in rats by inhibiting inflammation, oxidative stress and apoptosis. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 26 (8), 3001-3009 (2022).
  15. Liu, Z., et al. Shuangshen ningxin formula attenuates cardiac microvascular ischemia/reperfusion injury through improving mitochondrial function. J Ethnopharmacol. 323, 117690(2024).
  16. J'Undra, N., Pegues, M. M., et al. Disparities in 180-day infection rates following coronary artery bypass grafting and aortic valve replacement. J Thorac Cardiovasc Surg. S0022-5223 (25), 00017-00020 (2025).
  17. Peng, J. -F., et al. Targeted mitochondrial drugs for treatment of myocardial ischaemia-reperfusion injury. J Drug Target. 30 (8), 833-844 (2022).
  18. Sun, Q., et al. A minimally invasive approach to induce myocardial infarction in mice without thoracotomy. J Cell Mol Med. 22 (11), 5208-5219 (2018).
  19. Olatoye, O., Yasir, A. -O., Gregory, D. R. Initial experience of left atrial appendage ligation using penditure in a minimally invasive cardiac surgical approach. Innovations. 20 (1), 19-21 (2025).
  20. Wagenaar, A., Wiegerinck, R. F., Heijnen, V. V. T., Post, M. J. Percutaneous microembolization of the left coronary artery to model ischemic heart disease in rats. Lab Animal. 45 (1), 20-27 (2016).
  21. Kainuma, S., et al. Influence of coronary architecture on the variability in myocardial infarction induced by coronary ligation in rats. PLoS One. 2 (8), e0183323(2017).
  22. Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Hajjar, R. Abstract 130: The Diversity of Coronary Artery and Myocardial Infarction in Mice. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (Suppl_1), A130(2021).
  23. Lysenko, A. V., Salagaev, G. I., Lednev, P. V., Belov, Y. V. The results of coronary artery bypass grafting by using of surgical microscope. Pirogov J Surg. 6, 5-10 (2019).
  24. Guo, Y., et al. Genetic background, gender, age, body temperature, and arterial blood pH have a major impact on myocardial infarct size in the mouse and need to be carefully measured and/or taken into account: results of a comprehensive analysis of determinants of infarct size in 1,074 mice. Basic Res Cardiol. 107 (5), 288(2012).

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