En este artículo se presenta un protocolo para la administración precisa guiada por ultrasonido de células madre vasculares a la pared del vaso aórtico. La técnica se dirige eficazmente a la pared del vaso y promueve la reparación vascular en aneurismas y disecciones aórticas.
Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.
Artículo de método
Administración de células madre guiadas por ultrasonido de precisión para la reparación vascular en enfermedades aórticas
En este artículo
Resumen
Resumen
Los aneurismas aórticos y la ruptura de disecciones son emergencias cardiovasculares potencialmente mortales. La prevención temprana y el control de la progresión de la enfermedad son esenciales para mejorar los resultados de los pacientes. Las células madre vasculares desempeñan un papel crucial en la reparación de lesiones vasculares en diversas enfermedades vasculares. Sin embargo, las terapias de inyección intravascular de células madre enfrentan desafíos para garantizar un injerto eficiente de células madre exógenas dentro de la pared vascular.
Para explorar un enfoque más eficaz y mínimamente invasivo para la administración de células madre en enfermedades aórticas, desarrollamos una tecnología de administración de células madre dirigida con precisión guiada por ultrasonido. Específicamente, la técnica utilizó un sistema de imágenes de ultra alta resolución de ultra alta resolución de ultra alta resolución de ultra alta imagen Doppler color para localizar con precisión la pared vascular de la aorta ascendente en modelos de ratón con enfermedad aórtica. Posteriormente, se inyectaron 1 × 106 mCherry marcadas con células madre vasculares mezcladas dentro de 25 μL de Matrigel utilizando una aguja de 29 G. La progresión de la enfermedad se controló mediante ecografía de pequeños animales. Finalmente, la aorta se extrajo y analizó utilizando imágenes 3D con un microscopio de lámina de luz para rastrear las células madre vasculares inyectadas.
Los resultados anteriores demuestran que las células madre vasculares inyectadas se administraron con precisión a la pared vascular de la aorta ascendente con una invasividad mínima, lo que promueve eficazmente la reparación vascular en aneurismas y disecciones aórticas. Esta tecnología de administración de células madre guiada por ultrasonido ofrece un método prometedor y mínimamente invasivo para el trasplante de células madre, que podría controlar la progresión de los aneurismas y disecciones aórticas y otras enfermedades cardiovasculares relacionadas en las clínicas en el futuro.
Introducción
Los aneurismas y disecciones aórticas (DAA) son enfermedades cardiovasculares comunes y altamente letales, que generalmente se caracterizan por un inicio insidioso y una progresión rápida. La incidencia de DAA oscila entre el 1,3% y el 8%, con una estimación de entre 150.000 y 200.000 muertes en todo el mundo cada año 1,2. Debido al inicio agudo y a los síntomas clínicos sutiles, muchos pacientes se encuentran en estado crítico en el momento del diagnóstico, por lo que no se ha alcanzado la ventana óptima para el tratamiento. Aunque los tratamientos farmacológicos, como los bloqueadores β-adrenérgicos y los bloqueadores de los receptores de angiotensina, pueden retrasar la expansión del aneurisma hasta cierto punto, estas terapias proporcionan principalmente un alivio sintomático y no se ha demostrado que prevengan eficazmente la aparición o progresión de la DAA3.
En la actualidad, el manejo clínico se basa principalmente en intervenciones quirúrgicas, incluyendo la reconstrucción de la raíz aórtica, el reemplazo aórtico ascendente, la cirugía de Bentall y la reparación endovascular de los aneurismas aórticos 4,5. Sin embargo, para los pacientes con DAA genética, particularmente aquellos que aún no han alcanzado las indicaciones quirúrgicas, faltan tratamientos etiológicos efectivos y los enfoques farmacológicos luchan por controlar la progresión de la enfermedad a largo plazo. En pacientes con síndrome de Marfan (MFS), aunque el tratamiento médico puede retrasar la dilatación aórtica, los estudios indican que algunas personas experimentan una tasa más rápida de expansión aórtica y enfrentan un mayor riesgo de disección aórtica5. Por lo tanto, proporcionar intervenciones efectivas para estos pacientes, que aún no cumplen con los criterios quirúrgicos, sigue siendo un desafío clínico importante. El desarrollo de estrategias terapéuticas más específicas se ha convertido en una cuestión clave que debe abordarse en el tratamiento de las enfermedades aórticas.
La patogenia de la DAA implica principalmente una apoptosis extensa de las células musculares lisas (CME) y un adelgazamiento de los medios, lo que conduce a la fragilidad estructural de la pared aórtica. En concreto, la pérdida progresiva de las CMM aórticas es un rasgo distintivo de la DAA, que se manifiesta por la apoptosis de las CME, la degradación de la matriz extracelular (MEC), la infiltración de células inmunitarias y el aumento del estrés oxidativo2. Las células madre vasculares son un tipo de célula madre adulta que reside en la pared del vaso, capaz de diferenciarse en SMC o células endoteliales. En condiciones fisiológicas normales, las células madre permanecen inactivas, pero en condiciones patológicas, se activan, se autorrenuevan y diferencian para contribuir ala reparación de los tejidos. Estudios recientes han enfatizado el papel crítico de las células madre de la pared vascular en la lesión vascular, particularmente en la remodelación de injertos venosos, aterosclerosis, reestenosis, hipertensión y en enfermedades o condiciones patológicas como AAD 7,8,9,10,11,12,13.
Si bien las tecnologías existentes para la administración de células madre, como la inyección local específica de tejido y la infusión intravenosa sistémica, son relativamente avanzadas, la administración de células madre a la pared aórtica presenta desafíos significativos14,15. El rápido flujo sanguíneo en la aorta, junto con la contracción dinámica y la relajación de la pared vascular, dificulta el logro de una entrega eficiente de células y garantizar la supervivencia a largo plazo de las células trasplantadas en el tejido vascular.
En este estudio, describimos una nueva técnica de inyección de epimembrana en la pared cerrada de un vaso que permite la administración mínimamente invasiva y dirigida con precisión de células madre de la pared vascular bajo la guía de ultrasonido. Este abordaje ofrece la ventaja de ser fácil de realizar, sin necesidad de toracotomía o laparotomía, y evita las complicaciones asociadas. También permite una mayor flexibilidad durante el proceso de inyección, lo que permite la concentración específica de células madre en el área deseada al tiempo que minimiza las respuestas inmunitarias y otros efectos secundarios. Además, los avances en la tecnología de limpieza óptica de tejidos ahora permiten obtener imágenes de resolución subcelular de todo el cuerpo de ratones, lo que ofrece amplias aplicaciones en la reconstrucción tridimensional de alta resolución de estructuras de tejidos, investigación de mecanismos patológicos, modelado de enfermedades y detección de fármacos. Cuando se combina con la microscopía de lámina de luz, esta tecnología proporciona imágenes 3D con alta resolución espacial16. Con este enfoque, podemos rastrear las células madre vasculares inyectadas y observar su capacidad migratoria. Por lo tanto, la administración de células madre guiada por ultrasonido representa un método mínimamente invasivo prometedor para el trasplante de células madre.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Protocolo
Todos los procedimientos experimentales se llevan a cabo de acuerdo con las regulaciones del Comité de Investigación Animal de Capital Medical University y están aprobados por el Comité de Ética y Bienestar Animal de Capital Medical University.
1. Preparación de células madre vasculares inyectadas
NOTA: Para verificar el estado y los efectos posteriores a la inyección de las células madre vasculares, las células Sca1+ se aíslan mediante selección inmunomagnética de perlas como se ha descrito anteriormente 17,18,19, se transfectan con un lentivirus portador del reportero mCherry para la posterior observación de la ubicación y distribución de las células, y luego se cultivan. Las células de los pasajes 5 o anteriores con buenas condiciones de crecimiento y expresión de Sca1+ marcada con mCherry se utilizan para experimentos posteriores20.
- Extraiga la aorta de ratones C57BL/6J de 6-8 semanas de edad, separe el tejido adventicio bajo un microscopio y pique hasta aproximadamente 0,5 mm. Aplique gelatina al 0,04% en el fondo del matraz de cultivo a 37 °C en una incubadora de CO2 al 5% para promover la unión y proliferación celular. Pasados 20 min, aspirar la gelatina y colocar el tejido picado en el fondo del matraz de cultivo 17,21, con el fondo hacia arriba durante 2-3 h. Después de que el tejido esté firmemente adherido al fondo del matraz de cultivo, coloque el fondo del matraz de cultivo hacia abajo, agregue medio de cultivo al matraz e incube a 37 °C en una incubadora de 5% de CO2.
- Después de 3 h, retire el matraz de cultivo y agregue medio DMEM que contenga 20% de suero fetal bovino, 10 ng/mL LIF, 100 U/mL de penicilina/estreptomicina.
- Después de 3 días, una vez que las células hayan migrado del tejido y hayan alcanzado una confluencia del 80%-90%, agregue tripsina al 0,05% y subcultívelas en una proporción de 1:3.
- Para el pasaje 3, reemplace el medio con DMEM que contenga un 15% de suero fetal bovino; para el pasaje 5, reemplace el medio con DMEM que contenga un 10% de suero fetal bovino (los demás componentes permanecen sin cambios).
- Digiera las células vasculares adventiciales e incubelas en hielo con microperlas anti-Sca1+ . Agregue la suspensión de celdas en una columna equipada con un sistema de clasificación de celdas magnéticas y recoja18. Utilice células con buenas condiciones de crecimiento de los pasajes 5 o anteriores para experimentos posteriores.
NOTA: Para garantizar la vitalidad celular, se recomienda que las células para inyección in vivo tengan una viabilidad del ≥90%, según lo determinado por la tinción con azul de tripán. - Una hora antes de la inyección, añadir tripsina al 0,05% a las células, contarlas con un hemocitómetro y eliminar el sobrenadante centrifugando a temperatura ambiente a 200 × g durante 5 min.
- Resuspender las células en Matrigel (predescongeladas a 4 °C) a una concentración de 4 × 107 células/mL como portador para el trasplante de células madre, para imitar el entorno de crecimiento in vivo. Agite suavemente la mezcla y manténgala en hielo hasta que esté lista para la inyección.
2. Preparación preoperatoria de ratones
- Someter a los ratones a ayuno 12 horas antes de la inyección sin restringir el agua.
- Limpie a fondo la cámara de inducción de anestesia y la plataforma de ultrasonido con etanol al 75%.
- Aplique ungüento ocular y coloque al ratón en la cámara de inducción de anestesia, con el flujo de oxígeno ajustado a 1 L/min y la concentración de isoflurano ajustada al 2-3%. Espere hasta que el reflejo del dolor desaparezca, lo que indica que la anestesia ha sido exitosa, y luego retire con cuidado el ratón de la cámara.
- Coloque la nariz y la boca del ratón bajo una máscara de anestesia y ajuste la concentración de isoflurano al 1,5-2%. Coloque el ratón dorsalmente en una plataforma de 37 °C para maximizar la exposición abdominal.
- Aplique gel conductor a los cuatro electrodos en la plataforma y use cinta médica para fijar las cuatro patas del ratón a los electrodos para monitorear el estado fisiológico.
NOTA: El operador usa guantes estériles, una mascarilla, un gorro quirúrgico y una bata quirúrgica estéril. - Use un hisopo de algodón estéril para aplicar la crema depilatoria en el lugar de la inyección, déjela actuar durante 1 minuto y luego limpie suavemente con un hisopo nuevo. Desinfecte el lugar de la inyección con tintura de yodo 3 veces.
- Cubra el sitio quirúrgico, prepare asépticamente una jeringa estéril y mantenga el campo estéril.
3. Inyección guiada por ultrasonido de células de la pared vascular
NOTA: Todos los procedimientos de ultrasonido se realizan utilizando un sistema de imágenes de ultrasonido y software (consulte la Tabla de Materiales). Utilice sondas con una frecuencia central de 40 MHz y agujas de 29 G .
- Ajuste la plataforma de ultrasonidos a un ángulo de aproximadamente 30° con respecto al suelo. Haga que el operador mire hacia el lado derecho del animal, con la cabeza del animal orientada hacia la izquierda. Aplicar gel de ultrasonido sobre la zona depilada y desinfectada.
- Coloque la sonda en el lado derecho del esternón para mostrar el eje largo del arco aórtico.
- Cargue 25 μL de la suspensión de 1 × 106 células madre de la pared vascular en Matrigel en la aguja de 29 G. Limpie la punta de la aguja con alcohol estéril antes de la inyección para minimizar la implantación ectópica de células madre.
- Fije la jeringa que contiene la suspensión celular al aparato de inyección guiado por ultrasonido, asegurándose de que la dirección de la aguja esté alineada con la sonda y en un ángulo de 45° con respecto a la pared torácica.
- Guíe lentamente la aguja de inyección hacia el campo de visión del ultrasonido, ajústela al plano focal y alinéela con la línea de marcado de la ruta de inyección.
- A medida que la aguja se acerca al borde de la piel, use pinzas romas para agarrar la piel y la pared abdominal, y avance rápidamente la aguja a través de la pared torácica.
- Bajo la guía de una ecografía, dirija la aguja a la región adventicia entre la arteria innominada y el arco aórtico. Retire suavemente la jeringa hacia arriba y hacia abajo para confirmar la posición de la aguja.
- Presione la jeringa para inyectar la suspensión celular en el área objetivo.
- Retire la aguja de inyección lentamente y desinfecte el sitio de punción de acuerdo con los procedimientos estándar.
NOTA: Después de los procedimientos quirúrgicos, los ratones deben colocarse en una almohadilla térmica a 37 °C hasta que estén completamente conscientes y sean capaces de mantener la decúbito esternal, y deben ser monitoreados continuamente mientras están en la almohadilla térmica. Posteriormente, transfiera a los animales a jaulas limpias con ropa de cama fresca. Se debe realizar un seguimiento continuo cada hora durante 24 horas para evaluar las posibles complicaciones postoperatorias, incluida la postura encorvada y la disminución de la actividad.
4. Clarificación del tejido vascular
- Inyecte células madre Sca1+ marcadas con mCherry en la región adventicia en la unión de la arteria innominada y el arco aórtico. Después de 4 semanas, eutanasiar a los ratones usando CO2, luego recolectar el tejido aórtico después de la perfusión.
- Fijar el tejido aórtico en paraformaldehído al 4% durante 4 h a temperatura ambiente, seguido de lavados con PBS durante 3 x 1 h. Transfiera el tejido a una solución de limpieza de tejidos e incube en una plataforma de agitación a 37 °C durante 2 días para lograr la transparencia.
NOTA: La solución de limpieza de tejidos a la que se hace referencia es una mezcla de 10% de N-butildietanolamina y 10% de Triton-X-100 disuelta en ddH2O11. - Lave el pañuelo durante 3 x 2 h con PBS a temperatura ambiente. Transfiera el tejido a PBS que contenga el anticuerpo primario CD31 (1:100) e incube a 4 °C durante 24 h.
- Después de lavar durante 3 x 1 h con PBS, incubar el tejido con el burro anticabra (1:800) a temperatura ambiente durante 3-4 h, seguido de un lavado con PBS durante 3 x 1 h.
- Transfiera el tejido a una solución que coincida con el índice de refracción e incube durante al menos 2 días más para una transparencia continua.
NOTA: La solución de coincidencia de índice de refracción a la que se hace referencia es una mezcla de 45% de antipirina, 30% de nicotinamida y 0,5% de N-butildietanolamina disuelta en ddH2O11. - Prepare un gel de agarosa al 2%, caliéntelo y derritalo, incruste el tejido transparente en gel de agarosa y déjelo enfriar para mantener su forma de cilindro con un diámetro de 5 mm. Fíjelo en la platina de un microscopio de hoja de luz y escanéelo en 3D. Bajo las siguientes especificaciones: Objetivo de iluminación: 2 unidades de lentes de inmersión en agua de 10x 0.3 Apertura Numérica (NA); Objetivo de detección: 1 unidad de lente multiinmersión 10x 0.5 NA; Cambiador de aumento: 1x/0.75x, se realizaron imágenes.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Resultados
Liberación de células madre vasculares guiada por ultrasonido
En este estudio, la inyección guiada por ultrasonido se realizó utilizando un sistema de imágenes de ultrasonido Doppler color para animales pequeños (Figura 1A,B). Durante el procedimiento, los ratones fueron inmovilizados en una plataforma de ultrasonido calentada, con ajustes en la plataforma y la sonda de ultrasonido según fuera necesario (Figura 1C).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Discusión
Los DAA causados por mutaciones genéticas se clasifican como DAA hereditarios, entre los cuales el MFS es el más prevalente. La DAA representa la complicación más mortal del MFS22. Para investigar esta afección, empleamos un modelo de ratón bien establecido de MFS (ratones Fbn1C1041G/+), que desarrolla espontáneamente aneurismas aórticos, lo que lo hace ideal para estudios de intervención temprana. Este modelo también evita el daño tisular adic...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Divulgaciones
Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.
Agradecimientos
Este trabajo contó con el apoyo de una subvención del Proyecto Principal Nacional de Ciencia y Tecnología (2023ZD0503304), la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (32271231) y el Programa Nacional de Investigación y Desarrollo Clave de China (2023YFC3606500). Agradecemos al Dr. Chao Zheng por su apoyo técnico en imágenes 3D.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Solución de gelatina al 0,1% | OriCell | GLT-11301 | |
| Microtubos de 1,5 ml | Axygen | MCT-150-C | |
| 10 μ Puntas de pipeta L | Selección de laboratorio | T-001-10 | |
| 1000 μ Puntas de pipeta L | Selección de laboratorio | T-001-1000 | |
| Tubo de centrífuga de 15 ml | Selección de laboratorio | CT-002-15A | |
| 200 μ Puntas de pipeta L | Selección de laboratorio | T-001-200 | |
| Tubo de microcentrífuga de 5 ml | Biosharp | BS-50-M | |
| Tubo de centrífuga de 50 ml | Selección de laboratorio | CT-002-50A | |
| Antipyrine | Macklin | A800873 | |
| Kit de microperlas Anti-Sca-1 | Miltenyi Biotec | 130-123-124 | |
| Sistema Bruker Luxendo MuVi -SPIM | |||
| CD31 | R& D | AF3628 | Relación de dilución 1:100 |
| CUBIC-L | Solución de limpieza de tejidos | ||
| CUBIC-RA | Solución de coincidencia de índice de refracción | ||
| DMEM | ATCC | 30-2002 | |
| anticuerpo secundario anti-cabra burro, Alexa Fluor 488 | Invitrogen | Referencia A11055 | Relación de dilución 1:800 |
| FBS | Corning | 35-076-CV | |
| HBLV-mcherry-PURO | HANBIO | ||
| Tubos homogeneizadores | Selección de laboratorio | HGT-003-200 | |
| Aparato de inyección con aguja guiada por imágenes | Visualsonics | ||
| Jeringa de insulina | BD | 328421 | |
| Isoflurano | Ameixin | LAT-YFW | |
| Microscopios de hoja de luz | Bruker Luxendo | MuVi-SPIM | |
| Matrigel | Corning | 356234 | |
| Transductor Microscan MS400 | Visualsonics | ||
| Plataforma de manejo de ratones y monitoreo fisiológico | Visualsonics | ||
| N-butildietanolamina | Macklin | N802391 | |
| Nicotinamida | Macklin | N814605 | |
| PBS | Biosharp | BL302A | |
| Puralube ungüento oftálmico | EQUL | 1703321138 | |
| Tritón X-100 | Sigma-Aldrich | T9284 | |
| Solución para manchas de azul de tripano | Solarbio | C0040 | |
| Tripsina-EDTA | Gibco | 25200-072 | |
| Sistema de iluminación Vevo 2100 | yiswelsonics | ||
| Sistema ferroviario integrado Vevo II | yiswelsanics |
Referencias
- Cui, H., et al. Untargeted metabolomics identifies succinate as a biomarker and therapeutic target in aortic aneurysm and dissection. Eur Heart J. 42 (42), 4373-4385 (2021).
- Liu, H., et al. Ncf1 knockout in smooth muscle cells exacerbates angiotensin II-induced aortic aneurysm and dissection by activating the STING pathway. Cardiovasc Res. 120 (9), 1081-1096 (2024).
- Wang, Q., et al. Targeting metabolism in aortic aneurysm and dissection: From basic research to clinical applications. Int J Biol Sci. 19 (12), 3869-3891 (2023).
- Asta, L., D'angelo, G. A., Marinelli, D., Benedetto, U. Genetic basis, new diagnostic approaches, and updated therapeutic strategies of the syndromic aortic diseases: Marfan, Loeys-Dietz, and vascular Ehlers-Danlos syndrome. Int J Environ Res Public Health. 20 (16), 6615(2023).
- Isselbacher, E. M., et al. 2022 ACC/AHA guideline for the diagnosis and management of aortic disease: A report of the American Heart Association/American College of Cardiology Joint Committee on clinical practice guidelines. Circulation. 146 (24), e334-e482 (2022).
- De Morree, A., Rando, T. A. Regulation of adult stem cell quiescence and its functions in the maintenance of tissue integrity. Nat Rev Mol Cell Biol. 24 (5), 334-354 (2023).
- Ni, Z., et al. Multilineage commitment of Sca-1+ cells in reshaping vein grafts. Theranostics. 13 (7), 2154-2175 (2023).
- Karamariti, E., et al. DKK3 (Dickkopf 3) alters atherosclerotic plaque phenotype involving vascular progenitor and fibroblast differentiation into smooth muscle cells. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (2), 425-437 (2018).
- Jiang, L., et al. Nonbone marrow CD34+ cells are crucial for endothelial repair of injured artery. Circ Res. 129 (8), e146-e165 (2021).
- Tao, J., Cao, X., Yu, B., Qu, A. Vascular stem/progenitor cells in vessel injury and repair. Front Cardiovasc Med. 9, 845070(2022).
- Wu, H., et al. Aneurysm is restricted by CD34+ cell-formed fibrous collars through the PDGFRb-PI3K axis. Adv Sci (Weinh). 12 (7), e2408996(2024).
- Zou, S., et al. Activation of bone marrow-derived cells and resident aortic cells during aortic injury. J Surg Res. 245, 1-12 (2020).
- Wong, M. M., Hong, X., Karamariti, E., Hu, Y., Xu, Q. Generation and grafting of tissue-engineered vessels in a mouse model. J Vis Exp. (97), e52565(2015).
- Bagno, L., Hatzistergos, K. E., Balkan, W., Hare, J. M. Mesenchymal stem cell-based therapy for cardiovascular disease: Progress and challenges. Mol Ther. 26 (7), 1610-1623 (2018).
- Galow, A. M., Goldammer, T., Hoeflich, A. Xenogeneic and stem cell-based therapy for cardiovascular diseases: Genetic engineering of porcine cells and their applications in heart regeneration. Int J Mol Sci. 21 (24), 9686(2020).
- Liang, X., Luo, H. Optical tissue clearing: Illuminating brain function and dysfunction. Theranostics. 11 (7), 3035-3051 (2021).
- Le Bras, A., et al. Adventitial Sca1+ cells transduced with etv2 are committed to the endothelial fate and improve vascular remodeling after injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 38 (1), 232-244 (2018).
- Tsai, T. -N., et al. Contribution of stem cells to neointimal formation of decellularized vessel grafts in a novel mouse model. Am J Pathol. 181 (1), 362-373 (2012).
- Yu, B., et al. Vascular stem/progenitor cell migration induced by smooth muscle cell-derived chemokine (C-C motif) ligand 2 and chemokine (C-X-C motif) ligand 1 contributes to neointima formation. Stem Cells. 34 (9), 2368-2380 (2016).
- Du, S., et al. Safety markers for rhabdomyosarcoma cells using an in vivo imaging system. Oncol Lett. 16 (1), 1031-1038 (2018).
- Xie, Y., et al. Leptin induces Sca-1+ progenitor cell migration enhancing neointimal lesions in vessel-injury mouse models. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (11), 2114-2127 (2017).
- Milewicz, D. M., et al. Marfan syndrome. Nat Rev Dis Primers. 7 (1), 64(2021).
- Li, L., Chen, X., Wang, W. E., Zeng, C. How to improve the survival of transplanted mesenchymal stem cell in ischemic heart. Stem Cells Int. 2016, 9682757(2016).
- Hay, C. A., Sor, R., Flowers, A. J., Clendenin, C., Byrne, K. T. Ultrasound-guided orthotopic implantation of murine pancreatic ductal adenocarcinoma. J Vis Exp. (153), e60497(2019).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Reimpresiones y permisos
