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Artículo de método

Generación de organoides cardíacos humanos a partir de células madre embrionarias a través de la inducción escalonada de mesodermos y la autoorganización 3D

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DOI:

10.3791/68738

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7 de octubre de 2025

 , 
1Basic Medicine Research Innovation Center for Cardiometabolic Diseases, Ministry of Education, Southwest Medical University, 2Nucleic Acid Medicine, Key Laboratory of Luzhou, Southwest Medical University, 3Department of Cardiology, The Affiliated Hospital of Southwest Medical University, Southwest Medical University, 4Key Laboratory of Medical Electrophysiology, Ministry of Education, Southwest Medical University, 5Institute of Cardiovascular Research, Southwest Medical University

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe un método paso a paso para generar organoides cardíacos humanos funcionales a partir de células madre embrionarias humanas (hESC). Incluye pasos de descongelación, diferenciación y maduración celular, proporcionando una plataforma sólida para el desarrollo cardíaco y el modelado de enfermedades.

Resumen

Los organoides cardíacos derivados de células madre embrionarias humanas (hESC) son estructuras tridimensionales multicelulares (3D) que recapitulan aspectos clave del desarrollo y la función tempranos del corazón humano. Estos organoides autoorganizados exhiben contractilidad espontánea, expresión de marcadores cardiomiocitos y arquitectura similar a un tejido que recuerda al miocardio nativo. Aquí, presentamos un protocolo robusto y reproducible para generar organoides cardíacos a partir de la línea H9 hESC a través de la diferenciación de linaje por pasos. La inducción del mesodermo se inicia mediante el tratamiento de los esferoides durante 36-40 h con activina A (50 ng/mL), proteína morfogenética ósea 4 (BMP4, 10 ng/mL), factor de crecimiento de fibroblastos 2 (FGF2, 30 ng/mL), laduviglusib (CHIR99021, 3 μM) y un inhibidor de la fosfatidilinositol 3-quinasa (PI3K) (LY294002, 5 μM). La especificación del linaje cardíaco se dirige posteriormente mediante la exposición diaria durante cuatro días a BMP4 (10 ng/mL), FGF2 (10 ng/mL), un inhibidor de la vía Wnt (XAV-939, 5 μM) y ácido retinoico (0,5 μM). La diferenciación y maduración de los cardiomiocitos se promueven aún más a partir del día 5.5 en adelante utilizando BMP4 (10 ng / mL), FGF2 (10 ng / mL) e insulina (10 μg / mL). La validación funcional se logra a través de imágenes de lapso de tiempo y análisis de inmunofluorescencia, confirmando la generación de cardiomiocitos contráctiles marcados por la expresión de troponina T cardíaca (cTnT). Además, la inmunotinción 3D revela la presencia de α-SMA y CDH5, lo que indica la aparición de poblaciones de células similares al músculo liso y al endotelio. Estos organoides cardíacos demuestran consistentemente contracciones rítmicas; sin embargo, no se realizó la validación electrofisiológica directa del acoplamiento electromecánico. Las limitaciones conocidas incluyen la incapacidad de pasar los organoides y la posible necrosis central durante los cultivos extendidos. En resumen, este modelo proporciona una plataforma escalable y fisiológicamente relevante para estudiar la cardiogénesis humana, las respuestas a los medicamentos y las cardiopatías congénitas.

Introducción

La enfermedad cardiovascular sigue siendo la principal causa de morbilidad y mortalidad en todo el mundo, lo que subraya la necesidad urgente de modelos in vitro confiables que recapitulen el desarrollo y la función cardíaca humana 1,2. Los cultivos tradicionales bidimensionales (2D) monocapa de cardiomiocitos, aunque valiosos, no logran reproducir la complejidad espacial, las interacciones multicelulares y la integración electromecánica del corazón humano nativo 3,4. Los organoides cardíacos 3D derivados de células madre pluripotentes han surgido como plataformas poderosas que abordan estas limitaciones, proporcionando estructuras multicelulares autoorganizadas que imitan la morfogénesis cardíaca temprana y la maduración funcional in vitro5.

Las hESC, como la línea H9, poseen la capacidad intrínseca de diferenciarse en todos los tipos de células somáticas, incluidos los cardiomiocitos, las células endoteliales y los fibroblastos cardíacos6. En condiciones de cultivo controladas, las hESC pueden guiarse a través de las etapas secuenciales de la inducción del mesodermo, la especificación del mesodermo cardíaco y la diferenciación de cardiomiocitos 5,7. Este proceso gradual se puede regular utilizando moléculas e inhibidores de señalización específicos, incluidos Activina A, BMP4, FGF2, inhibidores de PI3K, CHIR99021, inhibidores de Wnt y ácido retinoico 5,8. Al imitar de cerca el entorno de señalización in vivo del desarrollo cardíaco embrionario, estas señales promueven una cardiogénesis in vitro eficiente y reproducible 5,7.

A diferencia de muchos sistemas de organoides que requieren incrustación en componentes de la matriz extracelular (ECM) como Matrigel, los organoides cardíacos pueden autoensamblarse en condiciones de baja adhesión sin soporte de matriz 5,9. La agregación de hESC diferenciadas en suspensión produce estructuras 3D esféricas que exhiben latidos espontáneos dentro de la primera semana de diferenciación10. Estos organoides contienen poblaciones de células cardíacas funcionalmente relevantes y muestran rasgos característicos, como organización sarcomérica, transitorios de calcio y contracciones rítmicas11,12, ofreciendo un modelo fisiológicamente relevante del tejido cardíaco humano temprano.

La capacidad de generar organoides cardíacos derivados de hESC ofrece oportunidades interesantes para la biología del desarrollo, el modelado de enfermedades, la detección de fármacos y las pruebas de cardiotoxicidad13,14. Además, la integración con tecnologías de edición del genoma y células madre pluripotentes inducidas (iPSC) específicas del paciente permite el modelado personalizado de la enfermedad y la exploración terapéutica de los trastornos cardíacos hereditarios.

En este artículo, presentamos un protocolo detallado paso a paso para la generación de organoides cardíacos a partir de células madre embrionarias humanas, destacando las etapas clave de diferenciación, las condiciones de cultivo y las técnicas de validación. Esta plataforma proporciona un sistema robusto y escalable para recapitular el desarrollo cardíaco humano y establecer una base para futuras investigaciones traslacionales.

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Protocolo

Todos los procedimientos que involucran células madre embrionarias humanas (H9) se llevaron a cabo de acuerdo con las pautas institucionales y fueron aprobados por el Comité de Ética Biomédica de la Universidad Médica del Suroeste, aprobación 20241023-031. Todo el trabajo de cultivo de tejidos que se detalla a continuación debe realizarse en una campana de flujo laminar de Clase II. Asegúrese siempre de que los medios y reactivos estén a temperatura ambiente, equilibrados de forma natural antes de su uso. No use un baño de agua para calentar medios.

1. Descongelación y cultivo rutinario de HESC (H9)

  1. Recubrimiento de vitronectina de placas de cultivo
    1. Descongele el caldo de vitronectina en hielo y diluya a una concentración de trabajo de 10 μg/ml con medio E8 frío.
    2. Agregue 1 ml por pocillo de la solución de vitronectina diluida a una placa de 6 pocillos. Incubar la placa en una incubadora deCO2 al 5% a 37 °C durante 1-4 h antes de su uso.
    3. Antes de sembrar las células, aspire el exceso de vitronectina y no enjuague.
      NOTA: La incubación en la incubadora de cultivos celulares mejora la uniformidad del recubrimiento y mejora la unión celular, especialmente importante para las hESC sensibles. No permita que la solución de recubrimiento se seque. Este protocolo utiliza placas recubiertas de vitronectina solo durante las etapas de descongelación y expansión de hESC para proporcionar un sustituto de ECM definido y unido a la superficie. Los organoides cardíacos se forman posteriormente a través de la autoagregación en condiciones de suspensión de baja adherencia, sin necesidad de ECM.
  2. Descongelación de HESC criopreservados (H9)
    1. Con al menos 30-60 minutos de anticipación, deje que todos los medios y reactivos necesarios (p. ej., medio E8, E8 + inhibidor de ROCK, PBS) se equilibren naturalmente a temperatura ambiente.
    2. Recupere una criovial de células madre embrionarias humanas H9 del almacenamiento de nitrógeno líquido utilizando el equipo de protección personal adecuado. Sumerja inmediatamente el criovial en un baño de agua a 37 °C. Gire suavemente el vial y controle de cerca.
    3. Una vez que quede un pequeño cristal de hielo (~90% descongelado, ~1-2 min), transfiera rápidamente el vial a un gabinete de bioseguridad. Desinfecte el exterior del criovial con etanol al 75% antes de abrirlo.
    4. Transfiera lentamente el contenido del criovial gota a gota a un tubo cónico de 15 ml que contenga 5 ml de medio E8 a temperatura ambiente suplementado con 10 μM Y-27632 (inhibidor de ROCK). Mezcle suavemente pipeteando hacia arriba y hacia abajo con una punta de pipeta de gran diámetro.
    5. Centrifugar a 200 × g durante 5 min a temperatura ambiente. Aspire con cuidado el sobrenadante y vuelva a suspender el sedimento celular en 2 ml de medio E8 + Y-27632.
    6. Coloque las células en una placa de 6 pocillos recubierta de vitronectina (preparada de antemano) a la densidad de siembra deseada (normalmente 150.000-200.000 células/pocillo). Agite suavemente la placa para distribuir las células de manera uniforme y transfiéralas a una incubadora deCO2 al 5% a 37 °C.
      NOTA: El uso del inhibidor de ROCK (Y-27632) es fundamental durante las primeras 24 h después de la descongelación para prevenir anoikis y apoyar la supervivencia.
  3. Mantenimiento y paso de rutina
    1. Cambie el medio diariamente usando 2 ml de medio E8 fresco por pocillo.
    2. Monitoree diariamente bajo un microscopio de contraste de fases; células de paso cuando alcanzan ~70-80% de confluencia, generalmente cada 3-4 días.
      1. Para pasar: Aspire el medio y enjuague suavemente con 1 ml de DPBS.
      2. Agregue 0,5 ml de reactivo de disociación de células madre e incube a temperatura ambiente durante 3-5 min. Golpee suavemente el plato para desalojar las colonias.
      3. Recoja la suspensión celular y vuelva a sembrar en una proporción de división de 1:3-1:4 en pocillos recién recubiertos de vitronectina en medio E8 que contenga 10 μM Y-27632. Después de 24 h, sustituya el medio por E8 sin ROCKi.
        NOTA: Para una recuperación óptima y la posterior eficiencia de diferenciación, los HESC deben pasarse como pequeños grupos de 2 a 10 células.
        Se recomienda el uso de puntas de gran calibre para minimizar el esfuerzo cortante. Se puede utilizar una punta de pipeta de 5 ml o una pipeta serológica de 10 ml para mezclar.

2. Diferenciación de los HESC (H9) en linaje cardíaco

  1. Inducción de la diferenciación mesodérmica (Día 0-1,5)
    NOTA: Evite diferenciar directamente los HESC recién descongelados (H9) en organoides cardíacos. Es crucial que las células primero pasen y se mantengan durante al menos un pasaje antes de iniciar la diferenciación para garantizar una viabilidad celular óptima y una diferenciación saludable. La diferenciación de las células inmediatamente después de la descongelación puede dar lugar a malos resultados debido a la salud celular comprometida.
    1. Siembra previa a la inducción: cuando las hPSC alcanzan aproximadamente el 70% de confluencia, disocie suavemente las células en pequeños grupos utilizando un reactivo de disociación apropiado. Vuelva a suspender los grupos en 2 ml de medio E8 suplementado con un inhibidor de ROCK de 10 μM (Y-27632).
    2. Agregación: Siembre 200 μL de la suspensión celular (típicamente 12,000-15,000 células) en cada pocillo de una placa de fijación ultrabaja de 96 pocillos y luego centrifugue la placa a 200 × g durante 3 min a temperatura ambiente para facilitar la agregación celular en el fondo de cada pocillo.
    3. Incubación: Coloque la placa en una incubadora deCO2 al 5% a 37 °C y cultive durante 24 h para permitir la formación de cuerpos embrioides (EB) compactos y uniformes.
    4. Prepare el medio de cultivo basal (BC-M) combinando 50% de IMDM, 50% de mezcla de nutrientes F12, 15 μg/mL de insulina-transferrina-selenio (ITS-G), 450 μM de monotioglicerol y 5 mg/mL de albúmina sérica bovina fracción V.
    5. Prepare MD-M complementando BC-M con Activina A (50 ng/mL), BMP4 (10 ng/mL), CHIR99021 (3 μM), FGF2 (30 ng/mL) y LY294002 (5 μM).
    6. Inducción mesodérmica: Después de 24 h de agregación, induzca EB durante 36 h con MD-M.
      NOTA: Para garantizar la eficiencia de inducción y la consistencia de los organoides cardíacos, limitamos estrictamente el uso de hESC H9 a menos de tres pasajes después de la descongelación. Esta estrategia es fundamental para mantener una alta eficiencia de diferenciación y una confiabilidad experimental general.
      El manejo cuidadoso durante el intercambio de medios es fundamental para preservar la integridad de los agregados formados. Evite alterar la morfología esférica de los EB.
  2. Inducción de la diferenciación mesodérmica cardíaca (días 1,5-5,5)
    NOTA: El inhibidor de señalización Wnt (XAV-939) es fundamental para suprimir las señales mesodérmicas posteriores y promover la especificación del linaje cardíaco. El ácido retinoico juega un papel sensible a la dosis en el patrón anteroposterior; la AR excesiva puede conducir a la especificación del intestino anterior.
    1. Complemente BC-M (composición detallada en el Paso 2.1) con BMP4 (10 ng/mL), FGF2 (10 ng/mL), Ácido Retinoico (0,5 μM) y XAV-939 (5 μM) para preparar el Medio de Diferenciación Mesodérmica Cardíaca (CMD-M).
    2. Después de 36-40 h de inducción mesodérmica, aspire cuidadosamente el MD-M y reemplácelo con CMD-M durante 4 días con cambio medio todos los días.
      NOTA: Manipule los agregados con cuidado durante los cambios de medio para evitar interrupciones mecánicas o apoptosis inducida por estrés.
      Durante este período, los esferoides se vuelven más compactos y organizados. Los primeros signos de compromiso del linaje cardíaco se pueden observar bajo microscopía de campo claro en el día 5.
  3. Especificación de organoides cardíacos (días 5.5-7.5)
    1. Complemente BC-M (composición detallada en el Paso 2.1) con BMP4 (10 ng/mL), FGF2 (10 ng/mL) e insulina (10 mg/mL) para preparar el medio de especificación de organoides cardíacos (COS-M).
    2. En el día 5.5, aspire suavemente CMD-M y reemplácelo con COS-M durante 2 días con cambio de medio todos los días.
      NOTA: BMP4 y FGF2 promueven sinérgicamente la expansión del progenitor cardíaco y suprimen los destinos no cardíacos en esta etapa. La insulina apoya la actividad metabólica y el desarrollo estructural de los cardiomiocitos diferenciadores.
  4. Maduración de organoides cardíacos
    NOTA: Evite la disociación completa o el pipeteo de los esferoides durante la transferencia. Los cardiomiocitos son muy sensibles al esfuerzo cortante.
    1. Suplementar BC-M (composición detallada en el Paso 2.1) con insulina (10 mg/mL) para preparar el medio de maduración de organoides cardíacos (COM-M).
    2. A partir del día 7.5, transición a COM-M. Realice cambios de medios diariamente para mantener los niveles de nutrientes y eliminar los desechos metabólicos mientras minimiza el estrés.
    3. Desde el día 8 hasta el día 12, busque latidos espontáneos de organoides cardíacos, que generalmente se hacen evidentes bajo un microscopio óptico.
    4. Para el día 12+, confirme que el ritmo contráctil es regular y sostenido.
      NOTA: La frecuencia de latido y la morfología se pueden cuantificar utilizando microscopía de lapso de tiempo y herramientas de análisis de imágenes.
      El análisis electrofisiológico (por ejemplo, imágenes de calcio o MEA) se puede realizar desde el día 12 en adelante para evaluar la madurez funcional.

3. Preparación para la criopreservación

  1. Transfiera cuidadosamente los organoides cardíacos de la placa de cultivo con una pipeta de gran calibre para evitar el estrés mecánico. Colóquelos en un tubo cónico de 15 ml y deje que los organoides se asienten naturalmente por gravedad durante 3-5 minutos sin centrifugación.
  2. Prepare el medio de criopreservación (Cryo-CM) con los siguientes componentes (concentraciones finales): 80% CM-M, 10% FBS, 10% DMSO.
  3. Resuspenda suavemente los organoides cardíacos en 500 μL de Cryo-CM por criovial.
  4. Coloque los crioviales en un recipiente de congelación a base de isopropanol. Almacenar a -80 °C durante 12-24 h para garantizar un enfriamiento gradual a ~1 °C/min.
  5. Después de congelar durante la noche, transfiera los viales al almacenamiento de nitrógeno líquido para su conservación a largo plazo.
    NOTA: Criopreservamos los organoides cardíacos a una densidad de aproximadamente 20-30 organoides maduros por criovial, suspendidos en 1 ml de medio de criopreservación.

4. Recuperación y descongelación de organoides cardíacos

  1. Para recuperar organoides, descongele rápidamente los viales en un baño de agua, transfiera los organoides cardíacos al medio CM-M, centrifugue suavemente para eliminar el DMSO y vuelva a suspender los organoides en CM-M fresco.
    NOTA: El batido posterior a la descongelación generalmente se reanuda dentro de las 24-48 h, dependiendo de la madurez de los organoides y la calidad del manejo.

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Resultados

La diferenciación exitosa de hESC H9 en organoides cardíacos comienza con la reactivación y el mantenimiento robustos de las células madre pluripotentes. Tras la descongelación, las hESC demuestran una alta viabilidad y adherencia cuando se siembran en placas recubiertas de vitronectina en medio E8 suplementado con un inhibidor de ROCK. En 24-48 h, se pueden observar colonias compactas con bordes definidos y altas proporciones núcleo-citoplasma, lo que indica la recuperación de la morfología indiferenciada típica (

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Discusión

La generación exitosa de organoides cardíacos a partir de hESC H9 se basa en la regulación temporal y espacial precisa de las vías de señalización clave para imitar el desarrollo cardíaco temprano. Este protocolo recapitula las etapas críticas de la inducción del mesodermo, la especificación del linaje cardíaco y la autoorganización en estructuras contráctiles 3D en un sistema químicamente definido. El método proporciona una plataforma robusta y reproducible para modelar el desarrollo de...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

Agradecemos a Junfeng Ji (Escuela de Ciencias Médicas Básicas, Universidad de Zhejiang, China) y Tao Luo (Escuela de Ciencias Médicas Básicas, Universidad de Zhejiang, China) por proporcionar amablemente hESC (H9). Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Subvención No. U23A20398 a C.Z.), Programa de Ciencia y Tecnología de Sichuan (Subvención No. 2022YFS0578 y 2022YFS0614 a C.Z.), Fundación de Puesta en Marcha de Investigación de la Universidad Médica del Suroeste (Subvención No. 00040155 a C.Z.), Fundación de Puesta en Marcha de Investigación de la Universidad Médica del Suroeste (Subvención No. 00170071 a B.W.), Los Programas de Cooperación Estratégica de Ciencia y Tecnología del Gobierno Popular Municipal de Luzhou y la Universidad Médica del Suroeste (subvención No. 2024LZXNYDJ088 a B.W.), el Proyecto de Cooperación Estratégica de Ciencia y Tecnología de la Universidad Médica del Suroeste (Subvención No. 2024PZXNYD01 a BW) y la Fundación de la Universidad Médica del Suroeste (Subvención No. 2024ZKZ014 a B.W.).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
0,02% EDTATiempo de beyo.C0198
6 pozos platoCORNING3516
7,5% de albúmina sérica bovinaACMECAC11954
Placa de fijación ultrabaja de 96 pocillosCORNING7007
Alexa Fluor 488 Donkey anti-Mouse IgGSí34106ES60
Alexa Fluor 555 Cabra anti-conejoInvitrogenA-21428
Monoclorhidrato CHIR-99021Sí52965ES10
DMSO SolarbioD8370
Solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco (D-PBS)Sí60152ES76
FBSGibco10099141C
Proteína FGF2 Humana RecombinanteObjetivoMolTMPY-00749-50 μ g 
Mezcla de nutrientes F-12 de HamTecnologías de vida11765054
hPSC-CDM (medio esencial 8)Cauliscell400105
Proteína recombinante BMP-4 humanaGibcoPHC9534
IMDM, Suplemento GlutaMAXTecnologías de vida31980030
Insulina-transferrina-selenio (ITS-G)Gibco41400045
LY294002SelleckS1105-50mg
MonotioglicerolSigma-AldrichM6145
Anti-&alfa;AME de ratónAbmartMN50104
Montaje antidecoloración ProLong Diamond con DAPIInvitrogenP36966
Conejo anti-CDH5AbmartTA6265
Conejo anti-cTNTInvitrogen701620
Proteína BMP-4 humana recombinanteSí92053ES20
Insulina humana recombinanteSí40112ES25
Proteína A Recombinante de Activina A Humana/Ratón/RataSí91702ES10
ReLeSRCélula madre100-0483
Ácido retinoicoSigma-AldrichR2625
VitronectinaGibcoReferencia A14700
XAV-939SelleckS1180
Y-27632 2HCl (inhibidor de ROCK)SelleckS1049

Referencias

  1. Savoji, H., et al. Cardiovascular disease models: A game-changing paradigm in drug discovery and screening. Biomaterials. 198, 3-26 (2019).
  2. Ni, B., Ye, L., Zhang, Y., Hu, S., Lei, W. Advances in humanoid organoid-based research on inter-organ communications during cardiac organogenesis and cardiovascular diseases. J Transl Med. 23 (1), 380(2025).
  3. Mohr, E., Thum, T., Bär, C. Accelerating cardiovascular research: Recent advances in translational 2D and 3D heart models. Eur J Heart Fail. 24 (10), 1778-1791 (2022).
  4. Thomas, D., Choi, S., Alamana, C., Parker, K. K., Wu, J. C. Cellular and engineered organoids for cardiovascular models. Circ Res. 130 (12), 1780-1802 (2022).
  5. Lewis-Israeli, Y. R., et al. Self-assembling human heart organoids for the modeling of cardiac development and congenital heart disease. Nat Commun. 12 (1), 5142(2021).
  6. Mummery, C. L., et al. Differentiation of human embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells to cardiomyocytes: A methods overview. Circ Res. 111 (3), 344-358 (2012).
  7. Yang, N., et al. Human cardiac organoid model reveals antibacterial triclocarban promotes myocardial hypertrophy by interfering with endothelial cell metabolism. Sci Bull. 70 (3), 342-346 (2025).
  8. Lian, X., et al. Directed cardiomyocyte differentiation from human pluripotent stem cells by modulating Wnt/β-catenin signaling under fully defined conditions. Nat Protoc. 8 (1), 162-175 (2013).
  9. Hofbauer, P., et al. Cardioids reveal self-organizing principles of human cardiogenesis. Cell. 184 (12), 3299-3317.e22 (2021).
  10. Liu, C., Feng, X., Li, G., Gokulnath, P., Xiao, J. Generating 3D human cardiac constructs from pluripotent stem cells. EBioMedicine. 76 (1), 103813(2022).
  11. Lee, J., et al. In vitro generation of functional murine heart organoids via FGF4 and extracellular matrix. Nat Commun. 11 (1), 4283(2020).
  12. Yang, J., et al. Generation of human vascularized and chambered cardiac organoids for cardiac disease modelling and drug evaluation. Cell Prolif. 57 (8), e13631(2024).
  13. Kim, H., Kamm, R. D., Vunjak-Novakovic, G., Wu, J. C. Progress in multicellular human cardiac organoids for clinical applications. Cell Stem Cell. 29 (4), 503-514 (2022).
  14. Drakhlis, L., et al. Human heart-forming organoids recapitulate early heart and foregut development. Nat Biotechnol. 39 (6), 737-746 (2021).
  15. Klimanskaya, I., McMahon, J. Approaches for derivation and maintenance of human embryonic stem cells. Handb Stem Cells. , 1st ed, Elsevier Academic Press. (2004).
  16. Uhrig, M., Ezquer, F., Ezquer, M. Improving cell recovery: Freezing and thawing optimization of induced pluripotent stem cells. Cells. 11 (5), 799(2022).
  17. Kupfer, M. E., et al. In situ expansion, differentiation, and electromechanical coupling of human cardiac muscle in a 3D bioprinted, chambered organoid. Circ Res. 127 (2), 207-224 (2020).

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