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Artículo de método

Modelo de rata despierta de ictus isquémico con complicaciones neuropsiquiátricas durante una observación de siete días

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DOI:

10.3791/69194

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19 de diciembre de 2025

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1Branch of the Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry of the Russian Academy of Sciences, Russian Federation, 2Pushchino Branch of the Federal State Budgetary Educational Institution of Higher Education, Russian Biotechnological University (BIOTECH University), 3Shemyakin-Ovchinnikov Institute of Bioorganic Chemistry, Russian Academy of Sciences

En este artículo

Resumen

Se propone el nuevo modelo de ictus isquémico focal en ratas despiertas. Esto se logró inyectando un émbolo aéreo en la arteria carótida interna de las ratas. El desarrollo del ictus isquémico focal se confirmó mediante tinción cerebral con cloruro de trifeniltetrazolio, pruebas funcionales y evaluación de parámetros fisiológicos.

Resumen

El modelo traslacional del ictus experimental en ratas inducido por una embolia gaseosa fue creado para aclarar las características del desarrollo del ictus y evaluar el efecto neuroprotector de nuevos remedios y fármacos probados. El protocolo, que consume moderadamente tiempo y trabajo, permite observar la dinámica de la muerte neuronal rápida en animales despiertos, proporcionando una oportunidad única para evaluar la fase aguda del ictus, incluido el delirio, así como para monitorizar alteraciones autonómicas como cambios en la presión arterial, la temperatura corporal y el volumen mínimo respiratorio. El aire atmosférico (100 μL) se administró mediante infusión mediante un catéter vascular colocado retrogradamente en la arteria carótida común a través de la arteria carótida externa, utilizando una bomba de infusión. Veinticuatro horas después de la embolización, los animales presentan déficits conductuales, motores y diferencias histopatológicas estereotipadas. Al séptimo día del experimento, se observó una mejora significativa en el estado neurológico, y los resultados de las pruebas conductuales se acercaron a los valores de los controles. Al mismo tiempo, se observa una transición de infiltración neutrofílica a macrófaga en la lesión isquémica. El modelo propuesto puede utilizarse en estudios preclínicos, ya que reproduce las complicaciones neuropsiquiátricas del periodo posterior al ictus, junto con los correspondientes cambios fisiológicos, funcionales e histopatológicos.

Introducción

El objetivo de esta investigación fue desarrollar un modelo de ictus isquémico cerebral focal en ratas despiertas y lograr la aproximación más cercana posible de este modelo a los aspectos clínicos del ictus isquémico en humanos. Como demostró la investigación de Söyland et al., el 62,6 % de los pacientes presentaron síntomas significativos de ictus isquémico en estado de vigilia, mientras que solo el 19 % experimentó un ictus aldespertar 1. Por consiguiente, la aparición de un estado de vigilia durante la embolización de las artérias cerebrales en animales es de gran interés. Los modelos clásicos empleados para el estudio del ictus isquémico cerebral focal incluyen: oclusión transcraneal, oclusión de filamento endovascular de la arteria cerebral media, oclusión embólica, oclusión de endotelina-1 y fototrombosismodelo 2. Los métodos clásicos de modelado exponen a los animales a los efectos de los anestésicos, lo que puede provocar la distorsión de los puntos finales en el modelo de ictus isquémico. El isoflurano se emplea ampliamente en la cirugía de oclusión como el método más expedito de anestesia por gases 3,4,5. Sin embargo, se encontró que el grado de deterioro cerebral tras la oclusión de la arteria cerebral media (MCAO) tras 24 horas es inversamente proporcional a la duración de la anestesia con isoflurano en animales. Se ha demostrado que el isoflurano ejerce un efecto sobre más de 1.000 genes expresadosdiferencialmente relacionados con isquemias, un factor que puede dar lugar a un modelo de ictus isquémico que no es completamente fiable.

Una metodología de modelización del ictus isquémico en ratas es la inyección del coágulo sanguíneo en la arteria carótidainterna 7. No obstante, la inducción del ictus isquémico en este modelo se realizó 1 hora después de la cateterización con isoflurano. Es concebible que este precondicionamiento pudiera haber alterado el desarrollo de las consecuencias neurológicas y fisiológicas de la administración de trombos.

Se propone el método alternativo para modelar el ictus isquémico mediante embolización de la arteria carótida interna en ratas despiertas, seguida de daño cerebral focal en la cuenca de la arteria cerebral media. La cateterización se realizó 24 horas antes de la modelización del ictus isquémico. Esto aseguró que los efectos de la administración del émbolo no se vieran afectados por la anestesia.

El modelo propuesto no utiliza endotelina-18, filamento9 ni pigmentocoagulable 10 para la isquemia. La selección del agente a administrar a las ratas mediante catéter se basó en la premisa de que este método sería factible, eliminando así la necesidad de fijar al animal en un marco estereotáxico y anestesiarlo 8,10.

Además, el modelo permite observar parámetros fisiológicos y neurológicos en animales inmediatamente después de la embolización; Métodos alternativos de modelización del ictus isquémico parecen ser incompatibles con esto. En la literatura, los criterios de daño cerebral y deterioro neurológico tras la modelización del ictus isquémico se evalúan con mayor frecuencia 24 horas después de laoclusión 11, 12, 13 y 14.

La utilización de ratas despiertas en la modelización del ictus isquémico tiene el potencial de servir como un complemento o alternativa al modelo clásico predominante del ictus isquémico focal. Este enfoque facilita una investigación más extensa del potencial neuroprotector de agentes farmacéuticos registrados o en desarrollo para el tratamiento del ictus isquémico.

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Protocolo

El estudio se llevó a cabo conforme a los procedimientos operativos estándar del laboratorio y fue aprobado por la Comisión Bioética del Comité Institucional de Cuidado y Uso Animal de la Rama del Instituto Shemyakin-Ovchinnikov de Química Bioorgánica de la Academia de Ciencias de Rusia (Protocolo nº 1016/25, de fecha 17 de enero de 2025). En este estudio se utilizaron 28 ratas machos de Sprague-Dawley (SD), de entre 10 y 12 semanas, con un peso corporal medio de 301 g y un estado microbiológico de Libre de Patógenos Específicos (SPF). Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación animal

  1. Utiliza 28 ratas machos de dermatitis del cuerpo, de 10-12 semanas, con estado de protección solar. Utiliza 12 animales para el grupo simulado y 16 animales para modelar el ictus isquémico con embolia gaseosa arterial cerebral (ECO).
  2. Esteriliza todos los instrumentos durante 24 horas en la solución desinfectante (0,5% de clorhexidina bigluconato en 70% etanol).
  3. Anestesiar ratas mediante inyección intramuscular con una mezcla de tiletamina 15 mg/kg y zolazepam 15 mg/kg + clorhidrato de xilazina 10 mg/kg (siguiendo protocolos institucionalmente aprobados).
  4. Asegúrate de que se ha alcanzado la fase quirúrgica de anestesia: toca la esquina del ojo del animal, pellizca la punta de la cola.
    NOTA: Se considera que el animal está anestesiado cuando no se observan reflejos tras estas manipulaciones.
  5. Pellizca el campo operatorio en la región ventral del cuello.
  6. Fija al animal en la mesa quirúrgica fijando las extremidades y los incisivos superiores con torniquetes blandos.
  7. Corta tubos de polietileno de 0,8 mm de diámetro en tubos de 10 cm de largo, luego gira una espiral estabilizadora de unos 5 mm de ancho en la punta enroscando la punta del tubo de polietileno en un tubo metálico y sumergiéndolo en agua caliente (90 °C). Llena el tubo con heparina (50 ME). Sella el extremo opuesto de la espiral con un tapón hecho con un trozo de hilo de pesca.
    NOTA: El catéter está hecho de tubos de polietileno de grado médico. Evita doblar o pellizcar el catéter al manipularlo.

2. Cateterismo de la arteria carótida

  1. Haz una incisión de unos 5 mm de largo en el lado ventral del cuello del animal.
  2. Disecciona el músculo del cuello usando fórceps. Abre la zona donde la arteria carótida se ramifica hacia las arterias carótidas externa e interna.
  3. Encuentra la arteria que recorre la tráquea. Libéralo cuidadosamente con pinzas de la vaina del tejido conectivo sin tocar el nervio vago que recorre la arteria.
  4. Utiliza pinzas para aislar una sección de la arteria carótida externa.
  5. Colocar una ligadura temporal caudal de 3-5 mm a la bifurcación de la arteria carótida común.
  6. Colocar dos ligaduras en la arteria carótida externa, una inmediatamente después de la bifurcación y otra distal a 4 mm de la bifurcación.
    NOTA: La inserción de un catéter se realizará entre estas dos ligaduras. La ligadura colocada inmediatamente después de la bifurcación fija el catéter en el vaso.
  7. En la arteria carótida interna, se coloca una ligadura craneal temporal a la bifurcación de la arteria carótida común.
  8. Colocar una ligadura en la arteria pterigopalatina tras la bifurcación.
    NOTA: Al aplicar las ligaduras en los pasos 2.7 y 2.8, puede producirse sangrado debido a la presencia de colaterales ocultos detrás del tronco principal de la arteria carótida común. En este caso, deberían estar ligados.
  9. Haz una incisión en la arteria carótida externa entre las ligaduras con unas tijeras. Inserta el catéter preparado (paso 1.7) en el orificio formado en el vaso, guiándolo hacia la arteria carótida común.
  10. Suelta la ligadura distal y empuja el catéter más abajo en el vaso hasta que entre en la arteria carótida común. Atar cuidadosamente dos ligaduras en la sección de la arteria carótida externa con el catéter en el interior. Coloca la tercera ligadura antes del catéter y átala también.
    1. Fija el catéter con ligaduras al anillo amortiguador. Retira las ligaduras de las arterias carótida y carótida externa.
      NOTA: Al empujar el catéter, puede filtrarse sangre por el vaso.
  11. En caso de que haya sangre filtrándose del vaso, coloque ligaduras duplicadas entre el orificio en el vaso y la tercera ligadura.
  12. Guía el catéter fijo hasta la cruz con un director de aguja ranurado.
  13. Sutura la herida ventral con material de sutura 4.0. Utiliza una sutura continua.
  14. Sutura el lado dorsal de la piel con material de sutura 4.0 firmemente alrededor del catéter. Utiliza una sutura continua. Coloca un trozo de yeso adhesivo al exterior del catéter y átalo a la sutura para una fijación más segura.
  15. Administrar el antibiótico ciprofloxacina a una dosis de 5 mg/kg intramuscularmente.

3. Modelado de isquemia cerebral focal en animales del grupo CAE

  1. Veinticuatro horas después de la cateterización de la rata, coloque al animal en estado de vigilia en el inmovilizador de laboratorio para que sea posible acceder al catéter colocado sobre la cruz.
  2. Coloca una jeringuilla llena de solución fisiológica de 0,5 mL (0,9% NaCl) con una aguja de 30 g en la bomba de infusión.
  3. Conecte la aguja de la jeringuilla a un catéter de polietileno vacío (capacidad de 100 μL). Conecta el otro extremo del catéter de polietileno al catéter implantado usando un adaptador.
    NOTA: La implantación adecuada del catéter y la ausencia de trombo se demuestran cuando la heparina del catéter implantado se transfiere al catéter que contiene aire, provocando que el aire se comprima ligeramente. La razón de esto es que la presión arterial de la rata supera la presión del aire en el catéter conectado.
  4. Ajusta la tasa de inyección en la bomba de infusión a 10 μL/min. Ajusta el volumen de inyección en la bomba de infusión a 120 μL.
  5. Enciende la bomba de infusión. Inyecta 100 μL de aire desde el catéter de polietileno y 20 μL de solución salina (0,9% NaCl).
    NOTA: La inyección es un proceso de 10 minutos. En ese momento, observa al animal. Durante la inyección, el animal puede vocalizar, roer o cavar el inmovilizador.
  6. Saca al animal del inmovilizador.
  7. Evalúa inmediatamente la condición neurológica del animal usando una escala de 0 a 5 puntos: 0 = sin déficit neurológico, 1 = incapacidad para enderezar completamente la extremidad anterior, 2 = rotación, 3 = pérdida de soporte de la extremidad, 4 = no caminar espontáneamente con nivel de conciencia deprimido y 5 = muerte.
    NOTA: Para una descripción más detallada, consulte la fuente15. Es posible que un animal no muestre deterioro neurológico inmediatamente después de administrar el aire. Esto indica que la oclusión no se produjo debido a las características anatómicas del animal ni a la presión arterial elevada.
  8. Excluir al animal del experimento en ausencia de síntomas neurológicos.
    NOTA: Las ratas con ECA muestran entre 1 y 4 puntos en la escala de déficit neurológico. La mayoría de las veces, es pérdida de soporte en las extremidades o ausencia de caminar espontáneamente con un nivel de conciencia deprimido.
  9. Administrar el antibiótico ciprofloxacina a una dosis de 5 mg/kg intramuscularmente.

4. Evaluación de parámetros fisiológicos

  1. Una hora después de la ECO, evalúa la condición neurológica del animal usando una escala de 0 a 5 puntos: 0 = sin déficit neurológico, 1 = incapacidad para enderezar completamente la extremidad anterior, 2 = rotación, 3 = pérdida de soporte de la extremidad, 4 = no caminar espontáneamente con nivel de conciencia deprimido y 5 =muerte 15.
    NOTA: Después de 1 hora, el animal puede no mostrar síntomas debido a que la burbuja de aire se reabsorbe rápidamente, lo que indica que la embolización arterial fue insuficiente.
  2. Excluir al animal del experimento en ausencia de síntomas neurológicos 1 hora después de la ECO (ratas con 0 puntos en la escala de déficitneurológico 15).
  3. Administrar el antibiótico ciprofloxacina a una dosis de 5 mg/kg intramuscular a las 24 horas y 48 horas después de la ECO.
  4. Aleatorizar animales del grupo simulado y del grupo CAE para evaluar parámetros fisiológicos.
  5. Pesa animales inmediatamente antes de la ECO y 3 horas, 24 horas, 4 días y 7 días después de la ECO en una báscula Sartorius con precisión de gramos.
  6. Mide la temperatura corporal rectal de las ratas inmediatamente antes de la ECO y 3 horas, 24 horas, 4 días y 7 días después de la ECO utilizando un termómetro digital con un rango de funcionamiento de 32 °C a 42 °C.
  7. Mide la presión arterial sistólica y la frecuencia cardíaca de forma no invasiva inmediatamente antes de la ECO, y 3 horas, 24 horas, 4 días y 7 días después de la ECO utilizando un manguito de cola en un sistema informatizado para registrar la presión arterial y los parámetros respiratorios.
    1. Enciende la almohadilla y caliéntala a una temperatura de 40 °C.
    2. Coloca al animal en el inmovilizador y colócalo sobre la almohadilla térmica. Deja que el animal se calme durante 3-5 minutos.
    3. Luego, coloca un manguito con sensor para medir parámetros cardiovasculares en la cola del animal, a 2-3 cm de la base de la cola.
    4. Ajusta la colocación del transductor directamente bajo la arteria ventral cauda.
    5. Asegúrate de que la señal sea estable y que la frecuencia cardíaca se muestre en el programa. Empieza a grabar la señal.
    6. Activa la acumulación de presión en el manguito.
    7. Registra el pulso y la presión arterial sistólica hasta que la presión del manguito se libere por completo.
    8. Asegúrate de que la recuperación de la señal de frecuencia cardíaca del animal esté claramente mostrada.
    9. Repite los pasos 4.4.3-4.4.5. Dos veces más y libera al animal del inmovilizador.
    10. Calcula el pulso medio y la presión arterial sistólica a partir de tres mediciones.
  8. Mide la frecuencia respiratoria y el volumen respiratorio inmediatamente antes de la ECO, y 3 horas, 24 horas, 4 días y 7 días después de la ECO utilizando un sistema informatizado para registrar la presión arterial y los parámetros respiratorios.
    1. Asegura el animal con una mano en una posición natural para él.
    2. Coloca una mascarilla con un tubo conectado a la nariz del animal.
      NOTA: Llevará tiempo al animal acostumbrarse a respirar dentro de la máscara.
    3. Asegúrate de que el animal esté calmado.
    4. Registrar el volumen y la frecuencia respiratoria durante 10 segundos.
    5. Asegúrate de que el animal no suspirara ni tragara durante la grabación.
    6. Repite los pasos 4.5.2-4.5.3 dos veces más.
    7. Calcula el volumen respiratorio medio y la frecuencia respiratoria a partir de tres mediciones.
    8. Calcula el volumen de minutos respiratorios usando la fórmula:
      Volumen respiratorio diminuto = Tasa respiratoria × Volumen respiratorio.

5. Evaluación de parámetros funcionales y conductuales

  1. Evalúa la condición neurológica del animal usando una escala de 0 a 5 puntos: 0 = sin déficit neurológico, 1 = incapacidad para enderezar completamente la extremidad anterior, 2 = rotación, 3 = pérdida de soporte de la extremidad, 4 = no caminar espontáneamente con nivel de conciencia deprimido y 5 =muerte 15.
  2. Evalúa la función motora y la coordinación en un Rota-Rod inmediatamente antes de la ECO, y 3 horas, 24 horas, 4 días y 7 días después de la ECO.
    1. Entrena a los animales para pruebas con el dispositivo Rota Rod.
      1. Coloca al animal sobre una varilla fija durante 5-30 segundos.
      2. Los animales capaces de sujetarse a una varilla fija durante al menos 10 segundos, hacen que funcionen con una varilla que gira con mínima aceleración durante unos 30 segundos.
      3. Sigue entrenando a los animales hasta que puedan mantenerse de pie libremente sobre una barra que gira a una aceleración adecuada.
    2. Coloca a los animales sobre una varilla horizontal giratoria de 7 cm de diámetro a una velocidad mínima de 1 rpm.
    3. Acelera 1 rpm cada 10 s hasta una velocidad máxima de 60 rpm.
    4. Anota el tiempo que la rata ha estado en la varilla giratoria.
  3. Evalúa la actividad locomotrica de las ratas inmediatamente antes de la ECO y 3 horas, 24 horas, 4 días y 7 días después de la ECO utilizando un sistema informatizado.
    1. Coloca al animal en el centro de un campo abierto y registra durante 5 minutos la distancia recorrida y el tiempo de actividad de la rata.
  4. Evalúa la fuerza de agarre de las extremidades anteriores 3 h, 24 horas, 4 días y 7 días después de la CAE en el Medidor de Fuerza de Agarre.
    1. Sujeta al animal por la cola y permite que agarre las barras con sus extremidades anteriores.
    2. Tira del animal paralelo a la rejilla hasta que la rata la suelte.
    3. Haz tres intentos y selecciona el resultado más alto.

6. Evaluación del nivel de proteína B que se une al calcio S100 (S100b)

  1. Mide los niveles séricos de S100b en ratas antes del modelado CAE, 24 horas y 7 días después de la CAE.
    1. Coloca al animal en el inmovilizador de animales de laboratorio.
    2. Enciende la almohadilla y caliéntala a una temperatura de 40 °C.
    3. Coloca al animal en el inmovilizador de animales de laboratorio sobre la almohadilla térmica. Espera un periodo de 5 minutos para que el animal se calme.
    4. Coloca al animal de lado.
      NOTA: La vena caudal debe ser visible en la cola.
    5. Inserta un catéter intravenoso en la vena caudal.
    6. Extrae 1 mL de sangre en un tubo de 1,5 mL.
    7. Deja que la sangre repose a temperatura ambiente durante un periodo de 40 minutos.
    8. Centrifuga la muestra de sangre a 4 °C durante 15 minutos a 1500 x g.
    9. Recoge el suero con una pipeta automática en un tubo separado de 1,5 mL.
      NOTA: El suero debe ser transparente y transparente, sin ninguna mezcla roja de eritrocitos.
    10. Analizar el suero mediante un ensayo inmunoenzimático ligado a enzimas (ELISA) utilizando un kit ELISA adecuado.

7. Extirpación del catéter

  1. Realizar el procedimiento de extracción del catéter 24 horas después de la ECO y después de las pruebas en el paso 5.
    1. Colocar a los animales en la cámara de inhalación con un sistema de anestesia gaseosa conectado y concentrador de oxígeno durante 1-2 minutos con suministro de isoflurano en la cámara a un volumen del 2,5%-3,5% y una tasa de oxígeno de 3 L/min.
    2. Transfiere al animal a una almohadilla térmica (37,5 °C) con una máscara de gas y modo dosificador isoflurano 2%-3% con un caudal de oxígeno de 1,0-2,0 L/min.
    3. Corta la bandera sin cortar la sutura de la herida ni dañar el catéter.
    4. Limpia el extremo exterior del catéter, trata con solución desinfectante (bigluconato de clorhexidina al 0,5% en etanol al 70%).
    5. Retira la sutura de la cirugía anterior desde el lado ventral del cuello. A través de la incisión, utiliza pinzas para aislar suavemente la hélice del catéter.
    6. Saca el extremo largo del catéter a través de la incisión ventral.
    7. Coloque una ligadura con un nudo, sin apretarse, en la arteria carótida externa entre la bifurcación y el sitio de inserción del catéter.
    8. Corta cuidadosamente los nudos que atan el catéter, saca el catéter con pinzas, aprieta el nudo en el vaso y vuelve a atar.
    9. Recorta los extremos de la ligadura y sutura la herida. Utiliza una sutura continua.

8. Evaluación de la tinción por cloruro de trifeniltetrazolio

  1. Administrar anestesia terminal a 6 animales del grupo simulado y 6 animales del grupo CAE 24 horas después de la oclusión, y 6 animales del grupo simulado y 10 animales del grupo CAE al séptimo día después de la ECO utilizando inyección intramuscular de tiletamina 15 mg/kg y zolazepam 15 mg/kg + cloruro de xilazina 10 mg/kg.
  2. Verifica que la fase quirúrgica de anestesia se haya alcanzado según lo descrito en el paso 1.3.
  3. Realizar una muestra total de sangre de la vena cava caudal con una jeringuilla de 2 mL y una aguja de 24 G.
  4. Abrir la bóveda dorsal del cráneo sin dañar el tejido cerebral.
  5. Examina la duramadre madre.
  6. Corta el cerebro con una cuchilla de microtomo en cortes frontales de 2 mm de grosor empezando por el lóbulo frontal.
  7. Coloca las secciones en una lámina de microscopio.
  8. Coloca las rodajas en una solución de cloruro de trifeniltetrazolio al 1% (TTC) y colócalas en un termostato a 37 °C durante 10-12 minutos.
  9. Examina todas las secciones cerebrales. Observa el cambio de color de la tinción TTC.
    NOTA: El tejido no dañado se teñirá de rosa brillante, mientras que el tejido con lesiones se teñirá de rosa pálido.
  10. Fotografía las rebanadas desde ambos lados.
  11. Fija las rodajas en una solución de formalina al 10% neutral y tamponada.
  12. Estima el área de la lesión focal en el software para el análisis científico de imágenes.

9. Evaluación de la tinción de hematoxilina y eosina

  1. Deshidratado fija el cerebro en una batería ascendente de etanol (70%, 80%, 100%).
  2. Remojas las rodajas deshidratadas en parafina y haz rodajas de 7 mm de grosor.
  3. Tinte las secciones con hematoxilina y eosina.
  4. Realizar análisis microscópicos de secciones utilizando un microscopio de luz transmitida.

10. Análisis estadístico

  1. Realizar análisis estadísticos en el programa estadístico.
  2. Aplicar estadísticas descriptivas (calcular la media ± error estándar de la media) y hacer gráficos para visualizar los resultados.
  3. Tras comprobar la normalidad de cada grupo, realiza múltiples comparaciones usando el criterio de rango de Duncan.
  4. Determinar diferencias en el nivel de significación del 5%.

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Resultados

Supervivencia y condición general
Inmediatamente después de la administración de la burbuja de aire, todas las ratas mostraron un estado alterado y un temblor pronunciado durante varios segundos, seguido de la suspensión de toda actividad motora y pérdida de conciencia durante 1-2 minutos. Algunos animales perdieron el apoyo en las patas durante 10-15 minutos tras recuperar la conciencia.

La tasa de supervivencia de los animales 3 horas des...

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Discusión

La MCAO es un método común para modelar el ictus isquémico focal en ratas, que se logra mediante la formación de trombos, espasmo local de la arteria cerebral media y oclusión temporal por el filamento2. El objetivo de estos modelos es (1) lograr la apoptosis focal del tejido neuralcerebral 16 con volumen y área de lesiónestandarizados 17, (2) monitorizar el déficit neurológico de los animales durante 2-7 días

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este estudio fue apoyado por la Fundación Rusa de Ciencias, proyecto nº 25-15-00037.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Jeringuilla de 3 componentes con aguja de 2 mL  LEIKO52322223G
Bomba de infusión Aladdin SingleInstrumentos de Precisión MundialAL-1000
CiprofloxacinaPharmavet3897744Disolución al 5% de ciprofloxacina
Sistema informatizado PowerLab 8/35 ADInstruments3508-1090
DezinApteka.ru0,5% de bigluconato de clorhexidina en etanol al 70%
Termómetro digitalB.Well Swiss AGLOTE 0413
Medidor de fuerza de agarre con dinamómetro electrónicoBioMed Easy Technologies007231024415MC01
Kit ELISA para la proteína B que se une al calcio S100 (S100B)CLOUD-CLONE CORP. (CCC)SEA567Ra48T
Línea de pescaDiámetro 0,9 mm
Sistema de anestesia gaseosaUGO BASILE 21100
Software estadístico GraphPadPrismav.10
Director de agujas ranuradasFisher ScientificNº de catálogo 11-0012,7 cm
HeparinaEndopharm. Planta Endocrina de Moscú30122
ImageJInstitutos Nacionales de Salud y el Laboratorio de Instrumentación Óptica y Computacional
Jeringuilla de insulinaProductos hospitalarios SFM1603030,5 mL, U-100, 30G
Catéter intravenosoKD MedicalG24
Isoflurano (Isoflurina)Vetpharma100 mL, 1000 mg/kg
Inmovilizador de animales de laboratorio para animales de laboratorioCiencia AbiertaAE1001-R1
Microscopio ópticoZEISSAxio Scope.A1
Portaobjetos de microscopía ópticaTermo Científica15442933
Microtubos de polietileno de grado médicoScientific Commodities Inc.BB31695-PE/4Diámetro interior 0,76 mm
Toallitas médicas estériles con gasasNueva vida 45x29 CM
MicrotuboSARSEDT AG & Co. KGS0443781,5 mL
Micropipeta Eppendorf Research PlusEppendorf200 y micro; L
Portaobjetos de microscopioFisher Scientific11562203
Pinzas microquirúrgicas (curvas)Planta de Instrumentos Médicos de KazánF0106
Pinzas microquirúrgicas (rectas)Ciencias de la Vida RWDF11029-11
Láminas de microtomoTermo Científica3052835MX35 Premier+
Sistema de MultiacondicionamientoSistemas TSE131202-10
Formalina amortiguada en neutroHem1072024pH 6,8-7,2 
Sutura quirúrgica no absorbible LavsanLintex2022-01
Tijeras oftalmológicas para iridictomíaCM InstrumenteAJ-410-05
Concentrador de oxígenoArmadosYYT327009607F-3L
Amortiguador de fosfatoAMRESCO2120C462
Puntas de PiptteServicebio200 y micro; L
Ratasobtenido del Vivero de Animales de Laboratorio " Pushchino" (www.spf-animals.ru), Instituto Shemyakin-Ovchinnikov de Química Bioorgánica de la Academia de Ciencias de Rusia.
Centrífuga multifuncional de laboratorio refrigeradoEppendorf5804 R
Rota-Rod Rotamex-5 INSTRUMENTOS COLUMBUS210426
Tijeras METZENBAUM Instrumento MedstandartMT-H-256
Material de sutura quirúrgicaREPROMED114/0042011124Kaproag 4/0
Mesa quirúrgicaVetKormTorgVETBOT STL-1, TD00472
TelazolZoetis67291350 mg/mL de tiletamina y 50 mg/mL de zolazepam en 5 mL
Cloruro de trifeniltetrazolioDia-MTTC1809
XilazinaNITA-FARM1512% de xilazina hidrocloruro en 50 mL

Referencias

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