Artículo de método

Establecimiento de un modelo de periimplantitis en rata mediante colocación de implante de titanio maxilar y inducción de ligaduras de Porphyromonas gingivalis

DOI:

10.3791/69682

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6 de marzo de 2026

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1Department of Prosthodontics, The Affiliated Stomatological Hospital, Southwest Medical University, 2School of Stomatology, Southwest Medical University, 3Institute of Stomatology, Southwest Medical University, 4Orofacial Reconstruction and Regeneration Laboratory, Southwest Medical University, 5The First People's Hospital of Yibin, 6The Second People's Hospital of Deyang, 7Department of Periodontics & Oral Mucosal Diseases, The Affiliated Stomatology Hospital, Southwest Medical University

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudio estableció un modelo de periimplantitis en ratas utilizando implantes de titanio maxilar, que implicó la extracción dental, la implantación quirúrgica de accesorios de titanio y la posterior inducción de la pérdida ósea inflamatoria mediante la colocación de una ligadura empapada en Porphyromonas gingivalis alrededor del cuello del implante tras la cicatrización.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La periimplantitis (PI) es una de las principales causas de fallo del implante dental, caracterizada por lesiones inflamatorias de tejidos blandos y pérdida ósea progresiva, lo que requiere modelos animales fiables para la investigación mecanicista y terapéutica. Este estudio estableció un modelo novedoso de ratas que combina sinérgicamente la irritación mecánica con la infección bacteriana para imitar mejor la patogénesis de la PI humana. Tras la extracción de los primeros molares maxilares en 12 ratas machos de Sprague-Dawley (de 4 semanas) y un periodo de curación de 8 semanas, se colocaron implantes de titanio. Tras 4 semanas de osseointegración, el grupo PI (n = 6) recibió ligaduras empapadas con Porphyromonas gingivalis (P. gingivalis) alrededor de los cuellos del implante, mientras que el grupo control negativo (NC) (n = 6) no recibió tratamiento con ligadura. Dos semanas después de la inducción, los análisis mediante microtomografía computarizada (micro-TC) e histología revelaron una pérdida significativa de hueso alveolar y una inflamación severa de tejidos blandos, incluyendo una marcada infiltración celular inflamatoria y destrucción tisular, en el grupo PI en comparación con el grupo NC. Este modelo validado recapituló eficazmente características clave de la PI clínica. Sus limitaciones incluyen un desafío simplificado de monopatógenos y un curso acelerado de la enfermedad en comparación con la PI humana. No obstante, proporciona una herramienta sólida y clínicamente relevante para estudios de investigación y terapéuticos.

Introducción

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Con los avances en la odontología protésica, los implantes dentales tienen una aplicación clínica en continuaexpansión. Sin embargo, la periimplantitis (PI), como la complicación más prevalente, compromete significativamente la supervivencia a largo plazo de los implantes dentales y provoca efectos perjudiciales persistentes en la salud bucalde los pacientes 2. La PI es una condición inflamatoria patológica de los tejidos periimplantales, impulsada principalmente por la disbiosis del microbioma de biofilm de placas, y se caracteriza por una inflamación progresiva de los tejidos blandos periimplantes y la posterior pérdida del huesode soporte 3,4. Con tasas de prevalencia a nivel de paciente y implante estimadas en 19,53% y 12,53% respectivamente5, y considerando la naturaleza compleja y costosa de su gestión, la PI representa una carga clínica y de salud públicaconsiderable.

La elucidación de la compleja patogénesis de la PI y el desarrollo de terapias efectivas dependen fundamentalmente de modelos animales robustos que replican fielmente la enfermedadhumana 7,8. Aunque los modelos animales grandes como perros y minicerdos ofrecen similitudes anatómicas, su uso en la profunda investigación mecanicista está limitado por altos costes, preocupaciones éticas y de vivienda, y la falta de herramientas moleculares específicas paracada especie. Los modelos de roedores, en cambio, presentan ventajas de rentabilidad, manejo más sencillo y abundante manipulabilidad genética, facilitando la investigación detallada de las víasmoleculares 10. Sin embargo, el modelo murino suele estar limitado por su pequeño tamaño y los retos técnicos de los procedimientosquirúrgicos. Estas limitaciones se ven agravadas por problemas procedimentales en métodos ya establecidos, como la naturaleza focal y la pérdida prematura de ligaduras comunes en los modelos12 de periodontitis murina. La rata surge como un compromiso pragmático, ofreciendo un campo operativo más amplio, utilidad consolidada en la investigación de la cicatrización ósea y la disponibilidad de cepas transgénicas para sondear factores genéticosespecíficos 13, lo que la convierte en una candidata muy adecuada para la modelización de PI. A pesar de su potencial, la adopción de modelos PI en ratas está limitada por las complejidades técnicas en los procedimientos quirúrgicos, incluyendo la extracción dental fiable y la colocación consistente de implantes.

Las técnicas existentes de inducción en modelos de ratas incluyen la colocación de ligaduras deseda 14,15, la inoculación local de patógenos16 y la inyección de lipopolisacáridos17. Los modelos de infección previos que dependían del lavado bacteriano oral suelen dar lugar a la formación inestable de biofilm y respuestas inflamatoriasinconsistentes 18. El método de ligadura de seda es común para promover la rápida acumulación de placa. Sin embargo, la ligadura por sí sola supone un insulto mecánico no fisiológico y no incorpora un desafío patógeno controlado, representando de forma inadecuada la etiología de enfermedades infecciosas de la PI19. La monoinfección por patógenos como P. gingivalis, por otro lado, a menudo tiene dificultades para establecer un biofilm estable y puede no inducir una inflamación robusta de formaconsistente. Hipotetizamos que el procedimiento de ligadura produce dos insultos: la sutura de seda actúa como irritante mecánico y andamiaje para la formación de biofilm complejo, mientras que el patógeno clave administrado, P. gingivalis, provoca y perpetúa una respuesta inflamatoria disbiótica21. Para resumir visualmente este enfoque integrado de doble patógeno y su progresión temporal, se ofrece una visión esquemática del procedimiento experimental y la cronología para establecer este modelo combinado de rata con ligadura de P. gingivalis (Figura 1). Este artículo detalla el establecimiento y validación de este modelo combinado de ligadura de P. gingival, diseñado para reproducir de forma fiable la patología crítica de hueso y tejidos blandos de la PI humana, aumentando así la relevancia clínica y utilidad del modelo para la investigación preclínica.

Figura 1
Figura 1: Diagrama esquemático de la cronología del procedimiento experimental para establecer un modelo de periimplantitis en rata inducido por el método de ligadura con sutura cargada de bacterias. Por favor, haga clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

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Protocolo

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El tamaño de la muestra se determinó en base a las prácticas comunes en modelos previamente publicados de periimplantitis en roedores (PI) y en las limitaciones de los recursosdisponibles 22. Doce ratas machos Sprague-Dawley de 4 semanas (proporcionadas por el Experimental Animal Center de la Southwest Medical University, Licencia nº: SCXK (Chuan) 2024-0046) se utilizaron para la extracción dental, colocación de implantes e inducción de PI. Todas las ratas se mantuvieron en una instalación estándar de barrera específica libre de patógenos (SPF), con animales de diferentes grupos experimentales alojados por separado. Las ubicaciones de las jaulas dentro del soporte se asignaron semanalmente. Las ratas se asignaron al grupo control negativo (NC) o PI (n = 6 por grupo) usando un generador de números aleatorios. El orden de los procedimientos quirúrgicos para todas las ratas es aleatorio. Todos los procedimientos son aprobados por el Comité de Ética en Investigación Animal de la Universidad Médica del Suroeste (Aprobación nº 20241111-012) y cumplen con las directrices de bienestar animal. Este estudio se realiza de acuerdo con los principios de las 3R (Reemplazo, Reducción, Refinamiento) para la investigación ética con animales. Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación previa a la extracción

  1. Esteriliza todos los instrumentos quirúrgicos (explorador dental #5, portaagujas, pinzas oftálmicas, hisopos de algodón médicos, pinzas de tejido, etc.) mediante autoclave. Realizar todos los procedimientos posteriores dentro de un gabinete de bioseguridad de Clase II para mantener condiciones asépticas.
  2. Administrar una inyección intraperitoneal de tribromoetanol (250 mg/kg) para anestesiar a lasratas 23 (siguiendo los protocolos institucionalmente aprobados). Confirmar la profundidad anestésica por la ausencia de reflejo de retirada en respuesta a un pellizco en la pata trasera.
  3. Aplica lubricante oftálmico para evitar la desecación corneal durante los procedimientos.
  4. Desinfecta a fondo todas las superficies de trabajo con una solución de etanol al 75%.
  5. Coloca a la rata en posición supina sobre una plataforma quirúrgica estable. Retrae los incisivos maxilares y mandibulares usando gomas para lograr y mantener la máxima apertura de la boca. Ilumina la cavidad oral con un faro quirúrgico.
  6. Agarra la lengua suavemente con pinzas de tejido y retraéla hacia un lado. Asegúrese de que la lengua esté bien sujeta para mantener una vista clara y sin obstáculos de los molares maxilares.

2. Procedimiento de extracción dental

  1. Desinfecta el sitio quirúrgico con povidona-yodo. Colocar un explorador dental #5 en la superficie distal del primer molar maxilar (espacio interproximal entre el primer y el segundo molar) y aplicar fuerza mesiodistal para lograr la luxación inicial (Figura 2A).
  2. Reposicionar el explorador sobre la superficie mesial del primer molar y volver a aplicar la fuerza mesiodistal para movilizar aún más el diente (Figura 2B).
  3. Coloca la punta del explorador en el surco gingival palatal. Aplica una combinación de movimiento rotacional bucco-palatal suave y presión oclusal sostenida a lo largo del eje largo del diente. Continúa hasta que el diente esté completamente dislocado del alveolo (Figura 2C,D).
  4. Inspecciona cuidadosamente el diente extraído en visión directa para confirmar que todas las raíces están intactas y que no hay fracturas. Irriga suavemente el alveolo vacío con un chorro de solución salina normal de una jeringuilla estéril para eliminar cualquier coágulo o residuo de sangre (Figura 2E,F).
  5. Consigue la hemostasia aplicando presión estéril con un hisopo de algodón durante 1 minuto. Devuelve la lengua a la posición anatómica. Mantén al animal en la almohadilla térmica hasta que se recupere completamente de la anestesia.
  6. Proporciona una dieta blanda y agua potable con suplementos antibióticos (Amoxicilina 250 mg/kg) durante una semana.
    NOTA: Aplicar fuerza controlada y progresiva durante la luxación y evitar movimientos bruscos para evitar fracturas radiculares o daños en el hueso alveolar.

Figura 2
Figura 2: Procedimiento de extracción dental. Se insertó una sonda dental en las partes distales y proximales del primer molar maxilar de la rata para liberar los ligamentos periodontales (A,B). Aplicación palatal de fuerzas rotacionales y oclusales para luxar el diente (C,D). El alveolo fue examinado minuciosamente en busca de fragmentos radiculares residuales (E). Se muestra un primer molar maxilar de rata intacto (F). Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

3. Cirugía de colocación de implantes

  1. Ocho semanas después de la extracción, se crea una incisión mesiodistal de 5 mm sobre la cresta edentula usando una hoja estéril de 12c, que penetra hasta la superficie ósea (Figura 3A).
  2. Utiliza el explorador #5 para la disección roma que eleva los colgajos mucoperiostales de grosor total, exponiendo el lugar quirúrgico (Figura 3B).
  3. Conecte un taladro de carburo de tungsteno (1,5 mm de diámetro) a un adaptador de destornillador manual y realice la osteotomía mediante rotación manual en sentido horario con riego salino intermitente para el control térmico, preparando un sitio de implante de 4 mm de profundidad dentro del casquillo de extracción cicatrizado, manteniendo una retroalimentación táctil continua para evitar perforaciones corticales (Figura 3C).
  4. Inserta un implante de titanio hecho a medida (1,8 mm de diámetro, 3,2 mm de longitud, superficie mecanizada) usando rotación en sentido horario. Verifica la estabilidad por la ausencia de movilidad en la aplicación exploradora (Figura 3D-F).
  5. Permite un periodo de curación de una semana con dieta blanda continua y tratamiento antibiótico como se ha descrito anteriormente.
    NOTA: Emplee una técnica quirúrgica suave y evite una fuerza axial excesiva para evitar la perforación iatrogénica del suelo del seno maxilar.

Figura 3
Figura 3: Procedimiento de colocación del implante. Se realizó una incisión mesiodistal utilizando una hoja curva nº 12 (A). El colgajo mucoso se reflejó con una sonda dental (B). Se realizó una osteotomía utilizando una broca de carburo de tungsteno de 1,5 mm unida a un taladro manual (C). El implante se colocó en el hueso mandibular mediante un portador de implante personalizado (D). Tras la implantación, se utilizó una sonda para comprobar la movilidad (E, F). Implante de titanio hecho a medida (rosca lisa, diámetro 1,8 mm, longitud 3,2 mm), portador del implante correspondiente (G,H) y mini taladro manual (I). Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

4. Preparación de suturas ligadas de P. gingivalis

  1. Cultivar P. gingivalis anaeróbicamente a 37 °C en un caldo de 5 mL de infusión cardíaca cerebral (BHI) hasta alcanzar10,9 UFC/mL (OD600 = 1,0).
  2. Transfiere la suspensión a 1:20 de dilución a 10 mL de medio BHI fresco.
  3. Sumergir completamente suturas de seda estériles 3-0 en un medio inoculado. Incubar anaeróbicamente a 37 °C durante 48-72 horas para establecer un biofilm maduro.

5. Inducción a investigador principal

  1. Cuatro semanas después de la implantación, liga una sutura empapada en P. gingivalis alrededor del cuello del implante usando un soporte estéril para agujas. Asegura con un nudo triple adyacente al tejido gingival (Figuras 4A-D).
  2. Mantén la ligadura durante 2 semanas mientras monitorizas la progresión inflamatoria.
  3. Realiza una inspección diaria de ligaduras. Sustituye si se afloja o se pierde usando una técnica aséptica.
    NOTA: Al hacer nudos, separa suavemente el tejido blando para evitar desgarros y asegúrate de que el nudo de sutura esté posicionado subgingivalmente.

Figura 4
Figura 4: Procedimiento de PI inducido por sutura: El hilo de sutura preparado y empapado en bacterias (3-0) se colocó en la posición subgingival en el extremo distal del implante (A). El primer nudo se ataba y aseguraba con un soporte para agujas para evitar la dislocación del nudo (B). Posteriormente, haz un nudo triple para evitar el deslizamiento de la sutura (C,D). Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

6. Eutanasia y recogida de muestras

  1. Tras un periodo de inducción de 2 semanas, se sacrifica a los animales mediante dislocación cervical bajo anestesia profunda de isoflurano (siguiendo protocolos institucionalmente aprobados). Disecciona los maxilares intactos con los implantes usando instrumentos afilados.
  2. Sumergir inmediatamente las muestras en paraformaldehído al 4% para fijar las 24 horas. Eliminar el tejido blando residual con riego PBS y almacenarlo en etanol al 70%.
    NOTA: El experimento puede pausarse en esta fase con almacenamiento a largo plazo en etanol al 70% a 4 °C.

7. Análisis de tomografía microcomputarizada (micro-TC)

  1. Escanear muestras usando tomografía microcomputarizada según la metodologíaestablecida 24.
  2. Enciende el escáner y el ordenador. Lanza el software de adquisición. Haz clic en el icono de seguridad radiológica y permite un calentamiento de 15 minutos.
  3. Cámara de escaneo abierta. Montar la muestra en un tubo cónico de 15 mL estabilizado con espuma de baja densidad, luego asegurar el tubo en la etapa rotatoria y colócalo dentro de la cámara de escaneo.
  4. Inicia la fuente de rayos X (90 kV, 80 μA). Haz clic en el icono de vista previa para confirmar la posición óptima. Establece los parámetros: resolución de 12 μm , exposición a 20 Hz , 4000 fotogramas totales.
  5. Reconstruye imágenes usando el software Recon 1.7.4.0.
  6. Analizar los siguientes parámetros óseos en el software Avatar 1.7.4.0 delimitando un ROI en la región molar maxilar primera: fracción volumétrica ósea (BV/TV), relación superficie-volumen óseo (BS/BV), espesor trabecular (Tb.Th) y número trabecular (Tb.N).

8. Procesamiento histológico

  1. Descalcifiquen muestras fijas en EDTA al 10% (pH 7,4) con cambios de solución cada 72 horas durante 4 semanas. Verifica una finalización mediante una prueba de penetración con aguja.
  2. Deshidratar muestras mediante una serie de etanol: 75% etanol durante 4 horas, 85% etanol durante 2 horas, 90% durante 2 horas, 95% etanol durante 1 hora, y dos cambios de 100% etanol durante 30 minutos cada uno.
  3. Especímenes claros en xileno con dos cambios de 10 minutos cada uno. Infiltra con parafina usando tres cambios de 1 hora cada uno.
  4. Inmersa los tejidos en parafina fundida y enfría en una fase de congelación a -20 °C. Recorta los bloques y guárdalos a 4 °C durante 10 horas antes de seccionar.
  5. Bloques de parafina de sección a 5 μm de espesor. Secciones de flotador en un baño de agua a 45 °C y montadas en diapositivas de cristal. Deslizamientos secos a 37 °C durante 1 hora.
  6. Deparafinizar secciones mediante dos cambios de xileno durante 5 minutos cada uno. Rehidrata con una serie de etanol graduado: 100% etanol durante 5 minutos, 90% etanol durante 5 minutos, 80% etanol durante 5 minutos y 70% etanol durante 5 minutos.
  7. Enjuaga las secciones en agua destilada durante 1 minuto. Tinta con hematoxilina durante 8 minutos y luego enjuaga con agua del grifo corriente.
  8. Diferencia alcohol ácido al 1% durante 3 segundos. Enjuaga con agua del grifo corriente para azular. Contratinción con eosina durante 5 minutos.
  9. Secciones deshidratadas mediante series de etanol graduado: 70% etanol durante 10 s, 80% etanol durante 10 s, 90% etanol durante 10 s y 100% etanol durante 10 s. Limpio en dos cambios de xileno durante 5 minutos cada uno.
  10. Monta las cubiertas con bálsamo neutro y examina bajo un microscopio óptico.
    NOTA: El xileno es peligroso. Úsalo en una campana extractora con el EPI adecuado.

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Resultados

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Las doce ratas Sprague-Dawley de 4 semanas inscritas en el estudio completaron con éxito todos los procedimientos quirúrgicos y mostraron osseointegración estable antes de la ligadura, cumpliendo el criterio predefinido de inclusión de recuperación sin complicaciones. No se excluye ningún animal del análisis. Las ratas se asignan aleatoriamente al grupo NC o PI (n = 6 por grupo) usando un generador de números aleatorios. Los investigadores que realizan cuantificación micro-TC y evaluaciones histopatológicas permanecen ci...

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Discusión

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El presente estudio demuestra la viabilidad de inducir la PI en un modelo de rata utilizando suturas empapadas en P. gingivalis y proporciona una documentación detallada de los procedimientos quirúrgicos asociados. Los modelos de roedores, especialmente en ratas, están bien establecidos en la investigación dental para estudiar periodontitis y PI, debido a su accesibilidad, bajo coste de mantenimiento y alta eficiencia reproductiva, como respalda la literaturaex...

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Divulgaciones

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Los autores afirman que no existen posibles conflictos de interés que pudieran haber influido en el trabajo reportado en este artículo.

Agradecimientos

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Este trabajo cuenta con el apoyo de subvenciones de la Asociación Médica de Sichuan (Subvención nº S2024052); la Oficina de Ciencia y Tecnología de Luzhou (Subvención nº 2024JYJ070) y el Hospital de Estomatología Afiliado de la Universidad Médica del Suroeste (Subvención nº 2025DS03). Los autores también agradecen la asistencia técnica proporcionada por el Centro de Experimentación Animal de la Universidad Médica del Suroeste. El diagrama científico se crea con BioRender.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
#5 Explorador DentalZhengzhou Kangdetai Medical Co., Ltd., Zhengzhou, CN6970327120856Luxación y extracción dental
Alcohol ácido al 1%Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghái, CN10000018 (etanol) y 10000118 (Hcl)Diferenciación de la hematoxilina
10% EDTA (pH 7,4)Servicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNG1105Descalcificación ósea
Solución 100% etanolMacklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghái, ChinaE708068Deshidratación completa y preparación con disolventes
Cuchilla 12C y bisturí quirúrgicoTianda Medical Co., Ltd., Huaian, CN6951933811154Creación de colgajo mucoperiosteal
Ligaduras de seda 3-0Jinhuan Medical, Shanghái, CNNC9201232Ligadura
4% de paraformaldehídoBiosharp, Hefei, CNBL539AFijación tisular
70% etanolPreparación de laboratorio-Almacenamiento de muestras
Solución de etanol al 75%Macklin Biochemical Technology Co., Ltd., Shanghái, ChinaE885996Desinfección superficial y deshidratación inicial
Amoxicilina 50 y mu; g/mLNorth China Pharmaceutical Co., Ltd, Shijiazhuang, CNH13020635Suplementación con antibióticos en agua potable
Software de avatarAvatar Integrated Systems Inc, Múnich, DE-Análisis de parámetros óseos
Medio BHICrown Lab Supplies Inc, Columbia Británica, CA110052Cultura P. gingivalis
CT-VoxelBruker Corporation, Billerica, MA, EE. UU.-Visualización de imágenes micro-CT
EosinaBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Pekín, CN
G1100		Tinción citoplasmática
Serie de etanol (80%, 90%, 95%)Preparación de laboratorioDeshidratación/rehidratación gradual de los tejidos
GraphPad PrismGraphPad Software, Inc., San Diego, CA, EE. UU.Versión 9.0.0Análisis estadístico y generación de grafos
FaroShenzhen Supfire Lighting Co., Ltd, Shenzhen, CNHL23-XIluminación intraoral
HematoxilinaBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd, Pekín, CNH8070Tinción nuclear
Portador del implanteSichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Sichuan, CNProducto únicoColocación manual del implante
IsofluranoRWD Life Science Co., Ltd, Shenzhen, CNR510-22-10 Mantenimiento de anestesia inhalatoria
Adaptador de destornillador manualDiqin Decorative Materials Co., Ltd, Hangzhou, CNDQ-80013Osteotomía
Hisopos de algodón médicosKekang Pharmaceutical Co., Ltd, Suzhou, CNHN-02Hemostasis
Escáner de micro-TCServicebio Technology Co., Ltd, Wuhan, CNVNC-102μ TAC
PortaagujasShanghai Medical Instruments Co., Ltd, Shanghái, CNJ32110Ligadura de sutura
Balsámico neutroBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.
Pekín, CN		G8590Montaje histológico de secciones
Fórceps oftalmológicosSolingmed Technology Co., Ltd, Shenzhen, CNSS-5002Colocación de ligaduras
ParafinaAmin Noori General Trading LLC, Dubái, AE8012-95-1Incrustación de tejido
PBSProcell Life Science & Technology Co., Ltd, Wuhan, CNPB180327Irrigación de tejidos
Porphyromonas gingivalisEquivalente-Inducción de inflamación
PovidoneiodinaChengdu Yong'an Pharmaceutical Co., Ltd, Chengdu, CNH51023539Desinfección
Software de reconocimientoRecon Technology Ltd, Islas Caimán, GBVersión 1.7.4.0Reconstrucción de imágenes micro-CT
Liga elásticaZhejiang Yueyi Rubber Products Co., Ltd, Taizhou, CNVYR43*1.4Tracción y fijación de la mandíbula
SD RatsCentro Experimental de Animales de la Universidad Médica del Suroeste, Luzhou, CNSCXK(Chuan)2024-0046Procedimientos quirúrgicos
Tijeras quirúrgicas afiladasHunan Cofoe Medical Technology Co., Ltd., Changsha, CN1.0806E+13Corte de roscas
Pinzas tisularesHerramientas Científicas Finas, Foster City, CA, EE. UU.11000-12Tracción y fijación de la lengua
Implantes de titanio (& Oslash; 1,8 y veces; 3,2mm)Sichuan Weisida Medical Device Co., Ltd, Sichuan, CNProducto únicoImplante de titanio
Tribromoetanol (Avertin)Henan Saihou Biotechnology Ltd., Zhengzhou, CN-Anestesia intraperitoneal
XilenoSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Shanghái, CN10023418Limpieza y descerado de tejidos

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gupta, R., Gupta, N., Weber, D. K. Dental implants. , StatPearls Publishing LLC. Treasure Island (FL). Copyright 2025 (2025).
  2. Lee, C. T., Huang, Y. W., Zhu, L., Weltman, R. Prevalences of peri-implantitis and peri-implant mucositis: Systematic review andmeta-analysis. J Dent. 62, 1-12 (2017).
  3. Berglundh, T., et al. Peri-implant diseases and conditions: Consensus report of workgroup 4 of the 2017 world workshop on the classification of periodontal and peri-implant diseases and conditions. J Clin Periodontol. 45 (Suppl 20), S286-S291 (2018).
  4. Schwarz, F., Derks, J., Monje, A., Wang, H. L. Peri-implantitis. J Clin Periodontol. 45 (Suppl 20), S246-S266 (2018).
  5. Diaz, P., Gonzalo, E., Villagra, L. J. G., Miegimolle, B., Suarez, M. J. What is the prevalence of peri-implantitis? A systematic review and meta-analysis. BMC Oral Health. 22 (1), 449(2022).
  6. Herrera, D., et al. Prevention and treatment of peri-implant the EFP S3 level clinical practice guideline. J Clin Periodontol. 50 (Suppl 26), 4-76 (2023).
  7. Fu, J. H., Wang, H. L. Breaking the wave of peri-implantitis. Periodontol. 84 (1), 145-160 (2020).
  8. Sant'anna, H. R., et al. Peri-implant repair using a modified implant macrogeometry in diabetic rats: Biomechanical and molecular analyses of bone-related markers. Materials (Basel). 15 (6), 2317(2022).
  9. Ribitsch, I., et al. Large animal models in regenerative medicine and tissue engineering: To do or not to do. Front Bioeng Biotechnol. 8, 972(2020).
  10. He, Q., et al. Development of a rat model for type 2 diabetes mellitus peri-implantitis: A preliminary study. Oral Dis. 28 (7), 1936-1946 (2022).
  11. DeAraújo Silva, D. N., et al. Experimental model of ligature-induced peri-implantitis in mice. J Vis Exp. (207), e66316(2024).
  12. Chadwick, J. W., Glogauer, M. Robust ligature-induced model of murine periodontitis for the evaluation of oral neutrophils. J Vis Exp. (155), e59667(2020).
  13. Kantarci, A., Hasturk, H., Van Dyke, T. E. Animal models for periodontal regeneration and peri-implant responses. Periodontol. 68 (1), 66-82 (2000).
  14. Varon-Shahar, E., et al. Peri-implant alveolar bone resorption in an innovative peri-implantitis murine model: Effect of implant surface and onset of infection. Clin Implant Dent Relat Res. 21 (4), 723-733 (2019).
  15. Hiyari, S., et al. Ligature-induced peri-implantitis and periodontitis in mice. J Clin Periodontol. 45 (1), 89-99 (2018).
  16. Tzach-Nahman, R., Mizraji, G., Shapira, L., Nussbaum, G., Wilensky, A. Oral infection with Porphyromonas gingivalis induces peri-implantitis in a murine model: Evaluation of bone loss and the local inflammatory response. J Clin Periodontol. 44 (7), 739-748 (2017).
  17. Pirih, F. Q., et al. Ligature-induced peri-implantitis in mice. J Periodontal Res. 50 (4), 519-524 (2015).
  18. Pirih, F. Q., et al. A murine model of lipopolysaccharide-induced peri-implant mucositis and peri-implantitis. J Oral Implantol. 41 (5), e158-e164 (2015).
  19. Reinedahl, D., Chrcanovic, B., Albrektsson, T., Tengvall, P., Wennerberg, A. Ligature-induced experimental peri-implantitis-a systematic review. J Clin Med. 7 (12), 492(2018).
  20. Gao, L., Yu, X. Q., Cai, Y. Effect of molar ligation and local Porphyromonas gingivalis inoculation on alveolar bone loss in the mouse. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 49 (1), 31-35 (2017).
  21. Wongtim, K., et al. Overexpression of PD-L1 in gingival basal keratinocytes reduces periodontal inflammation in a ligature-induced periodontitis model. J Periodontol. 93 (1), 146-155 (2022).
  22. Koutouzis, T., Eastman, C., Chukkapalli, S., Larjava, H., Kesavalu, L. A novel rat model of polymicrobial peri-implantitis: A preliminary study. J Periodontol. 88 (2), e32-e41 (2017).
  23. Veríssimo, L. F., et al. Cardiovascular effects of early maternal separation and escitalopram treatment in rats with depressive-like behaviour. Auton Neurosci. 256, 103223(2024).
  24. Kim, Y., Brodt, M. D., Tang, S. Y., Silva, M. J. MicroCT for scanning and analysis of mouse bones. Methods Mol Biol. 2230, 169-198 (2021).
  25. Kuraji, R., Hashimoto, S., Ito, H., Sunada, K., Numabe, Y. Development and use of a mouth gag for oral experiments in rats. Arch Oral Biol. 98, 68-74 (2019).
  26. Lu, S., et al. Effect of ovariectomy on tissue-level changes in rat maxilla. Int J Oral Maxillofac Implants. 34 (4), 865-872 (2019).
  27. Heitzer, M., et al. Establishing a new periodontitis-like intrabony maxillary defect in rats for investigation on bone regeneration. Sci Rep. 15 (1), 39358(2025).
  28. Moiseev, D., et al. A new way to model periodontitis in laboratory animals. Dent J (Basel). 11 (9), 219(2023).
  29. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nat Protoc. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  30. Nasution, D. L. I., Tjahajawati, S., Indriyanti, R., Amaliya, Anti-inflammatory effectiveness of Peperomia pellucida (l.) kunth in rats induced with periodontitis. Biochem Biophys Rep. 40, 101856(2024).
  31. Meng, L. W., et al. Comparison of three methods for establishing rat peri-implantitis model. Beijing Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban. 55 (1), 22-29 (2023).
  32. Zhang, H., et al. Application of immediate implant placement techniques in peri-implantitis modeling. J Craniofac Surg. 34 (8), 2544-2550 (2023).
  33. Ortiz-Sánchez, B. J., Juárez Avelar, I., Rodriguez-Sosa, M. Murine model of advanced periodontitis induced by nylon ligature in the second upper molar. J Vis Exp. (219), e67848(2025).
  34. Lafaurie, G. I., et al. Microbiome and microbial biofilm profiles of peri-implantitis: A systematic review. J Periodontol. 88 (10), 1066-1089 (2017).
  35. Zhang, Q., Liu, J., Ma, L., Bai, N., Xu, H. Lox-1 is involved in TLR2-induced RANKL regulation in peri-implantitis. Int Immunopharmacol. 77, 105956(2019).
  36. Qiao, S., et al. Oral microbial profile variation during canine ligature-induced peri-implantitis development. BMC Microbiol. 20 (1), 293(2020).
  37. De Avila, E. D., Van Oirschot, B. A., Van Den Beucken, J. Biomaterial-based possibilities for managing peri-implantitis. J Periodontal Res. 55 (2), 165-173 (2020).
  38. Iizumi, T., et al. Effect of antibiotic pre-treatment and pathogen challenge on the intestinal microbiota in mice. Gut Pathog. 8, 60(2016).
  39. Heitz-Mayfield, L. J. A., Salvi, G. E. Peri-implant mucositis. J Clin Periodontol. 45 ((Suppl 20)), S237-S245 (2018).
  40. Javed, F., Romanos, G. E. Efficacy of photobiomodulation in the management of experimentally-induced peri-implant osseous defects: An evidence-based review of studies on animal models. J Dent. 159, 105833(2025).
  41. Yu, S., et al. Adjunctive diode laser therapy and probiotic lactobacillus therapy in the treatment of periodontitis and peri-implant disease. J Vis Exp. (183), e63893(2022).

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