Artículo de método

In Vivo Telemetría para registrar parámetros cardiovasculares a largo plazo, temperatura y actividad en modelos de ratas con lesión medular

744 vistas

⸱

DOI:

10.3791/69714

⸱

2 de enero de 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spinal Cord & Brain Injury Research Center, College of Medicine, University of Kentucky, 2Department of Physiology, College of Medicine, University of Kentucky, 3Department of Biomedical Engineering, Northwestern University, 4Division of Laboratory Animal Resources, University of Kentucky

En este artículo

Resumen

Este artículo presenta un protocolo paso a paso para la colocación de un implante telemétrico in vivo en la aorta descendente de ratas, permitiendo un seguimiento continuo y a largo plazo de parámetros cardiovasculares, temperatura corporal central y actividad animal antes y después de una lesión grave de la médula espinal torácica alta.

Resumen

La lesión medular espinal (LME) de nivel superior superior al nivel torácico 6 (T6) altera la función autonómica y contribuye a complicaciones secundarias, incluyendo fluctuaciones en la presión arterial, la frecuencia cardíaca y la temperatura. En ratas, la colocación de implantes telemétricos en la aorta descendente ofrece una metodología robusta para evaluar diversos parámetros cardiovasculares, como la presión sistólica y diastólica, la presión arterial media y la frecuencia cardíaca. La temperatura corporal central y la actividad animal también pueden registrarse tras la colocación telemétrica del implante. Una rata con un implante telemétrico se mantiene en la placa receptora conectada a un sistema informático para registrar varios parámetros. Los registros continuos a largo plazo en intervalos de tiempo definidos permiten cuantificar las alteraciones fisiológicas inducidas por una lesión, incluyendo variaciones de día a noche en la función cardiovascular. Comparar los registros previos a la lesión (línea basal) y posteriores permite a los investigadores evaluar el impacto de la LME en estas métricas fisiológicas. Este artículo metodológico describe un procedimiento detallado y paso a paso para la colocación telemétrica del implante en la aorta descendente (utilizando monooclusión de la arteria) de la rata, así como el registro continuo de telemetría tras LME torácica alta severa (T3). Hablamos de los retos que normalmente se encuentran al realizar este procedimiento, así como de una sección dedicada a la resolución de problemas. También se discute el proceso de adquisición de datos utilizando el software Ponemah y sus diversas aplicaciones. Las ratas presentan anomalías cardiovasculares, de temperatura y de actividad asociadas a la LME, y los implantes telemétricos son dispositivos eficaces para estudiar estas complicaciones post-lesión y evaluar posibles tratamientos.

Introducción

La lesión traumática de la médula espinal (LME) afecta las funciones sensoriales y motoras y altera la regulación cardiovascular ytérmica 1,2,3,4. Las lesiones en o por encima del nivel de T6 alteran el control supraespinal de la función autonómica, provocando alteraciones severas en diversas respuestas cardiovasculares, incluyendo reflejos barorreceptores deteriorados, desregulación de la presión arterial, variabilidad de la frecuencia cardíaca (bradicardia o taquicardia), termodisregulación y disminución de la actividadmotora 3,5,6,7,8,9,10 . Estas anomalías se observan tanto en la fase aguda como crónica de lalesión 2,3. Debido a los cambios demográficos relacionados con la edad a lo largo de los años, la disfunción cardiovascular se ha convertido en una de las principales causas de mortalidad y morbilidad a largo plazo en individuos con LM 9,11. La fase aguda de la lesión provoca un shock neurogénico, que a menudo se caracteriza por hipotensión y bradicardia debido a la alteraciónsimpática, pero también puede provocar hipertensión en individuos con lesión superior a T6nivel 12,13. Durante la fase crónica, estas personas suelen experimentar disreflexia autonómica (EA) e hipotensión ortostática (OH)5. La EA es una condición potencialmente mortal definida como un aumento episódico repentino de la presión arterial sistólica (SBP) de 20-40 mmHg por encima del nivelinicial de 14,15. Las personas pueden experimentar una variedad de síntomas, incluyendo dolor de cabeza intenso, enrojecimiento cutáneo, sudoración, congestión nasal, piloerección, ansiedad y visiónborrosa 13,14,16. Si no se trata, la EA puede elevar la SBP hasta 300 mm Hg, lo que puede provocar convulsiones, ictus, infarto de miocardio o muertesúbita 17,18. La OH se caracteriza por una reducción repentina de la presión arterial (BP) al pasar de una posición supina o sentada a estar de pie, lo que puede provocar mareos, mareos o desmayos. Clínicamente se define como una disminución sostenida de la presión arterial sistólica de al menos 20 mmHg o de la presión arterial diastólica (DBP) de al menos 10 mmHg en los primeros 3 minutos de estar depie en 19,20. Así, la fase crónica se caracteriza tanto por episodios de hipertensión como de hipotensión en individuos con LME torácica grave o alta. Un conocimiento detallado de la fisiología cardiovascular, las fluctuaciones de la temperatura corporal central y la actividad en modelos animales es esencial para diseñar intervenciones específicas que aborden la disfunción autonómica tanto en la fase aguda como en la crónica posteriores a la LME.

La colocación de un implante telemétrico en la aorta descendente permite registrar de forma eficiente el impacto de la LM sobre la presión arterial sistólica y diastólica, la presión arterial media (MAP), la frecuencia cardíaca, la temperatura corporal central y la actividad en modelos de LME experimental en roedores. Comprender la metodología robusta y sensible para la colocación de implantes telemétricos es crucial para obtener datos fisiológicos fiables tras la LME. Las técnicas telemétricas para registrar la presión arterial ofrecen varias ventajas sobre técnicas no telemétricas (por ejemplo, la técnica del colar). Las ventajas incluyen monitorización continua y en tiempo real, reducción de artefactos inducidos por estrés, mayor precisión y reproducibilidad de los datos, mejora del bienestar animal y idoneidad para modelos pequeños o sensibles, como modelos de enfermedades, animales embarazados yneonatos 21,22,23. Debido a estos beneficios, las técnicas telemétricas facilitan la reproducibilidad experimental y aumentan la relevancia traslacional en la investigación de LM al permitir modelar respuestas autónomas y neuronales similares a las humanas en animales que no se restrican y se mueven libremente.

El presente manuscrito ofrece una metodología detallada y paso a paso para la colocación telemétrica del implante en la aortadescendente 24, seguida de un procedimiento grave de contusión torácica alta de la lesiónmedular 25,26. Demuestra cómo se pueden registrar diversos parámetros cardiovasculares, de temperatura corporal central y de comportamiento utilizando el software Ponemah. El manuscrito también expone los retos asociados al procedimiento y ofrece posibles soluciones. Además, destaca las diversas aplicaciones de la telemetría in vivo en la investigación sobre LME.

Protocolo

Se obtuvo la aprobación ética del Comité de Cuidado y Uso Institucional de Animales de la Universidad de Kentucky, y los procedimientos se siguieron estrictamente, cumpliendo con las directrices del protocolo. Las hembras adultas de rata Wistar (11-13 semanas, 250-300 g, n = 3) fueron alojadas en la instalación de la División de Investigación de Animales de Laboratorio (Universidad de Kentucky, EE. UU.) bajo condiciones estándar de alojamiento (12/12 luz: ciclo oscuro, humedad 30%-70%, temperatura 22 ± 2 °C) con alimento y agua ad libitum. Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Procedimiento quirúrgico para la colocación telemétrica de implantes

NOTA: La colocación del implante telemétrico fue adaptada de Rabchevsky et al. y optimizada aún más para minimizar complicaciones ymortalidad 24. La duración de la anestesia y el cuidado prequirúrgico es de aproximadamente 10 minutos. El procedimiento quirúrgico de implantación telemétrica varía entre 15 y 30 minutos. El cierre de incisiones abdominales y cutáneas y el cuidado postquirúrgico duran entre 15 y 20 minutos. La duración total de la cirugía de colocación telemétrica del implante es de 40-60 minutos. Los reactivos y el equipo utilizado para la cirugía de implantación telemétrica se enumeran en la Tabla de Materiales.

  1. Preparaciones preoperatorias y de mesa quirúrgica
    1. Instrumentos quirúrgicos de autoclave, esponjas de gasa de 16 capas, aplicadores de punta de algodón e hilos de oclusión. Llena la punta del catéter de presión del implante telemétrico con gel usando una jeringuilla.
    2. Esteriliza los implantes sumergiéndolos secuencialmente durante 24 horas cada uno en detergente, esterilizante en frío y cloruro de sodio al 0,9%.
    3. Mantén el implante sumergido en cloruro de sodio al 0,9% en un tubo etiquetado con el número del implante.
    4. Coloca una almohadilla térmica sobre la mesa quirúrgica y ponla a 37-38 °C. Cubre la almohadilla térmica con compresas quirúrgicas y luego toallas estériles para mantener el campo estéril durante el procedimiento.
  2. Anestesia y cuidados prequirúrgicos
    1. Anestesiar a la rata con isoflurano (3%-4%) y mantener la anestesia al 2% usando un vaporizador electrónico de bajo flujo.
    2. Administrar buprenorfina (0,02 mg/kg; analgésico), meloxicam (1 mg/kg; antiinflamatorio) y 5 mL de solución salina normal al 0,9% por vía subcutánea antes de la cirugía. Aplica gel lubricante en ambos ojos para evitar la deshidratación corneal.
  3. Preparación del sitio quirúrgico, incisión y exposición a la aorta descendente
    1. Afeita la zona abdominal desde 1 cm por encima del orificio uretral hasta la mitad del abdomen usando una maquinadora eléctrica. Limpia la piel expuesta tres veces con compresas de preparación con alcohol, seguidas de la aplicación del antiséptico povidona-yodo. Coloca una barrera de prensa y sellado en el animal y corta una pequeña abertura para exponer el lugar quirúrgico.
    2. Realiza una incisión cutánea de 4,5-5 cm en la línea media comenzando entre 1 y 1,5 cm por encima del orificio uretral, y luego realiza una incisión abdominal. Asegura los órganos viscerales con esponjas de gasa esterilizadas y empapadas en solución salina de 16 capas. Utiliza retractores metálicos para asegurar mejor los órganos y mantener la visibilidad de la zona en la que se va a operar.
    3. Utiliza dos pinzas finas (pinzas de microdisección y pinzas de acabado espejo) para separar suavemente los cuerpos grasos y exponer la aorta descendente y la vena cava. Mantén una pinza estable para sujetar los cuerpos grasos y usa la otra para diseccionar.
  4. Disección contundente y oclusión
    1. Realizar una disección contundente utilizando las pinzas mencionadas anteriormente, aproximadamente 0,5 cm por debajo de la arteria renal (usada como punto de referencia) para separar la aorta descendente de la vena cava. Además, separa la aorta descendente de los cuerpos grasos subyacentes para crear espacio para la inserción de fórceps en ángulo.
    2. Inserta pinzas anguladas bajo la aorta descendente a través del espacio diseccionado entre la aorta y la vena cava para asegurar que el hilo de oclusión pueda pasar.
    3. Pasa un hilo de seda estéril 4-0 por debajo de la aorta descendente a través del espacio disecado y asegura ambos extremos del hilo usando un hemostato.
    4. Haz que otro experimentador mantenga el hemostático en un ángulo aproximado de 45 grados, haga ajustes angulares para minimizar o eliminar el reflujo sanguíneo.
    5. Ocluir temporalmente la aorta descendente proximal al punto de inserción del catéter, en el punto de separación de la aorta descendente y la vena cava
  5. Inserción y fijación del implante
    1. Retira el implante del 0,9% de cloruro de sodio, inspecciona la punta del catéter de presión para detectar burbujas o huecos de aire, y añade gel si hay alguno de estos antes de la inserción.
    2. Perfora la pared superior de la aorta descendente usando una aguja torcida de 21 G, como se muestra en el vídeo, e inserta la punta del catéter de presión (diámetro de la punta 0,74 mm) del implante telemétrico. Si la punta del catéter de presión no entra en la aorta, guíala usando un pinchavenas en el lugar de la punción.
    3. Inserta la punta del catéter 1,5-2 cm en la aorta descendente. Limpia cualquier sangre alrededor del lugar de inserción y aplica unas gotas de adhesivo de tejido para asegurar el implante y evitar el sangrado. Comprueba si hay alguna fuga de sangre antes de continuar.
    4. Ancla el cuerpo del implante a la pared abdominal de forma subcutánea, ligeramente alejada del lugar de la incisión, suturando la costilla con suturas no absorbibles para asegurar la estabilidad durante todo el experimento.
  6. Pared abdominal y cierre de la incisión
    1. Cierra la pared abdominal usando suturas absorbibles en un patrón interrumpido con nudos cuadrados. Cierra la piel utilizando una técnica de sutura intradérmica y continua.
    2. Limpia la zona de la incisión con peróxido de hidrógeno para eliminar cualquier residuo de sangre. A continuación, aplica una solución de povidona-yodo, después una crema triple antibiótica que contiene sulfato de polimixina B, bacitracina zinc y neomicina sulfato para facilitar la curación.
  7. Cuidados postquirúrgicos
    1. Inmediatamente después de la cirugía, inyecta el antibiótico enrofloxacina (5 mg/kg) por vía subcutánea. Coloca a la rata en una jaula doméstica con una almohadilla eléctrica debajo, colocada boca arriba, hasta que se recupere de la anestesia.
      NOTA: La mayoría de los animales se recuperan inmediatamente de la anestesia, aunque algunos pueden tardar entre 5 y 10 minutos.
    2. Una vez despierta, coloca un collar electrónico durante 3 días alrededor del cuello para evitar que muerdas las suturas abdominales.
    3. Para la termorregulación, mantén al animal en almohadillas alfa en una jaula de recuperación con una almohadilla calefactante de agua a 37-38 °C debajo durante al menos 24-72 horas. Coloca la mitad de la jaula sobre la almohadilla térmica, permitiendo que los animales se alejen del calor si es necesario.
    4. Administrar medicamentos postoperatorios por vía subcutánea: buprenorfina y meloxicam (dos veces al día durante 3 días) y enrofloxicina (una vez al día durante 5 días) para controlar el dolor, la inflamación y la infección. Proporciona comida y agua ad libitum.

2. Procedimiento quirúrgico para una contusión torácica (T3)

NOTA: El procedimiento de contusión T3 fue adaptado de Squair et al.26. La duración total del procedimiento de lesión por contusión T3 es de aproximadamente 40-45 minutos. Los materiales necesarios para la contusión T3 SCI se enumeran en la Tabla de Materiales. Realizar la contusión de T3 al menos dos semanas después de la colocación telemétrica del implante. La ventana de 2 semanas se optimizó basándose en observaciones de que la mayoría de los animales se recuperan de sufrimientos quirúrgicos y vuelven a la presión arterial basal en 7-10 días. Sin embargo, algunos animales pueden tardar un poco más.

  1. Preparativos previos a la cirugía
    1. Anestesiar a la rata con ketamina intraperitoneal (80 mg/kg) y xilazina (7 mg/kg). Administrar buprenorfina (0,02 mg/kg), meloxicam (1 mg/kg) y 5 mL de solución fisiológica normal al 0,9% antes de la cirugía antes de la cirugía.
    2. Afeita la superficie dorsal desde la región cervical hasta la torácica media usando una afeitadora eléctrica. Limpia la piel tres veces con compresas de preparación con alcohol, seguidas de la aplicación de una solución de povidona y yodo al 5%. Utiliza gel lubricante para los ojos para prevenir la deshidratación corneal.
    3. Coloca a la rata sobre una almohadilla térmica con compresas quirúrgicas cubiertas con toallas estériles para la cortina, como se hace durante el procedimiento quirúrgico telemétrico.
  2. Incisión, disección contusa y laminectomía
    1. Identifica el proceso espinoso T2 por su prominente espina dorsal y márcalo. Haz una incisión dorsal en la línea media desde C8 hasta T5 y asegura la zona con retractores musculares.
    2. Realiza una disección roma usando tijeras finas y pequeñas y una cureta a través de la musculatura paraespinal superficial y profunda. Evita la corona mortis venosa alrededor de T4/T5 durante la disección, ya que dañarla puede causar la muerte inmediata del animal.
    3. Realizar una laminectomía T3 para exponer el segmento espinal T3.
  3. Contusión medular
    1. Asegura al animal en los procesos espinales T2 y T4 usando pinzas Allis en la etapa impactadora IH.
    2. Alinea la punta del impactador sobre la línea media usando el sistema de coordenadas 3D para asegurar un impacto preciso en la línea media. Establezca los parámetros según sea necesario (Fuerza = 400 kdyn con 5 s de tiempo de permanencia).
  4. Cierre de incisión y atención postquirúrgica
    1. Sutura los músculos paraespinales con suturas absorbibles y sella el lugar de la incisión con grapas. Elimina cualquier residuo de sangre cerca de la zona de la incisión usando peróxido de hidrógeno.
    2. Procede a aplicar solución de povidona-yodo y luego aplica una crema triple antibiótica que contiene sulfato de polimixina B, bacitracina zinc y neomicina sulfato para facilitar la curación. Administrar enrofloxacina (5 mg/kg) por vía subcutánea, inmediatamente después de la lesión. Coloca a la rata sobre almohadillas alfa en jaulas de recuperación con almohadillas térmicas debajo.
    3. Proporciona cuidados postoperatorios, incluyendo buprenorfina y meloxicam (dos veces al día durante 3 días) y enrofloxacina (una vez al día durante 5 días). Expresa manualmente la vejiga (maniobra de Crede). Proporciona comida y agua ad libitum.

3. Ajustes para grabar y exportar datos

NOTA: Se mencionan los ajustes para registrar y exportar parámetros cardiovasculares, de temperatura corporal central, actividad animal, pre y post-SCI usando el software Ponemah (versión 6.51).

  1. Registro de datos
    1. Para registrar los distintos parámetros, haz clic en Crear en la pestaña Experimento y etiqueta el experimento.
    2. Ve a la pestaña de Hardware, haz clic en Editar configuración APR, selecciona el APR y luego haz clic en Añadir para moverlo a la región disponible. Luego, haz clic en Editar PhysioTel/HD MX2 Configuration en la pestaña de hardware para seleccionar el MX-2, haz clic en Añadir y confirma que aparece en el panel izquierdo.
      1. Añade implantes asignados a diferentes animales desde el inventario de implantes del lado derecho hasta el panel central. El número de implantes que se pueden añadir depende del número de placas receptoras conectadas al sistema. Haz clic en cada implante añadido (etiquetado con número de animal) en el panel izquierdo y conéctalo a una placa receptora diferente. Guarda y sal una vez que todas las conexiones estén hechas.
    3. Ve a la pestaña de Configurar y luego elige Configuración de experimentos, haz clic en Activar página y después en el fondo negro. Elige el sujeto, añade presión en la etiqueta, cambia la unidad a mmHg, ajusta los valores bajos y altos, y elige un color para mostrar las trazas de presión arterial.
    4. Ve a la pestaña de Configuración y luego elige Configuración de Animales. Haz clic en el número del animal, selecciona el género y la especie, y luego haz clic en Presión para habilitar los parámetros. Si es necesario mostrar la frecuencia cardíaca, haz clic en Frecuencia cardíaca. Aplica ajustes de canal a canales similares y luego haz clic en OK. Esto abre una ventana con diferentes implantes dispuestos en orden vertical.
    5. Haz clic en Todo Continuo en la parte superior para visualizar las trazas de registro de la presión arterial en la pantalla.
  2. Exportación de datos
    1. Comienza navegando hasta la pestaña Experimento , haciendo clic en Abrir y seleccionando los datos de la carpeta prevista.
    2. Ve a la pestaña de Acción, haz clic en Iniciar revisión y selecciona el número de sujeto, los tipos de señal deseados y el rango de tiempo comprobando los resultados previstos. Ten en cuenta que el software exporta hasta 3GB de datos a la vez. Los datos pueden derivarse estableciendo la tasa de registro en la pestaña de acciones, que determina cómo se segmentan los datos (en segundos, minutos u horas).
    3. Una vez realizadas las selecciones, haz clic en la pestaña Archivo y luego elige Guardar Secciones Marcadas seguida de Guardar Datos Derivados.
    4. Por último, ve a la pestaña Acciones y haz clic en Cerrar sesión de revisión para finalizar la exportación de datos.

Resultados

La colocación de un implante telemétrico en la aorta descendente permite medir la disreflexia autonómica y varios parámetros cardiovasculares, incluyendo la presión arterial sistólica (SBP), la presión arterial diastólica (DBP), la presión arterial media (MAP) y la frecuencia cardíaca (HR), antes y después de la LME. El implante también mide la temperatura y actividad corporal central. Comparar los datos previos y posteriores a la lesión revela cómo los resultados cardiovasculares, la temperatura y la actividad se ven afectados tras la LME. La Figura 1 presenta el diseño experimental (Figura 1A-C) y resultados representativos, incluyendo disreflexia autonómica (Figura 1D), parámetros cardiovasculares, incluyendo la presión arterial sistólica (SBP; Figura 1E (i)), presión arterial diastólica (DBP; Figura 1E (ii)), presión arterial media (MAP; Figura 1E (iii)), y la frecuencia cardíaca (frecuencia cardíaca; Figura 1E (iv)), temperatura corporal central (Figura 1E (v)), actividad animal (Figura 1E (vi)), lesiones pre y post-medulares (Figura 1E). Para minimizar el uso animal, los datos de la Figura 1 se tomaron de un estudio en curso con ratas hembras; sin embargo, el mismo procedimiento puede aplicarse a ratas machos.

El gráfico representativo en la Figura 1D muestra la presión arterial sistólica 1 minuto antes del estímulo, durante el estímulo y 1 minuto después de la aplicación del estímulo en ratas con lesión por contusión por T3 a las 8 semanas de la LM usando distensión colorrectal (ECR). La CRD utiliza la inserción de un catéter con balón en el ano de la rata para estimular elrecto 24. El globo se infla una vez que la línea base se estabiliza y el estímulo se aplica durante 1 minuto. Un aumento de al menos 20 mm Hg de SBP durante la estimulación respecto a la SBP basal (antes de la estimulación) muestra el desarrollo de EA en la fase crónica de la lesión (8 semanas).

Los gráficos de la Figura 1E comparan las grabaciones realizadas 48 horas antes de la lesión por contusión T3 y durante los dos primeros días posteriores a la lesión (48 horas después de la lesión). Tras la LME, los gráficos muestran presión arterial elevada indicada por aumento de SBP, DBP y MAP (Figuras 1E (i), (ii), (iii)). Los resultados post-LM mostraron un aumento de las fluctuaciones en la frecuencia cardíaca (Figura 1E (iv)), irregularidades en la temperatura corporal central (Figura 1E (v)) y una reducción de la actividad (Figura 1E (vi)). Además, la LM alteró los ritmos día-noche en SBP, DBP, MAP, FC, temperatura corporal central y actividad.

figure-results-1
Figura 1: Esquema de la colocación y aplicación del implante de telemetría tras una lesión por contusión torácica grave alta (T3). Inserción de un implante telemétrico in vivo en la aorta descendente de una rata (A), seguida de una contusión torácica alta grave (T3) con un impactador IH (Fuerza = 400 kdyn con tiempo de permanencia de 5 s) 2 semanas después (B). Montaje representativo de la grabación telemétrica mediante un sistema de monitorización informatizado con el software Ponemah (C). Traza representativa (datos obtenidos con una tasa de registro de 2 s) de ratas hembras que muestran disreflexia autonómica (EA) 8 semanas después de la lesión medular (LM). La línea de puntos verde indica un estímulo (D) de distensión colorrectal (ECR) de 1 minuto, y una media representativa de 48 h. i. presión arterial sistólica (SBP), ii. Presión arterial diastólica (DBP), iii. presión arterial media (MAP), iv. frecuencia cardíaca (FC), v. temperatura corporal central (temperatura corporal central) y VI. actividad antes y después de la LME (E). Las regiones sin sombrear y sombreada representan ciclos de luz de 12 horas y ciclos oscuros de 12 horas, respectivamente. "0" indica luces encendidas, y "12" indica luces apagadas. Las barras de error representan la media ± SEM (n = 3). Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

Discusión

Colocar un implante telemétrico en la aorta descendente proporciona un método fiable para medir parámetros cardiovasculares, la temperatura corporal central y la actividad animal. La telemetría ofrece claras ventajas frente a las técnicas no telemétricas. Permite la recogida de datos de animales despiertos y en movimiento libre, eliminando los efectos confusos de la anestesia, que puede alterar la presión arterial y la frecuenciacardíaca 21,27. A diferencia de los métodos no telemétricos, la telemetría previene el estrés térmico y de contención animal, asegurando mediciones cardiovascularesprecisas 23,28. Permite un seguimiento continuo de la presión arterial, frecuencia cardíaca, temperatura corporal central y actividad durante semanas o incluso meses, mientras que los procedimientos no telemétricos solo registran de forma intermitente21, 28 y 29. En general, la monitorización telemétrica proporciona mayor precisión y exactitud que los enfoques notelemétricos 27.

Los métodos telemétricos disminuyen el estrés físico y fisiológico, preservando el comportamiento natural y asegurando el cumplimiento de las directrices de bienestaranimal 27. Su alta precisión y menor variabilidad en comparación con técnicas no telemétricas disminuyen el número de animales requeridos y aumentan la potenciaestadística 21,23. La telemetría también ofrece un fuerte valor traslacional en el descubrimiento de fármacos y la investigación cardiovascular, ya que los datos se asemejan mucho a las respuestas fisiológicashumanas 28. En conjunto, el enfoque telemétrico es superior y éticamente preferible a los métodos no telemétricos.

La colocación telemétrica del implante en la aorta descendente de ratas ofrece varias ventajas para la investigación en LM en comparación con la colocación en las arterias carótidas o femorales, que sirven como sitios alternativos de implante en modelos animales. Al ser un vaso central grande, la aorta descendente proporciona mediciones estables y representativas de la presión arterial y la frecuencia cardíaca, indicadores críticos para evaluar la disfunción cardiovascular tras laLME 30,31. La implantación en este lugar minimiza la interferencia con el flujo sanguíneo de la extremidad y reduce el riesgo de isquemia y otras complicaciones que a menudo se asocian con la colocación de la arteriaperiférica 30,31. También permite el seguimiento continuo de los parámetros cardiovasculares basales y la disreflexia autonómica, ambos cruciales en la investigación sobre LM24. La implantación en la arteria femoral puede comprometer el suministro de sangre a la extremidad posterior ipsilateral, lo que podría afectar los resultados experimentales y el bienestar animal32,33. Aunque técnicamente es más sencilla, la implantación de la arteria carótida conlleva riesgos como ictus o complicaciones neurológicas debido a su proximidad a la circulación cerebral, lo cual es indeseable en estudios centrados en efectos cardiovascularesperiféricos. Por lo tanto, la implantación en la aorta descendente proporciona un sitio fiable, minimiza complicaciones locales y mejora tanto el rigor experimental como el valor traslacional de los datos recogidos de animales conscientes y en movimiento libre. Se encuentran varios desafíos comunes al colocar implantes telemétricos en la aorta descendente.

Mediante prueba y error, el procedimiento se optimizó para superar los siguientes obstáculos: (1) Inflamación abdominal: Se observó inflamación abdominal en ratas tanto en etapas aguda como crónica tras cirugía de implante telemétrico. Para mitigar esto, se implementó un régimen postoperatorio que consistía en el analgésico buprenorfina y el meloxicam antiinflamatorio, lo que resultó en una menor incidencia de inflamación abdominal. Anteriormente, en cada cohorte, algunos animales desarrollaban abdominales hinchados y firmes y finalmente morían. Durante la extracción del implante, la cavidad abdominal a menudo contenía líquido transparente o, en algunos casos, líquido marrón con un olor penetrante. Este régimen redujo la tasa de inflamación aproximadamente entre un 70% y un 80% en comparación con los animales que se sometieron a cirugía sin él; (2) Sangrado extenso durante la disección de la aorta descendente desde la vena cava: Utilizar pinzas finas (pinzas de microdisección y pinzas de acabado espejo) para separar suavemente la aorta descendente de la vena cava mediante disección roma (hold and tear). Evita cortar entre ambos con tijeras o cuchilla, ya que puede causar hemorragias extensas debido a la ruptura de la vasculatura subyacente; (3) Inserción del implante telemétrico en la capa superficial: Durante la perforación descendente de la aorta, asegúrese de que la aguja atraviese las tres capas de la pared superior y no solo la superficial. El supurio de sangre tras la perforación indica que todas las capas de la pared superior están perforadas. El implante telemétrico no registrará correctamente si el catéter de presión se inserta solo en la capa superficial; (4) Inserción de longitud incorrecta del catéter: Utilice un microscopio durante y/o después de la inserción del implante para asegurar que el catéter de presión cruce el hilo de oclusión. El implante no funcionará correctamente si la longitud del catéter insertado es incorrecta; (5) Fuga de sangre por la aorta descendente: Dejar secar el adhesivo entre 30 y 45 segundos tras la inserción del implante. Esto asegura que la perforación en la aorta descendente esté completamente sellada y no sanbre. Vuelve a sellar si hay un sangrado leve debido al reflujo sanguíneo. Evitar tirar de la punta del catéter de presión del implante mientras sutura el cuerpo del implante al lateral de la pared abdominal, ya que esto puede causar sangrado; (6) Ratas que extirpan suturas abdominales: Las ratas pueden morder y retirar suturas, lo que puede causar daños en la piel y órganos internos. Para reducir esto, utiliza suturas ininterrumpidas con un nudo cuadrado para cerrar la pared abdominal. Para el cierre de la piel, aplica suturas continuas intradérmicas para minimizar el acceso del animal a las suturas y nudos. Aplica un collar electrónico durante 3 días después de la operación para restringir aún más el acceso. Asegúrate de que el ajuste sea ceñido pero no restrictivo colocando un dedo índice entre el collar y el cuello de la rata; (7) Isquemia de la extremidad posterior: Anteriormente, la aorta estaba ocluida en dos ubicaciones: una en la aorta descendente, 0,5 cm por debajo de la arteria renal, y otra por encima de la bifurcación ilíaca. La técnica de bioclusión ayudó a mantener la arteria tensa, facilitando una colocación más suave del implante y limitando el reflujo sanguíneo. Sin embargo, en algunos animales provoca isquemia de las extremidades posteriores si la inserción del catéter no se realiza rápidamente. Actualmente, se realiza una monooclusión 0,5 cm por debajo de la arteria renal, que elimina eficazmente la isquemia de la extremidad posterior en ratas. Con la bioclusión, se observó aproximadamente un 20%-30% de isquemia, mientras que la monooclusión eliminó completamente la isquemia de las extremidades posteriores.

Aplicaciones

Los implantes telemétricos (HD-S10) son dispositivos activados magnéticamente diseñados para registrar diversos parámetros fisiológicos en modelos animales pequeños. La colocación de estos implantes en la aorta descendente es un método preciso y fiable para el monitoreo hemodinámico continuo en animales sin restricciones, sin anestesia y en movimiento libre. Esta metodología permite a los investigadores preclínicos realizar evaluaciones en tiempo real de diversos parámetros cardiovasculares, temperatura y actividad animal en el contexto de la modelización de enfermedades, como LME, evaluación de la eficacia de fármacos y cambios diurnos en parámetros de función autónoma. Los investigadores pueden obtener datos fisiológicos completos de un único implante telemétrico en un animal, cubriendo tanto puntos temporales agudos como crónicos, lo que lo convierte en una técnica eficiente. La Figura 1 destaca esta aplicación de telemetría y otras que se utilizan actualmente en el laboratorio.

Los parámetros hemodinámicos, incluyendo SBP, DBP y MAP, pueden registrarse tanto en periodos agudos como crónicos. Monitorizar el ritmo de actividad en reposo las 24 horas puede servir como un marcador fiable de los efectos agudos de la LM34. El monitoreo simultáneo de la frecuencia cardíaca permite detectar la variabilidad de la frecuencia cardíaca, incluyendo taquicardia y bradicardia. Comparar las fluctuaciones de la presión arterial y la frecuencia cardíaca antes y después de la LM permite a los investigadores comprender cómo cambia la fisiología cardiovascular tras una lesión. Un ritmo diario robusto en los parámetros cardiovasculares, la temperatura corporal central y la actividad es importante para mantener la homeostasis fisiológica y la salud general. Los cambios en la temperatura corporal central diurna también indican una termorregulación alterada tras laLME 34. Está bien establecido que la LM es un síndrome de cuerpo entero. Por lo tanto, incorporar resultados basados en telemetría permite a los investigadores recopilar datos completos de actividad post-LM más allá de la recuperación locomotora, que normalmente se evalúa de forma aislada.

Sin embargo, existen ciertas limitaciones de esta técnica que deben considerarse. La colocación de una sonda telemétrica en la aorta descendente es un procedimiento complicado y, por tanto, requiere experiencia microquirúrgica. El implante puede desplazarse más tarde por diversas razones, incluyendo un mal manejo durante la expresión de la vejiga en ratas con lesión medular, infección, irritación tisular o formación de coágulos internos. El registro cardiovascular se verá afectado si ocurre alguno de estos casos; Los datos deben excluirse. Además, si una rata no se recupera adecuadamente, los datos cardiovasculares iniciales pueden verse comprometidos. La instalación telemétrica y los implantes son caros y requieren software y equipos especializados para la adquisición de datos. Una LM grave puede posiblemente provocar un aumento de la mortalidad; Por lo tanto, es necesario planificar cuidadosamente el número de animales para mantener el poder estadístico global del estudio.

En general, evaluar las disfunciones cardiovasculares, la temperatura corporal central y la actividad mediante telemetría tras LME, tanto en periodos agudos como crónicos, es fundamental para comprender el impacto de la lesión en la salud cardiovascular, el bienestar general y para diseñar posibles intervenciones.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

La publicación fue posible gracias a R01 NS116068, la beca Craig H Nielsen Foundation para SK (CHNF 1341200) y el metabolismo del SNC (CNS-Met) de la Universidad de Kentucky (P20 GM148326). Queremos agradecer a la División de Recursos para Animales de Laboratorio (DLAR) por su apoyo y cooperación.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Pinzas angularesQuirúrgicos de Dumont, SuizaS& T 00571Cirugía telemétrica
Suturas absorbibles (5-0), monofilamentoCovidien LLC, EE. UU.UM-213Cirugía telemétrica y T3
Actril esterilizante en fríoMinntech renal systems, EE. UU.P/N 78270-000Cirugía telemétrica
Lágrimas artificialesHenry Schein, EE. UU.NDC 11695-6832-1Cirugía telemétrica y T3
BuprenorfinaHospira, Inc., EE.UU. y NBSP;0409-2012-32Cirugía telemétrica y T3
Aplicadores con punta de algodónVWR Norteamérica, EE. UU.89031-272Cirugía telemétrica y T3
CuretteWorld Precision Instruments, EE. UU.503753Cirugía T3
collar electrónicoHenry s Fresh and Healthy Pet Food, EE. UU.RC404 VS- medianoCirugía telemétrica
Afeitadora eléctricaRemington, EE.UU. y nbsp;HC-5855Cirugía telemétrica y T3
EnrofloxacinaNorbrook laboratories limited, Reino Unido555529-154-01Cirugía telemétrica y T3
Pinzas de peces (Micro-Adson)F.S.T., Alemania11006-12Cirugía telemétrica y T3
Esponjas calibradorasCorporación Dukal, EE. UU.DUK4162Cirugía telemétrica y T3
Detergente Haemo-SolHaemo-Sol International, EE. UU.026-050Cirugía telemétrica
Portaagujas HalseyF.S.T., Alemania12500-12Cirugía telemétrica y T3
Almohadilla térmicaSunbeam, EE. UU.PN126985-LCirugía telemétrica y T3
Peróxido de hidrógeno (3%)Medline Industries, Inc, EE. UU.MDS098001ZCTCirugía telemétrica y T3
Horizonte Infinito, IHSistemas de Precisión e Instrumentación, EE. UU.IH-0400Cirugía T3
IsofluranoAnimal Health International, Inc., EE. UU.78949580Cirugía telemétrica
KetaminaCovetrus, EE. UU.80524Cirugía T3
ImánData Science International, Inc., EE. UU.N/ACirugía telemétrica
MeloxicamProductos Dechra Veternary, EE.UU. y nbsp;17033-051-20Cirugía telemétrica y T3
Pinza de microdisección  World Precision Instruments, Suiza504515Cirugía telemétrica
Pinzas de acabado espejoQuirúrgicos de Dumont, Suiza11251-23Cirugía telemétrica
Separador muscular (grande; 1)F.S.T., Alemania17007-08Cirugía telemétrica
Separadores musculares (pequeños, 2)Wexler Chirurgical, EE. UU.TL0086.1Cirugía T3
Aguja, 21G (doblado para pinchar)Aguja de deslizamiento de precisión BD, Becton, Dickinson and company, EE. UU.5296673Cirugía telemétrica
Suturas no absorbibles (4-0) Suturas de polipropilenoDEMETECH Corporation, EE. UU.PM194013F13MCirugía telemétrica
Hilo de oclusión (seda)Clover Needlecraft, Inc, Japón96Cirugía telemétrica
Ponemah SoftwareData Science International, Inc., EE. UU.N/ACirugía telemétrica
Povidona- yodo (Betadine) (5%)Avrio Health, EE. UU.304968-08Cirugía telemétrica y T3
Prensa y SelladoGlad, EE. UU.CLO70441Cirugía telemétrica y T3
Regel-KitData Science International, Inc., EE. UU.276-0038-001Cirugía telemétrica
Empuñadura de bisturíF.S.T., Alemania91003-12Cirugía telemétrica y T3
Tijeras (pequeña, fina)F.S.T., Alemania14959-11Cirugía telemétrica y T3
Cloruro de sodio (0,9%)Vetivex, EE. UU.17033-492-50Cirugía telemétrica
SomnofloKent Scientific Corp., EE. UU.SF-01Cirugía telemétrica
Grapas  Fine Science Tools, EE. UU.12022-09Cirugía T3
Compresas estériles para preparar alcoholCorporación Dukal, EE. UU.  65517-0002-1Cirugía telemétrica y T3
Guantes estérilesMcKESSON, EE. UU.20-1065NCirugía telemétrica y T3
Cortinados estériles para toalla (18" X26")Dynarex Corporation, EE. UU.DYA4410Cirugía telemétrica y T3
Cirugía bajo compresas (17" X24")Corporación Dukal, EE. UU.22-415-758Cirugía telemétrica y T3
Cuchilla quirúrgica (nº 11)Integra Lifesciences Production Corporation, Japón2029-03--01Cirugía telemétrica y T3
Implante telemétrico HD-S10Data Sciences International, Inc., EE. UU.270-0180-001XCirugía telemétrica
TransistorData Science International, Inc., EE. UU.N/ACirugía telemétrica
Crema triple antibióticaCosette Pharmaceuticals, Inc., EE. UU.29-62231CPLNC1Cirugía telemétrica
Punzón de venaTecnologías de infusión Sai, IndiaVP-10Cirugía telemétrica
Vínculo veterinario3M Animal Care Products, EE. UU.34-8720-6521-3Cirugía telemétrica
Bombas de calentamiento de aguaC2Dx TP700 TCESS-95009-00Cirugía telemétrica y T3
XilazinaCovetrus, EE.UU. y nbsp;61035Cirugía T3

Referencias

  1. Bhattacharyya, S., Sahu, S., Kaur, S., Jain, S. Effect of low intensity magnetic field stimulation on calcium-mediated cytotoxicity after mild spinal cord contusion injury in rats. Ann Neurosci. 27 (2), 49-56 (2020).
  2. Hagen, E. M. Acute complications of spinal cord injuries. World J Orthop. 6 (1), 17-23 (2015).
  3. Hagen, E. M., Rekand, T., Gronning, M., Faerestrand, S. Cardiovascular complications of spinal cord injury. Tidsskr Nor Laegeforen. 132 (9), 1115-1120 (2012).
  4. Kaur, S., Jain, S., Bhardwaj, R., Kumaran, S. S., Kochhar, K. P. Modulation of the biphasic pattern of cortical reorganization in spinal cord-transected rats by external magnetic fields. J Biosci. 50, 71(2025).
  5. Furlan, J. C., Fehlings, M. G. Cardiovascular complications after acute spinal cord injury: pathophysiology, diagnosis, and management. Neurosurg Focus. 25 (5), E13(2008).
  6. Cragg, J. J., Noonan, V. K., Krassioukov, A., Borisoff, J. Cardiovascular disease and spinal cord injury: results from a national population health survey. Neurology. 81 (8), 723-728 (2013).
  7. Grossmann, F., Flueck, J. L., Perret, C., Meeusen, R., Roelands, B. The thermoregulatory and thermal responses of individuals with a spinal cord injury during exercise, acclimation and by using cooling strategies-A systematic review. Front Physiol. 12, 636997(2021).
  8. Grigorean, V. T., et al. Cardiac dysfunctions following spinal cord injury. J Med Life. 2 (2), 133-145 (2009).
  9. Weaver, L. C., Flemfing, J. C., Mathias, C. J., Krassioukov, A. V. Disordered cardiovascular control after spinal cord injury. Handb Clin Neurol. 109, 213-233 (2012).
  10. Partida, E., Mironets, E., Hou, S., Tom, V. J. Cardiovascular dysfunction following spinal cord injury. Neural Regen Res. 11 (2), 189-194 (2016).
  11. Garshick, E., et al. A prospective assessment of mortality in chronic spinal cord injury. Spinal Cord. 43 (7), 408-416 (2005).
  12. Krassioukov, A. V., Furlan, J. C., Fehlings, M. G. Autonomic dysreflexia in acute spinal cord injury: an under-recognized clinical entity. J Neurotrauma. 20 (8), 707-716 (2003).
  13. Eldahan, K. C., Rabchevsky, A. G. Autonomic dysreflexia after spinal cord injury: systemic pathophysiology and methods of management. Auton Neurosci. 209, 59-70 (2018).
  14. Karlsson, A. K. Autonomic dysreflexia. Spinal Cord. 37, 383-391 (1999).
  15. Canon, S., et al. Autonomic dysreflexia during urodynamics in children and adolescents with spinal cord injury or severe neurologic disease. J Pediatr Urol. 11 (1), 32.e1-32.e4 (2015).
  16. Lindan, R., Joiner, E., Freehafer, A. A., Hazel, C. Incidence and clinical features of autonomic dysreflexia in patients with spinal cord injury. Paraplegia. 18 (5), 285-292 (1980).
  17. Ho, C. P., Krassioukov, A. V. Autonomic dysreflexia and myocardial ischemia. Spinal Cord. 48 (9), 714-715 (2010).
  18. Wan, D., Krassioukov, A. V. Life-threatening outcomes associated with autonomic dysreflexia: A clinical review. J Spinal Cord Med. 37 (1), 2-10 (2014).
  19. Kalra, D. K., Raina, A., Sohal, S. Neurogenic orthostatic hypotension: State of the art and therapeutic strategies. Clin Med Insights Cardiol. 14, 1179546820953415(2020).
  20. Kim, M. J., Farrell, J. Orthostatic hypotension: A practical approach. Am Fam Physician. 105 (1), 39-49 (2022).
  21. Braga, V. A., Prabhakar, N. R. Refinement of telemetry for measuring blood pressure in conscious rats. J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (3), 268-271 (2009).
  22. Chinnadurai, S. K., et al. Comparison of an implantable telemetry device and an oscillometric monitor for measurement of blood pressure in anaesthetized and unrestrained green iguanas (Iguana iguana). Vet Anaesth Analg. 37 (5), 434-439 (2010).
  23. Harrison, D. G., et al. Tail-cuff versus radiotelemetry to measure blood pressure in mice and rats. Hypertension. 81 (1), 3-5 (2024).
  24. Rabchevsky, A. G., et al. Effects of gabapentin on muscle spasticity and both induced as well as spontaneous autonomic dysreflexia after complete spinal cord injury. Front Physiol. 3, 329(2012).
  25. Squair, J. W., White, B. A., Bravo, G. I., Martin Ginis, K. A., Krassioukov, A. V. The economic burden of autonomic dysreflexia during hospitalization for individuals with spinal cord injury. J Neurotrauma. 33 (15), 1422-1427 (2016).
  26. Squair, J. W., et al. Minocycline reduces the severity of autonomic dysreflexia after experimental spinal cord injury. J Neurotrauma. 35 (24), 2861-2871 (2018).
  27. Niemeyer, J. E. Telemetry for small animal physiology. Lab Anim (NY). 45 (7), 255-257 (2016).
  28. Cruz-López, E. O., Merkus, D., Danser, A. H. J. Blood pressure monitoring through radiotelemetry: exploring the viability of its application in multihoused small laboratory animals. Hypertension. 81 (5), 947-950 (2024).
  29. Molcan, L. Telemetric data collection should be standard in modern experimental cardiovascular research. Physiol Behav. 242, 113620(2021).
  30. Wang, Y., et al. Artificial intelligence measuring the aortic diameter assist in identifying adverse blood pressure status including masked hypertension. Postgrad Med. 134 (1), 111-121 (2022).
  31. DePaolo, J., et al. Relationship between ascending thoracic aortic diameter and blood pressure: a Mendelian randomization study. Arterioscl Throm Vas. 43 (2), 359-366 (2023).
  32. Hou, S., Blesch, A., Lu, P. A radio-telemetric system to monitor cardiovascular function in rats with spinal cord transection and embryonic neural stem cell grafts. J Vis Exp. (92), e51914(2014).
  33. Marie, B., et al. Carotid versus femoral access for transcatheter aortic valve replacement: comparable results in the current era. Eur J Cardiothorac Surg. 60 (4), 874-879 (2021).
  34. Gaudet, A. D., et al. Spinal cord injury in rats disrupts the circadian system. eNeuro. 5 (6), (2018).

Reimpresiones y permisos

Etiquetas

Implantes telem tricosregistro de la presi n arterialmonitorizaci n de la frecuencia card acatemperatura corporal centralseguimiento de la actividad animalcirug a de la aorta descendentedisfunci n auton mica
In Vivo Telemetría para registrar parámetros cardiovasculares a largo plazo, temperatura y actividad en modelos de ratas con lesión medular
Contáctenos
Recomendar a la biblioteca

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados.