Este protocolo presenta una técnica de trasplante cardíaco heterotópico cervical sin manguito y basada en sutura, diseñada para permitir la colocación fiable de un segundo injerto cardíaco heterotópico para evaluar la tolerancia inmunitaria específica del donante bajo condiciones fisiológicas con mínima interferencia de material extraño.
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Artículo de método
Modelo cervical basado en suturas sin manguito para trasplante cardíaco heterotópico secundario con el fin de evaluar la tolerancia inmunitaria específica del donante en ratones
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En este artículo
Resumen
Resumen
El trasplante cardíaco heterotópico murino es un modelo bien establecido para investigar el rechazo de aloinjertos y la tolerancia inmunitaria. En los estudios de tolerancia, a menudo se requiere la colocación de un segundo injerto cardíaco heterotópico para evaluar la especificidad del donante, proporcionando la región cervical un sitio anatómico ideal. Aunque las técnicas basadas en manguito simplifican las anastomosis vasculares, estos métodos introducen materiales artificiales que pueden promover la inflamación perianastomótica, alterar la hemodinámica y confundir los análisis inmunológicos. Además, el estrechamiento de los vasos resultante de modificaciones genéticas, tratamientos inmunosupresores, edad avanzada del receptor o condiciones experimentales crónicas puede dificultar técnicamente la colocación de los manguitos en vasos de calibre pequeño. Aquí presentamos una técnica sin manguito y basada en suturas para el trasplante de corazón cervical heterotópico en ratones. Este método evita el uso de polímeros intraluminales, preserva el flujo sanguíneo fisiológico y reduce las complicaciones asociadas a la dinámica alterada del flujo. El protocolo incluye una preparación meticulosa tanto de los vasos donantes como receptores, microanastomosis de extremo a extremo de la arteria carótida y la vena yugular externa, evaluaciones intraoperatorias de la permeabilidad y estrategias de monitorización postoperatoria. Al minimizar el uso de materiales artificiales y adaptarse a vasos de pequeño calibre, esta técnica sin manguito establece una base fisiológica y reproducible para el trasplante cardíaco secundario. Este enfoque permite estudios mecanicistas rigurosos de tolerancia específica del donante en modelos de trasplante cardíaco murino.
Introducción
El trasplante de corazón es una intervención que salva vidas para pacientes con insuficiencia cardíaca terminal1. Los receptores con aloinjertos cardíacos requieren terapia inmunosupresora de por vida para evitar elrechazo 2. A pesar de la inmunosupresión, la supervivencia a largo plazo del injerto sigue comprometida por el rechazo agudo y crónico, especialmente el rechazo mediado por anticuerpos (RAM) y la vasculopatía aloinjerto cardíaca (CAV)3. Además, estos regímenes conllevan efectos secundarios significativos, incluyendo nefrotoxicidad, síndrome metabólico, infecciones y malignidades, que reducen tanto el injerto como la supervivencia del paciente 2,4. Estos desafíos subrayan la urgente necesidad de tolerancia inmunitaria, un estado en el que el sistema inmunitario del receptor acepta el injerto del donante sin necesidad de inmunosupresión de por vida5. Lograr tolerancia eliminaría las toxicidades relacionadas con los fármacos, reduciría el riesgo de infección y malignidad, preveniría lesiones aloinmunes crónicas y permitiría la retirada de esteroides, mejorando así el control metabólico y preservando la función del injerto. Aunque las estrategias de tolerancia múltiple han mostrado potencial en modelos animales, incluyendo quimerismo mixto, bloqueo coestimulatorio, infusiones celulares reguladoras y enfoques dirigidos a genes, la traducción clínica sigue siendolimitada 6,7,8,9. Una barrera importante es la necesidad de modelos in vivo fiables que prueben rigurosamente la tolerancia específica deldonante 5.
El trasplante de corazón heterotópico murino es un modelo experimental potente y ampliamente utilizado para estudiar los mecanismos del rechazo y tolerancia de aloinjertos 10,11,12,13,14. La disponibilidad de cepas de ratón definidas genéticamente y modelos transgénicos permite una disección rigurosa de las vías inmunitarias implicadas en la lesión por injerto y la regulación 9,15,16. En estudios de tolerancia, a menudo se requiere un segundo trasplante de corazón heterotópico, ya sea compatible con donante o de terceros, para evaluar la especificidad del donante en la regulacióninmunitaria 13,17,18. La región cervical proporciona un sitio anatómico ideal para este segundo trasplante, ofreciendo acceso quirúrgico directo, monitorización fiable del injerto mediante palpación o imagen, y una extracción eficiente de tejidos para análisis inmunológicos e histológicosposteriores 8,19. Estas características hacen que el modelo cervical sea especialmente valioso para investigar los mecanismos de inducción y rechazo de tolerancia en una amplia variedad de entornos de trasplante.
En las últimas tres décadas se han descrito varias técnicas de trasplante de corazón cervical heterotópico utilizando suturas. Los primeros trabajos establecieron que el cuello es un lugar viable para la implantación de injertos y la monitorización funcional directa mediante anastomosis extremo a extremo basadas en sutura entre los vasos del donante y el sistema carótido y yugular delreceptor 20. Otros grupos han reportado configuraciones de manguito sin manguito como medio alternativo para asegurar la arteria pulmonar donante o la aorta a la vasculaturacervical 21. Se ha propuesto un modelo cervical novedoso basado en suturas de extremo a lado para preservar la continuidad carótida nativa y aproximar más de cerca la geometría de la anastomosis abdominalestándar de extremo a lado 22. En conjunto, estos enfoques destacan la versatilidad del sitio cervical e ilustran los compromisos necesarios entre la complejidad técnica, la hemodinámica y la cantidad de material extraño en la interfaz anastomótica.
Una técnica de anastomótica vascular ampliamente aplicada en el trasplante de corazón cervical murino es la técnica del manguitointraluminal 23,24,25,26. Las técnicas cervicales basadas en manguito introducen stents intralumínicos para simplificar las anastomosis microvasculares y aumentar las tasas de éxito técnico, especialmente en microcirujanos menosexperimentados 24,25,26. Mientras que los enfoques basados en manguito simplifican el desafío técnico de conectar vasos, esta técnica introduce material extraño en el sitio anastomótico. La presencia de polímeros puede promover la inflamación perianastomótica, alterar la hemodinámica local y potencialmente confundir los análisisinmunitarios 27,28. Además, el estrechamiento de los vasos receptores, ya sea debido a cepas de ratón modificadas genéticamente, tratamientos inmunosupresores, edad avanzada del receptor o condiciones experimentales crónicas, puede dificultar técnicamente la colocación de los manguitos en vasos de calibrepequeño 29.
Para abordar estas limitaciones, desarrollamos una técnica totalmente libre de manguito y basada en suturas para el trasplante cardíaco heterotópico cervical. En esta configuración, la arteria carótida receptora se anastomosa de extremo a extremo respecto a la aorta ascendente del donante, y la vena yugular externa del receptor se anastomosa extremo con extremo al tronco pulmonar donante, proporcionando un flujo directo de entrada y salida para la perfusión coronaria (Figura 1A). Al minimizar el uso de material sintético intraluminal, este enfoque evita el contacto directo polímero-sangre en el sitio anastomótico y resulta conceptualmente atractivo para estudios centrados en respuestas inmunitarias e inflamatorias locales. El método implica una preparación meticulosa tanto de los vasos donantes como del receptor, así como microanastomosas extremo a extremo de la arteria carótida y la vena yugular externa. Además, se realiza una evaluación de la permeabilidad intraoperatoria y un seguimiento postoperatorio. En la práctica, este modelo cervical sin manguito se aplica cuando se requiere un injerto cardíaco secundario para comprobar la tolerancia específica del donante tras un injerto abdominal con supervivencia a largo plazo, especialmente en ratones transgénicos o inmunosuprimidos con vasos de pequeño calibre. Sin embargo, la técnica también requiere conocimientos avanzados en microcirugía y acceso a un microscopio quirúrgico; A continuación se discuten limitaciones adicionales relacionadas con la ligadura carotídea y la selección del receptor. Al proporcionar una plataforma reproducible, esta técnica mejora tanto la fiabilidad de los modelos de trasplante secundario como apoya estudios mecanicistas de la tolerancia específica del donante en sistemas murinos. Este protocolo emplea anastomosis de extremo a extremo conectando la arteria carótida receptora con la aorta ascendente del donante y la vena yugular externa del receptor con el tronco pulmonar donante, proporcionando así una perfusión coronaria robusta del injerto (Figura 1B). Las anastomosis de extremo a extremo crean un patrón directo de entrada y salida que apoya de forma fiable la perfusión coronaria en este modelo.
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Protocolo
Los ratones fueron adquiridos a Jackson Laboratory. En este estudio se incluyeron ratones machos y hembras, de entre 6 y 10 semanas y con un peso de 20 a 30 g en el momento del primer trasplante cardíaco abdominal. Donantes y receptores fueron alojados bajo condiciones específicas libres de patógenos (SPF) en la instalación para roedores del Hospital General de Massachusetts. Todos los procedimientos se realizaron de manera humana conforme a las directrices del NIH para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Todos los experimentos con animales fueron aprobados y realizados bajo la supervisión del Comité Institucional de Cuidado y Uso Animal (IACUC) en el Hospital General de Massachusetts (número de protocolo 2020N000125). La Tabla de Materiales enumera todos los reactivos, instrumentos y equipos utilizados en este protocolo. Se requiere la aprobación de la IACUC antes de iniciar experimentos. Alojar y mantener todos los ratones conforme a las directrices institucionales y los estándares regulatorios aplicables.
1. Preparación de animales e instrumentos
- Antes de la cirugía, esteriliza todos los instrumentos exponiéndolos a vapor saturado a 250 °F (121 °C) bajo presión durante 20 minutos. Los instrumentos microquirúrgicos necesarios se muestran en la Figura 2. Protege las puntas de los instrumentos microquirúrgicos para evitar daños. Sustituye inmediatamente los instrumentos rotos o deformados para mantener tasas óptimas de éxito quirúrgico.
- Cuidados preoperatorios de receptores
- Este protocolo utiliza ratones receptores previamente implantados con un injerto cardíaco heterotópicoabdominal 10,11,12. Confirma que los receptores están sanos, que la incisión principal está completamente cicatrizada y libre de infección, y que el injerto abdominal sigue latiendo. Realizar este trasplante cervical secundario entre el día postoperatorio (POD) 50 - 100 después del injerto abdominal. Utilizar solo receptores con un injerto abdominal funcional, ya que este es un protocolode tolerancia 8,17.
- Ratones receptores rápidos durante 1 - 2 horas antes del procedimiento para minimizar el riesgo de aspiración. Administrar Ethiqa XR (buprenorfina de liberación prolongada, 3,25 mg/kg) y meloxicam (5 mg/kg) por vía subcutánea para analgesia. Ethiqa XR proporciona analgesia sostenida hasta 72 horasy 30 horas.
- Preparación de donantes
- Selecciona ratones donantes con compatibilidad sexual y edad de la cepa adecuada según el diseño del estudio. En los estudios de tolerancia inmunitaria con aloinjertos cardíacos, los grupos de donantes pueden incluir singénico (misma cepa que el receptor), donante alogénico (misma cepa que el donante principal de trasplante cardíaco abdominal) y tercero alogénico (cepa diferente tanto del donante principal como del receptor).
- Confirmar el estado de salud y el periodo adecuado de adaptación de todos los ratones donantes y receptores antes de la anestesia.
2. Anestesia
- Inducción y soporte de anestesia
- Induce anestesia con isoflurano al 1% - 2,5% en oxígeno (flujo de 1 - 2 L/min) utilizando un vaporizador de precisión en una cámara de inducción. Mantén la anestesia mediante un cono nasal o un tubo endotraqueal. Aplica el lubricante oftálmico veterinario en ambos ojos del ratón para evitar el sequeo corneal bajo anestesia.
- Confirma la profundidad de la anestesia por la ausencia de reflejo de retirada del pedal. Coloca al animal sobre una almohadilla térmica para mantener la temperatura corporal durante todo el procedimiento.
3. Extracción de corazón por donante
- Exposición de donantes
- Coloca al ratón donante en posición supina y asegura las extremidades con cinta. Elimina el vello y desinfecta la piel 3 veces con hisopos de alcohol isopropílico al 70%.
- Realiza una laparotomía de línea media seguida de una esternotomía de línea media con tijeras finas para exponer la cavidad abdominal y torácica. Moviliza suavemente los intestinos hacia el lado izquierdo con gasas humedecidas. Coloca una gasa empapada en suero bajo los intestinos para mantener la hidratación.
- Perfusión y extracción de corazón por donante
- Prepara solución salina heparinizada fría (125 UI/mL) y carga entre 0,2 y 0,3 mL en una jeringuilla de 0,5 mL.
- Ennula suavemente la vena cava inferior con una aguja o catéter de 26 - 30G. Perfundir lentamente 2 - 3 mL de suero fisiológico heparinizado en frío durante 30 s. Espera al menos 1-2 minutos para optimizar la heparinización.
- Realiza una toracotomía bilateral para exponer el corazón con la máxima visibilidad. Separa la jaula torácica anterior del lado dorsal y refúlvela hacia arriba, asegurándola con una aguja o pinza.
- Diseccionar de forma directa el tejido conectivo entre la aorta ascendente (AA) y el tronco pulmonar (PT; Figura 3A).
- Liga las venas cavas inferior y superior con 8 - 0 suturas de nailon cerca del corazón y transecta los vasos ligados distal a las ligaduras. Disecciona la fisioterapia de forma lo más distal posible.
- Liga las venas pulmonares izquierda y derecha junto con una sutura de nylon 6-0 y transecta los vasos ligados distalmente a la ligadura.
- Extirpe el corazón, preservando la longitud adecuada del AA mediante el transectamiento en el origen de la arteria braquiocefálica y la fisioterapia. Preserva la pared anterior de la fisioterapia el mayor tiempo posible. Recorta el AA y la fisioterapia para asegurar una anastomosis segura (Figura 3B).
- Colocar el corazón en una bandeja de cultivo celular de 60 mm llena de suero fisiológico normal frío y reperfundir suavemente el corazón del donante con 1 mL adicional de suero fisiológico heparinizado en frío (125 UI/mL) a través del AA o fisioterapia para eliminar cualquier sangre residual. Evita las inyecciones de alta presión para prevenir edemas miocárdicos o lesiones en los vasos. Ajusta los recipientes en la placa refrigerada según sea necesario.
- Coloque el corazón en solución fría de lactato de Ringer sobre hielo hasta la implantación. El corazón donante es mejor implantarlo dentro de los 90 minutos de isquemia fría y no debe conservarse más de 120 minutos.
4. Exposición del área cervical receptora
- Incisión y aislamiento de vasos
- Induce anestesia con isoflurano al 1% - 2,5% en oxígeno (flujo de 1 - 2 L/min) utilizando un vaporizador de precisión en una cámara de inducción. Mantén la anestesia con un cono nasal o un tubo endotraqueal. Confirma la profundidad adecuada de anestesia por la ausencia de reflejo de retirada del pedal. Inyectar 0,5 mL de solución salina normal tibia por vía subcutánea en la región dorsal del receptor para la reposición de líquidos.
- Coloca al receptor sobre una almohadilla térmica para mantener la temperatura corporal. Afeita toda la región cervical. Coloca al ratón en posición supina con la cola mirando hacia el operador. Inmoviliza la cabeza, las extremidades y la cola con cinta adhesiva, asegurando una fijación segura sin estirarte en exceso. Aplica una gota de lubricante oftálmico en cada ojo para evitar la sequedad. Desinfecta la piel cervical 3 veces con hisopos de alcohol isopropílico al 70%.
- Realizar una incisión longitudinal cutánea con una T invertida sobre el cuello desde el esternón hasta el ángulo mandibular derecho (Figura suplementaria 1A).
- Moviliza de forma contundente la vena yugular externa derecha (VEJ) desde la clavícula medial derecha hasta su confluencia mayor. Cauterizar y transectar pequeñas ramas del EJV (Figura 4B).
- Aislar el lóbulo derecho de la glándula tiroides y transectarlo mediante cauterización. Transectar el músculo esternomastoideo mediante cauterización para exponer la arteria carótida derecha (AC).
- Movilizar de forma directa la CA derecha tanto como sea posible por encima de la bifurcación carotídea (Figura 4C).
- Aplica una pequeña pinza vascular en la porción proximal de la CA. Coloca una ligadura de nailon 10 - 0 alrededor de la porción distal, a nivel de la bifurcación carotídea, para ocluir el flujo sanguíneo.
- Aplica una ligadura de nailon 10 - 0 en la parte proximal del EJV a nivel de la pinza CA. Una vez que el EJV se distiende, detenga la hemorragia de las pequeñas ramas previamente cauterizadas y seccionadas. Identificar la confluencia de las venas auriculares retromandibular y posterior a medida que se distiende la VEJ y aplicar una pequeña pinza vascular en esta confluencia para ocluir el flujo.
- Preparación de la anastomosis vascular
- Corta el EJV y el CA entre la ligadura y la pinza usando tijeras finas.
- Enjuaga las aberturas de los vasos con solución salina normal para eliminar la sangre y los coágulos. Mantén el campo quirúrgico húmedo durante todo el procedimiento de implantación del injerto.
5. Implantación de injerto
- Colocación de injertos
- Colocar el injerto de corazón donante boca abajo en la región cervical receptora, con la fisioterapia orientada lateralmente y la aorta ascendente (AA) orientada medialmente.
- Cubre el injerto con una gasa humedecida, dejando la fisioterapia y el AA expuestos. La gasa protege y estabiliza el injerto mientras mejora la visualización.
- Anastomosis de vasos sanguíneos
- Anastomosa el AA del donante de extremo a extremo al CA receptor usando 11 - 0 suturas de nailon mediante la técnica de manga y las mordeduras superficiales AA del donante a la CA del receptor. Evita la tensión excesiva (Figura 4D).
- Anastomizar la fisioterapia del donante de extremo a extremo al EJV receptor usando 11 - 0 suturas de nailon mediante la técnica de manga con las mordeduras superficiales del donante sobre el EJV del receptor. Evita la tensión excesiva (Figura 4E).
- Quita la pinza EJV distal. Retira la pinza CA proximal para restablecer el flujo sanguíneo (Figura 4F). El injerto debe llenarse inmediatamente de sangre, ponerse rojo y contraerse en 1-2 minutos (Vídeo suplementario 1). Aplica unas gotas de suero fisiológico normal caliente a 37 °C sobre el injerto para ayudar a restaurar la contractilidad.
- Comprime suavemente las zonas anastomóticas con puntas de algodón para lograr la hemostasia.
- Cierre de bolsillo
- Coloca el injerto de forma segura dentro del bolsillo cervical sin torcer ni comprimir los vasos y la tráquea.
- Cierra la incisión cervical con 6 - 0 suturas absorbibles mediante un simple punto interrumpido (Figura suplementaria 1B). No cubras el lugar de la cirugía con una venda; Deja la zona abierta al aire.
6. Cuidados postoperatorios y seguimiento
- Monitorización inmediata
- Coloca al animal en una cámara de recuperación tibia durante al menos 1 hora. Observa comportamientos anormales como desorientación, temblores o falta de marcha.
- Inyectar 0,3 mL de solución salina normal tibia por vía subcutánea para la sustitución de líquidos. Transfiere al receptor a una jaula nueva esterilizada suministrada con gel nutricional. Trasplantados en casa a los animales individualmente y no los devuelven a alojamientos grupales hasta que se recuperen completamente, según la movilidad y el comportamiento normales.
- Administrar Meloxicam (5 mg/kg, subcutáneo) cada 12 horas durante 72 horas postoperatorias. El cirujano y el veterinario examinan a los animales regularmente durante el periodo de recuperación.
- Eutanasiar humanamente si el animal presenta > pérdida de peso corporal del 20%, hinchazón severa en el lugar quirúrgico, signos de infección, letargo u otros indicios de malestar, utilizando inhalación de CO₂ según las directrices institucionales.
7. Puntos finales experimentales
- Recogida de tejidos
- Cosechar los injertos en momentos predeterminados para histopatología o análisis inmunológico. Para citometría de flujo e histopatología, recoger tejidos 2 a 3 días antes del cese esperado de la pulsación del injerto, basándose en experimentos preliminares.
- Recoge el injerto, bazo, ganglios linfáticos y muestras de sangre según lo requiera el diseño del estudio.
- Análisis de supervivencia
- Tiempo de supervivencia del injerto de registro, definido como el día en que cesa la pulsación palpable. Definir la supervivencia a largo plazo (tolerancia) en el trasplante secundario de corazón cervical como pulsación persistente del injerto de donante más allá de los 50 días posteriores al trasplante, con la histopatología confirmando la ausencia de grandes áreas de necrosis.
- Traza curvas de supervivencia de injertos usando el análisis de Kaplan-Meier.
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Resultados
Una visión esquemática del procedimiento de trasplante cardíaco heterotópico cervical sin manguito se muestra en la Figura 1. La vista microscópica de las anastomosis vasculares se muestra en la Figura 1A, donde la aorta ascendente del donante es anastomosa de extremo a extremo de la arteria carótida receptora y el tronco pulmonar donante es anastomizado extremo con extremo de la vena yugular externa receptora. La
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Discusión
Los modelos de trasplante de corazón murino han desempeñado un papel fundamental en el avance de nuestra comprensión de la inmunología del trasplante. Desde el desarrollo del modelo heterotópico abdominal original, estos sistemas se han utilizado para caracterizar los mecanismos celulares y moleculares del rechazo, probar nuevos regímenes inmunosupresores y evaluar modificaciones genéticas tanto en cepas de donante como de receptor 8,1...
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Divulgaciones
Los autores no declaran intereses en competencia.
Agradecimientos
Este trabajo fue apoyado por la subvención 23CDA1049388 de la American Heart Association a T.J.B. y la subvención de los Institutos Nacionales de Salud R01AI143887 a L.V.R.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 0,5 ml de insulina | Covidien | 8881600350 | Inyección subcutánea |
| Inyección de cloruro de sodio al 0,9% | BD | 1727170103 | Inyección intravenosa |
| Sutura de nylon 10-0 | AROSurgical Instruments | T04A10N07-13 | Para cirugía microscópica en ratones |
| Sutura de nylon 11-0 | ETHICON | 9016G | Para cirugía microscópica en ratones |
| Jeringuilla de 1 ml | BD | 309659 | Inyección intravenosa |
| 30G X 1/2 aguja | BD | 305106 | Inyección intravenosa |
| Jeringuilla de 3ml | BD | 309657 | Inyección intravenosa |
| Sutura de nylon 6-0 | ETHICON | J212H | Para cirugía microscópica en ratones |
| Placa de cultivo celular de 60 mm | FALCON | 353002 | Para la conservación de injertos |
| Fundas de aluminio de colores | Herramientas Científicas Fines | 20330-04 | Para ratones, la cirugía microscópica con instrumentos de desinfección |
| Puntas de algodón | Fisherbrand | 14-960-3M | Deja de sangrar |
| Pinzas Dumont #5 | Herramientas Científicas Fines | 11251-20 | Para cirugía microscópica en ratones |
| Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VI | GENÉRICOS DE RX | 86084010030 | Analgesia |
| Sissores finos | Herramientas Científicas Fines | 15400-12 | Para cirugía microscópica en ratones |
| Esponjas de gasa | MEDLINE | NON25334 | Proteger el injerto y el interstine |
| Lámpara de calor con base | Braintree Scientfic | HL-1B | Cuidados postquirúrgicos |
| Heparina sódica | Northstar Rxllc. | 72603-412-01 | Inyección intravenosa |
| Isoflurano | Anestésico y Anestesia Baxter Cuidados críticos | 1001936060 | Para anestesia y nbsp; |
| Hisopos de alcohol isopropílico | BD | 326895 | Desinfecta la piel antes de la cirugía |
| Microscopio | Carl Zeiss | 303294-9903 | Para cirugía microscópica en ratones |
| Mini recortadora | Braintree Scientfic | CLP-88 | Para la depilación de los ratones |
| Optixcare Eye Lube Plus | AVENTIX | OPX-4252 | Lubricante oftálmico para protección ocular durante la cirugía |
| Alloxato de Pivetal (Meloxicam) | PEVETAL | 21294589 | Analgesia |
| Kit portátil de instrumentos de cauterización | McKesson Argent | 42295143 | Para cirugía microscópica en ratones |
| Ringer' s solución amortiguada con lactato | Termo Científica | AAJ67572AP | Para la conservación de injertos |
| Almohadilla calefactante para pequeños animales | K& H | HM10 | Para cirugía de ratones |
| Cinta quirúrgica blanca Transpore | 3M | 7100115870 | Fija la extremidad, cabeza y cola de los ratones durante el procedimiento |
| Abrazadera vasal | Herramientas Científicas Fines | 00398-02 | Para cirugía microscópica en ratones |
Referencias
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