Aplicación avanzada de la electroforesis capilar en la detección de proteínas monoclonales en suero de alta resolución

Resumen

Aquí presentamos un protocolo para el análisis de proteínas séricas de alta resolución utilizando electroforesis capilar. Bajo un campo eléctrico de alto voltaje, las proteínas séricas migran a través de un capilar en función de la carga y la movilidad electroforética. El electroferograma resultante permite la detección, localización y cuantificación de picos de proteínas monoclonales.

Resumen

La inmunoglobulina monoclonal, también conocida como proteína M o paraproteína, se produce por la proliferación clonal de células plasmáticas o linfocitos B y actúa como un biomarcador clave para las gammopatías monoclonales. La detección y cuantificación precisa de la proteína M sérica es esencial para el diagnóstico temprano de la enfermedad, la clasificación clínica y el seguimiento terapéutico. Este protocolo describe un método que utiliza electroforesis capilar (EC) para la separación de proteínas séricas en alta resolución. Las proteínas se separan en un tampón alcalino bajo electroforesis de alto voltaje y se detectan mediante absorbancia ultravioleta, generando electroferogramas que permiten una visualización clara y cuantificación de picos proteicos monoclonales anormales. En comparación con los métodos tradicionales, la CE proporciona una mejor resolución de la región beta y permite un análisis automatizado y rápido con requisitos mínimos de manejo de muestras. Cinco electroferografías representativas demostraron migración de la proteína M en las regiones β1, β2 y γ, con niveles de proteína M de 0, 44,1% (45,8 g/L), 10,5% (8,6 g/L), 35,5% (28,4 g/L) y picos duales del 41,3% (46,0 g/L) y 12,4% (13,8 g/L). En un estudio retrospectivo de 700 muestras clínicas de suero, la CE logró una tasa de detección positiva del 51,86%, frente al 52,86% de la electroforesis por inmunofijación (IFE). Utilizando IFE como método de referencia, la CE demostró una sensibilidad del 92,70% y una especificidad del 93,94%. Estos hallazgos confirmaron que la CE es un enfoque rápido y automatizado para el cribado y cuantificación de la proteína M sérica en laboratorios clínicos rutinarios.

Introducción

Los trastornos relacionados con la proteína M se caracterizan por la presencia de una inmunoglobulina monoclonal (proteína M) en el sérico y/o la orina. Estas proteínas suelen ser secretadas por células plasmáticas clonales o linfocitos B y se asocian principalmente con discrasias malignas de células plasmáticas o gammopatías monoclonales^{benignas 1,2}. El espectro clínico de estas condiciones incluye gammopatía monoclonal de significado indeterminado (MGUS), plasmocitoma solitario (SPC), mieloma múltiple latente (SMM), mieloma múltiple (MM), leucemia de células plasmáticas (PCL), macroglobulinemia de Waldenström (WM), amiloidosis sistémica de cadena ligera (AL), linfoma no Hodgkin de células B (B-NHL) y otros trastornos linfoproliferativos de células B (LPD)³. Un estudio retrospectivo realizado en España informó que, entre estas condiciones, la MGUS es la más prevalente, representando el 54,1% de los casos, seguida por el MM (31,3%) y otras gammopatías malignas (14,6%). También es importante señalar que la proteína M puede producirse en respuesta a ciertas condiciones no neoplásicas, como el síndrome nefrótico⁵.

La prueba de la proteína M desempeña un papel fundamental en el diagnóstico y seguimiento de trastornos relacionados con la proteína^{M 6}. Sin embargo, el diagnóstico precoz sigue siendo un desafío clínico, ya que los pacientes con MM suelen ser asintomáticos en las primeras etapas, lo que lleva a un diagnóstico retrasado en una fase relativamente avanzada de la enfermedad. Aproximadamente el 1% de las personas con MGUS progresan anualmente a una enfermedad maligna, más comúnmente a MM, WM o SPC⁷. Aunque se cree que casi todos los casos de MM evolucionan a partir de MGUS, menos del 10% de los pacientes con MM tienen antecedentes documentados de diagnóstico previo de MGUS. Por consiguiente, la identificación oportuna de la proteína M en el suero y/o la orina puede proporcionar pistas valiosas para un diagnóstico precoz de estos trastornos, lo cual es crucial para mejorar la supervivencia y el pronóstico del paciente. Las investigaciones indican que los pacientes con MGUS identificados mediante cribado activo experimentan menos complicaciones que aquellos diagnosticados^{incidentalmente 8}. Durante el seguimiento terapéutico, la información sobre el isotipo y el patrón de migración electroforética de la proteína M es esencial para distinguir entre la recurrencia de la proteína monoclonal original y la aparición de bandas oligoclonales o de una proteína M^{reactiva secundaria 9}. La aparición de una nueva proteína M, observada a menudo tras un trasplante autólogo de células madre, se considera generalmente un indicador pronóstico favorable para la mayoría de los^{pacientes 10}. En consonancia con esta observación, los datos comparativos de supervivencia indican que los pacientes que desarrollan una proteína M secundaria presentan una supervivencia global mediana de 115,3 meses, en contraste con los 31,0 meses de aquellos que no la tienen¹¹.

La electroforesis de proteínas es una técnica analítica altamente sofisticada. Existen diversos métodos para detectar la proteína M sérica, incluyendo electroforesis de proteínas séricas (SPE), IFE, inmunotipado por electroforesis capilar (IT), ensayo de cadena ligera libre (FLC), detección de cadenas pesadas y ligeras (HLC) y espectrometría de masas (EM). Cada enfoque ofrece ventajas distintas y, al mismo tiempo, enfrenta limitaciones inherentes. La SPE puede subdividirse aún más en electroforesis en gel de agarosa (AGE) y EC. AGE, que utiliza un medio a base de agarosa, es un método sencillo y rentable, adecuado para una separación y análisis rápidos. Sin embargo, está limitada por una sensibilidad relativamente baja, con un límite típico de detección de 0,3-0,5 g/^{L 12}, lo que puede resultar en el fracaso en la detección de proteínas M de bajo volumen o baja concentración. Además, la técnica es susceptible a la flexión y deformación de bandas, lo que compromete la reproducibilidad.

El IFE es ampliamente reconocido como el estándar de oro para la tipificación de proteínas M. Tras la electroforesis inicial, se aplican anticuerpos específicos (anti-IgG, anti-IgA, anti-IgM, κ, λ) para formar bandas inmunoprecipitadas, lo que permite identificar el tipo de inmunoglobulina y el subtipo de cadena ligera. La IFE puede detectar la proteína M en concentraciones tan bajas como 0,05-0,15 g/L, proporcionando una sensibilidad superior a la SPE. A pesar de esta ventaja, se requiere un pretratamiento especializado para ciertas muestras, como aquellas que contienen polímeros de la proteína M, para asegurar la disociación con β-mercaptoetanol. Un tratamiento inadecuado puede conducir a resultados engañosos. Además, los pacientes que se someten a terapias combinadas novedosas (por ejemplo, regímenes que contienen daratumumab, bortezomib, dexametasona y talidomida/lenalidomida) pueden dar resultados falsos positivos en^{IFE 13}. Una limitación clave de la IFE es que solo proporciona resultados cualitativos, ya que no puede cuantificar los niveles de la proteína M y, por tanto, no es adecuada para monitorizar la eficacia^{terapéutica 14}. Entre los pacientes tratados, los resultados de IFE pueden mantenerse positivos incluso cuando la concentración de proteína M disminuye durante el tratamiento exitoso.

En cambio, TI emplea buffers capilares como medio de separación, ofreciendo una mayor resolución que el IFE convencional. No obstante, el proceso requiere pasos laboriosos de pretratamiento de muestras, como la mezcla de antisuero, lo que prolonga el flujo general de detección. Las FLC, que son cadenas ligeras de inmunoglobulinas (κ y λ) no unidas a cadenas pesadas, se cuantifican directamente en suero mediante anticuerpos que atacan sus epítopos de la "zona oculta", proporcionando una alta sensibilidad para detectar trastornos relacionados con la cadena ligera con un límite de detección tan bajo como 10–30 mg/L. En la MM, los niveles elevados de FLC en suero se correlacionan con la carga tumoral y permiten una evaluación más temprana de la respuesta al tratamiento, debido a su vida media más corta en comparación con las inmunoglobulinas^{intactas 15}. Sin embargo, su aplicación clínica debe combinarse con otros métodos diagnósticos, como la electroforesis, para descartar otras condiciones y garantizar una evaluación exhaustiva. Por ejemplo, una función renal alterada puede provocar niveles falsamente elevados en la cadena de la luz. Los ensayos HLC representan otro enfoque cuantitativo que utiliza anticuerpos dirigidos a los epítopos tanto en la cadena constante como en la ligera de la inmunoglobulina. Este diseño permite la cuantificación separada de emparejamientos de inmunoglobulinas específicos de un isotipo (por ejemplo, IgGκ e IgGλ), y la relación HLC derivada sirve como un indicador sensible de clonalidad. Sin embargo, los resultados pueden verse influenciados por los niveles de inmunoglobulina policlonal de fondo, y el método puede ser menos fiable al analizar variantes complejas de la proteína M. La EM ofrece una sensibilidad excepcional y permite una caracterización proteómica en profundidad de las proteínas M. Sin embargo, su aplicación está limitada por altos costes de equipo, procedimientos analíticos extensos y la especialización necesaria para la interpretación de datos.

La CE es una poderosa técnica analítica de separación que emplea capilares elásticos de sílice fundida como canales de separación y un campo eléctrico directo de alta tensión como fuerza motriz. Proporciona una separación de alta resolución aprovechando diferencias en la movilidad electroforética y/o el comportamiento de partición de los analitos objetivo. Desde sus inicios, la tecnología ha evolucionado desde configuraciones de un solo capilar hasta matrices capilares de alto rendimiento y dispositivos microfluídicos miniaturizados. Sus aplicaciones abarcan ahora campos diversos, incluyendo análisis farmacéutico, diagnóstico biomédico y clínico, pruebas de seguridad alimentaria y caracterización^{bioterapéutica 16,17}. La CE es cada vez más reconocida como una herramienta crucial para el cribado y el análisis cuantitativo de las proteínas M. Determina el porcentaje de proteína M en relación con la proteína total, que luego puede multiplicarse por la concentración total de proteínas para calcular los niveles absolutos de proteína M. Lo más notable es que su requisito mínimo de muestra lo hace especialmente adecuado para analizar muestras valiosas o con volumen limitado.

La CE ofrece tres ventajas técnicas clave. En primer lugar, su alta sensibilidad analítica (0,1–0,5 g/L) permite la detección efectiva de proteínas M de baja concentración, reduciendo así el riesgo de diagnósticos erróneos en condiciones como la MGUS y las enfermedades de cadena ligera. En segundo lugar, el flujo de trabajo totalmente automatizado elimina los errores subjetivos de interpretación inherentes a los métodos tradicionales de tinción basada en gel. Finalmente, el tiempo de ensayo se reduce significativamente a 15–20 minutos, notablemente más corto que los 60–90 minutos requeridos para la electroforesis convencional. Como técnica analítica clave entre la electroforesis en zonas y la cromatografía líquida, la CE realiza separación electroforética en una solución libre. Bajo un campo eléctrico aplicado, las moléculas de proteínas se separan principalmente por flujo electroosmótico dentro de un tampón alcalino a un pH específico. Tras la dilución con un tampón dedicado, las muestras se inyectan en el ánodo capilar bajo alto voltaje para iniciar una separación rápida y eficiente de proteínas, y luego se detectan en el cátodo a 200 nm. Tras cada ciclo analítico, los capilares se someten a una limpieza automatizada y reposición de tampón para procesar las muestras posteriores. La separación de proteínas ocurre en el siguiente orden: gamma-globulina, beta-2-globulina, beta-1-globulina, alfa-2-globulina, alfa-1-globulina y albúmina, lo que permite identificar anomalías en una o más fracciones de proteínas séricas. Cabe destacar que la CE proporciona una resolución mejorada dentro de la región beta, separándola claramente en componentes de globulina beta-1 y beta-2, proporcionando así información clínica más^{detallada 18}. Impulsada por la integración de la inteligencia artificial y los avances continuos en la detección multiparámetro, la CE está a punto de evolucionar hacia una modalidad de cribado de primera línea para la detección de proteínas M. Por ello, este protocolo describe el uso de la electroforesis capilar para la detección rápida, localización y análisis cuantitativo de proteínas monoclonales séricas en muestras clínicas.

Protocolo

El protocolo del estudio fue revisado y aprobado por el Comité de Revisión Ética del Hospital Popular Provincial de Guangdong (Número de aprobación: KY2025-176-01). Todos los participantes proporcionaron su consentimiento informado por escrito antes de la recogida de la muestra.

1. Preparación del material

NOTA: El kit de reactivos debe almacenarse a 2–30 °C y tener una vida útil de hasta 3 años.

1. Guarda el buffer de funcionamiento a 2–8 °C y deja que alcance la temperatura ambiente antes de usarlo. Una vez abierta, la solución permanece estable hasta 3 meses. Utiliza esta solución como tampón de flujo para la separación de proteínas séricas en electroforesis capilar.
   NOTA: El buffer de funcionamiento está listo para usarse con un pH de 9,9 ± 0,5. El kit de reactivos contiene tres botellas de 700 mL de tampón alcalino utilizado como tampón de funcionamiento para la separación de proteínas séricas.
2. Diluye 75 mL de fondo concentrado para enjuagar a 750 mL con agua desionizada antes de su uso. Guarda la solución diluida de enjuague a temperatura ambiente. Una vez abierta, la solución permanece estable hasta 3 meses. Utiliza esta solución para limpiar los tubos capilares tras la electroforesis.
   NOTA: La solución para enjuague contiene hidróxido de sodio y se utiliza para la limpieza capilar.
   PRECAUCIÓN: La solución de enjuague contiene hidróxido de sodio, una sustancia corrosiva que puede causar quemaduras graves. En caso de contacto visual, enjuaga inmediatamente con mucha agua y busca atención médica. Si la piel o la ropa se contaminan, quítate la ropa contaminada inmediatamente. Lleva siempre ropa protectora adecuada y usa protección ocular y facial.
3. Guarda las copas de reactivo en el paquete original sellado a 2–30 °C en un lugar limpio y seco. Utiliza las vasas de reactivo para la dilución de muestras en instrumentos totalmente automatizados.
4. Guarda el filtro sellado en un lugar seco a temperatura ambiente (15–30 °C). Utiliza los filtros desechables para filtrar soluciones tampón y agua desionizada.
5. Almacenar la solución de limpieza capilar (véase la Tabla de Materiales) a 2–8 °C y evitar la precipitación.
   NOTA: Cada botella de concentrado de solución de limpieza capilar (25 mL/botella) contiene enzimas proteolíticas, tensioactivos y otros aditivos. Los aditivos no son peligrosos en la concentración de aplicación y son necesarios para un rendimiento óptimo. La solución previene la obstrucción capilar y mantiene un rendimiento óptimo.
6. Utiliza agua desionizada filtrada con un tamaño de poro ≤ 0,45 μm, una conductividad inferior a 3 μS/cm y resistividad superior a 0,33 MΩ·cm. Cambia el agua a diario para evitar la contaminación microbiana. Utiliza esta agua para limpiar los tubos capilares del analizador de electroforesis.
7. Prepara una solución de hipoclorito de sodio que contenga un cloro disponible entre un 2 y un 3%. Utiliza esta solución para limpiar la sonda de muestra y eliminar proteínas adsorbedidas. Guarda la solución clorada de trabajo a temperatura ambiente en un recipiente cerrado. La solución permanece estable hasta durante 3 meses. No almacenes cerca de la luz solar, el calor, fuentes de ignición, ácidos o amoníaco.

2. Recogida de muestras

1. Asegúrese de que los pacientes ayunen un mínimo de 8–12 horas antes de la extracción de sangre.
2. Pide a los pacientes que descansen sentados o en posición supina durante 10–15 minutos para estabilizar la hemodinámica.
3. Prepara los siguientes suministros: agujas venosas desechables, tubos de recogida de sangre al vacío (tubos de suero), torniquete, hisopos de algodón estériles, desinfectante con alcohol o iodóforo al 75%, vendaje adhesivo médico y contenedor de residuos de riesgo biológicos.
   NOTA: La vena cubital mediana en la fosa del codo es el lugar preferido de la punción.
4. Aplica un torniquete a 3–5 cm por encima del lugar de la punción para engordar suficientemente la vena.
5. Desinfecta la piel con alcohol al 75% o iodóforo en un patrón espiral centrífugo desde el centro hacia fuera, cubriendo un área de ≥5 cm de diámetro, y deja que el desinfectante se seque al aire de forma natural sin volver a tocar la zona.
6. Sujeta la aguja con el bisel hacia arriba en un ángulo de 15–30° respecto a la piel y perfora suavemente la pared de la piel y la vena.
7. Al observar el retorno de la sangre, asegura la aguja y conecta el tubo de vacío. Deja que la sangre llene el tubo pasivamente bajo presión negativa, sin compresión manual, para evitar la hemólisis.
8. Después de la recogida, primero suelta el torniquete, luego saca la aguja suavemente y aplica inmediatamente presión en la zona de la punción con un hisopo de algodón estéril durante 3–5 minutos para asegurar la hemostasis.
9. Coloca la muestra recogida en posición vertical a temperatura ambiente y deja que la sangre coagule de forma natural.

3. Evaluación de la calidad de la muestra

1. Centrifugar muestras de suero a 2.095 x g durante 10 minutos a temperatura ambiente.
2. Sujetar muestras de suero a una estricta evaluación de calidad visual bajo luz natural adecuada sobre un fondo blanco liso.
3. Evalúa la hemólisis examinando el color y la claridad del sobrenadante. La clasificación muestra como no hemolizada si el sobrenadante aparece claro y amarillo, mientras que cualquier decoloración rosada o roja indica hemólisis leve a grave.
   NOTA: La hemólisis puede producir una zona doble alfa-2. La fracción de beta-2 puede disminuir en muestras de suero envejecidas o almacenadas de forma incorrecta.
4. Inspeccionar la presencia de interferencias de fibrinógeno comprobando la presencia de hebras visibles de fibrina, coágulos o redes gelatinosas dentro del sobrenadante, así como separación de fase incompleta, turbiedad o señales analíticas inconsistentes.
   NOTA: El fibrinógeno migra en la posición beta-2 (hombro sobre beta-2 o superpuesto con la zona beta-2, con posible aumento de esta fracción). En algunas muestras (plasma, suero no completamente desfibrinado o pacientes en tratamiento anticoagulante), el fibrinógeno puede interferir con el análisis y conducir a interpretaciones inexactas, como la sospecha de una banda monoclonal o un aumento de la fracción de beta-2.
5. Excluir muestras que muestren hemólisis, interferencia de fibrinógeno u otras anomalías preanalíticas una vez detectadas en el análisis.
6. Recoger una nueva muestra de sangre siguiendo protocolos estandarizados de flebotomía y procesamiento, asegurando el tiempo adecuado de coagulación y parámetros de centrifugación estandarizados. Utilice solo muestras con aspecto satisfactorio—transparentes, libres de hemólisis, fibrina, lipemia o contaminación—para pruebas posteriores.
7. Analiza las muestras de suero separadas lo antes posible a temperatura ambiente. Si no es posible realizar pruebas inmediatas, almacenar las muestras entre 2 y 8 °C durante un máximo de 10 días y a -20 °C hasta 30 días. No congeles ni descongeles muestras repetidamente.
   NOTA: Evita las muestras de plasma. Al analizar muestras de plasma envejecidas (lo cual no se recomienda), componentes lábiles como el complemento C3 se degradan con el tiempo, por lo que la zona beta-2 corresponde esencialmente al fibrinógeno.
8. Antes de las pruebas, restaura las muestras a temperatura ambiente y mézclalas bien. Asegúrate de que las muestras congeladas estén completamente descongeladas antes de usarlas.
   NOTA: Utiliza muestras de proteína sérica sin diluir. Algunos sueros refrigerados pueden volverse viscosos o turbios, especialmente aquellos que contienen crioglobulinas o criogel. Utiliza muestras que contienen poliinmunoglobulinas directamente sin tratamiento previo adicional.

4. Procedimientos operativos

1. Encienda el analizador automático de electroforesis capilar (véase Tabla de Materiales) y el sistema informático conectado. Espera hasta que el instrumento esté completamente inicializado.
   NOTA: La longitud capilar y el diámetro interior son de 17,5 cm y 25 μm, respectivamente. El voltaje de separación varía entre 8.000 y 10.000 V. Se utiliza inyección electrocinética, y la temperatura de separación se mantiene en aproximadamente 25 °C. El tiempo total de ejecución es de aproximadamente 10 minutos por muestra.
2. Inicia el software PHORESIS (véase Tabla de Materiales) instalado en el ordenador para el procesamiento de datos.
3. Desde la interfaz del software, selecciona el programa PROTEIN (E) 6 e inserta la botella de buffer en funcionamiento en el instrumento.
   NOTA: Este programa es un protocolo preestablecido calibrado de fábrica diseñado específicamente para la fraccionación de proteínas séricas. Todos los parámetros están preconfigurados en el software PHORESIS del instrumento sin necesidad de modificaciones manuales.
4. Si es necesario, coloca el bote de reactivo que contiene la solución de limpieza resolubilizada dentro del instrumento.
5. Montar una nueva copa de reactivo sobre la plataforma de carga automática del analizador de electroforesis capilar.
6. Instala una nueva caja de residuos en la posición estándar de eliminación de residuos del analizador de electroforesis capilar para copas de reactivo usadas.
7. Carga los racks de muestras en el analizador a través de la abertura del lado derecho (capacidad máxima: 15 racks).
   NOTA: Cada estante puede albergar hasta 8 tubos de muestra. El código de barras de cada tubo de ensayo debe ser visible a través de la abertura de la estantería.
8. Usa el sample rack nº 0 para el suero de control. Utiliza el control de calidad de terceros basado en la media acumulada y el coeficiente de variación calculados a partir de 20 puntos de datos de prueba.
9. Retira el estante de muestras terminado de la bandeja de descarga del lado izquierdo. Retira y desecha la caja de residuos que contiene las copas de reactivos usadas si es necesario.
   PRECAUCIÓN: Manipula con precaución los vasos de reactivos usados, ya que pueden contener muestras biológicas.
10. Coloca la solución de limpieza capilar en la posición S2 de la cámara secundaria de reactivos. Haz clic en Mantenimiento y Limpieza en la pantalla del instrumento, luego selecciona Iniciar Capiclean.
11. Colocar una solución de hipoclorito de sodio al 2-3% en la cámara secundaria de reactivos (posición T1). Haz clic en Mantenimiento y Limpieza en la pantalla del instrumento y selecciona Iniciar descontaminación.
    NOTA: Todo el proceso de limpieza capilar dura automáticamente 45 minutos.
12. Inicia la secuencia de limpieza al menos una vez por semana.

5. Análisis de resultados

1. Tras completar cada ejecución de análisis, transmite los datos en bruto del instrumento al software para su procesamiento. El software genera un electroferograma que se muestra en la pantalla del ordenador.
2. Analiza el electroferograma y cuantifica las intensidades relativas de absorción de cada banda proteica a una longitud de onda de 200 nm usando el software.
   NOTA: Basándose en las concentraciones totales de proteínas medidas por el analizador bioquímico totalmente automatizado, el software calcula la concentración de cada banda proteica.
3. Utiliza los electroferogramas generados para la evaluación visual e identificación de bandas anormales.
   NOTA: Por defecto, el sistema muestra electroferogramas en modo de redibujo.
4. Utiliza un modo estándar para presentar electroferogramas iniciales derivados de datos en bruto si es necesario.
   NOTA: Los rangos de referencia del analizador electroforético capilar se establecieron mediante análisis estadístico de 246 participantes adultos sanos (tanto hombres como mujeres) con niveles normales de triglicéridos (Tabla 1). Se recomienda que cada laboratorio establezca sus propios estándares.

6. Apagado del instrumento

1. Al final de cada secuencia de análisis, inicia el procedimiento de apagado del analizador de electroforesis capilar para almacenar el capilar en condiciones ideales.
   1. Para iniciar el procedimiento de apagado, selecciona "Apagado" en el menú principal o utiliza el rack de apagado proporcionado con el analizador.
   2. Pulsa "Apagado" en el menú principal. En la ventana que aparece en la pantalla, pulsa para iniciar el procedimiento. El proceso de cierre comenzará automáticamente al finalizar el programa de análisis en curso.
   3. El rack de apagado está etiquetado como "EXTINCTION/SHUTDOWN CAPILLARYS 3 & MC". Inserta este rack al final de la cola del rack de muestras, y el instrumento iniciará automáticamente el procedimiento de apagado.
      NOTA: Cuando el procedimiento de apagado termina, el instrumento se apaga y la pantalla se apaga.
2. Utiliza el interruptor físico de encendido en la parte trasera del instrumento para desconectar el analizador de la red eléctrica.
3. Retira todas las botellas de reactivo de las dos cámaras de reactivos y guárdalas bajo las condiciones de almacenamiento recomendadas. Las fallas comunes, posibles causas y soluciones del analizador de electroforesis totalmente automatizado se proporcionan en la Tabla Suplementaria 1.

7. Parámetros de rendimiento

1. Para determinar la sensibilidad analítica del procedimiento de electroforesis capilar, prepara y analiza las diluciones en serie de una muestra de suero que contiene una proteína anormal en la zona gamma a 1,198 g/dL. La mayor dilución con una anomalía discernible corresponde a una concentración de 19 mg/dL de la proteína anormal.
   NOTA: Dependiendo de la posición de la proteína anormal y del fondo policlonal en la zona gamma, el límite de detección puede variar.
2. Evaluación de precisión – Correlación interna
   1. Para garantizar la integridad de las muestras, procesa todas las muestras de suero (incluidas 18 muestras normales y 100 muestras patológicas) de forma idéntica y manejalas siguiendo las mismas directrices.
   2. Medir los niveles de cada fracción proteica tanto mediante separaciones electroforéticas obtenidas mediante el procedimiento electroforético capilar en el analizador como por otra técnica de electroforesis capilar disponible comercialmente para el análisis de proteínas.
   3. Analizar los valores medidos de ambos procedimientos mediante un procedimiento estadístico de regresión lineal. Los resultados obtenidos demostraron una correlación perfecta entre ambos procedimientos.

Resultados

Las posiciones de migración, las características máximas y los porcentajes relativos de cada banda proteica se analizaron cuantitativamente detectando la absorción de la proteína sérica. Posteriormente se realizó la interpretación clínica basada en la presencia y el patrón de bandas anormales observadas en el electroferograma. Un electroferograma capilar representativo que muestra el patrón normal de migración de las fracciones de proteínas séricas se muestra en la Figura 1. Las variaciones ...

Discusión

La SPE es una técnica diagnóstica fundamental en laboratorios clínicos, que separa proteínas séricas en función de diferencias en sus puntos isoeléctricos, pesos moleculares y^{conformaciones 19}. Este estudio describe sistemáticamente un protocolo para la detección y cuantificación rápida de la proteína M sérica utilizando EC. El protocolo destaca el excelente rendimiento analítico del método, siendo sus principales ventajas la alta sensibilidad, el alto rendimiento...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
TAMPÓN DE LA PROTEÍNA CAPI 3 (E) 6	SEBIA	2503	Tampón de corrida utilizado para la separación de proteínas séricas en electroforesis capilar (denominado tampón de corrida en el manuscrito).
Solución de lavado de lavado	SEBIA	2062	Solución diluida para enjuague utilizada para limpiar tubos capilares tras electroforesis.
Copas de reactivo	SEBIA	2582	Para dilución de muestras en instrumentos totalmente automáticos.
CAPILARES DE FILTROS	SEBIA		Filtro desechable utilizado para filtrar soluciones tampón y agua desionizada durante la limpieza capilar.
CAPICLEAN	SEBIA	2060	Para la limpieza de tubos capilares de instrumentos CAPILLARYS 3 OCTA (denominados solución de limpieza capilares en el manuscrito)
Solución de hipoclorito de sodio	Fábrica de Reactivos Químicos de Guangzhou	1703079	Para la limpieza de la sonda de muestra.
Agua desionizada	Watsons	/	Se utiliza para el enjuague capilar en el analizador automático de electroforesis capilar.
Control de calidad Randox	Randox	HN1530	Para el control de calidad.
Analizador de electroforesis capilar totalmente automatizado	SEBIA	CAPILARES 3 OCTA	Instrumento utilizado para el análisis de proteínas séricas de alta resolución y alto rendimiento.
Software PHORESIS 9.30	SEBIA	/	Software utilizado para la adquisición y análisis automatizados de patrones de electroforesis.