Un caso clínico de un absceso frontal causado por Nocardia concava en un paciente con SIDA

Resumen

Aquí presentamos un protocolo para infecciones por Nocardia en pacientes inmunodeprimidos que integra el cultivo de pus y la ESCLEROSIS MÚLTIPLE MALDI-TOF. Este enfoque combinado permite una identificación rápida y precisa de la especie, facilita la terapia antimicrobiana dirigida y, en última instancia, mejora los resultados clínicos en esta población de pacientes de alto riesgo.

Resumen

Las especies de Nocardia son actinomicetos aeróbicos obligatorios. La nocardiosis humana suele ocurrir en huéspedes inmunodeprimidos y se manifiesta más comúnmente como infección pulmonar supurativa primaria. La diseminación hematógena puede provocar afectación extrapulmonar, siendo el sistema nervioso central el sitio secundario más frecuente, seguido por la piel y los tejidos blandos subcutáneos; el pericardio, los ganglios linfáticos y las articulaciones se ven afectados solo en raras ocasiones. Un hombre de 50 años seropositivo fue ingresado con antecedentes de un mes de ampollas orales de sangre y equimosis en las extremidades. Un absceso de la frente derecha que se desarrolló durante la hospitalización produjo pus que fue identificado como Nocardia concava mediante espectrometría de masas asistida por láser y desorción de ionización asistida por matriz (MALDI-TOF MS y confirmado por secuenciación del gen 16S rRNA. El manejo inicial incluyó terapia antirretroviral, glucocorticoides sistémicos e inmunoglobulina intravenosa; Posteriormente, la terapia antimicrobiana dirigida con linezolida más trimetoprima-sulfametoxazol, instituida tras confirmación microbiológica, resultó en mejoría clínica y secreción. Hasta donde sabemos, este es el primer caso reportado de infección por absceso frontal causada por N. concava en un paciente con síndrome de inmunodeficiencia adquirida (SIDA). Las infecciones humanas causadas por este organismo siguen siendo extremadamente raras. Además, el lugar de la infección en este caso no era el pulmón o el sistema nervioso central comúnmente afectados, típicamente afectados en la nocardiosis, lo que resultaba en manifestaciones clínicas atípicas propensas a diagnósticos fallidos o erróneos. En este caso, la identificación etiológica precisa permitió un diagnóstico definitivo temprano y resultados clínicos favorables. Este caso subraya la importancia de aumentar la vigilancia ante infecciones raras de Nocardia en pacientes con inmunodepresión severa. Para abscesos cutáneos y de tejidos blandos sin explicación, el examen etiológico temprano es fundamental, y la terapia antimicrobiana dirigida basada en la susceptibilidad a los fármacos puede mejorar significativamente el pronóstico.

Introducción

Las especies de Nocardia son actinomicetos aeróbicos ampliamente distribuidos en el entorno natural, que habitan comúnmente el suelo y la materia orgánica en descomposición. Aunque están presentes en la naturaleza de forma ubicua, suelen estar ausentes en el cuerpo humano y funcionan como patógenos oportunistas. La mayoría de las infecciones ocurren por^{inhalación 1}. La nocardiosis afecta predominantemente a personas inmunodeprimidas, especialmente aquellas con inmunidad celular deteriorada, como pacientes con malignidades, diabetes mellitus, VIH/SIDA, enfermedades autoinmunes, receptores de trasplantes de órganos sólidos y personas sometidas a terapia prolongada con^{corticosteroides 2}. No obstante, también pueden infecciones en individuos sin inmunodeficiencia^{aparente 3}. Nocardia invade principalmente a través del tracto respiratorio, causando enfermedad pulmonar, y posteriormente puede diseminarse hematógenamente para afectar órganos extrapulmonares. El cerebro es el lugar de diseminación más común, seguido por la piel y los tejidos blandos subcutáneos; Menos comúnmente, puede afectar al pericardio, ganglios linfáticos y articulaciones. Clínicamente, Nocardia puede causar inflamación granulomatosa supurativa aguda o crónica, localizada o diseminada que afecta a los pulmones, la piel y el sistema nervioso^{central 4}.

Hasta la fecha, las infecciones humanas causadas por N. concava han sido reportadas raramente. Aquí presentamos el primer caso documentado de absceso frontal en un paciente VIH positivo atribuido a N. concava, ofreciendo valiosas perspectivas para el diagnóstico y manejo de la nocardiosis.

Presentación del caso:
Un paciente masculino de 50 años fue ingresado en nuestro hospital con un historial de un mes de ampollas de sangre oral y lesiones púrpuricas en las extremidades. Había sido diagnosticado con infección por VIH más de diez años antes, pero no había seguido la terapia antirretroviral de forma constante. Aproximadamente un mes antes del ingreso, desarrolló hematomas orales y púrpura en las extremidades sin un desencadenante identificable y fue tratado inicialmente en un hospital local con Biktarvy (bictegravir/emtricitabina/tenofovir alafenamida) para tratamiento antirretroviral. Tras investigaciones posteriores, se sospechó trombocitopenia inmune (ITP), y recibió terapia de pulso con metilprednisolona e inmunoglobulina intravenosa (IVIG), junto con protección gástrica y suplementación con calcio.

Debido a la trombocitopenia persistente, el paciente fue derivado a nuestra institución para un tratamiento adicional. Al ingresar, su temperatura corporal era de 37,9 °C; estaba alerta, orientado y en una condición general aceptable. No se observó ictero en la piel ni en la esclerótica. Se observaron petequias y equimosis generalizadas por todo el cuerpo, y una masa palpable estaba presente en la región frontal derecha. La tomografía computarizada torácica sin contraste reveló cambios intersticiales bilaterales en los lóbulos inferiores y enfisema paraseptal en los lóbulos superiores. La ecografía abdominal no mostró anomalías significativas.

Los análisis de laboratorio realizados al día siguiente revelaron un recuento de plaquetas de 12 × 10⁹/L (83–303 × 10⁹/L), un nivel de procalcitonina de 0,11 ng/mL (<0,50 ng/mL) y una proteína C reactiva (PCR) de alta sensibilidad de 1,11 mg/L (<6,00 mg/L). El recuento absoluto de linfocitos T ayudantes/inductores (CD3+, CD4+) fue de 15 células/μL (550–1440 células/μL). Los ensayos cuantitativos de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) detectaron ADN del virus de Epstein-Barr (EBV) a 1,21 × 10⁴ IU/mL (0–200 UI/mL) y ADN de citomegalovirus humano (HCMV) a 4,53 × 10⁵ IU/mL (0–200 UI/mL), ambos positivos; Otros análisis de sangre rutinarios no resultaron nada destacados.

Dada la viremia confirmada por HCMV, se inició la terapia antiviral combinada con ganciclovir y foscarnet, mientras continuaba con Biktarvy para la supresión del VIH. Se mantuvieron la metilprednisolona en dosis de pulso e IVIG para la PTI. Debido a la fiebre baja persistente, se administró rituximab el día 6 hospitalizado, y el voriconazol se inició el día 7 como profilaxis contra la candidiasis orofaríngea.

Al ingresar, el examen físico reveló una masa en la región frontal derecha (Figura 1). En el día 6 del hospital, se aspiró material purulento de esta lesión para evaluación microbiológica. La tinción directa con Gram del pus demostró abundantes bacilos ramificados y filamentosos de Gram positivos (Figura 2). Una parte de la muestra fue inoculada sobre placas de ágar sanguíneo Columbia e incubada a 35 °C en una atmósfera enriquecida en CO₂ al 5–10%. Tras 24 horas de incubación, se observaron colonias blancas, elevadas, secas, arrugadas, granulares y no hemolíticas. Al quinto día de incubación, las colonias desarrollaron una pigmentación amarilla pálida (Figura 3). La tinción ácido-resistente modificada del aislado produjo organismos parcialmente ácido-resistentes y parcialmente no ácido-resistentes (Figura 4).

La MALDI-TOF EM utilizando el sistema Autobio MS2000 identificó al organismo como N. concava (Figura 5). Esta identificación fue posteriormente confirmada mediante la secuenciación del gen 16S rRNA, que también clasificó el aislado como N. concava. Se realizaron pruebas de susceptibilidad a antimicrobianos, y los resultados se resumen en la Tabla 1. Los resultados de susceptibilidad, interpretados según las directrices CLSI M24 para Nocardia spp., indicaron susceptibilidad a todos los agentes probados.

Al día 8 del hospital, tras el informe de laboratorio sobre abundantes bacilos Gram-positivos, se suspendió el voriconazol y se inició la terapia antimicrobiana combinada con linezolida y trimetoprima–sulfametoxazol. La temperatura corporal del paciente se normalizó gradualmente y se observó mejoría clínica. El día 18 hospitalario, el paciente fue dado de alta en mejor estado, con recetas de linezolida oral y metilprednisolona para continuar el tratamiento ambulatorio.

Diagnóstico, evaluación y planificación:
El paciente tiene SIDA con un recuento absoluto bajo de células auxiliares/inducidoras CD4+ del T D-helper, lo que predispone a infecciones oportunistas. El CMV y el ADN de EBV detectables indican posible replicación activa del citomegalovirus y del virus de Epstein-Barr. El examen físico reveló un absceso en la frente derecha y petequias/púrpuras dispersas. El pus aspirado del absceso frontal produjo colonias identificadas como N. concava por la MALDI-TOF MS.

La tomografía computarizada de tórax mostró cambios intersticiales bilaterales en el lóbulo inferior; se requiere seguimiento para excluir la nocardiosis pulmonar o la enfermedad pulmonar intersticial relacionada con el VIH/CMV. Se incisó y drenó el absceso, se gestionó la trombocitopenia y se dio el alta al paciente con linezolida oral más trimetoprima–sulfametoxazol para nocardiosis.

El seguimiento post-alta incluye hemograma hemograma semanal y perfiles hepáticos/renales para vigilar la mielosupresión y el síndrome inflamatorio de reconstitución inmunitaria; Se requiere una rehospitalización inmediata si aparecen fiebre, nódulos nuevos, sangrado o síntomas neurológicos.

Protocolo

Los protocolos de estudio fueron aprobados por el Comité de Ética Médica del Primer Hospital Afiliado de la Facultad de Medicina de la Universidad de Zhejiang. (Número de referencia: IIT20240874A).

1. Evaluación del paciente y evaluación inicial

1. Se obtuvo un historial médico completo.
   1. Un mes antes de la presentación, el paciente desarrolló ampollas de sangre orales y equimosis en las extremidades sin ningún factor provocante identificable.
   2. Posteriormente, el paciente buscó atención en un hospital local, donde se inició Biktarvy como tratamiento antirretroviral y se administraron agentes trombopoyéticos; sin embargo, no se logró ninguna mejora hematológica.
2. En el examen físico, se observó que el paciente se encontraba en un estado febril de bajo grado. Se observaron petequias y equimosis dispersas por toda la superficie del cuerpo, y una masa bien circunscrita estaba presente en la región frontal derecha.
3. Investigaciones de laboratorio
   1. Hemograma completo (enumeración de plaquetas): Se recogió sangre total (3 mL) en un tubo que contenía ácido etilendediaminetetraacético (EDTA), se invirtió suavemente entre 8 y 10 veces y se analizó en un plazo de 4 horas tras la flebotomía.
   2. Ensayos séricos de proteína C reactiva y procalcitonina: Se extrajo sangre (2–3 mL) en un tubo separador sérico, se dejó coagular durante 20–30 minutos, se centrifugó a 1.500–2.000 × g durante 10 minutos y se analizó el día de la recogida.
   3. Enumeración citométrica de flujo de subconjuntos de linfocitos (CD3/4/8/16/19/45/56): Se recogió sangre entera (3 mL) en un tubo EDTA, se invirtió suavemente entre 8 y 10 veces para asegurar una anticoagulación adecuada y se analizó en un plazo de 24 horas tras la recogida.
   4. Reacción en cadena cuantitativa de la polimerasa (PCR) para el virus de Epstein–Barr y el ADN del citomegalovirus: Se extrajo sangre entera (3 mL) en un tubo EDTA, se invirtió suavemente 8–10 veces, se mantuvo a 2–8 °C y se transportó en menos de 4 horas tras la recogida. El plasma se separaba mediante centrifugación entre 2 y 4 horas tras la flebotomía y se almacenaba a 4 °C a la espera del análisis.

2. Procedimientos diagnósticos

1. Aspiración guiada por ultrasonidos de un absceso de la frente derecha:
   1. Tras la desinfección cutánea estándar y el drapeado estéril, se administró anestesia local de infiltración con lidocaína al 2%. Bajo guía ultrasonográfica en tiempo real, se avanzó una jeringuilla de 20 mL con una aguja adherida al absceso frontal y se aspiraron 4 mL de líquido purulento.
   2. El paciente se mantuvo hemodinámicamente estable y no mostró molestias durante todo el procedimiento. No se observaron complicaciones inmediatas en el periodo posterior al procedimiento.
2. El purulento aspirado fue enviado al laboratorio de microbiología para una tinción inmediata con Gram y posterior cultivo en 5–10% de CO₂ a 35 °C.
   1. Para la tinción de Gram, primero, toma una lámina de vidrio limpia para preparar una mancha bacteriana, fíjala sobre la llama, luego aplica tinte violeta cristalino para la tinción primaria durante 1 minuto, seguido de un enjuague con agua.
   2. Después, añade solución de yodo como mordisco durante 1 minuto y enjuaga con agua. Luego se decolora con etanol al 95% durante aproximadamente 20–30 s hasta que la escorrentía se vuelva incolora, y enjuaga inmediatamente con agua para evitar la decoloración.
   3. Finalmente, contra-tinte con solución de safranina durante 30 segundos a 1 minuto, enjuaga con agua, seca con seco y observa bajo el microscopio.
3. Se seleccionó un lazo de colonias de la placa de agar sanguíneo y se sometió a una tinción ácida-rápida modificada.
   1. Para una tinción ácida-resistente modificada, primero toma una lámina de vidrio limpia para preparar una frota bacteriana, colígala sobre la llama, luego cubre la mancha con carbol fucsina y calienta hasta que el vapor suba sin hervir, manteniéndola durante 3–5 minutos, seguida de un enjuague con agua.
   2. Luego, realiza una decoloración débil con una solución acuosa de ácido sulfúrico al 1% durante 30 s a 1 minuto hasta que la mancha se vea rosa claro, y enjuaga con agua.
   3. Finalmente, contra-teñe con solución de azul de metileno durante 30 s a 1 minuto, enjuaga con agua, seca con seca y observa bajo el microscopio.
4. La identificación se realizó mediante un sistema automatizado de identificación microbiana por espectrometría de masas, y el aislado fue identificado como N. concava.
   1. Preparación de muestras
      1. Preparación de la placa de blanco: Se recogió una sola colonia pura con un palo de bambú y se untó uniformemente sobre el punto de la placa de objetivo de MALDI.
      2. Adición de ácido fórmico: Tras secar al aire la laminación, se añadió 1 μL de ácido fórmico a cada punto objetivo para la lisis celular.
      3. Adición de matriz: Tras secar completamente al aire la mancha, se sobrepuso inmediatamente 1 μL de solución matricial (ácido α-ciano-4-hidroxicinámico, HCCA) y la placa se dejó secar al aire de nuevo.
   2. Enciende y configura el software.
      1. Enciende la energía del instrumento, la bomba de vacío y el ordenador, y espera hasta que el vacío alcance el estado de funcionamiento. Abre el software de la estación de trabajo y inicia sesión.
      2. Confirma la comunicación normal entre el software y el instrumento, y verifica que el vacío, la temperatura y el estado del láser estén todos normales.
   3. Introduce la información en el software.
      1. Entra en escena el módulo de gestión de placas objetivo. Selecciona el tipo de placa objetivo, crea un nuevo lote e introduce la información de la muestra, incluyendo el ID de la muestra, tipo, fuente y comentarios.
      2. Guarda la información de la placa objetivo y selecciona la base de datos de identificación correspondiente para compararla.
   4. Maneja el instrumento y obtén datos.
      1. Coloca la placa seca del blanco en la recámara del instrumento y cierra la puerta de la cámara. Selecciona Ejecutar placa objetivo en el software y confirma el ID y posición de la placa objetivo.
         NOTA: El software completa automáticamente la excitación láser, el vuelo iónico, la adquisición de señales y la generación de espectro. Se dispone de monitorización en tiempo real del progreso de la adquisición y de la calidad del espectro.
   5. Análisis e identificación de datos
      1. Procesamiento de espectro: El software realiza automáticamente suavizado, corrección de línea base y extracción de picos en el espectro en bruto.
      2. Comparación de bases de datos: El espectro pico característico procesado se compara con la base de datos estándar de espectros de bacterias conocidas incorporada en el instrumento.
      3. Interpretación de resultados: El software proporciona resultados de identificación y puntuaciones basados en la similitud de comparación. Generalmente, una puntuación ≥ 9,0 indica una identificación fiable a nivel de especie; una puntuación entre 6,0 y 8,9 indica identificación a nivel de género; y una puntuación inferior a 6,0 se considera poco fiable.
      4. Informes y gestión de datos: Los espectros en bruto, los resultados de identificación y los registros se guardan automáticamente. Los datos pueden exportarse, analizarse estadísticamente e interactuar con el LIS.
   6. Procedimiento de apagado
      1. Tras completar todas las tareas, sal de la interfaz de operación. Entra en modo de espera en el software, espera a que el instrumento se despresurice de forma segura, cierra el software y el ordenador, y finalmente apaga la alimentación del instrumento y de la bomba de vacío.
5. Pruebas de susceptibilidad a antimicrobianos
   1. Elegir colonias y molerlas con una varilla de moler o perlas de vidrio en agua estéril para preparar una suspensión homogénea, ajustar al estándar de turbidez McFarland de 0,5; dado que Nocardia tiende a formar grumos, se requiere un molido exhaustivo para asegurar una suspensión uniforme.
   2. Luego se añade la suspensión bacteriana a cada pozo de la placa de microdilución que contiene el caldo Mueller-Hinton ajustado por cationes (CAMHB), se inocula 10 μL por pozo para lograr un inóculo final de aproximadamente 1 × 10⁵–5 × 10⁵ UFC/mL, y simultáneamente se establece un pozo control de crecimiento sin antibióticos y un pozo de control negativo.
   3. Incubar la microplaca a 35 ±± 2°C en aire ambiente durante 3–5 días, manteniendo la tapa de la placa sellada durante la incubación para evitar la desecación.
   4. Tras la incubación, observa el crecimiento bacteriano en cada pozo a simple vista y registra la concentración mínima de fármacos que inhiba completamente el crecimiento como la concentración inhibitoria mínima (CMI).

3. Terapia con antibióticos

1. Inmediatamente después de la admisión, se inició la terapia combinada antiviral e inmunosupresor: se administraron ganciclovir junto con foscarnet junto con Biktarvy continuado para la supresión del VIH, mientras que simultáneamente se inició la pulsoterapia con metilprednisolona e inmunoglobulina intravenosa.
2. Día 6: Fiebre baja recurrente que provocó la adición de rituximab al régimen terapéutico.
3. Día 7: Para prevenir una posible infección fúngica invasiva, se inició voriconazol empírico.
4. Día 8: La microscopía reveló abundantes bacilos Gram-positivos; El voriconazol fue suspendido y la terapia antimicrobiana se cambió rápidamente a linezolid más trimetoprima-sulfametazol. A partir de entonces, se produjo la defervencia y el estado clínico del paciente mejoró progresivamente. Fue dado de alta hospitalizada al día 18 en estado estable.

Resultados

Un paciente masculino de 50 años seropositivo se presentó con petequias y equimosis generalizadas, y herpes oral. Tras su ingreso, recibió terapias empíricas antivirales y trombopoyéticas. El examen físico reveló una masa en la frente derecha. Se realizó aspiración guiada por ultrasonidos (Figura 1) para obtener pus para el examen de laboratorio. Los resultados de la tinción de Gram se muestran en la Figura 2, y los de la tinción ácido-rápida en la

Discusión

Nocardia es una bacteria aeróbia de Gram positivo clasificada dentro del filo Actinobacteria, clase Actinobacteria, subclase Actinobacteridae, orden Actinomycetales, suborden Corynebacterineae, familia Nocardiaceae y género Nocardia¹⁵. Se han identificado más de 100 especies, siendo los patógenos más comunes en humanos y animales N. asteroides, N. brasiliensis, N. farcinica y...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
5– Incubadora 10% CO2	Thermo Fisher Scientific	20172416507
Tinte ácido rápido	Baso	20170094
Serie MS de Autof	Autobio Diagnostics	https://en.autobio.com.cn/Product/productDetail/fid/63/cid/2/id/145.html
Autof MS2000	Autobio Diagnostics	20182400196
Ácido fórmico	Autobio Diagnostics	20140009
Mancha de gramo	BioMé rieux	20171067
ácido &alfa;-ciano-4-hidroxicinnámico	Autobio Diagnostics	20140009