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Artículo de método

Modelo porcino de bypass coronario de doble vaso usando venas mamarias internas autólogas

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DOI:

10.3791/72141

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4 de agosto de 2026

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute, Hainan Academy of Agricultural Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

En este artículo

Resumen

Este estudio estableció con éxito tres modelos porcinos de bypass coronario (CABG) de doble vaso utilizando venas mamarias internas autólogas (IMV). Como el LAD nativo y el LCX no estaban ligados, este modelo teóricamente preserva el flujo coronario nativo y podría proporcionar una base técnica para futuros estudios sobre cambios en injertos venosos relacionados con flujo competitivo.

Resumen

La vena safena es uno de los conductos más utilizados en el injerto de bypass de las arteras coronarias (CABG). Sin embargo, la alta tasa de fallo a largo plazo limita su eficacia clínica. Aunque se cree ampliamente que los factores hemodinámicos provocan la insuficiencia del injerto venoso (FGV), los mecanismos subyacentes exactos siguen sin estar claros. Actualmente, el modelo de injerto de injerto de vena de interposición de la arteria carótida común de rata sirve como el modelo animal principal para investigar la VGF. Sin embargo, las diferencias sustanciales en la fisiología cardiovascular y la hemodinámica entre ratas y humanos limitan la traducción clínica de los hallazgos de la investigación. Los cerdos representan un modelo animal ideal para la investigación cardiovascular porque su anatomía y fisiología cardiovascular se parecen mucho a las humanas. En este estudio, se establecieron tres modelos porcinos de doble vaso con CCG utilizando venas mamarias internas (IMV) autólogas izquierda y derecha, con un injerto anastomomoso desde la aorta hacia la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD) y el otro desde la aorta hacia la arteria coronaria circunfleja izquierda (LCX). La ecografía intraoperatoria confirmó el flujo en ambos injertos IMV en un animal representativo, mientras que la angiografía por tomografía computarizada postoperatoria (CTA) demostró claramente la permeabilidad del injerto IMV entre aorta y LAD. Por lo tanto, este estudio describe un enfoque técnicamente factible para establecer un modelo de CABG en animales grandes para futuros estudios de VGF.

Introducción

La vena safena sigue siendo una de las fuentes de conducto más importantes para el injerto de bypass de arteria coronaria (CABG) debido a su disponibilidad, longitud y versatilidadtécnica. Sin embargo, los injertos de vena safena presentan una tasa de fallo de hasta el 61% a los 10 años de laCABG 2. Esto aumenta la necesidad de revascularización repetida y se asocia a un mayor riesgo de mortalidad hospitalaria. En los últimos años, la evidencia acumulada ha sugerido que los factores hemodinámicos, especialmente el flujo competitivo y el esfuerzo cortante anormal de la pared, son factores clave en la falla tardía del injerto 3,4,5. Sin embargo, la falta de modelos animales adecuados ha creado un cuello de botella para la investigación relacionada. Actualmente, la mayoría de los estudios preclínicos sobre insuficiencia de injertos venosos (VGF) siguen basándose principalmente en animales pequeños, especialmente ratas, ratones y conejos, porque estos modelos son económicos y técnicamente accesibles, mientras que los modelos de injertos de animales grandes siguen siendo relativamentelimitados 6. El método más utilizado para establecer modelos de injertos de venas en animales pequeños consiste en transectar la arteria carótida común y conectar los dos tocones con una vena cava inferiorautóloga 7,8,9. Sin embargo, debido a las diferencias sustanciales en la frecuencia cardíaca y la presión arterial entre animales pequeños yhumanos, los hallazgos derivados de modelos de animales pequeños pueden no reflejar completamente los mecanismos fisiopatológicos en humanos.

Los cerdos son modelos ideales para la cirugía cardiovascular porque sus corazones se parecen mucho a los humanos en tamaño cardíaco, anatomía coronaria y manejoquirúrgico 11,12. Además, las arterias coronarias porcinas y humanas son muy similares tanto en características anatómicas como hemodinámicas, y se ha demostrado que los cerdos recapitulan el fenotipo patológico de la enfermedad por injertovenoso 13,14. Por lo tanto, realizar el CABG con injertos venosos en un modelo porcino puede proporcionar un modelo animal superior para investigar la VGF.

En este estudio, se establecieron tres modelos de CABG de doble vaso con bomba en modelos de cerdos miniatura Bama utilizando venas mamarias internas autólogas bilaterales (IMV). Se construyó un injerto IMV desde la aorta hacia la arteria coronaria descendente anterior izquierda (LAD), y el otro desde la aorta hacia la arteria coronaria circunfleja izquierda (LCX). En un modelo representativo, la evaluación ultrasonográfica intraoperatoria confirmó la permeabilidad de ambos injertos venosos, y la angiografía por tomografía computarizada postoperatoria (CTA) demostró la permeabilidad del injerto IMV entre aorta y LAD. Cabe destacar que las arterias coronarias nativas objetivo no estaban ligadas en este modelo. Por lo tanto, este modelo es más adecuado para investigar los efectos del flujo competitivo en las arterias coronarias objetivo sobre la hemodinámica y la insuficiencia del injerto. Sin embargo, el flujo competitivo en las arterias coronarias objetivo no se midió directamente en el presente estudio. Así, este estudio demuestra principalmente la viabilidad técnica del establecimiento de modelos.

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Protocolo

Los experimentos con animales de este estudio fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso Animal (IACUC) del Hospital Fuwai, Academia China de Ciencias Médicas (Aprobación nº 0110-1-10-ZX(X)-07). Todos los procedimientos se realizaron en estricta conformidad con las normativas y directrices éticas de bienestar animal para garantizar el cumplimiento de los estándares pertinentes. Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales. El propósito de establecer este modelo era proporcionar una plataforma potencial para investigar el efecto del flujo competitivo en el VGF. Por lo tanto, tras completar el injerto de bypass de arteria coronaria, las arterias coronarias nativas no se ligaron próximamente a los sitios anastomóticos.

Realizar todos los procedimientos conforme a las normativas institucionales de bioseguridad y bienestar animal. Manipula objetos punzantes, dispositivos electroquirúrgicos, sangre anticoagulada, circuitos CPB y materiales biológicos utilizando el equipo de protección personal adecuado. Confirma la conexión a tierra adecuada antes de usar la unidad electroquirúrgica. Monitorizar cuidadosamente la ACT tras la heparinización sistémica y antes de iniciar la CPB. Asegúrese de la desaireación completa de todas las cánulas y líneas extracorpóreas antes de iniciar la CPB para reducir el riesgo de embolia atmosférica.

1. Preparación de animales para CABG

  1. Utiliza cerdos miniatura machos Bama sanos, típicamente de 35–40 kg y de 10–12 meses, y déjalos aclimatarse al entorno de alojamiento durante una semana antes de la cirugía.
  2. Realizar un examen inicial, incluyendo registro de peso corporal, hemograma completo, bioquímica sérica, ecocardiografía y CTA.

2. Anestesia y monitorización

  1. Suspender el alimento durante 8–12 horas y el agua durante 2–4 horas antes de la anestesia.
  2. Inducir anestesia mediante inyección intramuscular de ketamina (10 mg/kg) y midazolam (1 mg/kg) (siguiendo el protocolo institucionalmente aprobado).
  3. Mantener la anestesia usando isoflurano inhalado (2%–3%) junto con una infusión de dexmedetomidina (1 μg/kg/h) y propofol (1–2 mg/kg/h).
  4. Confirma la anestesia adecuada verificando el tono relajado de la mandíbula y la ausencia de respuesta al dolor ante el pellizco de los dedos.
  5. Haz una incisión de 4–6 cm en el cuello para exponer la vena yugular y la arteria carótida.
  6. Establecer acceso venoso a través de la vena yugular utilizando un catéter venoso central de triple lúmen 5 F para el monitoreo de presión venosa central (CVP) y la administración de fármacos.
  7. Establecer el acceso a la arteria carótida utilizando un catéter arterial de 20 G para monitorizar en tiempo real la presión arterial y los parámetros hemodinámicos.
  8. Establecer el acceso a la arteria femoral utilizando un catéter arterial de 20 G para monitorizar la presión arterial en las extremidades inferiores y la saturación de osígeno.
  9. Realizar intubación orotraqueal utilizando un tubo endotraqueal de 6,5–8 mm. Confirma que el flujo de aire no está obstruido y proporciona 100% de osígeno.
  10. Haz una incisión de 2–3 cm en la parte baja del abdomen para exponer la pared de la vejiga. Asegura la vejiga a los bordes de la incisión con suturas finas y luego crea una fístula de vejiga. Introduce un catéter de Foley de 10 F en la vejiga, infla el balón con 5 mL de agua estéril y tira suavemente del catéter hasta que el balón quede apoyado contra la pared de la vejiga. Conecta el catéter urinario a una bolsa de recogida para el drenaje y monitorización de la orina.
    NOTA: Debido a que la uretra de los cerdos machos es larga y curva, es difícil insertar el catéter urinario. Por lo tanto, es necesario crear una fístula de vejiga para drenar la orina y así monitorizar la salida de orina postoperatoria en el inicio de la operación. El catéter debe retirarse lo antes posible, preferiblemente entre 24 y 48 horas tras la cirugía, una vez que el cerdo esté despierto, hemodinámicamente estable y ya no requiera monitorización continua de orina.
  11. Monitoriza continuamente el electrocardiograma, la presión arterial invasiva,SpO 2, CO2 de la marea terminal, la temperatura y la salida de orina.

3. Exposición quirúrgica

  1. Coloca al cerdo en posición supina.
  2. Afeita y desinfecta todo el tórax anterior y la parte superior del abdomen con povidona-yodo. Luego, cubre la zona quirúrgica.
  3. Realiza una incisión en la línea media desde la región cervical media hasta debajo del proceso xifoides con una unidad electroquirúrgica (ESU).
  4. Realiza una esternotomía mediana a lo largo de la línea media, desde el proceso xifoides hacia arriba, usando una sierra esternal. Cauteriza los bordes esternales cortados con una ESU y aplica cera ósea en la cavidad de la médula para lograr la hemostasia.
  5. Mantén el pecho abierto con un separador esternal.

4. Cosecha de dos conductos autólogos del IMV

  1. Administrar 300 U/kg de heparina para la anticoagulación sistémica y así prevenir la trombosis durante el procedimiento.
  2. Disecciona el tejido circundante del IMV con una ESU. Corta las ramas laterales con tijeras y logra la hemostasia usando la ESU.
  3. Pinza el extremo distal de la IMV izquierda con una pinza hemostática. Haz una incisión con un bisturí justo proximal a la pinza. Introduce una aguja de enjuaguez roma a través de la incisión y asegura con una sutura de polipropileno no absorbible 5-0. Después de la ligadura, transecta completamente el extremo distal del IMV izquierdo.
  4. Asegúrese de que el conducto de la veta extraído tenga una longitud adecuada (aproximadamente 7–8 cm). Pinza el extremo proximal del IMV izquierdo con una pinza hemostática. Transecta el IMV distal al lugar de sujeción y liga el extremo proximal con una sutura de polipropileno no absorbible 5-0. Una IMV cosechada con éxito debe medir entre 7 y 8 cm de longitud, estar libre de espasmos o torsiones evidentes y sin sangrado visible en ramas laterales.
    NOTA: El IMV tiene una pared fina y es propenso a espasmos. Se debe evitar el agarre directo, la tracción excesiva y la distensión a alta presión. El conducto debe ser manipulado por el tejido circundante siempre que sea posible y almacenado inmediatamente en solución fisiológica helada de heparina y papaverina tras la cosecha.
  5. Colocar el IMV izquierdo en suero fisiológico helado y papaverina normal (30 mg de papaverina y 2.500 U de heparina disueltos en 500 mL de solución fisiológica normal).
  6. Recoge el IMV adecuado usando el mismo procedimiento.

5. Establecimiento e inicio de la circulación extracorpórea (CPB)

  1. Abre el pericardio longitudinalmente y suspéntalo con suturas de tracción.
  2. Asegura que el tiempo de coagulación activado (ACT) > 480 s.
  3. Coloque dos suturas concéntricas tipo cordón de bolsa usando suturas de polipropileno no absorbibles 5-0. Establecer la canulación arterial central con una cánula arterial de 18 F. Tras una limpieza exhaustiva, conecta la cánula arterial con la línea arterial del circuito de bypass cardiopulmonar.
  4. Establecer la canulación venosa con una cánula venosa 24 F en la aurícula derecha y conectarla a la línea venosa.
  5. Inicia el CPB. Establecen lentamente la entrada arterial, seguida de drenaje venoso. Aumenta el flujo de la bomba durante los siguientes minutos según la presión arterial sistémica, el retorno venoso, el nivel del depósito y los parámetros de perfusión global.
    NOTA: Dado que los cerdos miniatura Bama tienen un volumen sanguíneo relativamente pequeño, el circuito CPB debe estar adecuadamente preparado con 2 L de solución de Ringer lactada y 500 mg de metilprednisolona. Si se produce una hemodilución excesiva, se puede considerar la transfusión de sangre según sea necesario.

6. Pinzamiento cruzado aórtico y paro cardiopléjico

  1. Coloque una cánula de cardioplejía antegrado en la raíz aórtica mediante una sutura de cordón de bolsa. Conecta la cánula de cardioplejia a la línea de cardioplejía.
  2. Clampe la aorta ascendente en una posición entre la cánula arterial y el sitio de acceso a la cardioplejia.
  3. Inducir paro cardíaco con solución de St. Thomas modificada en frío a 4 °C (10–15 mL/kg). Aplica nieve de hielo sobre la superficie cardíaca para un enfriamiento rápido y protección miocárdica.
    NOTA: La solución de St. Thomas fue preparada según Pfizer Hospital US Plegisol, NDC 00409-7969-05: cada 100 mL contenía cloruro de sodio 643 mg, cloruro de potasio 119,3 mg, cloruro de magnesio hexahidrato 325,3 mg y cloruro de calcio dihidrato 17,6 mg en agua para inyección, añadiendo 10 mL de bicarbonato sódico al 8,4% a cada 1.000 mL inmediatamente antes de su uso.

7. Anastomosis distal de los injertos IMV

  1. Inyecta solución fisiológica normal de heparina y papaverina a 4 °C (preparada como se describe en el paso 4.5) en el injerto a través de una aguja de enjuaguez roma para comprobar si hay fugas, recorta el extremo libre y coloca el 8-0 Sutura de polipropileno no absorbible.
  2. Abre el LCX con tijeras microquirúrgicas. Inserta un shunt intraluminal.
  3. Usando un 8-0 sutura de polipropileno no absorbible, realizar una anastomosis de extremo a lado entre un extremo del injerto IMV y el LCX mediante técnica de sutura por paracaídas.
  4. Quita la derivación. Inyectar sangre heparinizada autóloga en el injerto IMV para distender el vaso, expulsar el aire atrapado y comprobar si hay fugas en los sitios anastomóticos y ramas laterales. Tras la inyección de sangre autóloga heparinizada, el injerto debe distenderse suavemente sin estrechamiento focal, torsión ni fuga de las ramas laterales ni anastomosis distal. Completa la anastomosis entre el injerto IMV y el LCX.
    NOTA: La sangre autóloga heparinizada se obtiene directamente del circuito CPB. El volumen total de sangre autóloga heparinizada debe ser de al menos 50 mL, y el volumen exacto de cada inyección debe ajustarse según la distensión y fuga del injerto desde los injertos o sitios anastomóticos.
  5. Usa el mismo método para anastomizar completamente un extremo del otro injerto IMV al lateral del LAD.

8. Anastomosis proximal de injertos IMV

  1. Retira la cánula de cardioplejía. Crea una abertura en ese lugar usando un punzón de 3,5 mm.
  2. Inyectar heparina-papaverina solución fisiológica normal a temperatura ambiente (con las proporciones de heparina, papaverina y solución fisiológica normal según el paso 4.5) en el injerto IMV anastomomodado al LAD mediante una aguja de lavado romo. Después de distender el injerto IMV, sujeta parcialmente y transecta el extremo conectado a la aguja roma de lavado. Recorta aún más el extremo libre con tijeras de tejido.
    NOTA: Evita usar solución fisiológica normal heparina-papaverina a 4 °C en este paso para reducir el espasmo del injerto. El volumen específico de inyección de suero fisiológico normal de heparina-papaverina debe determinarse según la cantidad necesaria para mantener la distensión del injerto IMV.
  3. Recorta un segmento del catéter arterial y conéctalo con el ventilador ventricular izquierdo. Tras la conexión, introduce el catéter arterial en la aorta a través de la abertura perforada.
  4. Procesar el injerto IMV anastomomosado al LCX de la misma manera descrita en el paso 8.2.
  5. Crea una abertura en el lado izquierdo de la raíz aórtica usando un punzón de 3,5 mm.
  6. Realizar una anastomosis de extremo a lado del extremo libre del injerto IMV, anastomosar al LCX hasta la abertura del lado izquierdo de la raíz aórtica y dejar la anastomosis incompleta.
  7. Inserta el catéter del ventilador cardíaco izquierdo en la raíz aórtica a través de esta abertura anastomótica.
  8. Realizar una anastomosis de extremo a lado del extremo libre del injerto IMV, anastomosada distalmente a la LAD hasta la otra abertura de la raíz aórtica.
  9. Quita el catéter del ventilador izquierdo del corazón. Pinza ambos injertos IMV con clips microquirúrgicos hemostáticos. Completar las anastomosis de ambos injertos IMV en la aorta.
    NOTA: Antes de la reperfusión, ambos injertos IMV deben estar sin tensión ni curvaturas, y las anastomosis proximal y distal no deben mostrar fugas evidentes.

9. Reperfusión, destetamiento de la CPB y decanulación

  1. Libera la pinza cruzada aórtica y reperfunde el corazón.
  2. Coloca un 8-0 adicional suturas de polipropileno no absorbibles en los sitios anastomóticos o a lo largo de los injertos IMV según sea necesario para lograr la hemostasia.
  3. Destete de la CPB una vez que el cerdo esté hemodinámicamente estable y el corazón haya recuperado la función adecuada.
  4. Decanula la aorta y la aurícula derecha, y asegura la hemostasia en todos los lugares de la canulación.
  5. Tras la separación de la CPB, evalúa ambos injertos mediante ecografía intraoperatoria según el protocolo estándar institucional. Utiliza imágenes Doppler en color para identificar señales de flujo sanguíneo dentro de los injertos aorta-LAD y aorta-LCX, y registra la localización, dirección del flujo y patencia cualitativa. Si está disponible, realiza la medición de flujo en tiempo de tránsito (TTFM) para una evaluación cuantitativa del flujo de injerto.

10. Hemostasia y cierre de pecho

  1. Obtén una hemostasia meticulosa en las anastomosis aórticas proximales, anastomosas coronarias distales, lechos de extracción de venas mamarias internas, sitios de canulación aórtica y auricular, y los bordes de la esternotomía.
  2. Inserta dos tubos de drenaje.
  3. Reaproxima el esternón y el músculo cercano, la fascia, el tejido subcutáneo y la piel en capas.
  4. Transfiere al cerdo a una recuperación postoperatoria monitorizada.

11. Cuidados postoperatorios y seguimiento

  1. Mantenga el soporte térmico de forma continua utilizando almohadillas térmicas o mantas de aire forzado para mantener la temperatura corporal central del cerdo entre 37,0 y 38,5 °C.
  2. Registra diariamente la ingesta y salida de líquidos del modelo de cerdo, el nivel de conciencia, la frecuencia cardíaca, la presión arterial, la presión venosa central, el hemograma completo y los resultados de gasometría.
  3. Proporcionar soporte de ventilación mecánica utilizando 100% de oxígeno en la fase postoperatoria temprana para garantizar un intercambio de gases estable y prevenir la vasoconstricción pulmonar inducida por hipoxia. Destetar al animal del ventilador y retirar el tubo endotraqueal una vez que el cerdo recupere una respiración espontánea fuerte y regular, demuestre un reflejo protector de deglución y obtenga resultados satisfactorios en la gasometría arterial.
  4. Profilaxis antimicrobiana postoperatoria: Administrar cefuroxima sódica (3–5 mg/kg) cada 8–12 horas durante 48–72 horas tras la cirugía. Evalúa a los animales diariamente en busca de signos de infección. Inspecciona diariamente la incisión de esternotomía y los sitios del tubo de drenaje en busca de formación anormal de exudado o absceso.
  5. Evalúa los signos de dolor del animal cada 2–4 horas utilizando escalas estándar de dolor conductual porcina. Vigila los indicadores comunes de dolor tras la esternotomía, incluyendo vocalización, postura encorvada, reticencia a moverse, rechinar los dientes o aislamiento social. Administra opioides o antiinflamatorios no esteroideos (AINEs) según el comportamiento del animal para asegurar un alivio adecuado del dolor y una recuperación fluida.
  6. Ajusta rápidamente los fármacos vasoactivos (por ejemplo, dopamina, epinefrina) y el soporte de líquidos para mantener una presión arterial arterial estable (>70 mmHg).
  7. Evalúa la permeabilidad del injerto postoperatorio mediante CTA en el día 1 y 28 postoperatorio según el protocolo estándar de imagen institucional.

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Resultados

Tres cerdos miniatura Bama, P1, P2 y P3, se sometieron al procedimiento de doble recipiente CABG. Los tres animales sobrevivieron más de 7 días. La Figura 1 ilustra los pasos quirúrgicos clave, incluyendo esternotomía mediana, extracción de los IMVs autólogos bilaterales, pericardiotomía para exponer los principales vasos, establecimiento de CPB, administración de solución cardiopléjica a través de la aorta, enfriamiento del corazón con nieve congelada, anastomosis distales y proximales ...

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Discusión

En este estudio, se establecieron tres modelos porcinos de CABG de doble vaso utilizando IMV autólogos bilaterales. De los dos injertos IMV, uno se utilizó para construir un bypass desde la aorta hasta el LCX, y el otro para construir un bypass desde la aorta hasta el LAD. Aunque la vena safena es el conducto venoso clínico estándar para la CABG, se seleccionaron las VIMs porque las venas safenas de los cerdos miniatura de Bama eran demasiado cortas para proporcionar dos injertos libres ...

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Divulgaciones

Los autores no declaran conflictos de interés.

Agradecimientos

Este trabajo fue patrocinado por el Programa Nacional de Investigación y Desarrollo Clave de China (2023YFF0724701), el Proyecto Clave de Biotecnología Frontier del Programa Nacional de Investigación y Desarrollo de Claves del Ministerio de Ciencia y Tecnología de China (2023YFC3404300; hasta Jiangping Song), Fondos de Investigación Clínica para Hospitales Centrales de Alto Nivel del Hospital de Fuwai, Academia China de Ciencias Médicas, Estudio Preclínico sobre Corazones de Cerdo de Donantes Xenogénicos Multi-Genes Editados por Genes para Trasplante Ortotópico de Corazón en Niños con Insuficiencia cardíaca (2025-GSP-ZD-4), y proyecto del Laboratorio Estatal Clave de Enfermedades Cardiovasculares, Hospital Fuwai, Academia China de Ciencias Médicas, cribado y desarrollo de objetivos farmacológicos para la supervivencia a largo plazo de la xenotrasplante ortotópica cardíaca (2025-GSP-GG-42).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Pinza aórtica de 10 gradosSinoviewCP40431-19Cirugía de CABG
Pinza aórtica de 45 gradosSinoviewCP40044-18Cirugía de CABG
Sistema de oxigenación Affinity FusionMedtronicBB841Bypass cardiopulmonar
Máquina de anestesiaMindrayA9Anestesia y otros
Cánula arterialMedtronic18FrBypass cardiopulmonar
AtracurioHengrui Pharmaceutical-Anestesia y otros
Pinza plana atraumatizanteSureMedGF04021-25Cirugía de CABG
Pinza plana atraumatizanteSureMedGF04016-25Cirugía de CABG
Pinza microquirúrgica de mango equilibrado estilo plumaSinoviewFC12010-21Cirugía de CABG
Cerdo Bama en miniaturaInstituto de Zoología, Academia de Ciencias de China, Instalación de Investigación de Animales Grandes del Norte-Animales experimentales
Solución de almacenamiento en frío Belzer UWBridge to Life Ltd.1000 ml/bolsaCirugía de CABG
Tijeras extremadamente afiladas de mango negroSinoviewSC35101-23UCCirugía de CABG
Analizador de gases en sangreEdiagnosisPT1000Anestesia y otros
Aguja de llenado contundenteBD305180Enjuagar y dilatar injertos IMV
Cera óseaEthiconW31GHemostasia
Circuito de bypass cardiopulmonarMedtronicB-HL-159Bypass cardiopulmonar
Catéter venoso centralBaihe Medical-Anestesia y otros
Pinza curvaSureMedGC01002-12Cirugía de CABG
Pinza curvaSureMedGC01002-16Cirugía de CABG
Filtro de embolia sanguínea desechableSansinFAF-2Bypass cardiopulmonar
Filtro de reservorio de sangre desechableSansinFCR300KBypass cardiopulmonar
Sistema de administración de cardioplejía desechableMedtronicXP41Bypass cardiopulmonar
DopaminaJiuan Pharmaceutical-Anestesia y otros
Unidad electroquirúrgicaMedtronicVLFT10FXGENCirugía de CABG
Tubo endotraquealYaxin MedicineYS-0000Anestesia y otros
EpinefrinaJinyao Pharmaceutical-Anestesia y otros
Pinza de disección finaSureMedGC01090-20Cirugía de CABG
Tijeras ultra afiladas de mango doradoSinoviewSC35001-23SCCirugía de CABG
Máquina corazón-pulmónLivaNovaS5Bypass cardiopulmonar
HeparinaNorth China Pharmaceutical-Anestesia y otros
Cubo de hieloSureMedGQ13018-00DCirugía de CABG
Bomba de infusiónSino MDTSN-C8Anestesia y otros
Derivación intraluminalMedtronic31200Cirugía de CABG
Catéter intravenosoKDL16G-26GAnestesia y otros
IsofluranoLunan Pharmaceutical-Anestesia y otros
IsoproterenolHarvest Pharmaceutical-Anestesia y otros
KetaminaHikma Pharmaceuticals0143-9509-10Anestesia y otros
Solución de Ringer lactosaKelun Pharmaceutical-Anestesia y otros
Pelvis grandeSureMedGQ13033-00DCirugía de CABG
LaringoscopioHanfeiylTD-C-IIIAnestesia y otros
Inyección de clorhidrato de lidocaínaKelun Pharmaceutical co.,LtdH20057816Cirugía de CABG
Sulfato de magnesio para inyecciónZdjt Pharmaceutical co.,LtdH20051792Cirugía de CABG
Sierra eléctrica médica de esternónJingdong xijiHF-X01Cirugía de CABG
Pelvis medianoSureMed-Cirugía de CABG
Retractor de esternón de tamaño medianoSureMedGR04130-00Cirugía de CABG
MidazolamHikma Pharmaceuticals0641-6220-10Anestesia y otros
Solución St. Thomas modificadaHecho por nosotros mismos-Anestesia y otros
Monitor multiparámetroMindrayBenoversion N17Anestesia y otros
Pasador de agujas para suturas de bolsa de dineroSureMedGR04074-00Cirugía de CABG
NorepinefrinaHarvest Pharmaceutical-Anestesia y otros
Clorhidrato de papaverinaSigma-AldrichP3510Almacenar conductos IMV
Retractor de esternón pediátricoSureMedGR04114-00Cirugía de CABG
Soporte de aguja microquirúrgica estilo plumaSinoviewNH11300-21Cirugía de CABG
Inyección de cloruro de potasioKelun Pharmaceutical co.,LtdH42021164Cirugía de CABG
PropofolHikma Pharmaceuticals0641-6194-10Anestesia y otros
Sulfato de protaminaYoucare Pharmaceutical-Anestesia y otros
Introductor de sutura de bolsa de dineroSureMedGR04074-00Cirugía de CABG
Pinza mágica atraumatizante ResanoSinoviewFC25501-23SCirugía de CABG
Pinza de ángulo rectoSureMedGC01110-14Cirugía de CABG
Pinza de ángulo rectoSureMedGC01089-18Cirugía de CABG
Pelvis pequeñoSureMed-Cirugía de CABG
Inyección de acetato de sodio RingerDuo Rui Pharmaceutical co.,LtdH20163331Cirugía de CABG

Referencias

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